Name: Mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-09-27T13:25:00.000+00:00
Duration: 4 min 13 s
Description: Poznaj mniej inwazyjną technikę niestabilizowanego złamania żuchwy w modelu mysim do badania endochondralnej regeneracji kości. Metoda minimalizuje utratę tkanki kostnej i uszkodzenia miękkich tkanek, umożliwiając szczegółową analizę procesu gojenia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie jest częściowo wspierane przez Departament Filantropii Mutuelles AXA poprzez Katedrę Głowy i Serca oraz ANR BonyBrain. Dziękujemy wszystkim członkom platformy SFR Necker INSERM US24, LEAT Imagine, Paryż, Francja, za ich wkład w realizację procedury.

Ten protokół jest zgodny z wytycznymi Imagine Institute dotyczącymi opieki nad zwierzętami i został zatwierdzony przez komisje etyczne oraz francuskie ministerstwo (APAFIS 26995).
1. Zwierzęta
<ol>
	<li>Określ liczbę zwierząt w grupie. Zalecamy 12 zwierząt w grupie. Określ płeć i wiek myszy. Protokół ten jest dostosowany do 6-tygodniowych myszy C57BL/6J (samca lub samicy).</li>
	<li>Podawać zwierzętom, co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem, suplement diety w żelu do aklimatyzacji.</li>
</ol>
2. Zabieg chirurgiczny
<ol>
	<li>Przygotuj wymagany materiał. Autoklaw narzędzi: nożyczki, wkrętak igły, kleszcze, wkładkę i rękojeść piezoelektrycznego urządzenia do chirurgii kostnej oraz windę. Przygotuj sterylne rękawiczki, jedwabne szwy (4/0), golarkę, gazę bawełnianą, 10% roztwór jodu powidonu, stół grzewczy, izofrubran i maskę na pysk do inhalacji izofluranu.</li>
	<li>Przygotować buprenorfinę w dawce 0,1 mg/kg, rozcieńczoną w sterylnej surowicy fizjologicznej do wstrzykiwań. Buprenorfinę należy podawać we wstrzyknięciu podskórnym za pomocą igły 25G na 30 minut przed zabiegiem.</li>
	<li>Przygotuj płytę grzewczą (37 °C), umieść na niej piankową podpórkę i przymocuj maskę do pyska za pomocą małych igieł lub taśmy klejącej.</li>
	<li>Umieść mysz w zbiorniku z izofluranem w celu indukcji, z dyfuzją izofluranu (4%). Przetestuj głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palca u nogi. W przypadku wystarczającej indukcji zaobserwuje się brak odruchu pedałowania.</li>
	<li>Znieczuloną mysz ułożyć na plecach na płycie grzewczej pokrytej sterylnym polem utrzymywanym w temperaturze 37 °C przez cały czas trwania zabiegu. Umieścić maskę na pysku w celu ciągłego wdychania izofluranu (utrzymanie w dawce 2,5%). Przymocuj kończyny myszy taśmą klejącą.</li>
	<li>Smar do oczu nakładać obustronnie, aby zapobiec suchości oczu wywołanej znieczuleniem ogólnym. Ogolić włosy podżuchwowe, założyć sterylne rękawiczki i zdezynfekować skórę kilkoma pociągnięciami 10% roztworu jodu powidonu i alkoholu.</li>
	<li>Wykonaj podżuchwowe podejście skórne, jak opisano poniżej.
	<ol>
		<li>Wykonaj nacięcie skóry od kąta żuchwy do 1/3 tylnego - 2/3 przedniego połączenia poziomej gałęzi żuchwy za pomocą mikronożyczek.</li>
		<li>Wypreparuj tkanki podskórne, aby odsłonić mięsień żwaczy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odsunąć przyczepy mięśnia żwacza za pomocą windy okostnej od dolnej granicy żuchwy.</li>
	<li>Podnieś mięsień żwaczowy w płaszczyźnie podokostnowej wzdłuż ramienia żuchwy za pomocą windy.</li>
	<li>Utworzyć małą osteotomię (o długości 3 mm) na dolnej granicy żuchwy za pomocą piezoelektrycznego urządzenia do chirurgii kostnej pod irygacją surowicy soli fizjologicznej (maksymalnie 10 ml / min) na dolnej granicy żuchwy, przed kątem żuchwy, w tylnej części wklęsłości (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1, <silna klasa = "xfig"> Rysunek 2).</li>
	<li>Zlokalizuj tylną granicę żuchwy i wcięcie dziobiastego (za pomocą mikronożyczek lub kleszczy) i zakończ złamanie za pomocą małych prostych nożyczek wprowadzonych wzdłuż ramusa żuchwy, aby uniknąć dodatkowego otworu mięśnia żwacza i urazu. Aby umożliwić prawidłową orientację złamania, należy ułożyć nożyczki prostopadle do dolnej granicy żuchwy.</li>
	<li>Sprawdź, czy złamanie jest całkowicie całkowite: podczas miękkiej mobilizacji 2 segmentów za pomocą kleszczy należy zaobserwować całkowitą ruchomość między dwoma segmentami.</li>
	<li>Zamknij podejście skórne szwami jedwabnymi (4/0) z oddzielonymi szwami. Nie jest potrzebny szew w okostnej. 
	UWAGA: Alternatywnie, podejście skórne może być zszyte innymi szwami nieadsorbowalnymi (np. Szwy polipropylenowe).</li>
	<li>Wykonaj boczne prześwietlenie głowowe, aby potwierdzić kierunek złamania (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3).
	<ol>
		<li>Umieść mysz ponownie w zbiorniku z izofluranem w celu krótkiej reindukcji przed wykonaniem promieniowania rentgenowskiego. Następnie umieść mysz w wyprostu, po bocznej stronie, z głową lekko w przeprostowanym do analizy rentgenowskiej.</li>
		<li>W przypadku złamania umieszczonego zbyt przodem na poziomie zęba trzonowego żuchwy lub gdy złamanie oderwało kąt żuchwy (<silna klasa="xfig">Ryc. 4), należy zaobserwować nieprawidłowy wzrost objętości modzela kostnego. W takich przypadkach należy wykluczyć zwierzęta z badania, aby uniknąć błędu systematycznego w analizie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sprawdzaj myszy, dopóki nie odzyskają przytomności, zanim umieścisz je z powrotem w klatce.</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Przygotuj klatkę dla myszy bez krokietów i twardego wzbogacania, aby uniknąć wszelkich sił żucia.</li>
	<li>Izoluj operowaną mysz w jednej klatce przez 1 tydzień, aż skóra całkowicie się zagoi. W 1 tygodniu po operacji grupa operowała samice myszy razem w tej samej klatce.</li>
	<li>Buprenorfinę (0,1 mg/kg) podaje się we wstrzyknięciach podskórnych po 4 godzinach, 24 godzinach, 48 godzinach i 72 godzinach po zabiegu.</li>
	<li>Karm myszy miękkim żelem dietetycznym we wszystkich okresach pooperacyjnych od dnia 0 do końca okresu konsolidacji (tj. 28 dni), aby uniknąć bólu i wtórnego przemieszczenia złamania.</li>
	<li>Codziennie waż myszy od dnia 0 do dnia 4 po złamaniu, rano, przed wstrzyknięciem buprenorfiny, a następnie 3 razy w tygodniu, aż do uśmiercenia zwierzęcia (14 dni po złamaniu).</li>
	<li>Oceń pooperacyjny dobrostan zwierząt, aby zoptymalizować pooperacyjną opiekę nad zwierzętami. Skorzystaj ze skali punktacji w Tabeli 1, aby ocenić stan pooperacyjny zwierzęcia i dostosować obserwację. Gdy wynik wynosi > 1, podaje się wstrzyknięcie buprenorfiny, a gdy wynik wynosi > 3 i/lub w przypadku utraty masy ciała > 20% masy ciała sprzed operacji pomimo wzbogacenia pokarmu, należy omówić eutanazję (tab. 1).</li>
</ol>

Standardized Mandibular Fracture Protocol for Bone Repair in Mice

<ol><li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Res%22%5BJournal%5D)">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> J Ortho Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li>
<li>Bahney, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+biology+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Res%22%5BJournal%5D)">Cellular biology of fracture healing.</a> J Ortho Res. 37 (1), 35-50 (2019).</li>
<li>Yu, Y. Y., Lieu, S., Hu, D., Miclau, T., Colnot, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Site+specific+effects+of+zoledronic+acid+during+tibial+and+mandibular+fracture+repair%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Site specific effects of zoledronic acid during tibial and mandibular fracture repair.</a> PLoS One. 7 (2), e31771(2012).</li>
<li>Landry, P. S., Marino, A. A., Sadasivan, K. K., Albright, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+soft-tissue+trauma+on+the+early+periosteal+response+of+bone+to+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Effect of soft-tissue trauma on the early periosteal response of bone to injury.</a> J Trauma. 48 (3), 479-483 (2000).</li>
<li>Colnot, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+cell+fate+decisions+within+periosteum+and+bone+marrow+during+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Skeletal cell fate decisions within periosteum and bone marrow during bone regeneration.</a> J Bone Miner Res. 24 (2), 274-282 (2009).</li>
<li>Julien, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+contribution+of+skeletal+muscle+mesenchymal+progenitors+to+bone+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Direct contribution of skeletal muscle mesenchymal progenitors to bone repair.</a> Nat Commun. 12 (1), 2860(2021).</li>
<li>McGuire, C., Boudreau, C., Prabhu, N., Hong, P., Bezuhly, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Piezosurgery+versus+conventional+cutting+techniques+in+craniofacial+surgery%3A+A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Piezosurgery versus conventional cutting techniques in craniofacial surgery: A systematic review and meta-analysis.</a> Plast Reconstr Surg. 149 (1), 183-195 (2022).</li>
<li>Wong, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chondrocyte-to-osteoblast+transformation+in+mandibular+fracture+repair%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Chondrocyte-to-osteoblast transformation in mandibular fracture repair.</a> J Orthop Res. 39 (8), 1622-1632 (2021).</li>
<li>Vercellotti, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technological+characteristics+and+clinical+indications+of+piezoelectric+bone+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Minerva+Stomatol%22%5BJournal%5D)">Technological characteristics and clinical indications of piezoelectric bone surgery.</a> Minerva Stomatol. 53, 207-214 (2004).</li>
<li>Wong, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chondrocyte-to-osteoblast+transformation+in+mandibular+fracture+repair%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Chondrocyte-to-osteoblast transformation in mandibular fracture repair.</a> J Orthop Res. 39 (8), 1622-1632 (2021).</li>
<li>Tian, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIF-1%CE%B1+regulates+osteoclast+activation+and+mediates+osteogenesis+during+mandibular+bone+repair+via+CT-1%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Dis%22%5BJournal%5D)">HIF-1α regulates osteoclast activation and mediates osteogenesis during mandibular bone repair via CT-1.</a> Oral Dis. 28 (2), 428-441 (2022).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Technika ta pozwala na realizację nieustabilizowanych złamań żuchwy w modelu mysim przy minimalnym otwartym podejściu w krótkim czasie zabiegu (około 10 minut lub mniej). Ta krótkotrwała procedura ogranicza ryzyko zachorowalności i śmierci zwierząt, zwłaszcza u małych zwierząt, takich jak myszy. W celu uzyskania porównywalnych wyników w analizie procesu naprawy kości śródchrzęstnej należy zwrócić szczególną uwagę na wykonywanie złamań żuchwy w tym samym kierunku bez nieprawidłowego podziału kąta żuchwy, ponieważ to niepożądane działanie może nieprawidłowo zwiększyć objętość kalusa kostnego i opóźnić okres konsolidacji. Ten protokół złamania żuchwy nie wpływa na wzrost siekaczy żuchwy po operacji. Aby poprawić skuteczność tego protokołu, radzimy eksperymentatorowi, aby najpierw ćwiczył na uśpionych zwierzętach w podobnym wieku i przeprowadził sekcję zwłok natychmiast po złamaniu żuchwy, aby w razie potrzeby bezpośrednio uwidocznić kierunek złamania.
Mezenchymalne komórki progenitorowe migrujące z sąsiednich mięśni do kalusa przyczyniają się do naprawy kości6. Wykazano, że uszkodzenia okostnej i mięśni wpływają na konsolidację kości 5,6. Ponadto rozległe odcinki mięśniowe prowadzą do zwiększonego ryzyka krwawienia i mogą prowadzić do infekcji pooperacyjnej. Piezochirurgia została w dużej mierze rozwinięta w dziedzinie chirurgii kości twarzoczaszki; Doniesiono, że ma niższe wskaźniki uszkodzeń tkanek miękkich i bólu pooperacyjnego w porównaniu z konwencjonalnymi osteotomiami 7,9. Aby zminimalizować uszkodzenie mięśnia żwacza i okostnej, zastosowaliśmy piezochirurgię, aby zainicjować złamanie na dolnej granicy żuchwy i zakończyliśmy złamanie nożyczkami na górnym poziomie ramusa, aby uniknąć rozległego odcinka mięśnia żwacza. Oznacza to kontrolowanie położenia tylnej granicy żuchwy i wcięcia dziobiastego przed złamaniem górnej części ramusa nożycami. Nie napotkaliśmy żadnych trudności w dokończeniu złamania za pomocą małych prostych nożyczek po rozpoczęciu go piezochirurgią na dolnej krawędzi żuchwy. Doświadczyliśmy tej procedury u dorosłych myszy o różnym pochodzeniu genetycznym (C57BL/6J, CD1 (wyniki nie pokazane)), o różnej gęstości kości i rozmiarach żuchwy (prognatyzm, mikrognacja). Zalecamy jednak sprawdzenie, czy długość nożyczek jest odpowiednia do złamania górnego ramienia tylko raz, aby uniknąć nieprawidłowych pęknięć.
Ryzyko krwawienia jest zminimalizowane w tej procedurze dzięki temu minimalnemu otwartemu podejściu. W przypadku nadmiernego krwawienia, które może wystąpić podczas uniesienia mięśni, krótkie uciskanie pola operacyjnego gazą zatrzymuje krwawienie. Potencjalne ryzyko zakażenia miejsca operacyjnego może wystąpić w przypadku złamania zęba trzonowego, gdy złamanie żuchwy jest umieszczone zbyt z przodu; Ten niekorzystny efekt można wykryć na pooperacyjnych bocznych zdjęciach rentgenowskich. W takim przypadku zwierzę musi zostać wykluczone z badania. Pooperacyjne zakażenie miejsca operacji może być również spowodowane krwiakiem; Można temu zapobiec, wykonując oddzielone szwy skórne, umożliwiające spontaniczną ewakuację, gdy przed operacją wystąpi nieprawidłowe krwawienie. Znieczulenie ogólne izofluranem w porównaniu z wstrzyknięciem dootrzewnowym pozwala uniknąć nadmiernej śmiertelności związanej z niekorzystnymi skutkami urazowymi wstrzyknięć dootrzewnowych. Z naszego doświadczenia wynika, że nie zaobserwowaliśmy żadnej śmierci zwierząt bezpośrednio związanej ze znieczuleniem ogólnym izofluranem.
Myszy mogą wykazywać pooperacyjne zmniejszenie spożycia pokarmu. W przypadku niewystarczającego spożycia pokarmu lub niewystarczającego przyrostu masy ciała do żelu można dodać przesianą karmę w proszku. Aby poprawić pooperacyjne pobieranie pokarmu, zalecamy podawanie suplementu diety w żelu z krokietami co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem w celu zakwaterowania. Zalecamy wykonanie dodatkowych zdjęć rentgenowskich podczas obserwacji (co tydzień, podczas obserwacji) oraz w momencie ofiarowania w celu oceny potencjalnego przemieszczenia złamania. W stanach niepatologicznych konsolidacja kości następuje całkowicie 4 tygodnie po złamaniu.
Kilku autorów opisało różne protokoły dla nieustabilizowanych złamań żuchwy u myszy 3,10,11. Instrumenty używane do wykonywania osteotomii mogą być różne, a mianowicie wiertła, pęsety chirurgiczne itp. Jednak stosowanie wierteł może prowadzić do większych zaników kości i urazów tkanek miękkich. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, ta procedura nieustabilizowanych złamań żuchwy jest pierwszą, która łączy piezochirurgię i nożyczki w celu zakończenia osteotomii. Technika ta ma tę zaletę, że zachowuje tkanki miękkie, umożliwiając jednocześnie precyzyjną osteotomię przy minimalnym utracie kości.
Jeśli chodzi o wszystkie techniki, ta metoda ma pewne ograniczenia. Woleliśmy wykonać złamanie nożyczkami po zainicjowaniu go za pomocą wkładki piezoelektrycznej chirurgicznej, aby uniknąć przedłużonego odcinka mięśnia żwacza i uszkodzenia okostnej, które mogą nasilić potencjalne opóźnienie konsolidacji i/lub powstanie choroby zwyrodnieniowej stawów. Jednak technika ta zakłada kontrolowanie położenia wcięcia dziobiastego bez całkowitej wizualizacji ramusa żuchwy w celu wykonania złamania w tym samym kierunku. W związku z tym oczekuje się krzywej uczenia się, w zależności od doświadczenia chirurgicznego. Ponadto kierunek złamania żuchwy na zdjęciach rentgenowskich może być trudny do uwidocznienia w zależności od urządzenia rentgenowskiego. Nie użyliśmy mikrotomografii komputerowej in vivo , aby potwierdzić kierunek złamania, ponieważ mogłoby to zagrozić rekonwalescencji myszy ze względu na wydłużony czas trwania znieczulenia ogólnego.
Badanie procesu naprawy kości śródchrzęstnej wiąże się z realizacją nieustabilizowanych złamań, co pozwala na lepsze zrozumienie procesu naprawy kości. Ten krok jest konieczny, jeśli chcemy rozważyć badania przedkliniczne na modelach mysich z wadami naprawy kości w celu opracowania nowych zastosowań klinicznych w leczeniu wadliwej naprawy kości i choroby sudrogowej u pacjentów w kontekście chorób genetycznych lub w przypadku następstw pourazowych lub ponowotworowych.

Naprawa kości obejmuje zarówno procesy kostnienia błoniastego, jak i śródchrzęstnego, w zależności od stabilizacji złamania lub osteotomii. Naprawa kości po ustabilizowanej osteotomii lub złamaniach kości opiera się na kostnieniu błoniastym, podczas gdy nieustabilizowane złamania lub słabo ustabilizowane osteotomie utrwalają się zgodnie z trybem kostnienia śródchrzęstnego1. Błoniaste naprawa kości charakteryzuje się tworzeniem kości przez bezpośrednie różnicowanie komórek mezenchymalnych w osteoblasty, podczas gdy endochrzęstna naprawa kości polega na tworzeniu przejściowego chrzęstnego szablonu, który różnicuje się w osteoblasty, tworząc kalus kostny2.
Naprawa kości zależy od wielu interakcji tkankowych i komórkowych; wpływają na nią również czynniki specyficzne dla danego miejsca oraz siła wywierana na kalus3. Kość żuchwy jest ruchomą kością podtrzymującą siły żucia, utworzoną głównie przez kość korową. Na proces naprawy kości żuchwy ma wpływ miejsce i kierunek złamania. Powszechnie wiadomo, że urazy mięśni i okostnej mogą wpływać na konsolidację kości, a także na istotną utratę kości w miejscu złamania4,5,6.
Analiza naprawy kości śródchrzęstnej żuchwy zakłada ustandaryzowane i powtarzalne protokoły dla wartościowych, bezstronnych porównań. Jeśli chodzi o literaturę, tylko kilku autorów podaje protokoły dla nieustabilizowanych złamań żuchwy w modelach myszy3,7, a głównie z kierunkiem przednim na poziomie trzonowców8. Opracowując tę technikę, dążymy do uniknięcia urazów mięśni i okostnej oraz ograniczenia utraty masy kostnej w miejscu złamania, aby jak najlepiej przeanalizować proces naprawy kości śródchrzęstnej bez czynników zakłócających. Ponadto celem opracowania nowej techniki łamania żuchwy u myszy było zminimalizowanie bólu pooperacyjnego i śmierci zwierząt częstych podczas takich operacji u małych zwierząt. Po raz pierwszy opisujemy mniej inwazyjny protokół nieustabilizowanego złamania żuchwy na poziomie ramusa u myszy. Ten protokół in vivo pozwala uniknąć nadmiernego uszkodzenia mięśni i okostnej lub utraty kości w miejscu złamania oraz pomaga zmniejszyć poziom bólu pooperacyjnego i ryzyko śmierci zwierzęcia.

<table><tbody><tr><td>Buprenorfina : Buprecare 0,3 mg/kg</td><td>Elewator do pielęgnacji</td><td></td><td></td>zwierząt</tr><tr><td>OBWEGESER szerokość 6mm Długość 17,5cm&nbsp;</td><td>Collin Medical</td><td>HA 5905</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze : Podkładka MORIA 11 cm N&deg; 5</td><td>MORIA</td><td>9906</td><td></td></tr><tr><td>Stół grzewczy Bioseblab 55 cm x 33 cm</td><td>Bioseblab</td><td>707</td><td></td></tr><tr><td>UCHWYT IGŁY : Uchwyt na igłę Micro Halsey - Metal&nbsp;</td><td>LABODERM</td><td>21,100</td><td></td></tr><tr><td>Neo Clear&nbsp;</td><td>Merck Millipore, Darmstadt, Niemcy</td><td>109843&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ocry Gel Tube 10 g (lubrykant do oczu)</td><td>tvm lab&nbsp; &nbsp;</td><td>3.70045E+12</td><td></td></tr><tr><td>Piezotome 2 ASS FINAL</td><td>ACTEON</td><td>X57402</td><td></td></tr><tr><td>Wkładka piezotomowa Piezocision PZ3</td><td>ACTEON</td><td>F87574</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki mikro&nbsp;</td><td>MORIA</td><td>MC52</td><td></td></tr><tr><td>Nici jedwabne PERMA HAND SEIDE&nbsp; / MERSILK</td><td>ETHICON</td><td>REF 18501G&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki proste</td><td>MORIA</td><td>4877A</td><td></td></tr><tr><td>Vetflurane (izofluran) 250 ml</td><td>VIRBAC</td><td>VET066 (Centravet)</td><td></td></tr></tbody></table>

mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich

Less-Invasive Technique for Non-stabilized Mandibular Fracture in Mouse Models

Nieustabilizowane złamania mogą być wykonywane w miejscach żuchwy u myszy, co umożliwia analizę naprawy kości przy użyciu trybu kostnienia endochrzęstnego. Aby jak najdokładniej odzwierciedlić ten proces in vivo, konieczne jest posiadanie ustandaryzowanego protokołu, aby uniknąć nadmiernej utraty masy kostnej i uszkodzenia tkanek miękkich, szczególnie w miejscu żuchwy, miejscu anatomicznym charakteryzującym się minimalnym dostępem. Według naszej wiedzy po raz pierwszy opisujemy mniej inwazyjny protokół nieustabilizowanego złamania żuchwy u myszy. Dorosłe myszy są znieczulane izofluranem i otrzymują przedoperacyjną dawkę buprenorfiny we wstrzyknięciu podskórnym. Wykonuje się dostęp podżuchwowy, z nacięciem skóry wykonanym wzdłuż dolnej granicy żuchwy. Mięsień żwacza jest uniesiony w płaszczyźnie podokostnowej wzdłuż ramusa żuchwy z windą okostnową. Pionowe i całkowite złamanie ramusa wykonuje się od granicy podstawy do wcięcia dziobiastego (między wyrostkami kłykciowymi i dziobiastymi), przy użyciu piezoelektrycznego urządzenia do chirurgii kości pod irygacją surowicy soli fizjologicznej na krawędzi podstawy i nożyczek w celu zakończenia złamania ramusa żuchwy. Dostęp skórny zamykają szwy jedwabne. Ta szczegółowa procedura w przypadku nieustabilizowanych złamań żuchwy oferuje skuteczną procedurę pozwalającą na minimalną utratę kości i uszkodzenie tkanek miękkich. Technika ta zapewnia pomyślne i spójne wyniki, które dokładnie odzwierciedlają proces naprawy kości śródchrzęstnej w modelach mysich.

W odniesieniu do zabiegów chirurgicznych in vivo, aby optymalnie przeprowadzić tę procedurę niestabilnego złamania żuchwy w modelu mysim, wymagane jest specjalistyczne przeszkolenie i praktyka.
Ta technika dla niestabilnego złamania żuchwy pozwala na badanie procesu chrzęstnej naprawy kości. Po eutanazji pobrano próbki żuchwy i utrwalono je w 4% paraformaldehydzie (24 h). Po całkowitej dekalcyfikacji w EDTA pH 8, preparaty zatopiono w parafinie. Wykonano seryjne przekroje strzałkowe, które poddano deparafinacji w roztworze do deparafinizacji, a następnie rehydratacji przed barwieniem Sirus Red/Alcian Blue zgodnie ze standardowymi protokołami. Obrazy histologiczne potwierdziły powstanie miękkiego kostnina z matrycą chrzęstną (Rysunek 5). Gojenie kości kończy się w 4. tygodniu po złamaniu, co wykazano w analizach mikro-CT. Sugerujemy badanie procesu naprawy kości w różnych kluczowych punktach czasowych, od momentu rozpoczęcia formowania się kostniny (np. co 7 dni (dzień 7, 14, 21) lub częściej w zależności od celu badania) aż do zakończenia gojenia kości (tj. dzień 28), z wykorzystaniem analiz histomorfologicznych i morfometrii mikro-CT.
Na podstawie retrospektywnej analizy tej procedury przeprowadzonej u 58 myszy typu dzikiego (tło C57BL/6J), wskaźnik sukcesu protokołu wyniósł 86,3%, a wskaźnik wykluczenia 13,7%. Wykluczenie wynikało z przedwczesnej spontanicznej śmierci we wczesnym okresie pooperacyjnym (3%), decyzji o eutanazji myszy z wynikiem krytycznym (1%; wynik &gt; 3 i/lub w przypadku utraty masy ciała &gt; 20%), nieprawidłowego położenia osteotomii z nietypnym podziałem kąta żuchwy (5%) lub w przypadku złamania na poziomie zęba trzonowego (n=1/58). W tym ostatnim przypadku, przy nieprawidłowym podziale złamania na poziomie zęba trzonowego, zaobserwowano infekcję (n= 1/58; Tabela 2).
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej przedstawiający miejsce ncięcia; instrument medyczny wskazuje tkankę." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66824/66824fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rycina 1Obraz przedstawiający Proszę podać tekst źródłowy do tłumaczenia.podżuchwowe podejście skórne do wstępującej gałęzi żuchwy. Dolna krawędź żuchwy zostaje przecięta za pomocą wkładki piezotomu, co pozwala na minimalną utratę tkanki kostnej (strzałka). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66824/66824fig01large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Porównanie barwionych struktur anatomicznych, schemat obszarów kostnych dla badania rozwojowego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66824/66824fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Barwienie żuchwy myszy. Widok boczny żuchwy 6-tygodniowej myszy typu dzikiego (barwionej czerwoną alizaryną / błękitem alcianem): 1. Wyrostek kłykciowy, 2. Wyrostek wieńcowaty, 3. Wcięcie wieńcowate, 4. Wyrostek kątowy, 5. tylna krawędź gałęzi żuchwy, 6. krawędź podstawna (lub dolna) żuchwy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66824/66824fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Porównanie rentgenowskiego zdjęcia klatki piersiowej z zaznaczonym ustawieniem żeber; diagnostyka obrazowa nieprawidłowości klatki piersiowej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66824/66824fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Zdjęcie rentgenowskie czaszki myszy. Zdjęcia rentgenowskie czaszki 6-tygodniowej myszy typu dzikiego w projekcji bocznej (widok strzałkowy), przedstawiające wygląd żuchwy myszy bez złamania (lewo) oraz wygląd żuchwy myszy ze złamaniem i kierunek niestabilnego złamania żuchwy (strzałki), od dolnej krawędzi do wyrostka dziobowatego, umieszczonego przed wyrostkiem kątowym (prawo). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66824/66824fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Zdjęcie rentgenowskie boczne ukazujące złamanie; ocena ustawienia kości w radiografii weterynaryjnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66824/66824fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4. Zdjęcie rentgenowskie czaszki myszy wykonane w warunkach suboptymalnych. Zdjęcia rentgenowskie boczne czaszki 6-tygodniowej myszy typu dzikiego (widok strzałkowy) ukazujące nieprawidłowe złamanie kąta żuchwy (strzałki). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66824/66824fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Histologiczna analiza kości; skan mikro-CT (lewo), barwiony przekrój kostny (prawo), badanie osteogenezy." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66824/66824fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Reprezentatywne wyniki. Wyniki w 14. dniu po złamaniu u myszy typu dzikiego (C57BL/6J). Reprezentatywne trójwymiarowe rzuty czołowe zrekonstruowanego skanu µCT miejsca złamania żuchwy, ukazujące kostninę (białe strzałki). Reprezentatywne obrazy chrząstki kostniny (barwienie Sirus Red/Alcian Blue) potwierdzające obecność procesu chrzęstno-kostnej naprawy kości. Skróty: B = Bone (kość), C = Cartilage (chrząstka). Pasek skali: 200 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66824/66824fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aspekt zwierzęcy</td>
			<td>Normalny</td>
			<td>Redukcja liczby toalet</td>
			<td>Jeżywo włosia, wygięte grzbietem</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zachowanie</td>
			<td>Normalny</td>
			<td>Hipomobilność</td>
			<td>Hipomobilność, zmniejszenie spożycia pokarmu, utrata masy ciała &gt; 10 %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objawy kliniczne</td>
			<td>Normalny</td>
			<td>Stan zapalny blizny</td>
			<td>Rozwarstwienie blizny, infekcja</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1. Skala oceny dobrostanu pooperacyjnego. 
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>n = 58 myszy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wskaźnik sukcesu</td>
			<td>86.3 %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Współczynnik wykluczeń:</td>
			<td>13.7 %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedwczesna śmierć spontaniczna</td>
			<td>3%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wynik krytyczny &lt; 3 i/lub utrata masy ciała &gt; 20 %</td>
			<td>1%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nietypowe pęknięcie z rozdzieleniem w obrębie kąta żuchwy</td>
			<td>5%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nieprawidłowe pęknięcie szczelinowe na poziomie zęba trzonowego</td>
			<td>1.7 %</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 2. Wskaźniki sukcesu i wykluczenia protokołu.

Ten protokół przedstawia kompleksową i efektywną metodę analizy naprawy kości żuchwy. Opisujemy powtarzalną technikę nieustabilizowanego złamania żuchwy w modelu mysim, pozwalającą na analizę procesu naprawy kości śródchrzęstnej przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i ubytku kości.

Mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich

Non-stabilized fractures can be made at mandibular sites in mice, thus making it possible to analyze bone repair using an endochondral ossification mode. ...

Zakres badań dotyczy naprawy kości śródchrzęstnej żuchwy. Naszym celem jest opracowanie techniki nieustabilizowanego złamania żuchwy przy minimalnym utracie kości i uszkodzeniu tkanek miękkich, aby jak najlepiej odwzorować proces naprawy kości śródchrzęstnej. Na proces naprawy kości mają wpływ siły wywierane na kość zrogowaciałą i zależą od miejsc anatomicznych.Niewielu autorów donosi o badaniach nad naprawą kości żuchwy. Rozpowszechnienie naszego protokołu ułatwi rozwój badań w tej specyficznej dziedzinie. Nasz protokół ma tę zaletę, że pozwala uniknąć nadmiernej utraty masy kostnej i uszkodzenia tkanek miękkich w miejscu złamania kości żuchwy, aby jak najlepiej odwzorować naprawę kości śródchrzęstnej.Na początek połóż znieczuloną mysz na plecach na płycie grzewczej pokrytej sterylnym polem utrzymywanym w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez cały zabieg. Nałóż lubrykant do oczu na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu spowodowanemu znieczuleniem ogólnym. Załóż maskę na pysk do ciągłego wdychania izofluranu.Następnie zabezpiecz kończyny myszy taśmą klejącą. Po założeniu sterylnych rękawiczek zdezynfekuj skórę kilkoma pociągnięciami 10% roztworu jodu powidonu i alkoholu. Aby wykonać podżuchwowe podejście skórne, za pomocą mikronożyczek wykonaj nacięcie skóry od kąta żuchwy do połączenia poziomej gałęzi żuchwy.Wypreparuj tkanki podskórne, aby odsłonić mięsień żwaczy. Teraz użyj windy okostnej, aby odłączyć przyczepy mięśni żwaczy od dolnej granicy żuchwy. Podnieś mięsień żwaczowy w płaszczyźnie podokostnowej wzdłuż ramienia żuchwy za pomocą windy.Za pomocą piezoelektrycznego urządzenia do chirurgii kostnej z irygacją surowicy soli fizjologicznej przed kątem żuchwy w tylnej części wklęsłości, należy wykonać małą osteotomię na dolnej granicy żuchwy. Zlokalizuj tylną granicę żuchwy i wcięcie dziobiastego. Następnie dokończ złamanie za pomocą małych prostych nożyczek włożonych wzdłuż ramusa żuchwy, aby uniknąć dodatkowego otworu mięśniowego i urazu.Umieść nożyczki prostopadle do dolnej granicy żuchwy, aby umożliwić prawidłową orientację złamania. Teraz sprawdź całkowitą ruchomość między dwoma segmentami kości podczas delikatnej manipulacji kleszczami, aby zapewnić całkowite złamanie. Zamknij nacięcie skóry za pomocą oddzielnych szwów.Wykonaj boczne zdjęcia rentgenowskie głowowe, aby zweryfikować kierunek złamania. Przygotuj klatkę dla myszy bez krokietów i twardego wzbogacenia, aby zapobiec wszelkim siłom żucia. Izoluj operowaną mysz w jednej klatce przez pierwszy tydzień, aż skóra całkowicie się zagoi.Buprenorfinę należy podawać we wstrzyknięciu podskórnym po 4, 24, 48 i 72 godzinach od zabiegu. Karm myszy miękkim żelem dietetycznym od dnia zerowego do końca okresu konsolidacji, aby uniknąć bólu i wtórnego przemieszczenia złamania. Myszy należy ważyć codziennie od dnia zerowego do czwartego dnia po złamaniu rano przed wstrzyknięciem buprenorfiny, a następnie trzy razy w tygodniu, aż do uśmiercenia zwierzęcia.Obrazy histologiczne potwierdzają rozwój miękkiego kalusa z chrzęstną matrycą 14 dni po złamaniu u myszy typu dzikiego.

less-invasive-technique-for-non-stabilized-mandibular-fracture-mouse

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Niniejszy artykuł opisuje metodę stabilizacji złamań kości długich opartą na zastosowaniu zmodyfikowanych zewnętrznych stabilizatorów Ilizarova 1-3. Po zastosowaniu stabilizatorów i wywołaniu urazu kostnego można oceniać proces gojenia, przeprowadzać osteogenezę dystrakcyjną lub tworzyć staw rzekomy bądź defekt o rozmiarze krytycznym w celu badania interwencji terapeutycznych.

Tworzenie sztywno stabilizowanych złamań do oceny kostnienia błonowego, osteogenezy dystrakcyjnej lub gojenia ubytków o rozmiarze krytycznym

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do naśladowania poważnych uszkodzeń kości w badaniach biomedycznych. Ze względu na ich niewielkie rozmiary, ustalenie ustabilizowanych zmian kostnych u myszy wykracza poza możliwości większości grup badawczych. W tym artykule opisujemy prostą metodę ustalania i analizowania eksperymentalnych wad kości udowej u myszy.

Prosty model ubytku kości udowej o krytycznej wielkości u myszy

Ten protokół opisuje technikę osteosyntezy wykorzystującą gwóźdź blokujący śródszpikowy do standaryzacji osteotomii kości udowej, która może być używana do analizy prawidłowego i wadliwego gojenia kości u myszy.

Śródszpikowy gwóźdź blokujący do standaryzowanego mocowania osteotomii kości udowej w celu analizy prawidłowego i wadliwego gojenia kości u myszy

Ten protokół opisuje mysi model chirurgii ortopedycznej, który był używany do badania mechanizmów pooperacyjnego zapalenia nerwów i zmian w zachowaniu, a w połączeniu z parabiozą, do badania regeneracji tkanek podczas starzenia.

Mysi model chirurgii ortopedycznej do badania pooperacyjnych dysfunkcji poznawczych i regeneracji tkanek

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy wykorzystującą śródszpikową do standaryzowanej stabilizacji złamań kości udowej, która może być wykorzystana do analizy endochrzęstnego gojenia kości u myszy.

Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

Model mysiego zamkniętego złamania kości udowej jest potężną platformą do badania gojenia złamań i nowatorskich strategii terapeutycznych przyspieszających regenerację kości. Celem tego protokołu chirurgicznego jest wygenerowanie jednostronnie zamkniętych złamań kości udowej u myszy za pomocą śródszpikowego pręta stalowego do stabilizacji kości udowej.

Generowanie zamkniętych złamań kości udowej u myszy: model do badania gojenia kości

Celem protokołu jest optymalizacja parametrów generowania pęknięć, aby uzyskać spójne złamania. Protokół ten uwzględnia różnice w wielkości i morfologii kości, które mogą występować między zwierzętami. Dodatkowo opisano ekonomiczny, regulowany aparat do łamania.

Projektowanie aparatury do pękania i optymalizacja protokołu dla złamań stabilizowanych metodą zamkniętą u gryzoni

Ten protokół opisuje metodę wykonywania złamań u dorosłych myszy i monitorowania procesu gojenia.

Złamanie poprzeczne kości udowej myszy ze sworzniem stabilizującym

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu wykrycie złamania trzonu w kości udowej myszy, która jest stabilizowana drutem śródszpikowym, do badań nad gojeniem złamań.

Ustalenie modelu złamania kości udowej trzonu u myszy

Ten protokół krok po kroku pokazuje, jak wydobyć pierwszy ząb trzonowy żuchwy u myszy. Stanowi alternatywną metodę dla badaczy zajmujących się gojeniem i regeneracją kości szczęki.

Opracowanie modelu gojenia zębodołu po ekstrakcji zębów trzonowych żuchwy u myszy

Poznaj mniej inwazyjną technikę niestabilizowanego złamania żuchwy w modelu mysim do badania endochondralnej regeneracji kości. Metoda minimalizuje utratę tkanki kostnej i uszkodzenia miękkich tkanek, umożliwiając szczegółową analizę procesu gojenia.

Mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich

Przeglądaj więcej filmów