Name: Nowatorska technika chirurgiczna w modelu owcy do implantacji przeszczepu cewki moczowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 45 s
Description: Poznaj nową technikę implantacji przeszczepu cewki moczowej w modelu owcy. Metoda umożliwia testowanie materiałów syntetycznych w leczeniu nietrzymania moczu u kobiet poprzez badanie reakcji tkanek in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Pani Sahar Salem, Asystentce Naukowej, za jej cenny udział w zabiegach chirurgicznych.

Szpitalna Komisja Rewizyjna (IRB) oraz Komisja ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt przejrzały i zatwierdziły protokół (numer zatwierdzenia etyki: 2230017). Zatwierdzenie to jest zgodne z przyjętymi na całym świecie zasadami humanitarnych technik eksperymentalnych. Wszystkie zabiegi i opieka pooperacyjna zostały przeprowadzone w placówce akredytowanej przez Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC).
Upewnij się, że wykwalifikowani weterynarze zawsze przeprowadzają leczenie i znieczulenie.
1. Przygotowanie i znieczulenie zwierząt
<ol>
	<li>Na sali przedoperacyjnej podaj owcom siarczan atropiny 0,02-0,05 mg/kg domięśniowo raz w celu indukcji znieczulenia.</li>
	<li>Podawać przeciwbólowy karprofen w dawce 2-5 mg/kg podskórnie.</li>
	<li>Ogol skórę wokół dolnej części brzucha i wewnętrznej strony ud za pomocą maszynki do strzyżenia włosów.</li>
	<li>W razie potrzeby wywołać znieczulenie za pomocą propofolu w dawce 2-4 mg/kg dożylnie i ketaminy w dawce 10-12 mg/kg dożylnie.</li>
	<li>Wprowadzić rurkę dotchawiczą o średnicy 7 mm pod bezpośrednim widzeniem za pomocą laryngoskopu i podłączyć rurkę do respiratora mechanicznego. Stosować znieczulenie wziewne tlenem i izofluranem, 5% do indukcji i 2-3% do konserwacji przez cały czas trwania zabiegu. Sprawdź prawidłowe ułożenie rurki dotchawiczej, osłuchuj klatkę piersiową i brzuch podczas inhalacji oraz obserwuj ruch ściany klatki piersiowej.</li>
	<li>Umieść pulsoksymetr pod powierzchnią języka i przymocuj go taśmą klejącą.</li>
	<li>Obserwuj ton szczęki pod kątem wiotkości, aby monitorować głębokość znieczulenia. Całkowita wiotkość oznacza głębokie znieczulenie, a spastyczność szczęki oznacza, że zwierzę się budzi. Monitoruj aparat anestezjologiczny pod kątem zmian częstości tętna i saturacji tlenem w stosunku do wartości wyjściowej. 
	UWAGA: Zwiększenie częstości tętna o 10% lub spadek nasycenia tlenem sugeruje, że zwierzę budzi się do zdrowia po głębokim znieczuleniu, co wymaga dostosowania dawki środka znieczulającego. Sprawdzaj głębokie odruchy co 15 minut z szczypaniem uszu. Zwiększ dawkę środka znieczulającego po wyzdrowieniu z głębokiego znieczulenia.</li>
</ol>
2. Przygotowanie skóry i układanie
<ol>
	<li>Wszystkie zabiegi chirurgiczne należy wykonywać w sterylnych warunkach.</li>
	<li>Umieść zwierzę na wznak. Wyszoruj skórę dolnej ściany brzucha, krocza i pochwy 7,5% roztworem jodu powidonu. Następnie osusz skórę sterylnym chłonnym ręcznikiem.</li>
	<li>Podawać cefazolinę sodową 25 mg/kg dożylnie podczas indukcji znieczulenia. Następnie ułóż zwierzę sterylnymi obłożami chirurgicznymi, odsłaniając krocze.</li>
	<li>Włóż 12-francuski cewnik Foleya cewki moczowej do drenażu pęcherza moczowego. (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A).</li>
</ol>
3. Implantacja elektroprzędzonej siatki poliuretanowej
<ol>
	<li>Naciąć brzuszną ścianę pochwy wzdłużnie (<silna klasa="xfig">Ryc. 1B). Zagospodaruj przestrzeń między ścianą pochwy a cewką moczową za pomocą bocznego rozwarstwienia za pomocą nożyczek Metzenbaum16.
	<ol>
		<li>Przez nacięcie przedniej ściany pochwy włóż ostrza nożyczek zamknięte, skieruj je do bocznej ściany miednicy z jednej strony, otwórz ostrza, a następnie wyjmij je.</li>
		<li>Powtórz procedurę kilka razy, aż utworzona przestrzeń będzie w stanie wpuścić palec wskazujący do przestrzeni załonowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C,D). Powtórz sekcję po przeciwnej stronie16.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Elektroprzędzony implant poliuretanowy należy zastosować u pięciu zdrowych, dorosłych wieloródek owcórek. (Tabela materiałów).
	<ol>
		<li>Nawlecz polipropylenowy szew monofilamentowy na zaokrągloną igłę o stożku 36 mm przez boczny otwór szwu na obu końcach implantu.</li>
		<li>Przeprowadź szwy czaszkowo przez tkanki załonowe za pomocą wprowadzacza igły (<silna klasa="xfig">Ryc. 1E)16.</li>
		<li>Zidentyfikuj końcówkę wprowadzającego na przedniej ścianie brzucha, wyprowadź ją przez pięciomilimetrowe poprzeczne nacięcie przedniej ściany brzucha i wyciągnij szew.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść dwa dodatkowe wchłanialne szwy przez dwa boczne otwory implantu, aby zamocować go na miejscu (Rysunek 1F)16. Pociągnij implant czaszkowo za pomocą szwów polipropylenowych, umieść go pod cewką moczową i zawiąż szwy (<silna klasa="xfig">Rysunek 1G)16. Zwiąż ze sobą brzuszne końce szwów polipropylenowych i zamknij skórę na końcach za pomocą szwów wchłanialnych 3-0.</li>
	<li>Zamknij przednią ścianę pochwy za pomocą 2-0 wchłanialnych szwów (<silna klasa="xfig">Rysunek 1H)16. Wykorzystaj przerywane szwy i technikę węzła chirurgicznego.</li>
	<li>Usuń cewnik. Umieść okład dopochwowy z betadyną i wyjmij go po 24 godzinach.</li>
</ol>
4. Implantacja taśmy polipropylenowej
<ol>
	<li>Zastosować polipropylenowy implant taśmy przezpochwowej w drugiej grupie zwierząt, składającej się z dwóch zdrowych, dorosłych, wieloródków (Tabela materiałów).</li>
	<li>Naciąć brzuszną ścianę pochwy wzdłużnie. Rozwiń przestrzeń między ścianą pochwy a cewką moczową z bocznym rozwarstwieniem załonowo</li>.
	<li>Przymocuj taśmę i jej osłonę ochronną do dedykowanego dla produktu wprowadzacza. Przeprowadź introduktora czaszkowo przez tkanki załonowe (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2A). Zidentyfikuj końcówkę wprowadzającego na przedniej ścianie brzucha i wyprowadź ją przez pięciomilimetrowe poprzeczne nacięcie przedniej ściany brzucha. Dostarcz taśmę polipropylenową.</li>
	<li>Pociągnij taśmę w kierunku czaszki i pozwól jej usiąść pod cewką moczową (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B). Wytnij środkowy znacznik taśmy, aby zwolnić osłony ochronne. Wyciągnij osłonki ochronne z końca brzusznego i wyrzuć je. Nie mocuj taśmy za pomocą szwów, ponieważ jest ona samonaprawiająca. Przytnij brzuszne końce taśmy i przykryj je zamknięciem skóry.</li>
	<li>Zamknij przednią ścianę pochwy za pomocą wchłanialnych szwów 2-0. Wykorzystaj przerywane szwy i technikę węzła chirurgicznego.</li>
</ol>
5. Protokół pooperacyjny
<ol>
	<li>Po operacji obserwuj zwierzęta pod kątem bólu i powikłań oraz zapewnij im dostęp do wody i pożywienia ad libitum.</li>
	<li>Podawać leki przeciwbólowe począwszy od ośmiu godzin po podaniu dawki przedoperacyjnej: karprofen 2-5 mg/kg mc. podskórnie co 8-12 godzin w razie potrzeby przez trzy dni po operacji.</li>
	<li>Po pełnym wyzdrowieniu trzymaj owce razem i pozwól im się swobodnie poruszać. Obserwuj zwierzęta codziennie, lecz, wszelkie oznaki bólu lub niepokoju lub przeprowadzaj eutanazję.</li>
</ol>
6. Punkt końcowy
<ol>
	<li>Obserwuj zwierzęta przez trzy miesiące i pobieraj tkanki w znieczuleniu ogólnym w celu analizy histopatologicznej.</li>
	<li>Zbadaj pochwę w znieczuleniu ogólnym za pomocą samozatrzymującego się retraktora, aby poszukać dowodów na erozję lub poważną deformację anatomiczną.</li>
	<li>Zidentyfikuj i wytnij przeszczep z otaczającymi tkankami i zachowaj go w 10% formalinie do badania histopatologicznego.</li>
	<li>Będąc w znieczuleniu ogólnym, podaj wystarczającą dawkę znieczulenia dożylnego do eutanazji lub postępuj zgodnie z metodą eutanazji zatwierdzoną w protokole dla zwierząt przez instytucję.</li>
</ol>

<ol><li>Lee, U. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+urinary+incontinence+among+a+nationally+representative+sample+of+women%2C+2005-2016%3AFindings+from+the+Urologic+Diseases+in+America+Project%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Prevalence of urinary incontinence among a nationally representative sample of women, 2005-2016:Findings from the Urologic Diseases in America Project.</a> J. Urol. 205 (6), 1718-1724 (2021).</li>
<li>Ulmsten, U., Henriksson, L., Johnson, P., Varhos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ambulatory+surgical+procedure+under+local+anesthesia+for+treatment+of+female+urinary+incontinence%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">An ambulatory surgical procedure under local anesthesia for treatment of female urinary incontinence.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 7 (2), 81-85 (1996).</li>
<li>Ward, K., Hilton, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospective+multicentre+randomised+trial+of+tension-free+vaginal+tape+and+colposuspension+as+primary+treatment+for+stress+incontinence%5BTitle%5D)+AND+%22BMJ%22%5BJournal%5D)">Prospective multicentre randomised trial of tension-free vaginal tape and colposuspension as primary treatment for stress incontinence.</a> BMJ. 325 (7355), 67(2002).</li>
<li>Glazener, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+role+of+mid-urethral+slings+in+the+management+of+stress+incontinence+in+women%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+Syst.+Rev%22%5BJournal%5D)">What is the role of mid-urethral slings in the management of stress incontinence in women.</a> Cochrane Database Syst. Rev. 2015 (7), (2015).</li>
<li>Rezapour, M., Novara, G., Meier, P. A., Holste, J., Landgrebe, S., Artibani, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+3-month+preclinical+trial+to+assess+the+performance+of+a+new+TVT-like+mesh+%28TVTx%29+in+a+sheep+model%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">A 3-month preclinical trial to assess the performance of a new TVT-like mesh (TVTx) in a sheep model.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (2), 183-187 (2007).</li>
<li>Keltie, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+following+vaginal+mesh+procedures+for+stress+urinary+incontinence%3Aan+8+year+study+of+92%2C246+women%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Complications following vaginal mesh procedures for stress urinary incontinence:an 8 year study of 92,246 women.</a> Sci. Rep. 7 (1), 12015(2017).</li>
<li>Pelvic organ prolapse (POP) surgical mesh:Considerations and recommendations. , U.S. Food and Drug Administration. 
 <a target="_blank" href="https://www.fda.gov/medical-devices/urogynecologic-surgical-mesh-implants/pelvic-organ-prolapse-pop-surgical-mesh-considerations-and-recommendations">https://www.fda.gov/medical-devices/urogynecologic-surgical-mesh-implants/pelvic-organ-prolapse-pop-surgical-mesh-considerations-and-recommendations</a> (2024).</li>
<li>Washington, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Commercial+products+for+pelvic+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Female+Pelvic+Med.+Reconstr.+Surg%22%5BJournal%5D)">Commercial products for pelvic repair.</a> Female Pelvic Med. Reconstr. Surg. 17 (5), 218-225 (2011).</li>
<li>de Tayrac, R., Alves, A., Thérin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collagen-coated+vs+noncoated+low-weight+polypropylene+meshes+in+a+sheep+model+for+vaginal+surgery.+A+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Collagen-coated vs noncoated low-weight polypropylene meshes in a sheep model for vaginal surgery. A pilot study.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 18 (5), 513-520 (2007).</li>
<li>Couri, B. M., Lenis, A. T., Borazjani, A., Paraiso, M. F. R., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+female+pelvic+organ+prolapse%3Alessons+learned%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Rev.+Obstet.+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Animal models of female pelvic organ prolapse:lessons learned.</a> Expert Rev. Obstet. Gynecol. 7 (3), 249-260 (2012).</li>
<li>Urbankova, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transvaginal+mesh+insertion+in+the+ovine+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Transvaginal mesh insertion in the ovine model.</a> J. Vis. Exp. (125), (2017).</li>
<li>Farr, N. T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+time+dependent+degradation+of+polypropylene+surgical+mesh+explanted+from+the+abdomen+and+vagina+of+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mech.+Behav.+Biomed.+Mater%22%5BJournal%5D)">Evidence of time dependent degradation of polypropylene surgical mesh explanted from the abdomen and vagina of sheep.</a> J. Mech. Behav. Biomed. Mater. 160, 10672(2024).</li>
<li>Roman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+alternative+materials+for+the+treatment+of+stress+urinary+incontinence+and+pelvic+organ+prolapse%3Aa+comparison+of+the+in+vivo+response+to+meshes+implanted+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Evaluating alternative materials for the treatment of stress urinary incontinence and pelvic organ prolapse:a comparison of the in vivo response to meshes implanted in rabbits.</a> J. Urol. 196 (1), 261-269 (2016).</li>
<li>Przydacz, M., Adli, O. E. Y., Mahfouz, W., Loutochin, O., Bégin, L. R., Corcos, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+differences+and+architectural+features+of+two+different+polypropylene+slings+%28TVT-O+and+I-STOP%29+have+no+impact+on+biocompatibility+and+tissue+reactions%5BTitle%5D)+AND+%22Cent.+Eur.+J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Structural differences and architectural features of two different polypropylene slings (TVT-O and I-STOP) have no impact on biocompatibility and tissue reactions.</a> Cent. Eur. J. Urol. 70 (2), 154-162 (2017).</li>
<li>Isali, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+morphological+and+histological+characteristics+of+human+and+sheep%3Asheep+as+a+potential+model+for+testing+midurethral+slings+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Urol.+Int%22%5BJournal%5D)">Comparison of morphological and histological characteristics of human and sheep:sheep as a potential model for testing midurethral slings in vivo.</a> Urol. Int. 107 (4), 422-428 (2023).</li>
<li>Chapple, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+clinically+relevant+preclinical+animal+model+to+mimic+suburethral+implantation+of+support+materials+for+stress+urinary+incontinence%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Development of a clinically relevant preclinical animal model to mimic suburethral implantation of support materials for stress urinary incontinence.</a> Neurourol. Urodyn. 44 (2), 489-495 (2025).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów w związku z niniejszą publikacją.

Kluczowym krokiem w obecnym badaniu jest wypreparowanie płaszczyzny między pochwą a cewką moczową, opracowanie kanału załonowego, przeprowadzenie przeszczepu zamontowanego na trokarze czaszkowo przez tę płaszczyznę i ułożenie przeszczepu w pozycji podcewkowej. Ten zwierzęcy model skutecznie symuluje implantację siatki podcewkowej u kobiet, co czyni go unikalnym narzędziem do eksperymentów chirurgicznych 2,16. Chociaż istnieją wcześniejsze eksperymenty oceniające ...

Wysiłkowe nietrzymanie moczu (SUI) dotyka 26% kobiet w badaniu rozpowszechnienia w USA; ponadto 16% więcej kobiet ma zarówno stresowe, jak i naglące nietrzymanie moczu1. Beznapięciowa taśma dopochwowa ewoluowała jako mniej chorobliwa metoda chirurgicznego leczenia WUM, która wiąże się z porównywalnym wskaźnikiem sukcesu i szybszym powrotem do zdrowia niż złoty standard colposuspension2,3. Jednak podcewkowe taśmy siatkowe z polipropylenu (PP) zostały wprowadzone bez testów na odpowiednim modelu zwierzęcym, co doprowadziło do niepożądanych reakcji4,5. W ostatnich latach pojawiły się doniesienia o poważnych komplikacjach po użyciu polipropylenu, które nie są związane z techniką chirurgiczną i uważa się, że mogą być związane z reakcją tkanek na sam materiał, w tym erozją siatki przez pochwę, przewlekłym bólem i infekcją6. Do najczęściej zgłaszanych powikłań chirurgicznych należały: perforacja pęcherza moczowego, zatrzymanie moczu i krwawienie6,7.
Prawie 100 produktów zostało opracowanych do zastosowania w chirurgicznej implantacji układu moczowo-płciowego8. Zidentyfikowano poważne obawy dotyczące implantacji siatki w leczeniu wypadania narządów miednicy6,7. Częstość występowania samoistnego wypadania dna miednicy u owiec jest wysoka i na tej podstawie zaproponowano model owczy wypadania narządów miednicy u kobiet, który wykazał erozję przeszczepu9,10,11. Niedawne prace naukowe potwierdziły sugestię, że reakcja tkanek na polipropylen może odgrywać ważną rolę w rozwoju niepożądanych powikłań związanych z tym materiałem12. Ogólne badania na zwierzętach dotyczyły reakcji tkanek w ścianie brzucha małych zwierząt na siatkę PP po implantacji13,14. Ponieważ modele te nie odtwarzają środowiska anatomicznego implantacji siatki w chirurgii u ludzi, oceniono model owcy - z anatomicznymi odpowiednikami chirurgii ludzkiej. Model ten okazał się skuteczny w ocenie nowych materiałów implantologicznych do chirurgii wypadania narządów miednicy, umieszczając przeszczep między odbytnicą a pochwą9,10,11.
Niedawno, współczesne prace odtwarzające technikę przezpochwowego załonowego stosowaną w ludzkiej chirurgii SUI donosiły o odgórnym podejściu do wprowadzania taśmy u trzech owiec15. Niedawny raport obecnych autorów podkreślił wszechstronność tego modelu, wykazując jego przydatność zarówno do podejścia wstecznego (oddolnego) przy użyciu urządzenia TVT, jak i podejścia odgórnego do wstawiania polipropylenu za pomocą urządzenia TVT i nowatorskiego materiału wykonanego z poliuretanu16. Ten artykuł wzbogacony wideo szczegółowo opisuje przygotowanie i wykorzystanie tego modelu owcy do wprowadzania zarówno polipropylenu za pomocą urządzenia TVT, jak i nowego nowego materiału przy użyciu podejścia oddolnego. Technika wstawiania TVT jest taka, jak wcześniej podano3. Poliuretan jest wprowadzany zamontowany na wprowadzaczu igły i wprowadzany od nacięcia przedniej ściany pochwy w górę do przestrzeni załonowej, odtwarzając ścieżkę od dołu do góry używaną do wprowadzania TVT.
Aby zweryfikować model, oceniono możliwość stworzenia płaszczyzny chirurgicznej między cewką moczową a pochwą, zwracając szczególną uwagę na uniknięcie uszkodzenia którejkolwiek ze struktur. Oceniono również potencjalne powikłania miednicy i jamy brzusznej związane z przejściem taśmy prowadzonej igłą. Ponadto w badaniu przeanalizowano nowatorski elektroprzędzony przeszczep poliuretanowy, wcześniej nietestowany pod kątem implantacji cewki moczowej, i porównano jego odpowiedź tkankową i biokompatybilność z konwencjonalną siatką polipropylenową trzy miesiące po operacji.

<table><tbody><tr><td>Advantage Fit Blue System (taśma polipropylenowa)</td><td>Boston Scientific Corporation 300 Boston Scientific Way Marlborough, MA 01752</td><td>M0068502120&nbsp;</td><td>Średnica igły: 2.7mm, Grubość oczek: 0.66 mm, Wielkość porów: 1182 &mu; m, Rozmiar włókna (średnica): 0,15 mm</td></tr><tr><td>COVIDIEN Nellcor MAXA</td><td>Covidien Medtronic, Siedziba operacyjna 710 Medtronic Parkway, Minneapolis, MN 55432-5640 USA</td><td></td><td>Pulsoksymetr</td></tr><tr><td>COVIDIEN Shiley Hi-Lo Rurka dotchawicza ustna/nosowa</td><td>Covidien Medtronic, siedziba operacyjna 710 Medtronic Parkway, Minneapolis, MN 55432-5640 USA</td><td></td><td>Rurka endotriachealna 7 mm ID</td></tr><tr><td>Dräger Fabius</td><td>Draeger Arabia Co.Ltd. Skrytka pocztowa 365642. Rijad 11393 Królestwo Arabii Saudyjskiej.</td><td></td><td>Aparat anestezjologiczny i monitory, monitor Siemens SC 7000, parowniki, przepływomierze tlenu, powietrza i podtlenku azotu.</td></tr><tr><td>Elektroprzędzony poliuretanowy implant powięziowo-mimetyczny</td><td>University of Sheffield, Sheffield, Wielka Brytania.</td><td>NA</td><td>Materiał do szczepienia w kształcie taśmy.</td></tr><tr><td>Szew polipropylenowy&nbsp;</td><td>Johnson & Johnson Medical N.V., Belgia</td><td>V8015</td><td>2.0 szew na zaokrąglonej igle</td></tr><tr><td>Sterylny pakiet zabiegowy</td><td>Arabian Medical Manufacturing Company, P.O. Box 355033, Rijad, 11383, Arabia Saudyjska</td><td>CPT-01000-022</td><td>Taca na jod powidonu, zawiera jod powidonu 7,5% 120 ml, jod powidonu 10% 120 ml, gąbki aplikatora, sterylne ręczniki.</td></tr></tbody></table>

nowatorska technika chirurgiczna w modelu owcy do implantacji przeszczepu cewki moczowej

A Novel Surgical Technique in a Sheep Model for Suburethral Graft Implantation

Podcewkowe taśmy siatkowe z polipropylenu dla kobiet zostały początkowo wprowadzone do praktyki klinicznej w leczeniu wysiłkowego nietrzymania moczu, ale nie zostały przetestowane na odpowiednim modelu zwierzęcym. Celem tej pracy było ustalenie i ocena odpowiedniego modelu zwierzęcego do oceny przeszczepów taśmy podcewkowej. Biorąc pod uwagę podobieństwa anatomiczne między owcami a kobietami oraz uznając nieuniknione różnice w postawie, ale uznając wcześniejsze prace, raport ten przedstawia krok po kroku opis operacji związanej z modelem zwierzęcym, który symuluje implantację materiałów pomocniczych w leczeniu wysiłkowego nietrzymania moczu u kobiet. Siedem maciorek o średniej masie ciała 27,7 SD 5,1 kg zostało poddanych operacji. W pozycji litotomii wykonano nacięcie brzusznej ściany pochwy. U pięciu zwierząt, za pomocą wprowadzacza, umieszczono implant poliuretanowy pod cewką moczową i zamocowano za pomocą wchłanialnych szwów. Nacięcie zamknięto, a po 24 godzinach założono okład dopochwowy z betadyną. Dwa zwierzęta otrzymały przezpochwową siatkę polipropylenową przy użyciu podobnych kroków chirurgicznych, ale bez szwów mocujących. Po operacji wszystkie zwierzęta oddawały mocz swobodnie i miały regularne wypróżnienia. Żadne zwierzę nie wykazywało oznak erozji pochwy lub infekcji przeszczepu podczas trzymiesięcznej obserwacji. Ten duży model zwierzęcy wiernie odwzorowuje technikę chirurgiczną stosowaną u kobiet, stanowiąc w ten sposób cenną platformę do oceny nowych materiałów do leczenia wysiłkowego nietrzymania moczu.

Siedem owiec o średniej masie ciała 27,7 SD 5,1 kg zostało poddanych zabiegowi chirurgicznemu (Tabela 1). Rysunki 1-2 przedstawiają procedurę chirurgiczną. Nie wystąpiły żadne powikłania ani zachorowania bezpośrednio przypisywalne zabiegowi chirurgicznemu. Wszystkie zwierzęta dobrze zniosły operację i w kolejnych dniach pooperacyjnych wykazywały prawidłowe zachowania żywieniowe, wypróżnianie oraz oddawanie moczu. Po usunięciu tamponu nie stwierdzono krwawienia z pochwy. Wszystkie zwierzę...

Ten artykuł wyjaśnia nowy model zwierzęcy przeznaczony do testowania materiałów do przeszczepów podcewkowych. W tym modelu taśma siatkowa jest wszczepiana przez nacięcie pochwy u owiec, a zwierzęta są obserwowane przez okres trzech miesięcy. Model ten jest niezbędny, ponieważ stanowi podstawę do eksperymentalnych badań nad przeszczepami.

Nowatorska technika chirurgiczna w modelu owcy do implantacji przeszczepu cewki moczowej

Suburethral polypropylene mesh tapes for women were initially introduced into clinical practice for the treatment of stress urinary incontinence without ...

[Narrator] Wysiłkowe trzymanie moczu dotyka 26% kobiet.[Narrator] Beznapięciowa taśma dopochwowa wyewoluowała jako mniej chorobliwy zabieg chirurgiczny. Jednak podcewkowe taśmy z polipropylenu zostały wprowadzone bez przeprowadzenia testów na odpowiednim modelu zwierzęcym, co doprowadziło do działań niepożądanych. Model owcy oparty na anatomicznych podobieństwach między owcami i kobietami przetestował nowe wszczepione materiały do operacji wypadania narządów miednicy, umieszczając przeszczep między odbytnicą a pochwą.[Narrator] Brak modelu zwierzęcego, który naśladowałby implantację przeszczepu w cewce moczowej, badamy możliwość wykorzystania owiec w chirurgii eksperymentalnej.[Narrator] W tym modelu testujemy nowatorski elektroprzędzony przeszczep poliuretanowy, który prawdopodobnie będzie miał mniejszą reakcję tkankową niż siatka polipropylenowa. Upewnij się, że wykwalifikowani weterynarze zawsze przeprowadzają postępowanie medyczne i znieczulenie. Na sali przedoperacyjnej podaj owcom siarczan atropiny w dawce 0,02 miligrama na kilogram domięśniowo raz w celu indukcji znieczulenia. Przeciwbólowy karprofen należy podawać podskórnie w dawce dwóch miligramów na kilogram.[Narrator] Ogol skórę wokół dolnej części brzucha i wewnętrznej strony ud za pomocą maszynki do strzyżenia włosów.[Narrator] Wywołaj znieczulenie za pomocą propofolu w postaci dwóch miligramów na kilogram w razie potrzeby i ketaminy w ilości 10 miligramów na kilogram domięśniowo raz. Wprowadzić rurkę dotchawiczą o średnicy siedmiu milimetrów pod bezpośrednim wzrokiem za pomocą laryngoskopu i podłączyć rurkę do respiratora mechanicznego. Stosować znieczulenie wziewne tlenowe i izofluorowe, 5% do indukcji i 2% do leczenia podtrzymującego przez cały czas trwania zabiegu.[Narrator] Sprawdź prawidłowe ułożenie rurki dotchawiczej, ocal klatkę piersiową i brzuch podczas inhalacji i obserwuj ruch ściany klatki piersiowej.[Narrator] Umieść pulsoksymetr pod powierzchnią języka i przymocuj go taśmą klejącą. Obserwuj ton szczęki pod kątem wiotkości, aby monitorować głębokość znieczulenia.[Narrator] Całkowita wiotkość oznacza głębokie znieczulenie, a spastyczność szczęki oznacza, że zwierzę się budzi.[Narrator] Monitoruj aparat anestezjologiczny pod kątem zmian częstości tętna i saturacji tlenem w stosunku do wartości wyjściowej. Zwiększenie częstości tętna o 10% lub spadek nasycenia tlenem sugeruje, że zwierzę wraca do zdrowia po głębokim znieczuleniu, co wymaga dostosowania dawki środka znieczulającego. Sprawdzaj głębokie odruchy co 15 minut z szczypaniem uszu. Zwiększ dawkę środka znieczulającego po powrocie do zdrowia po głębokim znieczuleniu. Przeprowadź zabieg chirurgiczny w sterylnych warunkach. Umieść zwierzę na wznak.[Narrator] Wyszoruj skórę dolnej ściany brzucha, krocza i pochwy 7,5% roztworem jodu powidonu.[Narrator] Następnie osusz skórę sterylnym, chłonnym ręcznikiem.[Narrator] Podawaj cefazolinę sodową w ilości 25 miligramów na kilogram dożylnie podczas indukcji znieczulenia.[Narrator] Następnie ułóż zwierzę sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi, odsłaniając krocze. Włóż 12 francuski cewnik Foleya cewki moczowej do drenażu pęcherza. Naciąć brzuszną ścianę pochwy wzdłużnie. Rozwijaj przestrzeń między ścianą pochwy a cewką moczową za pomocą bocznego rozwarstwienia za pomocą nożyczek Metzenbauma. Włóż ostrza nożyczek do zamkniętych, skieruj je do bocznej ściany miednicy z jednej strony. Otwórz ostrza, a następnie wyjmij je. Powtórz procedurę kilka razy, aż utworzona przestrzeń będzie mogła wpuścić palec wskazujący do przestrzeni załonowej . Powtórz sekcję po przeciwnej stronie. Elektroprzędzony implant poliuretanowy należy zastosować u pięciu zdrowych, dorosłych wieloródek owcórek. Nawlecz szew monofilamentowy z polipropylenu 1 na zaokrąglonej igle o średnicy 36 milimetrów przez boczne otwory szwów implantu.[Narrator] Przeprowadź szwy czaszkowo przez tkankę załonową za pomocą wprowadzacza igły.[Narrator] Zidentyfikuj końcówkę wzmacniacza wprowadzającego przy przedniej ścianie brzucha. Wyciągnij go przez pięciomilimetrowe poprzeczne nacięcie przedniej ściany brzucha i wyciągnij szew. Umieść dwa dodatkowe wchłanialne szwy przez implanty do bocznych otworów, aby zamocować je na miejscu. Pociągnij implant czaszkowo za pomocą szwów polipropylenowych. Umieść go pod cewką moczową i zawiąż szwy. Zwiąż ze sobą brzuszne końce szwów polipropylenowych i zamknij skórę na końcach za pomocą szwów wchłanialnych 3-0. Zamknij przednią ścianę pochwy za pomocą wchłanialnych szwów 2-0. Wykorzystaj przerywane szwy i technikę węzła chirurgicznego. Usuń cewnik. Umieść okład dopochwowy Betadine i wyjmij go po 24 godzinach. Zastosować polipropylenowy implant taśmy przezpochwowej w drugiej grupie zwierząt składającej się z dwóch zdrowych dorosłych wieloródek. Naciąć brzuszną ścianę pochwy wzdłużnie. Rozwiń przestrzeń między ścianą pochwy a cewką moczową z bocznym rozwarstwieniem załonowo. Przymocuj taśmę i jej osłonę ochronną do dedykowanego dla produktu wprowadzacza. Przełóż wprowadzającego czaszkowo przez tkanki załonowe. Zidentyfikuj końcówkę wzmacniacza przy przedniej ścianie brzucha i wyprowadź ją przez pięciomilimetrowe poprzeczne nacięcie przedniej ściany brzucha. Dostarcz taśmę polipropylenową. Pociągnij taśmę czaszkowo i umieść ją pod cewką moczową. Wytnij środkowy znacznik taśmy, aby zwolnić osłony ochronne. Wyciągnij osłonki ochronne z końca brzusznego i wyrzuć je. Nie mocuj taśmy za pomocą szwów, ponieważ jest ona samonaprawiająca. Przytnij brzuszne końce taśmy i przykryj je zamknięciem skóry. Zamknij przednią ścianę pochwy za pomocą wchłanialnych szwów 2-0. Wykorzystaj przerywane szwy i technikę węzła chirurgicznego. Po operacji obserwuj zwierzę pod kątem bólu i powikłań oraz zapewnij mu dostęp do wody i pożywienia ad libitum.[Narrator] Podawaj leki przeciwbólowe począwszy od ośmiu godzin po dawce przedoperacyjnej, karprofen dwa miligramy na kilogram podskórnie co osiem godzin, w razie potrzeby przez trzy dni po operacji.[Narrator] Po pełnym wyzdrowieniu trzymajcie owce razem i pozwólcie im swobodnie się poruszać. Obserwuj zwierzęta codziennie i lecz wszelkie oznaki bólu lub niepokoju lub przeprowadzaj eutanazję. Obserwuj zwierzęta przez trzy miesiące i pobieraj tkanki w znieczuleniu ogólnym w celu analizy histopatologicznej. Zbadaj pochwę w znieczuleniu ogólnym za pomocą retraktora do samodzielnego trenowania, aby poszukać dowodów na erozję lub poważną deformację anatomiczną. Zidentyfikuj i wytnij przeszczep z otaczającymi tkankami i zachowaj go w 10% formalinie do badania histopatologicznego.[Narrator] Będąc w znieczuleniu ogólnym, podaj wystarczającą dawkę dożylnego środka znieczulającego do eutanazji lub postępuj zgodnie z metodą eutanazji zatwierdzoną w protokole dla zwierząt przez instytucję.[Narrator] Siedem maciorek o średniej wadze 27,7 kg przeszło operację. Nie stwierdzono żadnych powikłań ani zachorowalności bezpośrednio związanych z zabiegiem chirurgicznym. Wszystkie zwierzęta tolerowały operację i wykazywały normalne zachowania żywieniowe, wypróżnienia i mikcję w następnych dniach po operacji.[Narrator] Po zdjęciu opakowania nie było krwawienia z pochwy.[Narrator] Wszystkie zwierzęta przetrwały do końca. Badanie pochwy w czasie żniw wykazało dobre gojenie się nacięcia pochwy. Nie stwierdzono erozji ani wyczuwalnej siatki. Próbka wycięta trzy miesiące po operacji pokazuje siatkę poliuretanową między nienaruszoną ścianą pochwy a cewką moczową.[Narrator] Ten nowatorski model zwierzęcy opisuje technikę implantacji przeszczepu między pochwą a szyjką pęcherza moczowego u dużego zwierzęcia, które może odtworzyć technikę chirurgiczną u kobiet.[Narrator] Przyczynia się to do odrodzenia oceny nowych materiałów syntetycznych, które mogą leczyć wysiłkowe nietrzymanie moczu u kobiet, testując ich reakcję tkankową in vivo.

a-novel-surgical-technique-sheep-model-for-suburethral-graft

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Etapy chirurgiczne powiększenia pęcherza moczowego opisano z wykorzystaniem rusztowań 3-D w modelach mysich i szczurzych. W celu przetestowania skuteczności konfiguracji biomateriałów do zastosowania w powiększeniu pęcherza przedstawiono techniki cystometrii przeprowadzanej zarówno u zwierząt w stanie czuwania, jak i znieczulonych.

Ocena biomateriałów do augmentacji pęcherza moczowego z wykorzystaniem analiz cystometrycznych w różnych modelach gryzoni

Sprawdzona technika szczepienia pierwotnych inwazyjnych ksenoprzeszczepów raka ortotopowego pęcherza moczowego wymaga laparotomii i mobilizacji pęcherza. Procedura ta powoduje znaczną zachorowalność u myszy, jest technicznie trudna i czasochłonna. W związku z tym opracowaliśmy wysoce precyzyjne, przezskórne podejście wykorzystujące kontrolę ultrasonograficzną.

Małoinwazyjne założenie mysich ortotopowych ksenoprzeszczepów pęcherza moczowego

Protokół krok po kroku do międzypozycyjnego umieszczania naczyń TEV (Tissue Engineered Departments) w tętnicy szyjnej owcy za pomocą zespolenia end-to-end i cyfrowej oceny w czasie rzeczywistym in vivo, aż do uśmiercenia zwierzęcia.

Technika chirurgiczna implantacji przeszczepów naczyniowych wykorzystujących inżynierię tkankową, a następnie monitorowanie in vivo

Ten protokół opisuje implantację siatki w przegrodzie odbytniczo-pochwowej owiec za pomocą techniki pojedynczego nacięcia pochwy, z i bez wprowadzania ramion kotwiczących pod kierunkiem trokaru.

Wprowadzenie siatki przezpochwowej w modelu owczym

Tutaj prezentujemy skomplikowany i skuteczny protokół leczenia izolowanych krótkich opuszkowych lub tylnych zwężeń cewki moczowej z wycięciem oszczędzającym naczynia i pierwotnym zespoleniem.

Wycięcie oszczędzające naczynie i zespolenie pierwotne

W obecnym protokole opracowano indukcję zwężenia cewki moczowej u szczurów Wistar, a następnie rekonstrukcję cewki moczowej za pomocą przeszczepu błony śluzowej policzkowej. Wykonano retrogradację cewki i laserową ocenę Dopplera, potwierdzając rekonstrukcję cewki moczowej (po utworzeniu zwężenia) oraz umieszczenie przeszczepu.

Indukcja zwężenia cewki moczowej, a następnie przeszczep cewki policzkowej w modelu szczura

Ten artykuł przedstawia metodę chirurgiczną z użyciem szypułkowej osłonki pochwy do leczenia długosegmentowego zwężenia cewki moczowej wynikającego z liszaja twardzinowego. Tunica vaginalis jest doskonałym substytutem cewki moczowej, prowadzącym do szybkiej rekonwalescencji pooperacyjnej pacjentów.

Plastyka cewki moczowej z osłonką pochwy z pedikulacją w leczeniu długoodcinkowego zwężenia przedniej cewki moczowej spowodowanego liszajem twardzinowym żołędzi prącia

Implanty inżynierii tkankowej do chirurgii rekonstrukcyjnej rzadko wychodzą poza próby przedkliniczne ze względu na pracochłonne hodowle ex vivo, które zawierają skomplikowane i kosztowne elementy rusztowania. W tym miejscu przedstawiamy jednoetapową procedurę przeznaczoną do odprowadzania moczu za pomocą dostępnego rusztowania rurkowego na bazie kolagenu zawierającego autologiczne mikroprzeszczepy.

Model chirurgiczny jednoetapowych rurek urotelialnych inżynierii tkankowej u świnek miniaturowych

Niniejszy raport zawiera szczegółowy opis metodologii i wyników jednoczesnego endokardialnego i epikardialnego mapowania optycznego wzbudzenia elektrycznego w nienaruszonym lewym przedsionku serca owczego perfundowanego metodą Langendorffa podczas indukowanego rozciąganiem migotania przedsionków.

Optyczne mapowanie wysokiej rozdzielczości wsierdzia i osierdzia w owczym modelu migotania przedsionków wywołanego rozciąganiem

Opracowaliśmy nową metodę chirurgiczną podawania czynników bioaktywnych drogą wewnątrz tchawiczną do płodu myszy. Ta droga podania jest bardziej efektywna w celowaniu w płuca płodu myszy niż powszechnie stosowane wstrzyknięcia do jamniówki. Procedura ta nie była dotychczas opisana w modelu mysim.

Nowatorskie podejście chirurgiczne do wewnątrztrachealnego podawania substancji bioaktywnych w płodowym modelu mysim

Poznaj nową technikę implantacji przeszczepu cewki moczowej w modelu owcy. Metoda umożliwia testowanie materiałów syntetycznych w leczeniu nietrzymania moczu u kobiet poprzez badanie reakcji tkanek in vivo.

Nowatorska technika chirurgiczna w modelu owcy do implantacji przeszczepu cewki moczowej

Przeglądaj więcej filmów