System do leczenia ogniskowych, zamkniętych uszkodzeń ośrodkowego układu nerwowego

Nasze laboratorium bada mechanizmy kontrolujące wtórne zwyrodnienie po ITON, pośredniej urazowej neuropatii nerwu wzrokowego, w celu opracowania racjonalnych terapii dla pacjentów. Obecnie urządzenia do wywoływania uszkodzeń OUN w terenie obejmują kontrolowane urządzenia do uderzeń korowych, modele spadku masy ciała i rurki uderzeniowe napędzane powietrzem kompresyjnym. Odkryliśmy, że czas trwania interwału ekspozycji międzywybuchowej znacząco przyczynia się do stopnia zwyrodnienia aksonów, a uszkodzenie nerwu wzrokowego, podobnie jak uszkodzenie mózgu, znacznie podnosi ilość reaktywnych form tlenu, a to przyczynia się do wtórnej degeneracji aksonów.

Protokół ten odpowiada na zapotrzebowanie na urządzenie, które zapewnia precyzyjną kontrolę nad lokalizacją i ciężkością urazu, zachowując jednocześnie znaczenie kliniczne w przypadku urazów systemu zamkniętego. Oferuje również sposób na badanie krótkich odstępów między urazami w niektórych środowiskach zawodowych. Jest również opłacalny, łatwy w konfiguracji i obsłudze.

Tak więc, podczas gdy inne urządzenia również oferują dostosowywanie, to urządzenie do uszkodzenia systemu z zamkniętym systemem wyróżnia się łatwością konfiguracji i użytkowania. Protokół ten zapewnia szczegółowe ramy upraszczające ten proces, umożliwiając innym badaczom szybkie dostosowanie i skonfigurowanie urządzenia do własnych konkretnych celów i potrzeb eksperymentalnych. Na początek potwierdź znieczulenie myszy, oceniając brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi.

Przymocuj mysz w wewnętrznym uchwycie zwierzęcia tak, aby jej głowa i górne tylne ramiona były odsłonięte przez prostokątny otwór, podczas gdy grzbiet i dolne kończyny tylne pozostają osłonięte. Nałóż taśmę chirurgiczną na górne tylne ramiona, aby zabezpieczyć mysz. Włóż wewnętrzny uchwyt na zwierzę do zewnętrznego uchwytu.

Po otwarciu wtórnej linii anestezjologicznej wewnątrz uchwytu na zwierzę, uszczelnij koniec uchwytu, aby zapobiec wyciekaniu środka znieczulającego z rurki i poruszaniu się myszy podczas eksperymentu. Dopasuj czteromilimetrowy okrągły otwór zewnętrznego uchwytu na zwierzę bezpośrednio nad lewym okiem myszy. Ustaw uchwyt na zwierzę na stole XY za pomocą pokręteł sterujących tak, aby jego otwór pokrywał się z lufą pistoletu do paintballa, a zewnętrzna powierzchnia znajdowała się pięć milimetrów od końca lufy.

Po kalibracji zainicjuj sekwencję powietrza pod ciśnieniem, aby dostarczyć dwie impulsy 15 PSI w odstępie 0.5 sekundy. W przypadku myszy z grupy Sham odwróć uchwyt na zwierzę od beczki, zablokuj powietrze tekturową osłoną i wystaw je na hałas powietrza pod wysokim ciśnieniem. Zdrowe, gęsto upakowane aksony zaobserwowano w grupie Sham.

W przeciwieństwie do tego, grupa ITON wykazywała oznaki zwyrodnienia aksonów, w tym nieprawidłowości w kształcie aksonów i rozpad osłonki mielinowej. Całkowita liczba aksonów znacznie zmniejszyła się w grupie ITON w porównaniu z grupą Sham. Istotny wzrost profili zwyrodnieniowych stwierdzono w grupie ITON w porównaniu z grupą Sham.

Zwiększoną proliferację mikrogleju zaobserwowano w siatkówce myszy ITON, przy czym mikroglej rozciągał się do zewnętrznej warstwy jądrowej, w porównaniu z grupą Sham, w której mikroglej pozostawał w typowych warstwach siatkówki. Nienaruszone połączenia synaptyczne między surowymi komórkami dwubiegunowymi a fotoreceptorami odnotowano zarówno u myszy ITON, jak i Sham, bez wykrytej synaptopatii.