Name: Beznapięciowy model nośny martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-09-27T13:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 55 s
Description: Poznaj model szczura z obciążeniem do badania martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami. Ta metoda pozwala analizować wpływ ćwiczeń z obciążeniem na przebieg choroby.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie jest niezależnym badaniem i nie otrzymało żadnego finansowania.

Protokół jest zgodny z etycznymi wytycznymi ustalonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Pekińskim Uniwersytecie Medycyny Chińskiej, numer protokołu BUCM-4-2022062001-2109. W protokole wykorzystuje się szczury Sprague Dawley (SD) (SCXK(Jing)2019-0008), w wieku 8-10 tygodni i o wadze 200 g-250 g.
1. Trening adaptacyjny
<ol>
	<li>Szczury albinosy mają zazwyczaj zasięg widzenia mniejszy niż 60 cm15. Podczas procesu modelowania umieść szczury w nieprzezroczystych klatkach i trzymaj je jak najdalej od szczurów niemodelowanych (przynajmniej inne szczury powinny znajdować się poza maksymalnym zasięgiem wzroku modelowanych szczurów), aby zapobiec doświadczaniu przez nie stresu traumatycznego.</li>
	<li>Włącz zasilanie i ustaw bieżnię na 10 m/min z nachyleniem 0°. Umieść szczury na bieżni i upewnij się, że ruchy są tak delikatne, jak to tylko możliwe, aby uniknąć stresu. Nie stosuj dodatkowej stymulacji; Szczury w naturalny sposób czołgają się do przodu, ponieważ nie są zaznajomione z otoczeniem.</li>
	<li>Szkolenie trwa 15 minut. Po treningu posprzątaj kał i mocz pozostawiony przez szczury i spryskaj alkoholem, aby wyeliminować zapach zwierząt. Następnie przygotuj następnego szczura do treningu. 
	UWAGA: Jeśli szczur odmawia chodzenia po bieżni przez 5 minut, wyklucz go z badania.</li>
	<li>Kontynuuj trening adaptacyjny do końca 1 tygodnia.</li>
</ol>
2. Pomiar maksymalnej nośności u szczurów
<ol>
	<li>Przygotuj dwie probówki, haczyk i zapięcie pętelkowe o długości około 80 cm. Umieść stalowe kulki w probówkach, upewniając się, że początkowa łączna waga probówek, haczyka i zapięcia na pętelkę wynosi 150 g. Przygotuj probówki o różnej masie całkowitej w odstępach co 10 g, przy czym maksymalna waga to 350 g.</li>
	<li>Badacz używa obu rąk do przypinania szczurów za pomocą rękawiczek (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Inny badacz umieszcza probówkę na grzbiecie szczura około 1 cm od linii środkowej grzbietu. Ponieważ ten krok nie wymaga ruchu szczura, wykonaj mocowanie, po prostu owijając zapięcie na rzep wokół szczura bez użycia dodatkowych środków w celu zabezpieczenia rurki.</li>
	<li>Zmieniaj rurkę, aż zostanie osiągnięta maksymalna waga szczura. Kiedy szczur osiąga maksymalną wagę, nie może ustać na nogach, gdy jest szturchany lub eksperymentator odchodzi. Zmniejsz wagę o 10 g, aby szczur mógł stać. Ta waga reprezentuje maksymalną nośność szczura.</li>
</ol>
3. Przygotowanie obciążenia
<ol>
	<li>Ponieważ podczas treningu wymagane jest bezpieczne mocowanie, zabezpiecz przedmioty za pomocą elastycznej taśmy terapeutycznej o długości 1-1,5 m w zależności od wielkości szczura, która ma silną przyczepność. Użyj gliny, aby dostosować wagę probówek, aby zmniejszyć kołysanie ładunku.</li>
	<li>Po zważeniu wagi probówek i przedmiotów mocujących, dodaj odpowiednią ilość gliny do probówek, aby dostosować je do docelowej wagi. Użyj szklanego pręta do mieszania, aby równomiernie rozprowadzić glinę w probówkach. Glina skoncentrowana na jednym końcu probówki może powodować jej łatwe odklejanie się podczas treningu.</li>
	<li>Dostosuj całkowitą wagę regulowanych probówek i gliny do 50% maksymalnej nośności szczura (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A). Przekroczenie tej wagi utrudni szczurowi ukończenie treningu. Nie reguluj ponownie ciężaru ładunku do końca eksperymentu.</li>
</ol>
4. Ustalenie indukowanej steroidami martwicy kości w modelu głowy kości udowej
<ol>
	<li>Użyj metody metyloprednizolonu w połączeniu z lipopolisacharydem (LPS+MPS) do ustanowienia modelu SONFH16,17. Wykonać dootrzewnowe wstrzyknięcie LPS (20 μg/kg) za pomocą standardowej igły w linię środkową brzucha szczura raz na 24 godziny, w sumie 2 wstrzyknięcia.</li>
	<li>Po ostatnim wstrzyknięciu LPS należy wstrzyknąć MPS (40 mg/kg) w jednostronny mięsień pośladkowy 24 godziny po regularnym karmieniu i kontynuować wstrzyknięcia co 24 godziny, naprzemiennie między dwoma obszarami pośladkowymi, w sumie trzy wstrzyknięcia.</li>
</ol>
5. Beznapięciowe unieruchomienie przy przenoszeniu ciężaru za pomocą elastycznej taśmy terapeutycznej i treningu na bieżni
<ol>
	<li>Zaznacz linię środkową grzbietu szczura na wysokości 1-2 cm po obu stronach; jest to punkt odniesienia dla obciążenia. Upewnij się, że znaki są odpowiednio umieszczone, aby szczur nie przewracał się ani nie utrudniał ruchów podczas treningu na bieżni.</li>
	<li>Gdy jeden z badaczy naprawia szczura za pomocą rękawiczek, umieść jedną rękę pod pachą szczura, aby zabezpieczyć przednią kończynę i szczękę, podczas gdy druga ręka zabezpiecza tylne kończyny i ogon. Unikaj nadmiernej siły, aby zapobiec stresowi lub uduszeniu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Przyklej elastyczną taśmę terapeutyczną do probówki bez wywierania napięcia, aby zabezpieczyć ładunek na grzbiecie szczura. W trakcie nawijania nie rozciągaj elastycznej taśmy terapeutycznej, aby uzyskać mocowanie bez naprężeń. 
	UWAGA: Elastyczna taśma terapeutyczna zastosowana w tym modelu przeznaczona jest do oklejania taśmą podczas intensywnych aktywności fizycznych, zapewniając wysoką przyczepność i elastyczność18. Ze względu na swoją wysoką elastyczność znacznie zmniejsza wpływ na ruch szczura podczas czołgania się.</li>
	<li>Poproś drugiego badacza, aby przymocował probówkę do grzbietu szczura równolegle do kręgosłupa szczura, z pozycją mocowania opartą na wykonanych oznaczeniach, tj. 1-2 cm od linii środkowej po obu stronach grzbietu szczura.</li>
	<li>Aby zminimalizować cierpienie szczura, zmniejszyć wpływ na ruch szczura i zmniejszyć śmiertelność spowodowaną fiksacją, wykonuj fiksację bez stosowania napięcia. Przyklej probówkę o dostosowanej wadze do elastycznej taśmy terapeutycznej, a następnie owiń probówkę wokół ciała szczura techniką bez naprężeń.</li>
	<li>Zapewnij unieruchomienie bez napięć i utrzymuj oryginalną długość elastycznej taśmy terapeutycznej bez rozciągania, aby zapobiec wszelkim niekorzystnym skutkom na oddychanie i ruch szczura (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1C).</li>
	<li>Po owinięciu probówki wokół ciała szczura, umieść szczura na otwartej przestrzeni lub w pojedynczej klatce, monitorując jego oddech i kierunek. Jeśli pojawią się oznaki szybkiego oddechu lub otwarcia ust, natychmiast puść szczura, aby zapobiec uduszeniu.
	<ol>
		<li>Idealne unieruchomienie pozwala szczurowi na swobodne poruszanie się i wykonywanie czynności, takich jak picie, podnoszenie kończyn przednich i karmienie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D). Jeśli unieruchomienie jest niezadowalające, zwolnij tymczasowo i ponownie unieruchamij po 20 minutach, aby zminimalizować stres u szczura spowodowany powtarzającymi się bodźcami unieruchomienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Włącz zasilanie i ustaw bieżnię na 1 m/min z nachyleniem 0°. Czas treningu na bieżni wynosi 30 min. Delikatnie przenieś szczura na bieżnię i rozpocznij odliczanie.</li>
	<li>Nie należy zapewniać szczurowi dodatkowej stymulacji. Jeśli szczur nie może ukończyć 30-minutowego treningu, umieść go w klatce na 10-minutowy odpoczynek bez zdejmowania fiksacji. 
	UWAGA: Elastyczna taśma terapeutyczna zastosowana w tym badaniu ma doskonałą rozciągliwość i przyczepność. Przy prawidłowym zabezpieczeniu bez naprężenia, długotrwałe mocowanie nie spowoduje odłączenia probówki ani nie spowoduje uduszenia i śmierci szczura.</li>
	<li>Po treningu posprzątaj kał i mocz pozostawiony przez szczury i spryskaj alkoholem, aby wyeliminować zapach zwierząt.</li>
	<li>Unikaj tego, aby powyższe kroki były widoczne dla innych szczurów i obchodź się ze zwierzętami tak delikatnie, jak to możliwe, aby zapobiec wokalizacji zwierząt, powodując w ten sposób traumatyczny stres u innych szczurów.</li>
	<li>Natychmiast uwolnij szczura z fiksacji po zakończeniu treningu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E). Podczas uwalniania użyj palców, aby docisnąć futro szczura, aby je chronić, minimalizując utratę sierści podczas uwalniania (<silna klasa="xfig">Rysunek 1F).</li>
</ol>
6. Grupowanie zwierząt
<ol>
	<li>Aby zbadać wpływ treningu z obciążeniem na SONFH, losowo podziel 60 szczurów na cztery grupy.</li>
	<li>W grupie kontrolnej nie należy ustalać powszechnego modelu martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami (SONFH) ani wykonywać treningu z obciążeniem. W grupie Control+Load należy wykonywać wyłącznie trening z obciążeniem, bez ustalania indukowanej steroidami martwicy kości w modelu głowy kości udowej. W grupie Model należy ustalić tylko martwicę kości w modelu głowy kości udowej wywołaną steroidami. W grupie Model+Load należy wykonać trening z obciążeniem po ustaleniu indukowanej steroidami martwicy kości w modelu głowy kości udowej.</li>
</ol>
7. Eutanazja i pobieranie próbek
<ol>
	<li>Umieść szczury w komorze eutanazji małych zwierząt i wstrzyknij wystarczającą ilość dwutlenku węgla, aby osiągnąć stężenie wyższe niż 5%. Gdy szczury stracą przytomność, należy podać dawkę 0,3 ml/kg masy ciała 20% roztworu chlorku potasu, w sumie 20 ml, we wstrzyknięciu dosercowym.</li>
	<li>Monitoruj oddech i bicie serca szczurów, aby upewnić się, że nie odczuwają bólu ani dyskomfortu podczas eutanazji. Potwierdź zgon, sprawdzając, czy nie ma oddechu i bicia serca. Rozpyl alkohol, aby usunąć wszelkie zapachy.</li>
	<li>Po eutanazji należy wyciąć okolicę biodra szczura i usunąć głowę kości udowej, zachowując nienaruszoną kość udową. Po wstępnym leczeniu należy wykonać badanie mikrotomografią komputerową, a następnie barwienie hematoksyliną-eozyną (HE).</li>
</ol>
8. Barwienie Hematoksyliną-Eozyną
<ol>
	<li>Po zakończeniu modelowania należy poddać szczury eutanazji. Usuń kości udowe w celu barwienia HE.</li>
	<li>Namocz kości udowe szczura w 4% paraformaldehydzie przez 24 godziny, aby zachować tkanki biologiczne jako próbki. Namocz próbki kości udowej szczura w 5% kwasie mrówkowym w celu odwapnienia przez 5 dni.</li>
	<li>Próbki należy podzielić na plastry o grubości 5 μm w celu barwienia HE. 
	UWAGA: Puste luki odnoszą się do sytuacji w tkance kostnej19, gdzie luki, które normalnie powinny zawierać osteocyty, są pozbawione tych komórek. Jest to ważny wskaźnik do oceny zdrowia tkanki kostnej. W patologicznym procesie martwicy kości niedostateczne ukrwienie może spowodować śmierć osteocytów, prowadząc do pustych luk. W diagnostyce i ocenie martwicy kości liczba i rozkład pustych luk są ważnymi parametrami do pomiaru ciężkości choroby20,21.
	<ol>
		<li>Próbki kości udowej szczura należy umieścić w stopionej parafinie (56-60 °C), w razie potrzeby najpierw mocząc w parafinie o niskiej temperaturze topnienia, a następnie stopniowo przenosząc do parafiny o wyższej temperaturze topnienia, każdorazowo przez około 1 godzinę, aby zapewnić dokładną infiltrację tkanki parafiną.</li>
		<li>Przygotuj foremki do zatapiania i wlej do nich rozpuszczoną parafinę na odpowiednią głębokość. Po namoczeniu pobrać próbki tkanek z parafiny za pomocą kleszczy, usunąć nadmiar parafiny i umieścić je w foremkach. Schłodzić do temperatury pokojowej, aby zestalić parafinę, tworząc bloki parafinowe.</li>
		<li>Za pomocą mikrotomu parafinowego pokrój osadzone bloki parafiny na odcinki o grubości 5 μm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Piecz próbki kości udowej szczura z dołączonymi plastrami w podgrzewaczu do szkiełek przez 1 godzinę, aby zwiększyć przyczepność między plastrami a szkiełkiem nakrywkowym i zmniejszyć unoszenie się podczas kolejnych procesów barwienia.</li>
	<li>Zanurz upieczone plastry kolejno w czystym ksylenie, aby usunąć parafinę, a następnie wykonaj serię odwodnień przez absolutny etanol, gradientowy etanol (100%, 95%, 80%, 70%) i wodę, na 2 minuty każdy, kończąc proces deparafinowania i ponownego uwodnienia.</li>
	<li>Zanurz odparafinowane plastry w roztworze barwiącym hematoksylinę i barwij przez 10 minut. Spłucz bieżącą wodą, aby usunąć niezwiązaną hematoksylinę.</li>
	<li>Zanurz skrawki barwione hematoksyliną w roztworze barwiącym eozynę i barwij na 2 minuty, aby zabarwić cytoplazmę i tkankę łączną. Spłukać 1% roztworem kwasu octowego w celu utrwalenia efektu barwienia.</li>
	<li>Zanurz plastry kości udowej szczura sekwencyjnie w 70%, 80%, 90%, 95% i 100% etanolu, z każdym gradientem przez 2 minuty, stopniowo usuwając wilgoć.</li>
	<li>Zanurz plastry kości udowej szczura w czystym ksylenie, aby uzyskać przezroczystość, a następnie spłucz bieżącą wodą w celu usunięcia ksylenu. Nałożyć neutralną żywicę montażową, zakrywając szkiełka, delikatnie postukając, aby usunąć pęcherzyki powietrza i pozwalając medium montażowemu zestalić się, aby zakończyć proces montażu.</li>
	<li>Korzystając z pakietu randomizr w R, wybierz 30 szkiełek barwionych HE dla każdej grupy i przydziel po 15 slajdów dwóm badaczom. Nie informując ich o grupach, poproś badaczy o obliczenie wskaźnika pustych luk w szkiełkach i zebranie wyników do analizy statystycznej.</li>
</ol>
9. Analiza mikrotomografii komputerowej
<ol>
	<li>Po zakończeniu modelowania należy poddać szczury eutanazji. Usuń kości udowe w celu barwienia Hematoxylin-Eozyna.</li>
	<li>Namocz kości udowe szczura w 4% paraformaldehydzie przez 24 godziny, aby zachować tkanki biologiczne jako próbki. Umieść kości udowe szczura w małym urządzeniu do mikrotomografii komputerowej przeznaczonym dla zwierząt.</li>
	<li>Ustaw warunki skanowania mikrotomografii komputerowej w następujący sposób: napięcie promieniowania rentgenowskiego: 80 kV, prąd: 100 μA, czas pojedynczej ekspozycji: 50 ms, rozdzielczość skanowania: 25 μm. Wykonuj skany w odstępach 0,5°, skupiając się na kości beleczkowej od spodu chrząstki do górnej części nasady jako obszarze zainteresowania.</li>
	<li>Zdefiniuj obszar nad szyjką kości udowej szczura jako obszar zainteresowania.</li>
	<li>Wykonaj rekonstrukcję płaszczyzny koronalnej wyników skanowania za pomocą urządzenia microCT oraz zbierz pomiary morfometryczne kości wygenerowane przez wbudowane oprogramowanie urządzenia microCT. Zapisz następujące obserwowane wskaźniki: całkowita objętość (TV), procent objętości kości (BV/TV), stosunek powierzchni kości do objętości (BS/BV), grubość struktury (Tb.Th), separacja struktur (Tb.Sp), liczba kości (Tb.N), gęstość kości (BD).</li>
</ol>
10. Analiza statystyczna
<ol>
	<li>Przedstaw dane jako średnią ± odchylenie standardowe (SD). Przeprowadzanie analiz statystycznych na potrzeby mikrotomografii komputerowej i ilościowych ocen histologicznych przy użyciu testu t dla próby niezależnej. Uznaj, że wartość p < 0,05 jest statystycznie istotna.</li>
</ol>

Elastic Tape Rat Model of Steroid-Induced Femoral Head Osteonecrosis Enhancement

<ol><li>Konarski, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Avascular+necrosis+of+femoral+head-overview+and+current+state+of+the+art%5BTitle%5D)+AND+%22Inl+J+Environ+Res+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Avascular necrosis of femoral head-overview and current state of the art.</a> Inl J Environ Res Public Health. 19 (12), 7348(2022).</li>
<li>Tan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiological+study+based+on+China+osteonecrosis+of+the+femoral+head+database%5BTitle%5D)+AND+%22Ortho+Surg%22%5BJournal%5D)">Epidemiological study based on China osteonecrosis of the femoral head database.</a> Ortho Surg. 13 (1), 153-160 (2020).</li>
<li>Algarni, A. D., Al Moallem, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+and+radiological+outcomes+of+extracorporeal+shock+wave+therapy+in+early-stage+femoral+head+osteonecrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Ortho%22%5BJournal%5D)">Clinical and radiological outcomes of extracorporeal shock wave therapy in early-stage femoral head osteonecrosis.</a> Adv Ortho. 2018, 7410246(2018).</li>
<li>Huang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chinese+herbal+Huo-Gu+formula+for+the+treatment+of+steroid-associated+osteonecrosis+of+femoral+head%3A+A+14-year+follow-up+of+convalescent+SARS+patients%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Transl%22%5BJournal%5D)">Chinese herbal Huo-Gu formula for the treatment of steroid-associated osteonecrosis of femoral head: A 14-year follow-up of convalescent SARS patients.</a> J Ortho Transl. 23, 122-131 (2020).</li>
<li>Tomaru, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concentrated+autologous+bone+marrow+aspirate+transplantation+versus+conservative+treatment+for+corticosteroid-associated+osteonecrosis+of+the+femoral+head+in+systemic+lupus+erythematosus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Rural+Med%22%5BJournal%5D)">Concentrated autologous bone marrow aspirate transplantation versus conservative treatment for corticosteroid-associated osteonecrosis of the femoral head in systemic lupus erythematosus.</a> J Rural Med. 16 (1), 1-7 (2021).</li>
<li>Wu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prognostic+analysis+of+different+morphology+of+the+necrotic-viable+interface+in+osteonecrosis+of+the+femoral+head%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Ortho%22%5BJournal%5D)">Prognostic analysis of different morphology of the necrotic-viable interface in osteonecrosis of the femoral head.</a> Int Ortho. 42 (1), 133-139 (2018).</li>
<li>Troy, K. L. R., Lundberg, H. J., Conzemius, M. G., Brown, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Habitual+hip+joint+activity+level+of+the+penned+EMU+%28Dromaius+novaehollandie%29%5BTitle%5D)+AND+%22Iowa+Ortho+J%22%5BJournal%5D)">Habitual hip joint activity level of the penned EMU (Dromaius novaehollandie).</a> Iowa Ortho J. 27, 17(2007).</li>
<li>Jiang, W., Wang, P., Wan, Y., Xin, D., Fan, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+establishing+an+ostrich+model+of+femoral+head+osteonecrosis+and+collapse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">A simple method for establishing an ostrich model of femoral head osteonecrosis and collapse.</a> J Ortho Surg Res. 10, 1-10 (2015).</li>
<li>Murata, M., Kumagai, K., Miyata, N., Osaki, M., Shindo, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteonecrosis+in+stroke-prone+spontaneously+hypertensive+rats%3A+effect+of+glucocorticoid%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Sci%22%5BJournal%5D)">Osteonecrosis in stroke-prone spontaneously hypertensive rats: effect of glucocorticoid.</a> J Ortho Sci. 12 (3), 289-295 (2007).</li>
<li>Drescher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+constriction+of+supplying+arteries-A+mechanism+of+femoral+head+Necrosis+in+Wistar+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Anat%22%5BJournal%5D)">Enhanced constriction of supplying arteries-A mechanism of femoral head Necrosis in Wistar rats.</a> Ann Anat. 192 (1), 58-61 (2010).</li>
<li>Friedman, M. A., Zhang, Y., Wayne, J. S., Farber, C. R., Donahue, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+limb+immobilization+model+for+bone+loss+from+unloading%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Single limb immobilization model for bone loss from unloading.</a> J Biomech. 83, 181-189 (2019).</li>
<li>Gadomski, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+gravity+unloading+inhibits+bone+healing+responses+in+a+large+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Partial gravity unloading inhibits bone healing responses in a large animal model.</a> J Biomech. 47 (12), 2836-2842 (2014).</li>
<li>Peng, P., Nie, Z., Sun, F., Peng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucocorticoids+induce+femoral+head+necrosis+in+rats+through+the+ROS%2FJNK%2Fc-Jun+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Open+bio%22%5BJournal%5D)">Glucocorticoids induce femoral head necrosis in rats through the ROS/JNK/c-Jun pathway.</a> FEBS Open bio. 11 (1), 312-321 (2021).</li>
<li>Yan, Y. Q., Pang, Q. J., Xu, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+erythropoietin+for+precaution+of+steroid-induced+femoral+head+necrosis+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskel+Dis%22%5BJournal%5D)">Effects of erythropoietin for precaution of steroid-induced femoral head necrosis in rats.</a> BMC Musculoskel Dis. 19, 1-7 (2018).</li>
<li>Dean, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Are+rats+short-sighted%3F+Effects+of+stimulus+distance+and+size+on+visual+detection%5BTitle%5D)+AND+%22Quat+J+Exp+Psychol+Sec+B%22%5BJournal%5D)">Are rats short-sighted? Effects of stimulus distance and size on visual detection.</a> Quat J Exp Psychol Sec B. 33 (2), 69-76 (1981).</li>
<li>Fu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proper+mechanical+stress+promotes+femoral+head+recovery+from+steroid-induced+osteonecrosis+in+rats+through+the+OPG%2FRANK%2FRANKL+system%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskel+Dis%22%5BJournal%5D)">Proper mechanical stress promotes femoral head recovery from steroid-induced osteonecrosis in rats through the OPG/RANK/RANKL system.</a> BMC Musculoskel Dis. 21, 281(2020).</li>
<li>Wan, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+glucocorticoids+on+miRNA+expression+spectrum+of+rat+femoral+head+microcirculation+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Gene%22%5BJournal%5D)">Effect of glucocorticoids on miRNA expression spectrum of rat femoral head microcirculation endothelial cells.</a> Gene. 651, 126-133 (2018).</li>
<li>Alahmari, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+Kinesio+taping+on+cervical+proprioception+in+athletes+with+mechanical+neck+pain-a+placebo-controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskel+Dis%22%5BJournal%5D)">The effect of Kinesio taping on cervical proprioception in athletes with mechanical neck pain-a placebo-controlled trial.</a> BMC Musculoskel Dis. 21, 1-9 (2020).</li>
<li>Shidara, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain-specific+differences+in+the+development+of+bone+loss+and+incidence+of+osteonecrosis+following+glucocorticoid+treatment+in+two+different+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ortho+Transl%22%5BJournal%5D)">Strain-specific differences in the development of bone loss and incidence of osteonecrosis following glucocorticoid treatment in two different mouse strains.</a> J Ortho Transl. 16, 91-101 (2019).</li>
<li>Lv, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+traumatic+femoral+head+necrosis+in+rats+developed+by+microsurgical+technique%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskel+Dis%22%5BJournal%5D)">A novel model of traumatic femoral head necrosis in rats developed by microsurgical technique.</a> BMC Musculoskel Dis. 23 (1), 374(2022).</li>
<li>Yu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Icariin+promotes+angiogenesis+in+glucocorticoid-induced+osteonecrosis+of+femoral+heads%3A+In+vitro+and+in+vivo+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Icariin promotes angiogenesis in glucocorticoid-induced osteonecrosis of femoral heads: In vitro and in vivo studies.</a> J Cell Mol Med. 23 (11), 7320-7330 (2019).</li>
<li>Kim, H. K., Morgan Bagley, S., Kostenuik, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RANKL+inhibition%3A+a+novel+strategy+to+decrease+femoral+head+deformity+after+ischemic+osteonecrosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Mine+Res%22%5BJournal%5D)">RANKL inhibition: a novel strategy to decrease femoral head deformity after ischemic osteonecrosis.</a> J Bone Mine Res. 21 (12), 1946-1954 (2006).</li>
<li>Weinstein, R. S., Jilka, R. L., Parfitt, A. M., Manolagas, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+osteoblastogenesis+and+promotion+of+apoptosis+of+osteoblasts+and+osteocytes+by+glucocorticoids.+Potential+mechanisms+of+their+deleterious+effects+on+bone%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Inhibition of osteoblastogenesis and promotion of apoptosis of osteoblasts and osteocytes by glucocorticoids. Potential mechanisms of their deleterious effects on bone.</a> J Clin Invest. 102 (2), 274-282 (1998).</li>
<li>Kapfer, S. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKapfer%2C+SA+%22The+effects+of+hyperbaric+exposure+on+bone+cell+activity+in+the+rat%3A+implications+for+the+pathogenesis+of+dysbaric+osteonecrosis%22">The effects of hyperbaric exposure on bone cell activity in the rat: implications for the pathogenesis of dysbaric osteonecrosis</a>. , Yale University. (1995).</li>
<li>Jiang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Puerarin+facilitates+osteogenesis+in+steroid-induced+necrosis+of+rabbit+femoral+head+and+osteogenesis+of+steroid-induced+osteocytes+via+miR-34a+upregulation%5BTitle%5D)+AND+%22Cytokine%22%5BJournal%5D)">Puerarin facilitates osteogenesis in steroid-induced necrosis of rabbit femoral head and osteogenesis of steroid-induced osteocytes via miR-34a upregulation.</a> Cytokine. 143, 155512(2021).</li>
<li>Peng, P., Nie, Z., Sun, F., Peng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucocorticoids+induce+femoral+head+necrosis+in+rats+through+the+ROS%2FJNK%2Fc-Jun+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Open+bio%22%5BJournal%5D)">Glucocorticoids induce femoral head necrosis in rats through the ROS/JNK/c-Jun pathway.</a> FEBS Open bio. 11 (1), 312-321 (2021).</li>
<li>Chen, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucocorticoid-induced+loss+of+beneficial+gut+bacterial+extracellular+vesicles+is+associated+with+the+pathogenesis+of+osteonecrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Adv%22%5BJournal%5D)">Glucocorticoid-induced loss of beneficial gut bacterial extracellular vesicles is associated with the pathogenesis of osteonecrosis.</a> Sci Adv. 8 (15), 8335(2022).</li>
<li>Gorios Filho, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+model+study+of+ischemic+necrosis+induction+of+the+growing+femoral+head%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Ortop+Bras%22%5BJournal%5D)">Experimental model study of ischemic necrosis induction of the growing femoral head.</a> Acta Ortop Bras. 30 (2), e247996(2022).</li>
<li>Wilson, F. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+field+study+of+histologic+and+bacteriologic+characterization+of+femoral+head+separation+and+femoral+head+necrosis%5BTitle%5D)+AND+%22Avian+Dis%22%5BJournal%5D)">A field study of histologic and bacteriologic characterization of femoral head separation and femoral head necrosis.</a> Avian Dis. 64 (4), 571-581 (2020).</li>
<li>Fan, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparisons+of+emu+necrotic+femoral+head+micro+structure+repaired+in+two+different+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Acad+Med+Sinicae%22%5BJournal%5D)">Comparisons of emu necrotic femoral head micro structure repaired in two different methods.</a> Acta Acad Med Sinicae. 38 (1), 16-21 (2016).</li>
<li>Naito, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+head+necrosis+and+osteopenia+in+stroke-prone+spontaneously+hypertensive+rats+%28SHRSPs%29%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Femoral head necrosis and osteopenia in stroke-prone spontaneously hypertensive rats (SHRSPs).</a> Bone. 14 (5), 745-753 (1993).</li>
<li>Omokawa, S., Tamai, S., Ohneda, Y., Mizumoto, S., Yamamoto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+histopathological+study+on+the+femoral+head+necrosis+in+spontaneously+hypertensive+rats+%28SHR%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nihon+Seikeigeka+Gakkai+Zasshi%22%5BJournal%5D)">A histopathological study on the femoral head necrosis in spontaneously hypertensive rats (SHR).</a> Nihon Seikeigeka Gakkai Zasshi. 66 (1), 69-82 (1992).</li>
</ol>

Autor deklaruje, że nie ma konfliktów interesów, powiązań ani współpracy, które mogłyby potencjalnie wpłynąć na obiektywność lub wyniki tych badań.

Obecnie różne zwierzęta, takie jak króliki25, szczury26, myszy27, świnie28, brojlery29, strusie8 i emu30 mogą być wykorzystywane do tworzenia modeli martwicy głowy kości udowej. Wśród nich najczęściej używanymi gatunkami są szczury, myszy i króliki. Szczur, jako model martwicy głowy kości udowej, ma wiele zalet. Szczury są łatwe do karmienia i rozmnażania, szybko rosną i mają cechy fizjologiczne i metaboliczne podobne do ludzi. Ich głowy kości udowych są umiarkowanej wielkości, dzięki czemu nadają się do badań radiologicznych i patologicznych26. Jednak jako mniejsze zwierzęta czworonożne, szczury przenoszą mniejsze obciążenia na tylne kończyny podczas lokomocji, co utrudnia zbadanie związku między mechanicznym obciążeniem ciśnieniowym a rozwojem martwicy głowy kości udowej przy użyciu konwencjonalnych modeli szczurzych.
Szczur ma wrzecionowate ciało z gładkim futrem, co utrudnia zabezpieczenie ciężarów przy użyciu konwencjonalnych metod mocowania, co może znacząco wpłynąć na mobilność szczura. Na wczesnych etapach naszych badań próbowaliśmy użyć metod takich jak taśma klejąca, nylonowe paski i liny trakcyjne do unieruchomienia szczurów, ale żadna z nich nie przyniosła zadowalających wyników. Dzięki ciągłym eksperymentom z powodzeniem zastosowaliśmy elastyczną taśmę terapeutyczną i techniki wolne od naprężeń, aby umożliwić szczurom przenoszenie określonego obciążenia podczas treningu chodzenia z obciążeniem przy minimalnych ograniczeniach. Ten model, który jest prosty i opłacalny, okazał się sukcesem. Spełnia wymagania eksperymentalne, umożliwiając badanie wpływu mechanicznego obciążenia ciśnieniowego na martwicę głowy kości udowej wywołaną steroidami.
W tym miejscu omówiono kilka zagadnień związanych z rozwiązywaniem problemów z modelem szczura. Zmiany skórne: Wielokrotne stosowanie elastycznej taśmy terapeutycznej może skutkować odcięciem sierści i zmianami skórnymi na ciele szczura. Nie wykonuj żadnych specjalnych zabiegów, jeśli futro ma tylko odcięcie i nie owrzodzenia. Elastyczna taśma terapeutyczna może być nakładana na gołą skórę przez 4 dni bez skutków ubocznych. W przypadku uszkodzenia skóry należy zdezynfekować szczury jodoforem i kontynuować stosowanie plastra po zagojeniu się zmiany. Elastyczna taśma terapeutyczna jest bezpieczna, a w naszych badaniach nie zaobserwowano alergii. Taśma beznapięciowa nie ciągnie skóry i nie powoduje powstawania pęcherzy; Elastyczna taśma terapeutyczna może być nakładana bezpośrednio na gołą skórę. Śmierć przez uduszenie: Jeśli utrwalenie jest zbyt ścisłe, szczur może umrzeć z powodu uduszenia. Po zakończeniu obserwuj oddech szczura. Na przykład, jeśli szczur oddycha z otwartymi ustami lub energicznie walczy, może to wskazywać na słabą fiksację. Natychmiast poluzuj taśmę; W przeciwnym razie szczur może umrzeć w ciągu 5 do 10 minut. Refluks treści żołądkowej: Jeśli po utrwaleniu szczura obserwuje się ciemną treść żołądkową w pysku szczura, oznacza to poważny problem z fiksacją. Sytuacja ta powinna zostać natychmiast skorygowana, a technika utrwalania powinna zostać przejrzana. W tym momencie szczur odczuwa silny ból i powinien zostać natychmiast poddany eutanazji.
Do tej pory dominującymi modelami dotyczącymi ciśnienia mechanicznego były te skoncentrowane na rozładunku12, używane przede wszystkim do symulacji osteoporozy lub osteoporozy w warunkach niskiej grawitacji. Nasz model różni się od modeli rozładunku pod względem interwencji; Zastosowaliśmy większe obciążenie u szczurów, co jest mniej powszechną metodą interwencji. Jednak dzięki tej interwencji zapewniamy model badawczy do badania wczesnych stadiów martwicy głowy kości udowej oraz tego, jak należy przeprowadzać trening z obciążeniem we wczesnych stadiach martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami. Badanie to wykazało, że głowy kości udowych, na które kortykosteroidy nie mają wpływu, nie tracą masy kostnej z powodu treningu z obciążeniem. W głowach kości udowej pod wpływem steroidów duży trening z obciążeniem może sprzyjać rozwojowi SONFH.
Szczury z samoistnym nadciśnieniem tętniczym wykazują również warunki wysokiego ciśnienia w głowie kości udowej i podobnie jak w przypadku mechanicznej interwencji ciśnieniowej, szczury z nadciśnieniem są bardziej podatne na martwicę głowy kości udowej31,32. Chociaż oba modele wyciągają podobne wnioski, oprócz objawów martwicy głowy kości udowej, szczury z spontanicznym nadciśnieniem doświadczają również uszkodzenia komórek śródbłonka i adipogenezy jamy szpiku9. Istnieją jednak istotne różnice w mechanizmach martwicy głowy kości udowej wywołanej uciskiem mechanicznym naczyniowym i stawu biodrowego. Modele nadciśnienia samoistnego mają dłuższy czas modelowania i niższy wskaźnik sukcesu.
Ponadto w badaniu tym zastosowano technikę utrwalania bez napięć. Oprócz zminimalizowania wpływu na ruch zwierząt, technika ta zmniejsza stres traumatyczny i, przy prawidłowym działaniu, nie powoduje uduszenia ani śmierci szczurów. Te dwa kroki są kluczowe w tym badaniu.
Technika ta ma zastosowanie nie tylko w badaniu martwicy głowy kości udowej, ale może również służyć jako model referencyjny dla badań związanych z medycyną sportową, treningiem z obciążeniem i treningiem wytrzymałościowym. Istniejące modele mocowania obciążeń nie są w stanie zabezpieczyć obciążonych przedmiotów przez dłuższy czas. Dlatego model ten stanowi realną opcję dla badań wymagających długotrwałego obciążania u szczurów.
To badanie ma pewne ograniczenia. Ze względu na ograniczenia kosztowe i inne powody nie mierzyliśmy zmian w głowie kości udowej na różnych etapach, a liczba pomiarów wyjściowych była stosunkowo niewielka. Dawkowanie sterydów w tym badaniu było również odnoszone z innych modeli, a wpływ bardzo wysokich dawek sterydów na ten model nie był omawiany.

Podawanie glikokortykosteroidów jest najczęstszym czynnikiem ryzyka nieurazowej martwicy kości głowy kości udowej (ONFH)1. Liczne dowody sugerują, że oprócz glikokortykosteroidów, obciążenie ciśnieniowe stawu biodrowego u pacjentów jest również związane z występowaniem ONFH. Czynniki takie jak masa ciała i intensywność pracy fizycznej są uznawane za czynniki ryzyka dla ONFH2. Wiele badań klinicznych wykazało ścisły związek między obciążeniem stawu biodrowego a czasem i częstością wymiany stawu3,4,5,6. Dlatego ustalenie modelu, który odzwierciedla związek między nośnością a martwicą kości głowy kości udowej wywołaną steroidami (SONFH), jest ważne dla kompleksowego zbadania tego stanu.
Duże dwunożne ptaki, takie jak strusie i emu, służą jako dobre modele do symulacji obciążenia stawów biodrowych, przypominając obciążenie ludzkich nóg7,8. Jednak utrzymanie dużych gatunków ptaków jest wyzwaniem, a związane z tym koszty badań są wysokie. Szczurze modele z spontanicznym nadciśnieniem tętniczym9,10 mogą wykazywać wyższe wskaźniki ONFH, ale obciążenie komorą ciśnieniową w szpiku generowane przez samoistne nadciśnienie różni się znacznie od ciśnienia mechanicznego i nie nadaje się do badania wpływu ciśnienia mechanicznego na SONFH.
Małe modele zwierzęce są powszechnie używane w badaniach nad SONFH. Jednak czworonożne mają dolne obciążenie stawów biodrowych, a ich modele bioder nie mogą symulować biomechanicznego środowiska ludzkich stawów biodrowych podczas chodzenia dwunożnego. Modele unieruchamiania pojedynczej kończyny11 i modele częściowego odciążenia12 są powszechne, ale oba zmniejszają obciążenie kończyny. Ponieważ ludzie są organizmami dwunożnymi ze znacznymi obciążeniami kończyn dolnych podczas stania i chodzenia, zmniejszenie obciążenia w tych modelach zmniejsza związek między modelami zwierzęcymi a chorobami ludzkimi.
To badanie ma na celu stworzenie prostego i opłacalnego modelu treningu z obciążeniem, aby zbadać wpływ treningu z obciążeniem na wywołaną sterydami martwicę kości głowy kości udowej u szczurów. Obecnie modele szczurów są wykorzystywane do badania indukowanej steroidami martwicy kości głowy kości udowej13,14, ale nadal nie ma modelu, który mógłby zapewnić długotrwałe, bezpieczne utrwalenie przy minimalnym zakłóceniu ruchu, co jest również stosunkowo proste i niedrogie. W tym badaniu zastosowano materiał mocujący o wysokiej przyczepności, przyjmując mocowanie bez naprężeń, co utrzymuje mobilność szczurów i zmniejsza cierpienie, a nawet śmierć spowodowane niewłaściwym mocowaniem.

<table><tbody><tr><td>Probówka wirówkowa o pojemności 15 ml</td><td>Corning, USA</td><td>430791</td><td></td></tr><tr><td>Koralik ze stali nierdzewnej 5 mm</td><td>Gelisen, Chiny</td><td>5 mm</td><td></td></tr><tr><td>Kwas octowy</td><td>Merck KGaA, Niemcy</td><td>64-19-7</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol bezwodny</td><td>Merck KGaA, Niemcy</td><td>64-17-5</td><td></td></tr><tr><td>gliniana</td><td>papeteria Mincai, Chiny</td><td>102</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełko nakrywkowe</td><td>Servicebio,Chiny</td><td>WMWD-1818</td><td></td></tr><tr><td>Płaska butelka ciśnieniowa 10ml</td><td>BEHNCKE, Chiny</td><td>MD10ml</td><td></td></tr><tr><td>Kwas mrówkowy</td><td>Macklin Biochemical&nbsp;, Chiny</td><td>64-18-6</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do barwienia HE</td><td>Solarbio, Chiny</td><td>G1120</td><td></td></tr><tr><td>HistoCore AUTOCUT</td><td>Leica, Niemcy</td><td>149AUTO00C1</td><td></td></tr><tr><td>Taśma Kinesio (elastyczna taśma terapeutyczna)</td><td>Fuluo medycyna,Chiny</td><td>CL1819</td><td></td></tr><tr><td>Lipopolisacharyd</td><td>Solarbio,Chiny</td><td>L8880</td><td></td></tr><tr><td>Lipopolisacharydy (LPS)</td><td>Selleck,USA</td><td>S7850&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ręczne pudełko do eutanazji dwutlenkiem węgla</td><td>Yuyan, Chiny</td><td>LC-500-S1</td><td></td></tr><tr><td>Metyloprednizolon&nbsp; bursztynian sodu, MPS</td><td>AbMole, Chiny</td><td>M25573</td><td></td></tr><tr><td>MicroCT&</td><td>nbsp; Hiscan,Chiny</td><td>&nbsp; Żywica neutralna Hiscan VM Pro</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Pekin Zhongshan Golden Bridge Biotechnology l&nbsp;, Chiny</td><td>ZLI-9555</td><td></td></tr><tr><td>Serwis parafinowybio</td><td>, Chiny</td><td>WGHB-319213129</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Servicebio, Chiny</td><td>G1101-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Macklin Biochemical&nbsp;, Chiny</td><td>&nbsp; 7447-40-7</td><td></td></tr><tr><td>Slide</td><td>Servicebio, Chiny</td><td>WG6012</td><td></td></tr><tr><td>Bieżnia dla szczurów i&nbsp; myszy</td><td>Litc Life Science, USA</td><td>801</td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Macklin Biochemical&nbsp;, Chiny</td><td>&nbsp; Numer katalogowy: 1330-20-7</td><td></td></tr></tbody></table>

beznapięciowy model nośny martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów

Tension-Free Weight-Bearing Model of Steroid-Induced Osteonecrosis of Femoral Head in Rats

W przeciwieństwie do ludzi, szczury to zwierzęta, które chodzą na czworakach, podczas gdy ludzie to zwierzęta dwunożne, które stoją, a biodra są poddawane ogromnemu naciskowi podczas chodzenia i stania. W modelach martwicy głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów często konieczne jest symulowanie charakterystyki biomechanicznej ludzkiego biodra pod wyższym ciśnieniem. Niektórzy uczeni próbują naśladować stan nacisku na ludzkie biodra, zmuszając szczury do przenoszenia określonego ciężaru, ale przymocowanie przedmiotu nośnego do szczura jest trudne. Szczury mogą łatwo uwolnić się od unieruchomienia, a przyklejenie ciężaru do szczurów taśmą klejącą spowoduje, że szczury uduszą się lub umrą z powodu niedrożności jelit. Nasza grupa badawcza użyła elastycznej taśmy terapeutycznej do przeprowadzenia beznapięciowego unieruchomienia przedmiotów obciążonych u szczurów, tak aby szczury mogły swobodnie oddychać i nie wyrywały się z unieruchomienia w warunkach obciążenia. W porównaniu ze zwykłym modelem szczura martwicy głowy kości udowej wywołanej steroidami, stwierdziliśmy, że ta interwencja obciążająca może pogorszyć postęp martwicy głowy kości udowej u szczurów.

Analiza histopatologiczna 
Barwienie hematoksyliną i eozyną wykazało, że w grupie kontrolnej (Control) oraz w grupie kontrolnej z obciążeniem (Control+Load) belki kostne były nienaruszone i regularnie rozmieszczone. W lakunach kostnych obecne były komórki śródbłonka naczyń krwionośnych, a ich morfologia była pękata. W przeciwieństwie do nich, w grupie modelowej (Model) oraz w grupie modelowej z obciążeniem (Model+Load) zaobserwowano pęknięte i nieuporządkowane belki kostne wraz ze znacznie większą liczbą pustych lakun. Grupa Model+Load wykazywała więcej pustych lakun w porównaniu z grupą Model. W grupie Model niektóre komórki szpiku kostnego wykazywały akumulację lipidów, podczas gdy jama szpiku w grupie Model+Load wydawała się stosunkowo pusta (Ryc. 2A). Odsetki pustych lakun w grupie Control, grupie Control+Load, grupie Model i grupie Model+Load wynosiły odpowiednio 6,0 ± 2,5, 6,4 ± 3,8, 57,6 ± 29,6 oraz 78,2 ± 15,5 (Ryc. 2B).
Analiza mikroCT 
Wyniki mikroCT wyraźnie ukazują mikrostrukturę beleczek kostnych, odzwierciedlając integralność struktury tkanki oraz zmiany w masie kostnej. W niniejszym badaniu beleczki w grupie kontrolnej (Control) oraz grupie kontrolnej z obciążeniem (Control+Load) były gęste, dobrze ułożone i wyraźnie widoczne. W grupie modelowej (Model) beleczki były rzadkie i wykazywały nieuporządkowany oraz nieregularny układ. Powyżej linii nasady w grupie modelowej z obciążeniem (Model+Load) morfologia beleczek była niepełna. Głowy kości udowych we wszystkich czterech grupach wydawały się gładkie, bez istotnego zapadnięcia (Rycina 3A).
Przeprowadzono ilościową ocenę struktury, morfologii i wymiarów szkieletu. TV reprezentuje całkowitą objętość obszaru zainteresowania, co może pośrednio odzwierciedlać, czy nastąpiła istotna zmiana w morfologii kości19. Wskaźnik TV nie wykazał istotnych różnic pomiędzy czterema grupami, co wskazuje, że zarówno konstrukcja modelu uszkodzeń indukowanych glikokortykosteroidami, jak i interwencja w postaci obciążenia naciskiem mechanicznym mogą nie prowadzić do zapadania się głów kości udowych u szczurów. BV/TV może odzwierciedlać masę kostną22. Grupa Control+Load wykazała istotnie wyższą objętość kości niż grupa Control, a zarówno grupa Control, jak i Control+Load miały znacznie wyższą objętość kości niż grupa Model i Model+Load. W porównaniu z grupą Model, BV/TV w grupie Model+Load było najniższe. Jednocześnie wyniki BD potwierdziły dane BV/TV23, co wskazuje, że interwencja w postaci obciążenia naciskiem mechanicznym może promować tworzenie kości w głowach kości udowych bez interwencji hormonalnej, natomiast hamować tworzenie kości w głowach kości udowych poddanych interwencji glikokortykosteroidami.
BS/BV może pośrednio odzwierciedlać zaburzenia beleczek kostnych24. Zaburzenia beleczek narastały sekwencyjnie w grupie kontrolnej, grupie Control+Load, grupie Model oraz grupie Model+Load, co sugeruje, że interwencja w postaci obciążenia mechanicznego może zaostrzać zaburzenia beleczkowe w prawidłowej tkance kostnej oraz w tkance kostnej uszkodzonej przez glikokortykoidy. Tb.Th reprezentuje grubość beleczek19, a Tb.N reprezentuje liczbę beleczek20. Oba te wskaźniki są dodatnio skorelowane z tworzeniem kości. W niniejszym badaniu Tb.N i Tb.Th w grupie kontrolnej były znacznie niższe niż w grupie Control+Load. Tb.N i Tb.Th w grupie Model oraz grupie Model+Load były znacznie niższe niż w grupie kontrolnej i grupie Control+Load, przy czym w grupie Model+Load odnotowano istotny spadek w porównaniu z grupą Model. Wskazuje to, że obciążenie mechaniczne może zwiększać liczbę i grubość beleczek, podczas gdy w przypadku kości po interwencji glikokortykoidami obciążenie mechaniczne może wywierać przeciwstawny efekt.
Tb.Sp reprezentuje przestrzeń między beleczkami i jest ujemnie skorelowana z masą kostną22. W niniejszym badaniu Tb.Sp wykazała trend przeciwny do Tb.N i Tb.Th, co potwierdza wyniki dla Tb.N i Tb.Th (Rycina 3B). Wyniki mikroCT sugerują, że obciążenie naciskiem mechanicznym może mieć przeciwstawne efekty w przypadku głowy kości udowej z interwencją glukokortykosterydową lub bez niej. W przypadku głowy kości udowej bez interwencji glukokortykosterydowej obciążenie naciskiem mechanicznym może promować tworzenie kości. Jednakże, gdy kości są poddane uszkodzeniu glukokortykosterydowemu, interwencja w postaci obciążenia naciskiem mechanicznym może zaostrzyć steroidową martwicę głowy kości udowej.
<img alt="Proces montażu urządzenia medycznego, procedura krok po kroku, pokazująca użycie rękawiczek w celu zapewnienia sterylnego środowiska." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66883/66883fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Bez căngionowa immobilizacja z obciążeniem. (A) Pomiar masy obciążenia. (B) Badacze unieruchamiają szczura. (C) Fixacja bez napięcia. (D) Fixacja zakończona. (E) Współpraca dwóch osób przy zwalnianiu fixacji. (F) Ochrona futra szczura podczas kontaktu podczas fixacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66883/66883fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Mikroskopia przekrojów tkanki kostnej przy różnych powiększeniach; wykres przedstawia procent pustych lakun." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66883/66883fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Barwienie hematoksyliną i eozyną. (A) Barwienie hematoksyliną i eozyną. (B) Procent pustych lakun (n =15). Analizy statystyczne wykonano za pomocą testu t dla prób niezależnych. Słupki błędów przedstawiają średnią ± odchylenie standardowe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66883/66883fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza mikroarchitektury kości; obejmuje obrazy CT i wykresy słupkowe; ocena struktury beleczkowej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66883/66883fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Analiza microCT. (A) Dwuwymiarowy obraz zrekonstruowany z microCT. (B) Wyniki morfometrii kości (n = 15). Analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu testu t dla prób niezależnych. Słupki błędu przedstawiają średnią ± odchylenie standardowe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66883/66883fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Protokół pokazuje budowanie prostego i opłacalnego modelu treningu szczurów z obciążeniem dla indukowanej steroidami martwicy kości głowy kości udowej za pomocą elastycznej taśmy terapeutycznej.

Beznapięciowy model nośny martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów

Unlike humans, rats are animals that walk on all fours, while humans are bipedal animals that stand, and the hips are subjected to tremendous pressure ...

Opracowaliśmy przede wszystkim model szczura do interwencji z obciążeniem, aby zbadać wysiłki ćwiczeń z obciążeniem na martwicę kości głowy kości udowej. Obecnie większość modeli nie jest modelami nośnymi. Jednak postęp martwicy kości w głowie kości udowej może być związany z ćwiczeniami z obciążeniem.W rzeczywistości bardzo trudno jest zabezpieczyć się na spoczynku, ponieważ metoda multi poważnie ograniczała ich ruchy, czując w ten sposób, że osiągają swój cel, jakim są ćwiczenia z obciążeniem. Aby rozpocząć trening adaptacyjny, najpierw umieść szczury w nieprzezroczystych klatkach. Trzymaj je jak najdalej od szczurów niemodelowanych, upewniając się, że inne szczury znajdują się poza maksymalnym zasięgiem widzenia.Włącz zasilanie i ustaw bieżnię na 10 metrów na minutę z nachyleniem o zerowym stopniu. Umieść szczury na bieżni i upewnij się, że ruchy są tak delikatne, jak to tylko możliwe, aby uniknąć stresu. Po 15-minutowym treningu posprzątaj kał i mocz pozostawione przez szczury.Spryskaj bieżnię alkoholem, aby wyeliminować zapach zwierząt. Kontynuuj szkolenie wszystkich zwierząt przez tydzień. Przygotuj dwie probówki, haczyk i zapięcie na pętelkę o długości około 80 centymetrów.Umieść stalowe kulki w probówkach, upewniając się, że początkowa łączna waga probówek, haczyka i zapięcia na pętelkę wynosi 150 gramów. Przygotuj probówki o różnej masie całkowitej w odstępach co 10 gramów, przy czym maksymalna waga wynosi 350 gramów. Teraz rękami w rękawiczkach przytrzymaj szczura.Owiń zapięcie na rzep rurki z tyłu szczura, około jednego centymetra od linii środkowej. Zmieniaj rurkę z niższej na wyższą wagę, aż szczur nie będzie w stanie ustać po szturchnięciu lub eksperymentator odejdzie. Zmniejsz wagę o 10 gramów, aby szczur mógł stać.Ta waga reprezentuje maksymalną nośność szczura. Aby przygotować obciążenie, najpierw użyj elastycznej taśmy terapeutycznej o długości od jednego do 1,5 metra, aby zabezpieczyć przedmioty mocujące. W przypadku gliny dostosuj wagę probówek, aby zmniejszyć kołysanie ładunku.Po zważeniu probówek i przedmiotów mocujących dodaj odpowiednią ilość gliny do probówek, aby dostosować je do docelowej wagi. Teraz użyj szklanego pręta do mieszania, aby równomiernie rozprowadzić glinę w probówkach. Glina skoncentrowana na jednym końcu probówki może powodować jej łatwe odklejanie się podczas treningu.Dostosuj całkowitą wagę regulowanych probówek i gliny na 50% maksymalnej nośności szczura. Aby ustalić indukowaną steroidami martwicę kości głowy kości udowej lub model SONFH, użyj szczura albinosa. Dootrzewnowo wstrzykiwać lipopolisacharyd w linię środkową brzucha szczura co 24 godziny.Po ostatnim wstrzyknięciu lipopolisacharydu należy wstrzykiwać metyloprednizolon do naprzemiennego jednostronnego mięśnia pośladkowego co 24 godziny po regularnym karmieniu. Następnie zaznacz linię środkową grzbietu szczura na wysokości od jednego do dwóch centymetrów po obu stronach jako punkt odniesienia dla obciążenia. Upewnij się, że znaki są odpowiednio umieszczone, aby szczur nie przewracał się ani nie utrudniał ruchów podczas treningu na bieżni.Teraz, z pomocą innego badacza, przytrzymaj szczura rękami w rękawiczkach. Umieść jedną rękę pod pachą szczura, aby zabezpieczyć przednią kończynę i szczękę. Następnie drugą ręką zabezpiecz tylne kończyny i ogon.Przyklej elastyczną taśmę terapeutyczną do probówki bez wywierania napięcia, aby zabezpieczyć ładunek na grzbiecie szczura. Poproś drugiego badacza, aby przymocował probówkę do grzbietu szczura równolegle do kręgosłupa szczura. Aby zminimalizować cierpienie szczura, wykonuj fiksację bez stosowania napięcia.Przyklej probówkę o dostosowanej wadze do elastycznej taśmy terapeutycznej. Następnie owiń probówkę wokół ciała szczura za pomocą techniki bez naprężeń. Umieść szczura na otwartej przestrzeni lub w pojedynczej klatce i monitoruj jego oddech i kierunek.Natychmiast wypuść szczura, jeśli oddycha szybko lub otwiera pysk. Idealne unieruchomienie powinno pozwolić szczurowi na swobodne poruszanie się i wykonywanie czynności, takich jak picie, podnoszenie kończyn przednich i karmienie. Zwolnij i ponownie unieruchomij po 20 minutach, jeśli unieruchomienie jest niezadowalające.Następnie włącz bieżnię i ustaw prędkość na jeden metr na minutę z nachyleniem zerowym stopni. Delikatnie przenieś szczura na bieżnię i rozpocznij odliczanie. Jeśli szczur nie może ukończyć 30-minutowego treningu, umieść go w klatce na 10-minutowy odpoczynek bez usuwania fiksacji.Po treningu posprzątaj kał i mocz pozostawiony przez szczury i spryskaj alkoholem, aby wyeliminować zapach zwierząt. Obchodzij się ze zwierzętami tak delikatnie, jak to możliwe, aby zapobiec wokalizacji zwierząt i powodowaniu traumatycznego stresu u innych szczurów. Natychmiast uwolnij szczura z fiksacji po zakończeniu treningu.

tension-free-weight-bearing-model-steroid-induced-osteonecrosis

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Celem tego protokołu jest wygenerowanie modelu złamania kompresyjnego kręgów związanego z osteoporozą u nagich szczurów, który może być oceniany in vivo za pomocą półautomatycznej ilościowej analizy strukturalnej opartej na mikrotomografii komputerowej.

Półautomatyczna ilościowa analiza strukturalna oparta na mikrotomografii komputerowej nagiego szczura Model złamania kręgów związanego z osteoporozą

To badanie opisuje powtarzalny i szczegółowy protokół wykorzystujący nowo opracowany zewnętrzny stabilizator do osteogenezy dywersyjnej (DO) w modelu szczura kości udowej, który pozwala na fizjologiczne obciążanie zwierzęcia po usunięciu zewnętrznego stabilizatora.

Skuteczny i powtarzalny protokół osteogenezy dyfuzyjnej w modelu szczurzym prowadzący do funkcjonalnej regeneracji kości udowej

Tutaj prezentujemy protokół jatrogennego złamania trzonu kości udowej szczurów albinosów Wistar i śledzenia rozwoju modzela. Ten model osteotomii kości udowej może pomóc naukowcom ocenić proces gojenia się złamań i zbadać, w jaki sposób lek może wpływać na gojenie złamań.

Protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów Wistar

Tutaj prezentujemy protokół zastosowania terapii ognistą igłą Lingnan w interwencji szczurów modelowych z osteoporozą.

Procedura operacyjna i środki ostrożności związane z terapią ognistą Lingnan u szczurów modelowych z osteoporozą

Umieszczenie implantów w modelu szczurzym jest niezbędną procedurą eksperymentalną dla badań klinicznych. W badaniu przedstawiono kompleksowy protokół chirurgiczny do wszczepiania implantów tytanowych do kości piszczelowej modeli szczurzych z cukrzycą i osteoporozą.

Technika chirurgicznej implantacji kości w modelach cukrzycy i osteoporozy kości piszczelowej szczura

Ten obecny protokół przedstawia procedurę tworzenia szczurzego modelu osteosarkopenii za pomocą owariektomii.

Stworzenie szczurzego modelu osteosarkopenii poprzez owariektomię

Badanie to ustanowiło model defektu półsegmentalnego szczura kości udowej do oceny mechanicznej i osteogenicznej wydajności materiałów zastępczych kości w warunkach nośnych, bez użycia wewnętrznego lub zewnętrznego fiksacji.

Model defektu kości dwułopowatej półsegmentalnej u szczurów do oceny wydajności substytucji kości w obszarach nośnych

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do naśladowania poważnych uszkodzeń kości w badaniach biomedycznych. Ze względu na ich niewielkie rozmiary, ustalenie ustabilizowanych zmian kostnych u myszy wykracza poza możliwości większości grup badawczych. W tym artykule opisujemy prostą metodę ustalania i analizowania eksperymentalnych wad kości udowej u myszy.

Prosty model ubytku kości udowej o krytycznej wielkości u myszy

Model uszkodzenia przewodu tętnicy udowej myszy w restenozie jest technicznie wymagający. W tym protokole pokazujemy kluczowe szczegóły techniczne niezbędne do skutecznego wykonania urazu drutu w celu wywołania spójnej neointimy do badań restenozy.

Mysi model restenozy tętniczej: techniczne aspekty uszkodzenia drutu udowego

Chociaż modele mysie są nieocenionymi narzędziami do inżynierii tkanki kostnej, modele długich wad kostnych są rzadkie. Ta potrzeba zmotywowała do opracowania obecnego protokołu, który wykorzystuje płytkę blokującą z czterema i dedykowanym przyrządem do wykonania i ustabilizowania powtarzalnego ubytku udowego o krytycznej wielkości przy niskiej zachorowalności.

Ustalenie segmentalnego modelu ubytku krytycznej wielkości kości udowej u myszy stabilizowanych przez osteosyntezę płytkową

Poznaj model szczura z obciążeniem do badania martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami. Ta metoda pozwala analizować wpływ ćwiczeń z obciążeniem na przebieg choroby.

Beznapięciowy model nośny martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów

Przeglądaj więcej filmów