Name: Dostarczanie nanocząstek ładunku oligonukleotydowego w modelu zwierzęcym glejaka wielopostaciowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-09-27T13:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 2 s
Description: Poznaj metodę dostarczania nanocząstek tlenku żelaza z oligonukleotydami terapeutycznymi w modelu glejaka wielopostaciowego. Ta technika pokonuje barierę krew-mózg i umożliwia akumulację leków w guzie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finansowanie tego badania zostało częściowo zapewnione przez grant od Henry Ford Health Systems Michigan State University Health Sciences Alliance dla A.M. i A.dC. Dziękujemy dr Danielle R. Ferguson za nadzorowanie badań na zwierzętach na Uniwersytecie Stanowym Michigan i za zatwierdzenie tego filmu.

Iron Oxide Nanoparticles for Image-Guided Therapy Delivery in Murine Glioblastoma

<ol><li>Tan, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+glioblastoma%3A+State+of+the+art+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22CA+Cancer+J+Clin%22%5BJournal%5D)">Management of glioblastoma: State of the art and future directions.</a> CA Cancer J Clin. 70 (4), 299-312 (2020).</li>
<li>Cihoric, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+status+and+perspectives+of+interventional+clinical+trials+for+glioblastoma+-+analysis+of+clinicaltrials.Gov%5BTitle%5D)+AND+%22Radiat+Oncol%22%5BJournal%5D)">Current status and perspectives of interventional clinical trials for glioblastoma - analysis of clinicaltrials.Gov.</a> Radiat Oncol. 12 (1), 1(2017).</li>
<li>Lee, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temozolomide+resistance+in+glioblastoma+multiforme%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dis%22%5BJournal%5D)">Temozolomide resistance in glioblastoma multiforme.</a> Genes Dis. 3 (3), 198-210 (2016).</li>
<li>Dong, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+strategies+for+brain+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Theranostics%22%5BJournal%5D)">Current strategies for brain drug delivery.</a> Theranostics. 8 (6), 1481-1493 (2018).</li>
<li>Teleanu, D. M., Chircov, C., Grumezescu, A. M., Volceanov, A., Teleanu, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+delivery+methods+using+nanotechnology%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Blood-brain delivery methods using nanotechnology.</a> Pharmaceutics. 10 (4), 268(2018).</li>
<li>Ohta, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigating+the+optimum+size+of+nanoparticles+for+their+delivery+into+the+brain+assisted+by+focused+ultrasound-induced+blood-brain+barrier+opening%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Investigating the optimum size of nanoparticles for their delivery into the brain assisted by focused ultrasound-induced blood-brain barrier opening.</a> Sci Rep. 10 (1), 18220(2020).</li>
<li>Teplyuk, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+potential+of+targeting+microrna-10b+in+established+intracranial+glioblastoma%3A+First+steps+toward+the+clinic%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Therapeutic potential of targeting microrna-10b in established intracranial glioblastoma: First steps toward the clinic.</a> EMBO Mol Med. 8 (3), 268-287 (2016).</li>
<li>Dube, T., Kumar, N., Bishnoi, M., Panda, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual+blood-brain+barrier-glioma+targeting+peptide-poly%28levodopamine%29+hybrid+nanoplatforms+as+potential+near+infrared+phototheranostic+agents+in+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Bioconjug+Chem%22%5BJournal%5D)">Dual blood-brain barrier-glioma targeting peptide-poly(levodopamine) hybrid nanoplatforms as potential near infrared phototheranostic agents in glioblastoma.</a> Bioconjug Chem. 32 (9), 2014-2031 (2021).</li>
<li>Yoo, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+of+nanodrugs+for+mirna+targeting+in+tumor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Nanotechnol%22%5BJournal%5D)">Design of nanodrugs for mirna targeting in tumor cells.</a> J Biomed Nanotechnol. 10 (6), 1114-1122 (2014).</li>
<li>Medarova, Z., Pham, W., Farrar, C., Petkova, V., Moore, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+sirna+delivery+and+silencing+in+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of sirna delivery and silencing in tumors.</a> Nature Medicine. 13 (3), 372-377 (2007).</li>
<li>Chen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Co-administration+of+temozolomide+%28tmz%29+and+the+experimental+therapeutic+targeting+mir-10b%2C+profoundly+affects+the+tumorigenic+phenotype+of+human+glioblastoma+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Mol+Biosci%22%5BJournal%5D)">Co-administration of temozolomide (tmz) and the experimental therapeutic targeting mir-10b, profoundly affects the tumorigenic phenotype of human glioblastoma cells.</a> Front Mol Biosci. 10, 1179343(2023).</li>
<li>Irtenkauf, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+glioblastoma+mouse+orthotopic+xenograft+models+for+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22Compar+Med%22%5BJournal%5D)">Optimization of glioblastoma mouse orthotopic xenograft models for translational research.</a> Compar Med. 67 (4), 300-300 (2017).</li>
<li>Moore, A., Marecos, E., Bogdanov, A., Weissleder, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumoral+distribution+of+iron+oxide+nanoparticles+in+a+rodent+model%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Tumoral distribution of iron oxide nanoparticles in a rodent model.</a> Radiology. 214 (2), 568-574 (2000).</li>
<li>Moore, A., Medarova, Z., Potthast, A., Dai, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+targeting+of+underglycosylated+muc-1+tumor+antigen+using+a+multimodal+imaging+probe%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">In vivo targeting of underglycosylated muc-1 tumor antigen using a multimodal imaging probe.</a> Cancer Res. 64 (5), 1821-1827 (2004).</li>
<li>Yoo, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapy+targeted+to+the+metastatic+niche+is+effective+in+a+model+of+stage+iv+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Therapy targeted to the metastatic niche is effective in a model of stage iv breast cancer.</a> Sci Rep. 7, 45060(2017).</li>
<li>Dadfar, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Iron+oxide+nanoparticles%3A+Diagnostic%2C+therapeutic+and+theranostic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Drug+Deliv+Rev%22%5BJournal%5D)">Iron oxide nanoparticles: Diagnostic, therapeutic and theranostic applications.</a> Adv Drug Deliv Rev. 138, 302-325 (2019).</li>
</ol>

Z.M. i A.M. są współzałożycielami i udziałowcami TransCode Therapeutics Inc. Pozostali autorzy nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.

Decydujące znaczenie dla powodzenia protokołu może mieć kilka kluczowych etapów w różnych metodach walidacji akumulacji nanocząstek w barierze krew-mózg. Począwszy od ortotopowej implantacji komórek GBM, ważne jest, aby linie szwów czaszki były widoczne po wysuszeniu kości; Pomaga to w dokładnym rozmieszczeniu komórek nowotworowych. Do wiercenia w czaszce najlepiej jest lekko docisnąć miejsce wiercenia i rozpocząć wiercenie, aby uzyskać płytki odcisk w kości. Po wykonaniu początkowego znaku i umieszczeniu go we właściwym miejscu łatwiej jest wiercić przy minimalnym poślizgu wiertła. Po przebiciu czaszki należy natychmiast przerwać wiercenie, aby zminimalizować uszkodzenia mózgu. Podczas dożylnego wstrzykiwania nanocząstek i innych środków bardzo ważne jest, aby upewnić się, że w roztworze do wstrzykiwań nie ma pęcherzyków powietrza, aby uniknąć potencjalnie śmiertelnych zatorów powietrza żylnego. Niektóre wskaźniki pomyślnego wejścia do żyły ogonowej zgodnie z tym protokołem to krew pobierana do strzykawki i utrata koloru w żyle ogonowej wokół końcówki igły. W przypadku obrazowania bioluminescencji i fluorescencji ex vivo wyciętych tkanek najlepiej jest pracować szybko, ponieważ sygnał bioluminescencji zaczyna z czasem zanikać. Kinetyka sygnału bioluminescencji może się różnić w zależności od linii komórkowych, dlatego ważne jest, aby zrozumieć konkretne modele.
Niektóre kroki można zmodyfikować, aby pomóc w wykrywaniu lokalizacji nanocząstek. Podczas obrazowania bioluminescencyjnego in vivo zmiany w implantacji komórek nowotworowych i tempie wzrostu guza mogą prowadzić do różnic w sygnale bioluminescencji. W pewnych okolicznościach mysz z najwyższym sygnałem BLI może skrócić czas ekspozycji skanowania, co prowadzi do osłabienia sygnału wykrywanego u innych myszy. W takim przypadku zaleca się kontynuowanie skanowania fluorescencyjnego, aby myszy pozostały w tej samej pozycji do celów kolokalizacji BLI i FLI. Następnie odtwórz obraz pod kątem bioluminescencji po usunięciu myszy, które wykazały sygnał w początkowym skanie BLI. Spowoduje to, że obliczenia czasu ekspozycji będą oparte na tych myszach o niższym sygnale i ostatecznie wykryją guz. Podczas wykonywania obrazów fluorescencyjnych in vivo , lokalizacja nanocząstek w ciele może być lepiej ustalona, pokrywając ogon czarnym papierem, który może mieć wysoki sygnał fluorescencyjny wynikający z obecności resztkowych nanocząstek z iniekcji żyły ogonowej. Idąc podobnym tokiem rozumowania, podczas skanowania fluorescencyjnego ex vivo narządów, obrazowanie samego mózgu może lepiej pokazać lokalizację nanocząsteczki w mózgu i regionie guza, ponieważ nagromadzenie nanocząstki w narządach układu siateczkowo-śródbłonkowego może utrudniać wykrywanie sygnału.
Ograniczeniem tej metody terapeutycznego dostarczania RNA jest ogólnoustrojowa dystrybucja nanocząstek w organizmie. Podobnie jak w przypadku wszystkich innych wstrzyknięć ogólnoustrojowych, środek terapeutyczny jest usuwany z krwiobiegu przez narządy takie jak wątroba, nerki i śledziona, co ostatecznie skutkuje zmniejszonym dostarczaniem nanocząsteczki do obszaru zainteresowania. Aby rozwiązać ten problem, MN-anty-miR10b został zsyntetyzowany z powłoką z usieciowanego dekstranu w celu wydłużenia czasu krążenia w organizmie13. Pomimo wysiłków zmierzających do wydłużenia czasu krążenia i akumulacji poprzez optymalizację struktury nanocząstek, w zależności od konkretnego modelu i stanu choroby może być konieczne wielokrotne wstrzyknięcie nanocząstki w celu znacznej akumulacji w regionie guza.
Dostarczanie cząsteczek terapeutycznych do GBM stanowi poważne wyzwanie ze względu na wysoce selektywną barierę krew-mózg. W wielu badaniach przetestowano pojazdy transportowe oparte na nanocząsteczkach, które ostatecznie są nieskuteczne w penetracji BBB ze względu na swój rozmiar i ładunek 5,6,7. Opisany tutaj konstrukt nanocząstek o długości 25 nm, MN-anty-miR10b, jest w stanie przejść przez tę barierę fizjologiczną i gromadzić się w obszarze guza po wstrzyknięciu systemowym. Ta platforma nanocząstek ma potencjał, aby pośredniczyć w dostarczaniu cząsteczek RNA do GBM i umożliwia monitorowanie akumulacji nośnika za pomocą obrazowania. Biodystrybucja nanocząstek tlenku żelaza przebiega zgodnie z oczekiwanym wzorcem, w którym gromadzą się one w narządach układu siateczkowo-śródbłonkowego w celu ich usunięcia. Podobną biodystrybucję odnotowano w przypadku analogicznych nanocząstek stosowanych do celów obrazowych lub terapeutycznych. Co ważne, w tych poprzednich badaniach nie stwierdzono żadnych oznak powiązanej toksyczności poza celem w głównych narządach, nawet przy dawce 30 mg Fe/kg14,15.
Zaletą tego systemu platformy nanocząstek są możliwości obrazowania in vivo , które pozwalają na nieinwazyjne śledzenie ich akumulacji. Barwnik fluorescencyjny Cy5,5 w bliskiej podczerwieni sprzężony z powłoką dekstranową pozwala na szybkie obrazowanie optyczne w celu wykrycia jego obecności. Oprócz tej modalności, superparamagnetyczny rdzeń nanocząsteczkowy tlenku żelaza MN-anty-miR10b sprawia, że konstrukt ten nadaje się jako środek kontrastowy MRI i reprezentuje rozwijający się obszar teranostyki16. Anatomiczna rozdzielczość rezonansu magnetycznego w połączeniu z kontrastem nanocząstek tlenku żelaza może precyzyjnie pokazać, gdzie nanocząstki gromadzą się w mózgu. Te dwie metody razem umożliwiają przedkliniczne śledzenie platformy nano in vivo w celu monitorowania dostarczania RNA lub innych ładunków przez barierę krew-mózg.

Glejak wielopostaciowy (GBM) to gwiaździak o najwyższym stopniu złośliwości, na który praktycznie nie ma lekarstwa. Rocznie u około 15 000 osób diagnozuje się glejaka, którego mediana przeżycia wynosi około 15 miesięcy, a 5-letni wskaźnik przeżycia wynosi 5%1. W ciągu ostatnich dziesięcioleci nastąpiła marginalna poprawa rokowania, pomimo wielu wysiłków zmierzających do rozwoju opcji terapeutycznych. Obecny standard opieki nad GBM obejmuje maksymalną resekcję chirurgiczną, jeśli jest to możliwe, a następnie radioterapię i chemioterapię2. Temozolomid (TMZ), chemioterapia z wyboru, była najnowszą terapią glejaka, która wykazała znaczną skuteczność kliniczną; jednak co najmniej 50% guzów GBM wykazuje oporność na TMZ<klasa sup = "xref">3. Pomimo tego rygorystycznego schematu terapeutycznego, nadal istnieje znacząca kliniczna potrzeba poprawy terapii glejaka.
Rozwój terapii GBM i innych chorób związanych z mózgiem jest znacznie utrudniony przez selektywną naturę bariery krew-mózg (BBB). Bariera krew-mózg to fizjologiczna bariera składająca się z komórek śródbłonka, perycytów i końców stóp astrocytów, która tworzy półprzepuszczalną błonę między układem krążenia a mózgiem, ograniczając swobodny przepływ cząsteczek i komórek do mózgu4. Chociaż chroni w normalnej fizjologii i ma kluczowe znaczenie dla homeostazy mózgu, bariera krew-mózg zapobiega wielu terapiom przed dotarciem do mózgu, komplikując leczenie GBM. Wysiłki mające na celu usprawnienie dostarczania środków terapeutycznych do GBM doprowadziły do opracowania pojazdów dostarczających opartych na nanocząsteczkach, ukierunkowanego ulepszenia dostarczania leków za pośrednictwem ultradźwięków oraz dostarczania leków za pośrednictwem receptorów5,6.
Nanocząsteczki okazały się obiecującym medium do opracowywania terapii dla niezliczonych chorób, w tym nowotworów. Podjęto próbę zastosowania nanocząstek do celów obrazowania i terapeutycznych w GBM przy użyciu różnych konstruktów nanocząstek7,8. Koncentrując się na dostarczaniu leków do GBM w połączeniu z obrazowaniem in vivo dostawy, proponowane podejście wykorzystuje nanocząstki magnetyczne (MN) składające się z rdzenia z tlenku żelaza i pokryte dekstranem w celu zapewnienia stabilności. Właściwości magnetyczne tych nanocząstek pozwalają na ich wykrycie za pomocą rezonansu magnetycznego (MR), podczas gdy prosta chemia koniugacji z aminowaną powłoką dekstranu pozwala na koniugację terapeutycznych ugrupowań, takich jak cząsteczki RNA, dodatkowe ugrupowania celujące lub ugrupowania obrazowania (takie jak barwnik optyczny bliskiej podczerwieni Cy5.5)9,10. Oprócz możliwości obrazowania, nanoplatforma jest w stanie wydłużyć okres półtrwania terapii RNA poprzez ochronę oligonukleotydu przed endogennymi nukleazami, poprawiając dostarczanie terapeutyczne. W artykule przedstawiono zastosowanie tej nanoplatformy do dostarczania in vivo terapeutycznych oligonukleotydów (określanych jako MN-anty-miR10b) do GBM, monitorowanych za pomocą obrazowania in vivo. Wcześniej zdolność tej nanoplatformy do akumulacji została zademonstrowana w komórkach GBM in vitro, powodując znaczną utratę żywotności komórek nowotworowych11. Przed przeprowadzeniem terapeutycznych badań in vivo konieczne jest zademonstrowanie in vivo dostarczania tej nanoplatformy do guzów GBM na modelach zwierzęcych. Aby to osiągnąć, stworzono ortotopowe modele zwierzęce GBM, a następnie przeprowadzono dożylne podanie konstruktu, a następnie obrazowanie in vivo. Poniżej przedstawiono protokoły tych badań wykazujące akumulację w regionie nowotworu potwierdzoną obrazowaniem in vivo i mikroskopią ex vivo.

<table><tbody><tr><td>Atymiczne nagie myszy "J:NU"</td><td>Jackson Laboratory</td><td>RRID:IMSR_JAX:007850</td><td>Model myszy z obniżoną odpornością</td></tr><tr><td>0,25% Trypsyna</td><td>Gibco</td><td>25200-056</td><td>Odczynnik do hodowli komórkowych do U251</td></tr><tr><td>1,7 ml probówki mikrowirówkowej</td><td>DOT Scientific</td><td>RN1700-GMT</td><td>Do pobierania tkanek</td></tr><tr><td>10 i mikro; L, Strzykawka do nerwicy, model 1701 RN, rozmiar 33, Point Style 4</td><td>Hamilton</td><td>65460-06</td><td>Strzykawka do wewnątrzczaszkowej implantacji komórek nowotworowych</td></tr><tr><td>3M Vetbond</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td>Klej tkankowy do zamykania pola operacyjnego</td></tr><tr><td>4% Paraformaldehyd&nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>J199943-K2</td><td>Roztwór utrwalający tkanki</td></tr><tr><td>70% chusteczka nasączona alkoholem izopropoylowym</td><td>Cardinal</td><td>MW-APL</td><td>Miejscowa chusteczka antyseptyczna do implantacji guza i iniekcji żyły ogonowej</td></tr><tr><td>Aperio Versa</td><td>Leica</td><td></td><td>Do skanowania poplamionych preparatów z wycinków tkanek</td></tr><tr><td>Betadine Surgical Scrub</td><td>Purdue</td><td>6761815101</td><td>Miejscowy środek antyseptyczny do implantacji guza</td></tr><tr><td>BioSpec 70/30</td><td>Bruker</td><td></td><td>Skaner rezonansu magnetycznego</td></tr><tr><td>Wosk kostny</td><td>Medline</td><td>DYNJBW25</td><td>Wosk kostny do uszczelniania miejsca implantacji</td></tr><tr><td>Zadziory do Micro drill</td><td>F.S.T.</td><td>19007-05</td><td>Frez wiertarski używany do wykonywania otworu w czaszce w celu implantacji guza</td></tr><tr><td>DAPI Fluoromount-G</td><td>SouthernBiotech</td><td>0100-20</td><td>Pożywka do mocowania tkanek zawierająca barwnik DAPI</td></tr><tr><td>Dulbecco' s Zmodyfikowana pożywka Eagle (DMEM)</td><td>Gibco</td><td>11995-065</td><td>Pożywka do hodowli komórkowych do U251</td></tr><tr><td>Extra Fine Graefe Kleszcze</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Sugiczne narzędzie do implantacji guza</td></tr><tr><td>Surowica bydlęca płodu</td><td>Corning</td><td>35-010-CV</td><td>Pożywka do hodowli komórkowych suplement do</td></tr><tr><td>cienkich nożyczek U251 - Sharp 10.5 cm</td><td>FST</td><td>14060-10</td><td>Sugical tool for nowotwór implantacji guza</td></tr><tr><td>Glydo (Lidocaine)</td><td>Sagent</td><td>673-76</td><td>Miejscowy środek przeciwbólowy do miejsca operowanego</td></tr><tr><td>Ideal Micro Drill</td><td>CellPoint Scientific</td><td>67-1200A</td><td>Wiertło używane do wykonywania otworu w czaszce w celu implantacji guza</td></tr><tr><td>Strzykawka insulinowa 1CC 29G X 1/2</td>" <td>Becton, Dickinson</td><td>324704</td><td>Strzykawka do wstrzykiwań D-Lucyferyny i wstrzykiwań do żyły ogonowej nanocząstki</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Covetrus</td><td>11695067772</td><td>Anethesia</td></tr><tr><td>Waporyzator izofluranowy</td><td>SOMNI Scientific</td><td>VS6002</td><td>Aparat anestezjologiczny</td></tr><tr><td>IVIS SpectrumCT System obrazowania in vivo</td><td>PerkinElmer/Revvity</td><td>128201</td><td>Skaner obrazowania bioluminescencyjnego i fluorescencyjnego</td></tr><tr><td>IVISbrite D-Lucyferin Sól potasowa</td><td>PerkinElmer/Revvity</td><td>122799-100MG</td><td>Podłoże do obrazowania bioluminescencyjnego</td></tr><tr><td>Ketaset (Ketamina)</td><td>Zoetis</td><td>10004027</td><td>Znieczulenie do chirurgii implantacji guza</td></tr><tr><td>Ketofen (Ketoprofen)</td><td>Zoetis</td><td>10004031</td><td>Środek przeciwbólowy do chirurgii implantacji guza</td></tr><tr><td>Leica CM1950</td><td>Leica</td><td>CM1950</td><td>Do kriosekcji próbek osadzonych w OCT</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td>Odczynnik do hodowli komórkowych i roztwór do zawieszania komórek do implantacji U251</td></tr><tr><td>Penicylina-streptomycyna</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td>Antybiotyk do pożywek do hodowli komórkowych U251</td></tr><tr><td>Puralube maść weterynaryjna</td><td>MWI Veterinary</td><td>27505</td><td>Maść okulistyczna do oczu do ochrony podczas implantacji guza</td></tr><tr><td>Linijka</td><td>FST</td><td>18000-30</td><td>Służy do pomiaru miejsca wiercenia pod kątem implanacji</td></tr><tr><td>Tissue-Tek Cryomold&nbsp; Pośrednia 15 x 15 x 5 mm</td><td>Sakura</td><td>4566</td><td>Forma do pobierania próbek tkanek</td></tr><tr><td>Tissue-Tek&nbsp;O.C.T. Compound</td><td>Sakura</td><td>4583</td><td>Środek zamrażający do pobierania próbek tkanek</td></tr><tr><td>U-251 MG linia komórkowa ludzka</td><td>Millapore Sigma</td><td>9063001</td><td>Ludzka linia komórkowa</td></tr><tr><td>glejaka Ksylazyna Roztwór do wstrzykiwań, 100 mg / ml</td><td>Covetrus</td><td>1XYL006</td><td>Paralityk do operacji implantacji guza</td></tr></tbody></table>

dostarczanie nanocząstek ładunku oligonukleotydowego w modelu zwierzęcym glejaka wielopostaciowego

Nanoparticle Delivery of an Oligonucleotide Payload in a Glioblastoma Multiforme Animal Model

Glejak wielopostaciowy (GBM) jest najczęstszą i najbardziej agresywną formą pierwotnego nowotworu złośliwego mózgu, na który nie ma lekarstwa. Bariera krew-mózg jest istotną przeszkodą w dostarczaniu terapii GBM. Opisano tutaj sterowaną obrazem, opartą na tlenku żelaza nano platformę terapeutyczną, zdolną do ominięcia tej fizjologicznej bariery ze względu na rozmiar i akumulacji w regionie guza, dostarczając swój ładunek. Ta nanoplatforma o długości fali 25 nm składa się z usieciowanych nanocząstek tlenku żelaza pokrytych dekstranem, znakowanych barwnikiem fluorescencyjnym Cy5.5 i zawierających oligonukleotyd antysensowny jako ładunek. Magnetyczny rdzeń z tlenku żelaza umożliwia śledzenie nanocząstek za pomocą rezonansu magnetycznego in vivo, podczas gdy barwnik Cy5.5 umożliwia śledzenie za pomocą obrazowania optycznego. Niniejszy raport szczegółowo opisuje monitorowanie akumulacji tej platformy nanocząstek (określanej jako MN-anty-miR10b) w ortotopowo zagnieżdżonych guzach glejaka po wstrzyknięciu dożylnym. Ponadto zapewnia wgląd w dostarczanie oligonukleotydów RNA in vivo, problem, który utrudnia translację terapii RNA do praktyki klinicznej.

Zsyntetyzowano i scharakteryzowano MN-anti-miR10b zgodnie z wcześniejszym opisem11Transmisyjna mikroskopia elektronowa MN-anti-miR10b obrazuje morfologię i polidyspersyjność nanoplatformy (Rycina 1B)Ta nanoplatforma ma średnią wielkość 25,12 ± 0,34 nm oraz potencjał zeta wynoszący 13,18 ± 1,47 mV. (Rysunek 1C,D)W badaniach tych myszy nude athymic poddano ortotopowej implantacji ludzkich komórek glejaka U251 zgodnie z opisanym powyżej protokołem. Systemowe wstrzyknięcia dożylne MN-anti-miR10b wykonano w dawce 20 mg Fe/kg. Myszy uśmiercono, a tkanki pobrano 7 dni po podaniu ostatniej dawki nanoleku. Sygnały fluorescencji Cy5.5 oraz bioluminescencji u myszy, którym wstrzyknięto MN-anti-miR10b, wykazały wyraźną kolokalizację. (Rycina 2A,B), co wskazuje na dostarczenie nanocząsteczek do guza, podczas gdy u myszy kontrolnych nie zaobserwowano sygnału fluorescencji. Ex vivo obrazowanie fluorescencyjne wykazało lokalizację nanocząsteczek w głównych narządach wydalniczych, takich jak wątroba i nerki, co jest oczekiwane w przypadku tego typu nanocząsteczek (Rycina 2C)W oddzielnym badaniu myszom ortotopowo zaimplantowano komórki GBM, jak opisano powyżej, a następnie poddano je in vivo Obrazowanie MR. T2* obrazy ważone a T2* mapy uzyskano przed podaniem nanocząsteczek oraz 24 h po jednorazowej dawce 20 mg Fe/kg. Charakterystyczny spadek T2 sygnał MRI z odpowiednim ważeniem wykazuje potencjał MN-anti-miR10b jako środka kontrastowego w MRI do pokonywania bariery krew-mózg oraz jego akumulację w obszarze guza (Rycina 3)Następnie in vivo obrazowanie, w celu dalszej weryfikacji dostarczenia nanocząsteczek do guza przeprowadzono mikroskopię fluorescencyjną. Zgodnie z powyższym opisem, tkanki pocięto i przygotowano do mikroskopii z barwieniem DAPI. W obszarze guza zaobserwowano sygnał fluorescencji Cy5.5, co potwierdziło dostarczenie nanocząsteczek. (Rycina 4).
<img alt="Schemat nanocząsteczek i wykresy rozkładu wielkości; rdzeń z tlenku żelaza z LNA anti-miR-10b." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66986/66986fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Charakterystyka MN-anti-miR10b. (A) Schematyczna struktura MN-anti-miR10b. Nanoplatforma składa się z rdzenia z tlenku żelaza pokrytego dekstranem, znakowanego barwnikiem optycznym Cy5.5 i sprzężonego z terapeutycznym oligonukleotydem (anti-miR10b). Utworzone za pomocą BioRender.com. (B) Transmisyjna mikroskopia elektronowa MN-anti-miR10b. (C) Rozmiar hydrodynamiczny kompleksu wynosi 25.12 ± 0.34 nm. (D) Potencjał zeta MN-anti-miR10b wynosi 13.18 ± 1.47 mV. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66986/66986fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Obrazowanie bioluminescencyjne; badanie fluorescencyjne; wyniki u myszy MN, PBS; wizualizacja guza." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66986/66986fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rysunek 2. In vivo i ex vivo badania w modelu GBM. (A) In vivo obrazowanie bioluminescencyjne (po lewej) oraz obrazowanie fluorescencyjne (po prawej) wykazują ko-lokalizację sygnału nanocząstek magnetycznych w obszarze guza. (B) Ex vivo obrazowanie bioluminescencyjne i fluorescencyjne wyciętych mózgów potwierdza ko-lokalizację sygnału. (C) Biodystrybucja w narządach wykazuje akumulację w głównych narządach eliminacji. B: mózg; H: serce; Lu: płuca; Li: wątroba; S: śledziona; K: nerki; M: mięśnie; (n=6 dla wszystkich grup). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66986/66986fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Analiza MRI T2*; obrazy przed i po wstrzyknięciu z obrazowaniem T2*W i mapą T2* do oceny tkanek." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66986/66986fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. In vivo MRI w modelu GBM. Obrazy ważone T2* (górny rząd) i mapy T2* (dolny rząd) uzyskane przed (lewo) i 24 h po wstrzyknięciu (prawo) MN-anti-miR10b. Spadek intensywności sygnału na obrazie po wstrzyknięciu wskazuje na akumulację tlenku żelaza (n=3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66986/66986fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Mikroskopia fluorescencyjna PBS vs. MN; porównanie rozkładu komórek i intensywności sygnału." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66986/66986fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4. Ex vivo mikroskopia fluorescencyjna tkanek nowotworowych. Reprezentatywne obrazy mikroskopowe pokazują akumulację nanocząsteczek. Niebieski - DAPI, purpurowy - Cy5.5. Pasek skali = 100 µm; (n=6 dla wszystkich grup). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66986/66986fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Bariera krew-mózg jest znaczącą przeszkodą w dostarczaniu terapii glejaka, choroby, na którą nie ma lekarstwa. W tym miejscu przedstawiamy sterowaną obrazem in vivo terapeutyczną platformę nano tlenku żelaza, która może ominąć tę fizjologiczną barierę ze względu na rozmiar i gromadzić się w guzie.

Dostarczanie nanocząstek ładunku oligonukleotydowego w modelu zwierzęcym glejaka wielopostaciowego

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most common and aggressive form of primary brain malignancy for which there is no cure. The blood-brain barrier is a ...

Nasze badania koncentrują się na rozwoju terapii przeciwnowotworowych z wykorzystaniem naszej platformy dostarczania nanocząstek tlenku żelaza. Zaletą naszej nanoplatformy jest jej zdolność do przekraczania bariery krew-mózg i kumulowania się w guzie, dostarczając środki terapeutyczne. Celem jest dodanie do małego arsenału dostępnych terapii glejaka.Bariera krew-mózg stanowi wyzwanie w dostarczaniu leków do glejaka. Wiele związków nie jest w stanie przekroczyć bariery, co sprawia, że ogólnoustrojowe podawanie leków do leczenia glejaka jest prawie niemożliwe. Obecnie dostępne ogólnoustrojowe metody leczenia tej choroby mają wiele toksyczności poza celem.Nasza nanoplatforma pokonuje to ograniczenie, pomagając terapeutycznym cząsteczkom przenikać przez barierę krew-mózg. Dostarczanie terapeutycznego oligonukleotydu do miejsca guza może być monitorowane za pomocą różnych metod obrazowania, co czyni go narzędziem o znaczeniu klinicznym. Modułowy charakter nanoplatformy pozwala na opracowywanie terapii dostosowanych do indywidualnych potrzeb, oferując elastyczność w rozwiązywaniu problemów związanych z ogromną heterogenicznością molekularną podtypów glejaka.To podejście medycyny precyzyjnej, z doskonałą penetracją bariery krew-mózg, pozwala nam rozszerzyć ograniczone opcje terapeutyczne. Na początek zważ mysz i oblicz objętość nanocząstki magnetycznej, anty-mikroRNA-10b, którą należy podać w dawce 20 miligramów żelaza na kilogram w glejaku wielopostaciowym. Bez wprowadzania pęcherzyków należy przygotować strzykawkę o rozmiarze 28 z dawką nanocząstek magnetycznych anty-microRNA-10b.Wysterylizuj ogon myszy chusteczką z 70% izopropanolem. Po wysuszeniu obróć ogon, aby ustawić boczne żyły ogonowe na szczycie ogona. Następnie włóż igłę do ogonka i odciągnij tłok, aby wytworzyć podciśnienie, kontynuuj wprowadzanie igły, aż krew dostanie się do strzykawki.Powoli wstrzyknąć roztwór nanocząstek magnetycznych i wycofać igłę po całkowitym podaniu. Uciskać miejsce wstrzyknięcia gazą, aż do ustania krwawienia. 24 godziny po wstrzyknięciu nanocząstki magnetycznej anty-microRNA-10b zważ mysz i oblicz objętość D-Lucyferyny do podania w dawce 150 miligramów na kilogram.Przygotować strzykawkę o rozmiarze 28 rozmiarów, której objętość chroni roztwór przed bezpośrednim światłem. Po znieczuleniu delikatnie potrząśnij myszą, aby uniknąć dalszego uszkodzenia pola operacyjnego i wstrzyknij dawkę D-Lucyferyny dootrzewnowo. Poczekaj, aż mysz się zregeneruje i odczekaj 10 minut przed obrazowaniem.Po przygotowaniu systemu obrazowania in vivo lub skanera IVIS należy położyć czarną matę o niskiej fluorescencji na stoliku do obrazowania i skonfigurować matrycę stożka nosowego do obrazowania. W oprogramowaniu kliknij kreatora obrazowania, a następnie wybierz obrazowanie bioluminescencyjne, a następnie otwórz filtr. Na następnym ekranie wybierz temat obrazowania i pole widzenia.Umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej na skanerze IVIS. Kliknij przycisk Uzyskaj sekwencję i korzystając z ustawień automatycznej ekspozycji z minimalnym progiem sygnału wynoszącym 3 000 zliczeń, uchwyć obraz w celu lokalizacji komórek glejaka U251 znakowanych lucyferazy. Następnie w kreatorze obrazowania wybierz Fluorescencja, a następnie Filtrowana para z epi-iluminacją.Na następnym ekranie wybierz sondę CY5.5. Wybierz obiekt obrazowania i pole widzenia. Korzystając z ustawień automatycznej ekspozycji z minimalnym progiem sygnału wynoszącym 6 000 zliczeń, uchwyć obraz w celu lokalizacji nanocząstek magnetycznych anty-microRNA-10b.Umieść znieczuloną mysz na brzuchu na łóżku do rezonansu magnetycznego. Unieruchom i ustaw głowę do skanowania za pomocą paska do gryzienia i nauszników. Zainstaluj nasmarowaną sondę temperatury doodbytniczej i upewnij się, że działa monitorowanie oddychania i temperatury.Umieść cewkę mózgu myszy nad głową, dopasowując kołki na łożu myszy do otworów w cewce, a następnie przyklej cewkę na miejscu, aby zmniejszyć ruch podczas skanowania. Umieść małą podkładkę cyrkulacyjną ciepłej wody na górze myszy, aby utrzymać temperaturę ciała. Przesuń mysz i stół obrazowania w odpowiednie miejsce do skanowania.W oprogramowaniu do akwizycji rozpocznij krok konfiguracji chybotania, aby dostroić i dopasować cewki MRI. Upewnij się, że ścieżka jest wyśrodkowana i tak głęboko, jak to możliwe. Uzyskaj trójpłaszczyznowy skan lokalizacyjny mózgu.Korzystając z następujących parametrów, uzyskaj dwuwymiarowe skany ważone T2 w celu wykrycia guza. Uzyskaj mapę B0 całego mózgu, aby obliczyć zlokalizowaną podkładkę za pomocą narzędzia Map Shim. Użyj trójwymiarowych obrazów ważonych T2*, aby zobrazować nanocząstki.Przy następujących parametrach należy uzyskać mapę T2*, aby uzyskać dalsze obrazowanie nanocząstek, wykorzystując dwuwymiarowy obraz ważony T2 jako odniesienie do umieszczenia skanu nad guzem. Uzyskuj 10 obrazów pozytywnego echa z pięciomilisekundowym odstępem czasu echa. W eksperymentalnym punkcie końcowym zważyć mysz i obliczyć objętość D-Lucyferyny do podania w dawce 150 miligramów na kilogram.Obrazowanie bioluminescencyjne na żywo należy przeprowadzić 10 minut po wstrzyknięciu, zgodnie z wcześniejszym opisem. Umieść szalkę Petriego z wyciętym mózgiem myszy poddanej eutanazji w skanerze IVIS. Zobrazuj mózg zarówno za pomocą modalności bioluminescencji, jak i fluorescencji, używając tych samych ustawień akwizycji, co obrazowanie in vivo.Sygnały fluorescencji i bioluminescencji CY5.5 w nanocząstkach magnetycznych, którym wstrzyknięto anty-mikroRNA-10b, wykazały wyraźną kolokalizację, wskazując na dostarczenie nanocząstek do guza, podczas gdy myszy kontrolne nie wykazały sygnału fluorescencji. Obrazowanie fluorescencyjne ex vivo wykazało lokalizację nanocząstek w głównych narządach klirensowych, takich jak wątroba i nerki. Charakterystyczny spadek sygnału MRI zależnego od T2 pokazuje potencjał nanocząstek magnetycznych anty-mikroRNA-10b jako środka kontrastowego MRI do przekraczania bariery krew-mózg i jej akumulacji w obszarze guza.Na początek wyjmij szybko zamrożony mózg przechowywany w związku o optymalnej temperaturze cięcia z magazynu o temperaturze 80 stopni Celsjusza i umieść go w komorze kriostatu. Pozwól próbkom ogrzać się do temperatury w komorze. Za pomocą obosiecznej maszynki do golenia przeciąć mózg w miejscu wstrzyknięcia.Zamontuj próbkę na tarczy próbki, używając niewielkiej ilości optymalnej temperatury cięcia. Zastosuj wystarczający nacisk za pomocą schłodzonego ciężarka wewnątrz komory, aby stabilnie zamocować próbkę. Przesuń zamontowaną próbkę i krążek próbki na głowicę próbki.Przytnij tkankę na żądaną głębokość, wykonując odcinki o długości 20 mikrometrów. Po osiągnięciu żądanej głębokości wyreguluj kriostat tak, aby pobierał próbki o długości od pięciu do siedmiu mikrometrów. Następnie zamontuj sekcje na wstępnie oznaczonym szkiełku.Zamocuj skrawki w 4% paraformaldehydzie na 15 minut. Po utrwaleniu przepłukać szkiełko trzykrotnie DPBS. Na szkiełko nanieść 40-mikrolitrową kroplę podłoża montażowego zawierającego DAPI.Ostrożnie umieść szklane szkiełko nakrywkowe na wierzchu podłoża. Pod mikroskopią fluorescencyjną uwidocznij tkankę za pomocą DAPI i CY5.5 W mikroskopii fluorescencyjnej ex vivo tkanek nowotworowych obserwowany sygnał fluorescencyjny CY5.5 potwierdził dostarczenie nanocząstek magnetycznych.

nanoparticle-delivery-an-oligonucleotide-payload-glioblastoma

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Insonacja mikropęcherzyków jest obiecującą strategią ablacji guzów przy zredukowanej średniej mocy akustycznej, a także ukierunkowanego dostarczania leków. Celem niniejszego badania jest opracowanie strategii impulsowania ultradźwiękami o niskim cyklu pracy oraz nanonośników w celu maksymalizacji nietermicznej ablacji mikro naczyniowej i dostarczania ładunku do podskórnych glejaków C6.

Porównanie ukierunkowanego leczenia glejaków u myszy z wykorzystaniem ultradźwięków poprzez dostarczanie nanocząsteczek z lekiem oraz ablację mikro naczyniową

Zacznij od mysiego modelu glejaka, inwazyjnego guza mózgu.Na obrzeżach guza bariera krew-mózg (BBB) pozostaje nienaruszona, a komórki śródbłonka tworzą ścisłe połączenia, które regulują wejście molekularne.Mysz jest wyposażona w światłowód montowany na głowie, który dostarcza światło laserowe.Podaj laser na podczerwień o niskiej intensywności, który przenika przez skórę i czaszkę, aby dotrzeć do mózgu.Laser wzbudza tlen cząsteczkowy w komórkach mózgowych, wytwarzając reaktywne formy tlenu (ROS).

Indukowane laserowo przerwanie bariery krew-mózg w celu dostarczania liposomów do mysiego modelu glejaka

Źródło: Kim, B. D., et al. Dostarczanie nanocząstek ładunku oligonukleotydowego w modelu zwierzęcym glejaka wielopostaciowego. J. Vis. Exp. (2024)Ten film pokazuje dożylne wstrzyknięcie terapeutycznych nanocząstek myszy z glejakiem. Metoda umożliwia celowane dostarczanie przez barierę krew-mózg i wspiera nieinwazyjne obrazowanie w celu oceny biodystrybucji nanocząstek i skuteczności terapeutycznej w guzach mózgu.

Dożylne podawanie terapeutycznych nanocząstek w modelu glejaka mysiego

Ten film demonstruje donosowe dostarczanie terapeutycznych nerwowych komórek macierzystych załadowanych wirusem onkolitycznym do mysiego modelu z guzem mózgu. Nieinwazyjne donosowe podawanie komórek macierzystych omija barierę krew-mózg, ułatwiając ich dostarczenie do miejsca guza w mózgu w celu zastosowania terapeutycznego.

Donosowe dostarczanie terapeutycznych nerwowych komórek macierzystych (NSC) w modelu mysim: procedura ukierunkowanego na nowotwór dostarczania NSC załadowanych wirusem onkolitycznym do mysiego modelu zawierającego guz mózgu

Ustaliliśmy korowy model glejaka ortotopowego u myszy do przyżyciowej mikroskopii dwufotonowej, który podsumowuje ograniczenia biofizyczne, które normalnie występują podczas wzrostu guza. Przewlekłe szklane okienko zastępujące czaszkę nad guzem umożliwia śledzenie postępu guza w czasie za pomocą mikroskopii dwufotonowej.

Ortotopowy mysi model glejaka wielopostaciowego utrzymujący fizyczne ograniczenia miąższu mózgu i nadający się do przyżyciowej mikroskopii dwufotonowej

Komórki macierzyste są obiecującymi nośnikami terapeutycznymi w leczeniu guzów mózgu ze względu na ich wewnętrzny tropizm nowotworowy. Nieinwazyjne donosowe podawanie komórek macierzystych omija barierę krew-mózg i wykazuje duży potencjał w zakresie translacji klinicznej. W artykule podsumowano podstawowe zasady podawania donosowych komórek macierzystych w mysim modelu glejaka.

Donosowe podawanie terapeutycznych komórek macierzystych do glejaka w modelu mysim

Tutaj prezentujemy protokół przygotowania i stereotaktycznego podawania allogenicznych ludzkich limfocytów u myszy z niedoborem odporności z ortotopowymi ludzkimi pierwotnymi guzami mózgu. Badanie to dostarcza dowodów na słuszność koncepcji zarówno wykonalności, jak i skuteczności przeciwnowotworowej immunoterapii komórkowych dostarczanych do mózgu.

Stereotaktyczny transfer adoptywny cytotoksycznych komórek odpornościowych w mysich modelach ortotopowego ludzkiego glejaka wielopostaciowego ksenoprzeszczepów

Ukierunkowanie leków na nowotwory ośrodkowego układu nerwowego jest dużym wyzwaniem. W tym miejscu opisujemy protokół wytwarzania in vitro naśladującego barierę nowotworową krew-mózg przy użyciu komórek mysich i / lub ludzkich oraz omawiamy ich znaczenie dla przewidywalności celowania w nowotwór ośrodkowego układu nerwowego in vivo.

Przewidywanie dostarczania ładunków in vivo przy użyciu bariery krew-mózg w naczyniu

Przerzuty do mózgu są przyczyną ciężkiej zachorowalności i śmiertelności u pacjentów z rakiem. Większość mysich modeli przerzutów do mózgu jest skomplikowana przez przerzuty ogólnoustrojowe, mylące analizę śmiertelności i wyników interwencji terapeutycznej. Przedstawiono tutaj protokół wewnętrznego wstrzykiwania komórek rakowych do tętnicy szyjnej, który wytwarza spójne guzy wewnątrzczaszkowe z minimalnymi guzami ogólnoustrojowymi.

Modelowanie przerzutów do mózgu poprzez wstrzyknięcie komórek rakowych do tętnicy szyjnej wewnętrznej

Wykorzystanie immunokompetentnego, autochtonicznego modelu nowotworu napędzanego przez typowe mutacje pacjentów do testów przedklinicznych jest kluczowe dla testów immunoterapeutycznych. Protokół ten opisuje metodę generowania mysich modeli guza mózgu przy użyciu opartego na elektroporacji dostarczania plazmidowego DNA, które reprezentują typowe mutacje pacjentów, zapewniając w ten sposób dokładny, powtarzalny i spójny model myszy.

Modelowanie guzów mózgu in vivo przy użyciu opartego na elektroporacji dostarczania plazmidowego DNA reprezentującego sygnatury mutacji pacjenta

Prezentujemy nowatorskie podejście do dwufotonowej mikroskopii dostarczania przez nowotwór znakowanych fluorescencyjnie nanocząstek tlenku żelaza do glejaka w modelu mysim.

Dwufotonowa mikroskopia przyżyteczna glejaka w modelu mysim

Poznaj metodę dostarczania nanocząstek tlenku żelaza z oligonukleotydami terapeutycznymi w modelu glejaka wielopostaciowego. Ta technika pokonuje barierę krew-mózg i umożliwia akumulację leków w guzie.

Dostarczanie nanocząstek ładunku oligonukleotydowego w modelu zwierzęcym glejaka wielopostaciowego

Przeglądaj więcej filmów