Ocena wpływu czynników wzrostu na produkcję chlorofilów a i b z mikroalg

Nasz projekt ocenia, w jaki sposób kontrola czynnika wzrostu wpływa na produkcję biotechnologicznie istotnych metabolitów wtórnych, takich jak chlorofil, z mikroalg, takich jak Chlorella sorokiniana i Haematococcus pluvialis, w różnych skalach. Skupiliśmy się na ustaleniu metody analitycznej do ilościowego oznaczania chlorofilów w mikroalgach. Niektóre z pojawiających się technologii postępu w tej historycznej dziedzinie to modelowanie i optymalizacja procesów przy użyciu technik obliczeniowych.

Jednak w celu ich przeprowadzenia konieczne jest uzyskanie eksperymentalnych informacji na temat zachodzących procesów. Czynnikami wzrostu ocenianymi w Chlorella sorokiniana, które mają największy wpływ na produkcję chlorofilu, są barwa światła i przepływ dopływu dwutlenku węgla. Zmieniające się natężenie światła nie wpływa znacząco na wytwarzanie tego metabolitu.

Odkrycia w tej dziedzinie badań można posunąć naprzód poprzez wdrożenie czynników wzrostu, które indukują mikroalgi do zwiększenia produkcji metabolitów wtórnych w połączeniu z szybkimi, prostymi i niezawodnymi technikami analizy. Nasza praca dostarcza nam wskazówek do badania i zrozumienia procesów biochemicznych i energetycznych przeprowadzanych przez mikroalgi z różnymi podłożami, oceniając wpływ zmiennych środowiskowych w celu optymalizacji produkcji masy i związków komórkowych do różnych zastosowań. Na początek zaszczep kolbę zawierającą jeden litr pożywki wzrostowej Chlorella sorokiniana o przybliżonym stężeniu trzy razy 10 do mocy sześciu komórek na mililitr.

Inkubować zaszczepioną kolbę pod czerwonym źródłem światła o natężeniu 3 600 do 4 200 luksów, utrzymując temperaturę między 22 a 26 stopni Celsjusza. Kolbę należy mieszać ręcznie co 24 godziny podczas siedmiodniowej inkubacji. W sterylnym środowisku przenieś 10 mililitrów kultury do 15-mililitrowej stożkowej probówki i odwiruj ją w temperaturze 3000 G przez 20 minut w temperaturze od 25 do 30 stopni Celsjusza.

Następnie usuń supernatant z probówki wirówkowej i wciągnij biomasę do sterylnej stożkowej probówki wirówkowej o pojemności 50 mililitrów. Zmierz gęstość optyczną inokulum przy 550 nanometrach, aby określić stężenie komórek mikroglonów przed przechowywaniem go w temperaturze od trzech do czterech stopni Celsjusza do wykorzystania w przyszłości. Na początek przygotuj inokulum do zbadania kinetyki wzrostu Chlorella sorokiniana i Haematococcus pluvialis.

Przygotować wymaganą objętość sterylnej pożywki hodowlanej zgodnie ze standardowymi procedurami laboratoryjnymi. Skonfiguruj źródło światła zarówno dla bioreaktora fotograficznego, jak i kolby do żądanego spektrum kolorów. Zakryj oba systemy, aby zapobiec zakłóceniom światła zewnętrznego.

Po dostosowaniu ustawień okresu fotograficznego podłącz system napowietrzania dwutlenku węgla do bioreaktora fotograficznego, aby dostarczać dwutlenek węgla przez 12 godzin do chlorelli. Następnie zaszczep naczynie hodowlane, aby osiągnąć początkową gęstość komórek 300 000 komórek na mililitr lub gęstość optyczną 0,180 przy 550 nanometrach. Próbki z hodowli należy pobierać w regularnych odstępach czasu 12 godzin w przypadku Chlorella sorokiniana i ośmiu godzin w przypadku Haematococcus pluvialis.

Umieść 40 mililitrów próbki w plastikowej stożkowej probówce wirówkowej. Odwirować probówkę o stężeniu 3000 G przez 20 minut w temperaturze 15 stopni Celsjusza. Zdekantować supernatant i dodać trzy mililitry 90% czystego roztworu acetonu w celu ponownego zawieszenia komórek.

Następnie przenieś komórki do szklanej rurki pokrytej folią aluminiową, aby zapobiec utlenianiu i wymieszaj za pomocą wiru. Zawiesinę próbki należy poddać sonikacji w łaźni lodowej przez dwa cykle po pięć minut każdy, a następnie pozostawić próbkę w temperaturze czterech stopni Celsjusza na 16 godzin. Po spoczynku ponownie poddać próbkę sonikacji przez dwa cykle po pięć minut każdy w tych samych warunkach i odwirować próbkę w temperaturze 3000 G przez 20 minut w temperaturze 15 stopni Celsjusza.

Oddziel ekstrakt pigmentowy za pomocą pipety Pasteura i przenieś go do innej czystej probówki chronionej przed światłem. Następnie umieść ekstrakt pigmentowy w komórce kwarcowej i odczytaj go w spektrofotometrze o długości 630, 647 i 664 nanometrów. Oblicz stężenia chlorofilu za pomocą równania.

Zawartość chlorofilu w Chlorella sorokiniana była najwyższa w leczeniu w warunkach wysokiego dodatku dwutlenku węgla, fioletowego światła i dużego natężenia światła. Wykres głównych efektów pokazał, że natężenie światła miało niższy efekt w porównaniu z efektami dwutlenku węgla i fioletowego światła. U Chlorella sorokiniana, przez cały czas trwania eksperymentu obserwowano stały wzrost chlorofilu a i b, przy czym chlorofil a przewyższał chlorofil b po 50 godzinach.

Spadek stężenia chlorofilu zaobserwowano w Haematococcus pluvialis po 50 godzinach, przy czym chlorofil b znacznie się zmniejszył, podczas gdy chlorofil a pozostał wyższy.