Name: Przenośny system pomiarowy elektromiograficzny dla małych zwierząt w czasie rzeczywistym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-15T14:20:00.000+00:00
Duration: 5 min
Description: Poznaj bezprzewodowy system EMG do pomiarów elektromiograficznych u małych zwierząt w czasie rzeczywistym. Metoda umożliwia badanie odzyskiwania lokomocji u szczurów po udarze bez ograniczania ruchu zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało sfinansowane przez National Research Foundation of Korea (NRF-2020M3A9E4104385) oraz Nanomedical Devices Development Project of National Nano Fab Center (numer grantu: 1711160154).

Zatwierdzenie wszystkich procedur i protokołów etycznych i eksperymentalnych zostało udzielone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt pod numerem wniosku. CGU1-2021-IA0041. W badaniu wykorzystano 7-tygodniowego samca szczura Sprague-Dawley. Szczegółowe informacje na temat odczynników i wyposażenia są wymienione w Tabeli materiałów.
1. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Przygotuj szczury w wieku 7 tygodni. Ze względów bezpieczeństwa szczury o podobnej wadze trzymaj razem, maksymalnie trzy szczury w klatce.</li>
	<li>Upewnij się, że szczury przystosują się bez stresu przed operacją. Regularnie dostarczaj wodę i jedzenie oraz okresowo wymieniaj ściółkę.</li>
	<li>W okresie adaptacji (około 7 dni) trenuj zwierzęta do biegania na bieżni z prędkością 16-25 m/min przez 5 minut każdego dnia, aby pomóc im zaaklimatyzować się na bieżni. 
	UWAGA: Jeśli szczur zatrzyma się lub odmówi ruchu zgodnie z przeznaczeniem, delikatnie postukaj go w pośladki, aby dodać mu otuchy.</li>
</ol>
2. Przygotowanie elektrody
<ol>
	<li>Przygotuj pięć drutów ze stali nierdzewnej pokrytych politetrafluoroetylenem, cztery z nich o długości 140 mm i jeden o długości 60 mm.</li>
	<li>Zawiąż trzy węzły od góry na drucie o długości 140 mm, umieszczając je na 40 mm i 100 mm względem węzła (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). 
	UWAGA: Podczas wprowadzania drutu elektrodowego do mięśnia może być trudno zapewnić precyzyjny kontakt i utrzymać odsłoniętą część elektrody w prawidłowym położeniu. Aby temu zaradzić, w drucie tworzy się węzeł blokujący, który zapobiega dalszemu wkładaniu po pociągnięciu, zapewniając, że elektroda pozostaje stabilna w mięśniu.</li>
	<li>W przypadku drutów 140 mm pozostaw 2 mm odstęp od węzła na krótszym boku, a następnie częściowo zdejmij izolację za pomocą lutownicy na 2 mm. Całkowicie zdejmij izolację z końca dłuższego boku o 2 mm. W przypadku elektrod 60 mm całkowicie usuń izolację z jednego końca na 2 mm, a na drugim końcu na 10 mm (<klasa mocna = "xfig" >Rysunek 1). 
	UWAGA: Końcówkę lutownicy należy dokładnie wyczyścić, aby zapobiec zanieczyszczeniu.</li>
	<li>Zamocuj przewód, przylutowując go do akcesorium złącza po całkowitym zdjęciu izolacji (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 2B, C).</li>
	<li>Zamontuj metalową część, do której podłączony jest przewód, w plastikowej obudowie (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 2D, E).</li>
	<li>Przymocuj złącze do wydrukowanej w 3D plastikowej prowadnicy (patrz Tabela materiałów), która zawiera otwory do mocowania go do skóry. Aby zapobiec kontaktowi lutowanej części z miejscem nacięcia, należy zastosować biokompatybilny cyjanoakrylan (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2F).</li>
	<li>Wytnij niklowaną płytkę o grubości 0,2 mm i zegnij ją, aby owinąć się wokół złącza, osłaniając ją, aby zapobiec potencjalnym uszkodzeniom przez zwierzę.</li>
</ol>
3. Chirurgia
<ol>
	<li>Umieść szczura w komorze indukcyjnej (specjalnie wykonanej z przezroczystej żywicy syntetycznej) i podaj znieczulenie za pomocą mieszaniny 70% podtlenku azotu i 30% tlenu, o stężeniu izofluranu 2%-3%. Przygotuj niezbędne narzędzia chirurgiczne (<silna klasa="xfig">Rysunek 3).</li>
	<li>Usuń sierść za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia włosów i przygotuj skórę za pomocą chlorheksydyny i alkoholu, aby zapobiec infekcji podczas operacji (<silna klasa="xfig">Rysunek 4A). </li>
	<li>Wykonaj nacięcie około 10-15 mm za pomocą nożyczek chirurgicznych na skórze, w miejscu, w którym znajduje się mięsień docelowy, który ma być mierzony. Ponieważ powięź znajduje się pod skórą, a mięśnie poniżej, najpierw użyj nożyczek, aby przeciąć skórę, a następnie usuń powięź, delikatnie wycierając ją czystą szmatką.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie 5-10 mm wokół odcinka lędźwiowego, w którym zostanie przymocowany łącznik.</li>
	<li>Użyj sterylnego trocharu, aby utworzyć przejście pod skórą, aby drut przeszedł od łącznika do docelowej pozycji mięśnia (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4B).</li>
	<li>Przełóż trochar od pozycji mięśniowej, pod skórą, w kierunku miejsca nacięcia po stronie lędźwiowej.</li>
	<li>Przygotuj elektrodę i łącznik z poprzedniego etapu. Ściśnij druty elektrodowe w miejscu nacięcia po stronie lędźwiowej za pomocą kleszczy i ostrożnie przeciągnij je do nacięcia w docelowym mięśniu. Po wyciągnięciu drutu do miejsca docelowego mięśnia, zapoznaj się z <silna klasa="xfig">Rysunek 4C.</li>
	<li>Jak pokazano w <silna klasa="xfig">Rysunek 4D, użyj igły do szwów, aby wbić drut elektrody do docelowego mięśnia. 
	UWAGA: Docelowym mięśniem brzuchatym łydki w tym eksperymencie jest mięsień brzuchaty łydki przyśrodkowy (MG), który jest jednym z kluczowych mięśni do analizy zadań motorycznych17. Ponieważ długość MG wynosi około 18 mm u 7-tygodniowych szczurów, elektrody powinny być umieszczone wokół środka mięśnia, w odstępach około 5 mm, aby zminimalizować uszkodzenie mięśni i zapewnić dokładne pomiary EMG. Zaleca się, aby długość drutu przenikającego przez mięsień przekraczała 5 mm, aby zapewnić, że część z usuniętą izolacją ma dobry kontakt z mięśniem.</li>
	<li>Poprowadź drut, który przeszedł przez mięsień i wyszedł z niego, z powrotem do punktu wprowadzenia i zabezpiecz go węzłem od góry. Przetnij pozostały drut (<silna klasa="xfig">Rysunek 4E).</li>
	<li>Po zainstalowaniu elektrody drucianej w mięśniu docelowym, należy zszyć miejsce nacięcia szwem monofilamentowym 4-0.</li>
	<li>Zszyj nacięcie pod łącznikiem. Upewnij się, że cały drut jest włożony do korpusu i bezpiecznie zszyty (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 5A).</li>
	<li>Przymocuj łącznik do skóry grzbietowej zwierzęcia za pomocą nici do szwów, jak pokazano na Rysunek 5B. 
	UWAGA: Upewnij się, że osłona jest dobrze zamocowana, aby zwierzę nie mogło pogryźć złącza. W przypadku analgezji karprofen (5 mg/kg) podawano podskórnie.</li>
	<li>Po zakończeniu operacji chirurgicznej przerwij znieczulenie i przygotuj klatkę do powrotu zwierzęcia do zdrowia.</li>
	<li>Włącz lampę grzewczą, aby zapobiec spadkowi temperatury ciała zwierzęcia i monitoruj miejsce operacji pod kątem wszelkich nieprawidłowości, takich jak oznaki infekcji, stan zapalny lub obrzęk. Dokładnie zdezynfekuj miejsce nacięcia i w razie potrzeby nałóż maść. Gdy szczur dojdzie do siebie po znieczuleniu, wyjmij lampę grzewczą.</li>
	<li>Monitoruj zachowanie szczura, w tym apetyt, picie i oddawanie moczu. 
	UWAGA: Po zabiegu pozwól zwierzęciu odpocząć przez około 2 dni przed przeprowadzeniem jakichkolwiek badań.</li>
</ol>
4. Projektowanie i produkcja obwodów drukowanych (PCB)
<ol>
	<li>Zaprojektuj obwód do pomiaru i digitalizacji EMG tak, aby zawierał dwa analogowe układy scalone wzmacniacza (IC) i jednostkę mikrokontrolera (MCU). Upewnij się, że amplifier ma szerokość pasma od 5 do 740 Hz i wzmocnienie 1300 V/V. 
	UWAGA: W razie potrzeby zmodyfikuj wzmocnienie wzmacniacza i szerokość pasma zgodnie ze specyficznymi wymaganiami zwierzęcia18.</li>
	<li>Dołącz zintegrowany moduł Bluetooth do MCU do komunikacji bezprzewodowej w celu przesyłania zmierzonych danych do urządzenia hosta. W tym eksperymencie użyto anteny chipowej działającej na częstotliwości 2,4 GHz.</li>
	<li>W tym badaniu wykorzystaj akumulator Li-po 3,7 V wraz z dedykowanym układem scalonym do zarządzania energią.</li>
	<li>Wykonaj płytkę drukowaną dla powyższych układów scalonych na podłożu FR4. Twórz płytkę PCB w różnych formach, aby spełnić określone wymagania. Patrz Rysunek Uzupełniający 1, Rysunek Uzupełniający 2 i Rysunek Uzupełniający 3.</li>
	<li>Wypełnij elementy elektroniczne na płytce drukowanej przez lub użycie opalarki.</li>
</ol>
5. Konfiguracja oprogramowania
<ol>
	<li>oprogramowanie układowe
	<ol>
		<li>Przygotuj oprogramowanie układowe (Supplementary Coding File 1), aby skonfigurować 2-kanałowy przetwornik ADC o rozdzielczości 8 bitów i częstotliwości próbkowania 2 kSP. Sformatuj cyfrowo przekonwertowane dane do macierzy i prześlij je przez Bluetooth Low Energy (BLE) za pomocą wyznaczonego narzędzia do tworzenia oprogramowania.</li>
		<li>Prześlij oprogramowanie układowe do MCU przed wdrożeniem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Program do monitorowania w czasie rzeczywistym
	<ol>
		<li>Przygotuj program do wykreślania danych otrzymanych przez BLE w czasie rzeczywistym. Na potrzeby tego badania opracowano aplikację do kreślenia opartą na języku Python, która również przechowuje surowe dane w określonej lokalizacji (Supplementary Coding File 2). 
		UWAGA: System może doświadczyć opóźnienia bufora próbkowania wynoszącego maksymalnie 50 ms i opóźnienia komunikacji bezprzewodowej wynoszącego około 10 ms19,20.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Test na bieżni
<ol>
	<li>Podłącz akumulator do przygotowanego obwodu i przymocuj płytkę drukowaną do złącza, jak pokazano na Rysunek 6A.</li>
	<li>Uruchom program monitorujący na komputerze i nawiąż łączność bezprzewodową z płytką drukowaną obwodu.</li>
	<li>Umieść szczura na bieżni i monitoruj przebieg EMG. W tym badaniu bieżnia jest ustawiona na prędkość 25 m/min (<silna klasa="xfig">Rysunek 6B).</li>
</ol>
7. Analiza danych
<ol>
	<li>Załaduj dane EMG przechowywane w programie . Format CSV.</li>
	<li>Zastosuj metody przetwarzania sygnału, aby usunąć niechciane szumy i sygnały zakłócające. 
	UWAGA: Wykrywanie obwiedni i analiza spektralna mogą być dalej wykonywane w celu analizy zmęczenia mięśni i symetrii w aktywności motorycznej.</li>
</ol>

Wireless Intramuscular EMG System for Locomotion Studies in Stroke Model Rats

<ol><li>Farina, D., Enoka, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+surface+electromyography%3A+From+muscle+electrophysiology+towards+neural+recording+and+interfacing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Evolution of surface electromyography: From muscle electrophysiology towards neural recording and interfacing.</a> J Electromyogr Kinesiol. 71, 102796(2023).</li>
<li>Kim, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+wearable+ECG+monitoring+system+using+microneedle+electrodes+for+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Sens+J%22%5BJournal%5D)">A wearable ECG monitoring system using microneedle electrodes for small animals.</a> IEEE Sens J. 23 (18), 21873-21881 (2023).</li>
<li>Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+forelimb+muscle+activity+in+head-fixed+mice+with+chronically+implanted+EMG+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Recording forelimb muscle activity in head-fixed mice with chronically implanted EMG electrodes.</a> J Vis Exp. 205, e66584(2024).</li>
<li>Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaling+of+motor+output%2C+from+mouse+to+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%22%5BJournal%5D)">Scaling of motor output, from mouse to humans.</a> Physiology. 34 (1), 5-13 (2019).</li>
<li>Scholle, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+surface+EMG+multi-electrode+technique+for+characterizing+muscle+activation+patterns+in+mice+during+treadmill+locomotion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A surface EMG multi-electrode technique for characterizing muscle activation patterns in mice during treadmill locomotion.</a> J Neurosci Methods. 146 (2), 174-182 (2005).</li>
<li>Tysseling, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+evaluation+of+a+chronic+EMG+multichannel+detection+system+for+long-term+recordings+of+hindlimb+muscles+in+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electromyogr+Kinesiol%22%5BJournal%5D)">Design and evaluation of a chronic EMG multichannel detection system for long-term recordings of hindlimb muscles in behaving mice.</a> J Electromyogr Kinesiol. 23 (3), 531-539 (2013).</li>
<li>Shafer, B., Welle, C., Vasudevan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+for+assessing+the+long-term+safety+and+performance+of+peripheral+nerve+electrode+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A rat model for assessing the long-term safety and performance of peripheral nerve electrode arrays.</a> J Neurosci Methods. 328, 108437(2019).</li>
<li>Teruya, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+alterations+in+a+Parkinson%27s+disease+animal+model+using+electromyographic+biomarkers%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Biol+Eng+Comput%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle alterations in a Parkinson's disease animal model using electromyographic biomarkers.</a> Med Biol Eng Comput. 59 (9), 1735-1749 (2021).</li>
<li>Kloefkorn, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+three-state+sleep-wake+staging+in+mice+using+electric+field+sensors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive three-state sleep-wake staging in mice using electric field sensors.</a> J Neurosci Methods. 344, 108834(2020).</li>
<li>Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+measurement+of+respiratory+muscle+activity+and+ventilation+in+mouse+models+of+neuromuscular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease.</a> J Vis Exp. (122), e55599(2017).</li>
<li>Zealear, D., Li, Y., Huang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+implantable+system+for+chronic+in+vivo+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">An implantable system for chronic in vivo electromyography.</a> J Vis Exp. (158), e60345(2020).</li>
<li>Shon, A., Brakel, K., Hook, M., Park, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+implantable+plantar+cutaneous+augmentation+system+for+rats+using+closed-loop+electrical+nerve+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Circuits+Syst%22%5BJournal%5D)">Fully implantable plantar cutaneous augmentation system for rats using closed-loop electrical nerve stimulation.</a> IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 15 (2), 326-338 (2021).</li>
<li>Ouyang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+wireless+and+battery-less+implant+for+multimodal+closed-loop+neuromodulation+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">A wireless and battery-less implant for multimodal closed-loop neuromodulation in small animals.</a> Nat Biomed Eng. 7 (10), 1252-1269 (2023).</li>
<li>Zhou, Y., Liu, C., Huang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+power+transfer+for+implanted+medical+applications%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Energies%22%5BJournal%5D)">Wireless power transfer for implanted medical applications: A review.</a> Energies. 13 (11), 2837(2020).</li>
<li>Zymantiene, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+electromagnetic+field+exposure+on+mouse+brain+morphological+and+histopathological+profiling%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vet+Res%22%5BJournal%5D)">Effect of electromagnetic field exposure on mouse brain morphological and histopathological profiling.</a> J Vet Res. 64 (2), 319-324 (2020).</li>
<li>Ebrahim, S., Azab, A., Albasha, M., Albishti, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biological+effects+of+electromagnetic+fields+on+human+and+experimental+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Res+J+Nat+Appl+Sci%22%5BJournal%5D)">The biological effects of electromagnetic fields on human and experimental animals.</a> Int Res J Nat Appl Sci. 3, 106-121 (2016).</li>
<li>Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+muscle+function+using+experimentally+determined+subject-specific+muscle+properties%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties.</a> J Biomech. 117, 110242(2021).</li>
<li>Westerga, J., Gramsbergen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+the+electromyogram+of+two+major+hindlimb+muscles+during+locomotor+development+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Changes in the electromyogram of two major hindlimb muscles during locomotor development in the rat.</a> Exp Brain Res. 92 (3), 479-488 (1993).</li>
<li>Tosi, J., Taffoni, F., Santacatterina, M., Sannino, R., Formica, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+evaluation+of+Bluetooth+low+energy%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Performance evaluation of Bluetooth low energy: A systematic review.</a> Sensors. 17 (12), 28988(2017).</li>
<li>IEEE Health Informatics-PoC medical device communication Part 00101: Guide-Guidelines for the use of RF wireless technology. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22IEEE+Std+11073-00101-2008%22">IEEE Std 11073-00101-2008</a>. , 1-125 (2008).</li>
<li>Xu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rehabilitation+effects+of+fatigue-controlled+treadmill+training+after+stroke%3A+A+rat+model+study%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Bioeng+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rehabilitation effects of fatigue-controlled treadmill training after stroke: A rat model study.</a> Front Bioeng Biotechnol. 8, 590013(2020).</li>
<li>Nigg, S., Vienneau, J., Maurer, C., Nigg, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+symmetry+index+using+discrete+variables%5BTitle%5D)+AND+%22Gait+Posture%22%5BJournal%5D)">Development of a symmetry index using discrete variables.</a> Gait Posture. 38 (1), 115-119 (2013).</li>
</ol>

Wszystkich autorów nie ma konfliktu interesów.

W niniejszej pracy przedstawiono system akwizycji elektromiografii (EMG), który jest mały, łatwy do wdrożenia, tani i bezprzewodowy. System skutecznie zapobiega degradacji sygnału spowodowanej przez kable, ponieważ nie opiera się na żadnym przewodowym zewnętrznym sprzęcie pomiarowym. Dzięki zamontowaniu łącznika z tyłu zamiast na głowie, proces chirurgiczny staje się znacznie łatwiejszy, zmniejszając ryzyko powikłań. Taka konfiguracja minimalizuje również ryzyko wpadnięcia platformy na boczne ściany, co może prowadzić do artefaktów sygnału. Dodatkowo łagodzi zmęczenie szyi, ponieważ skoncentrowany ciężar nie jest przenoszony na głowę.
Protokół obejmuje kilka kluczowych etapów, w szczególności precyzyjne przygotowanie elektrod domięśniowych i staranne umieszczenie łączników. Upewnienie się, że izolacja jest dokładnie zdjęta i że węzły są prawidłowo zawiązane, jest niezbędne do zapobiegania nadmiernemu wkładaniu podczas umieszczania elektrody1. Co więcej, monitorowanie miejsca operowanego po operacji ma kluczowe znaczenie dla wczesnej identyfikacji potencjalnych powikłań, a tym samym zapewnienia dobrostanu zaangażowanych zwierząt.
Chociaż proponowana technika jest solidna, pewne modyfikacje mogą zwiększyć jej skuteczność. Na przykład dostosowanie długości elektrod w oparciu o konkretny rozmiar mięśnia może poprawić jakość kontaktu. Dodatkowo, w przypadku utraty sygnału lub szumów podczas pomiarów, rozwiązywanie problemów może obejmować sprawdzenie połączeń i upewnienie się, że urządzenie jest odpowiednio ekranowane przed zakłóceniami elektromagnetycznymi6. Zapewnienie odpowiedniego szkolenia zespołowi chirurgicznemu może również złagodzić błędy proceduralne, poprawiając ogólne wskaźniki sukcesu.
Pomimo swoich zalet urządzenie waży około 3 g, co nie jest problematyczne dla szczurów, ale może powodować dyskomfort u mniejszych lub młodszych myszy. Ten dyskomfort może potencjalnie wpłynąć na ich wzorce chodu, wpływając w ten sposób na analizę behawioralną za pośrednictwem EMGore; Urządzenie lub łącznik nie mogą być chronione, jeśli szczur zostanie pozostawiony bez opieki w klatce, co stwarza ryzyko uszkodzenia13. Metalowa obudowa została zaimplementowana w celu ochrony, gdy urządzenie nie jest używane, ale dalsze ulepszenia mogą poprawić ten aspekt.
Znaczenie tego systemu polega na jego zdolności do dostarczania ciągłych, wysokiej jakości zapisów EMG bez ograniczeń narzucanych przez urządzenia na uwięzi. Tradycyjne metody, w tym kable mocujące i duże urządzenia do implantacji, często ograniczają ruch zwierząt i mogą wywoływać stres, zniekształcając w ten sposób wyniki5. Technika ta oferuje bardziej humanitarne podejście przy jednoczesnym zachowaniu wysokiej wierności w gromadzeniu danych, co ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia funkcji motorycznych i regeneracji w różnych kontekstach eksperymentalnych3.
W przyszłych pracach istnieje wiele zastosowań tej techniki. Podczas gdy obecne badanie koncentrowało się na mięśniu brzuchatym łydki przyśrodkowej (MG) w celu oceny symetrii mięśni podczas chodu, metodologia może zostać dostosowana do innych mięśni, a nawet rozszerzona na pomiary elektrokardiograficzne (EKG). Zwiększenie liczby elektrod umożliwiłoby jednoczesne zbieranie sygnałów z wielu miejsc11, ułatwiając kompleksowe analizy koordynacji i funkcji mięśni. Postęp ten może prowadzić do wglądu w strategie rehabilitacji w leczeniu udaru mózgu i innych schorzeń nerwowo-mięśniowych.
Podsumowując, proponowany system akwizycji EMG stanowi znaczący postęp w dziedzinie badań lokomocji zwierząt. Rozwiązując problemy z istniejącymi metodami i zapewniając wszechstronną platformę dla przyszłych badań, system ten daje nadzieję na pogłębienie naszej wiedzy na temat funkcji motorycznych i regeneracji w różnych warunkach eksperymentalnych.

Elektromiografia polega na rejestrowaniu potencjałów elektrycznych generowanych przez włókna mięśniowe podczas skurczu. Właściwości te są determinowane przez sygnały aktywacji neuronalnej wysyłane z neuronów ruchowych do poszczególnych mięśni. EMG jest szeroko stosowane w rehabilitacji, badaniach motorycznych, mózgowych i nerwowych, a metody pomiaru można ogólnie podzielić na EMG powierzchniowe (sEMG) i EMG domięśniowe (iEMG)1. Elektrody powierzchniowe mają kilka zalet, szczególnie w zastosowaniach ubieralnych, ponieważ są nieinwazyjne i wymagają prostego procesu przygotowania2. W przypadku implantacji sEMG proces chirurgiczny jest prostszy w porównaniu do iEMG, gdzie elektroda nie musi przenikać przez mięsień. Pomimo tych zalet, sEMG jest podatny na zanieczyszczenie sygnału, takie jak zakłócenia na granicy mięśni-elektroda, artefakty ruchu, jakość kontaktu elektrody i przesłuchy sygnału z sąsiednich mięśni1. Wyzwania te są szczególnie problematyczne, gdy elektrody są umieszczone w bliskiej odległości, co często ma miejsce w badaniach z udziałem małych zwierząt. Z drugiej strony, iEMG wymaga dodatkowego zabiegu chirurgicznego w celu penetracji elektrody. Pomimo dodatkowych kroków proceduralnych, metoda ta zapewnia zapisy EMG specyficzne dla mięśni z większą precyzją i mniejszym przesłuchem, ponieważ elektrody są trwale osadzone w tkance mięśniowej3. W badaniach motorycznych na małych zwierzętach preferowane jest iEMG, ponieważ informacje EMG specyficzne dla mięśni z niezawodną instalacją elektrod są krytyczne4.
Zgłoszono kilka podejść do pozyskiwania zapisów EMG z elektrod u małych zwierząt. Tether są powszechnie używane do łączenia elektrod z zewnętrznymi urządzeniami pomiarowymi5,6,7,8,9,10,11, urządzenia mogą być wszczepione wewnątrz ciała12, lub można umieścić na zwierzęciu bezprzewodową platformę do noszenia13. Tether są najczęściej zgłaszaną metodą ze względu na dostępność kompatybilnego sprzętu komercyjnego do tego celu; Jednak druty mocujące powodują dyskomfort u zwierząt, a ich ruch jest często ograniczony przez, co może mieć wpływ na badanie. Urządzenia wszczepialne oferują rozwiązania bezprzewodowe, ale ich ograniczona żywotność baterii może ograniczać czas trwania eksperymentów. Ponadto rozmiar i waga urządzeń zainstalowanych na stałe może powodować stres i dyskomfort u zwierząt, co może mieć wpływ na badanie. Techniki bezprzewodowego przesyłania energii zostały zaproponowane w celu rozwiązania problemów z urządzeniami wszczepialnymi, ale utrzymanie niezawodnego łącza energetycznego z małym urządzeniem jest zazwyczaj bardzo trudne14. Co więcej, narażenie na silne pola elektromagnetyczne może prowadzić do nieprzewidzianych konsekwencji, takich jak obniżona funkcja immunologiczna i potencjalne zmiany neurodegeneracyjne w mózgu15,16.
System akwizycji może być również zaimplementowany jako bezprzewodowa, ubieralna platforma, która obsługuje przetwarzanie sygnału i bezprzewodowo przesyła zapisy EMG do stacji bazowej. Chociaż jest to preferowana metoda, stanowi ona wyzwanie techniczne dla użytkowników, a szczegóły eksperymentalne często nie są w pełni omówione w literaturze.
W tej pracy prezentujemy prostą, tanią i niezawodną metodę pozyskiwania EMG do badań lokomocji u małych zwierząt. Para elektrod iEMG jest wszczepiana w mięśnie kończyn tylnych szczura, podczas gdy reszta systemu akwizycji sygnału, w tym wzmocnienie, konwerter analogowo-cyfrowy i telemetria bezprzewodowa, jest zamontowana na grzbiecie zwierzęcia. Dane EMG są przesyłane do komputera osobistego w celu monitorowania w czasie rzeczywistym, a dane są rejestrowane lokalnie. Przeprowadza się eksperyment lokomocji na bieżni w celu zademonstrowania systemu w badaniu odzyskiwania po udarze.

<table><tbody><tr><td>Płytka niklowa o grubości 0,2 mm</td><td>Dowolny dostępny filament do</td> druku 3D cubicon <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>A-100</td><td></td></tr><tr><td>7 tygodni RAT</td><td>JABIO</td><td>SD (DBL) [7W M]</td><td></td></tr><tr><td>Klej</td><td>Okong</td><td>1028453</td><td>do mocowania tarczy</td></tr><tr><td>ANT1</td><td>Johanson Technology Inc.</td><td>2450AT07A0100001T</td><td></td></tr><tr><td>C1, C15, C16, C20</td><td>Vishay</td><td>1n</td><td>0201(0603)metryczne</td></tr><tr><td>C10, C13</td><td>Vishay</td><td>100p</td><td>0201(0603)metryczne</td></tr><tr><td>C11, C12</td><td>Vishay</td><td>4p</td><td>0201(0603)metryczne</td></tr><tr><td>C14, C19</td><td>Vishay</td><td>0.39n</td><td>0201(0603)metryczne</td></tr><tr><td>C2, C17</td><td>Vishay</td><td>22n</td><td>0201(0603)metryczne</td></tr><tr><td>C3, C5, C6</td><td>Vishay</td><td>0.1u</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>C4, C18</td><td>Vishay</td><td>2.2u</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>C7</td><td>Vishay</td><td>4.7u</td><td>0402 (1005) metryczne</td></tr><tr><td>C8, C21</td><td>Vishay</td><td>1u</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>C9</td><td>Vishay</td><td>1p</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>Klatka</td><td>JEUNG DO B& P</td><td>JD-C-02</td><td></td></tr><tr><td>Czysta ściereczka</td><td>kimberly</td><td>41112</td><td></td></tr><tr><td>Akcesorium do złącza</td><td>Harwin</td><td>M20-1060400</td><td>Obudowa z tworzywa sztucznego</td></tr><tr><td>Akcesorium do złącza</td><td>Harwin</td><td>M20-1180042</td><td>Część metalowa</td></tr><tr><td>Elektryczna maszynka do strzyżenia włosów</td><td>Buzz</td><td>RFC-928</td><td></td></tr><tr><td>Opalarka</td><td>QUICK</td><td>861DW</td><td></td></tr><tr><td>IC1, IC3</td><td>Urządzenie analogowe</td><td>AD8232</td><td>do pomiaru EMG AFE</td></tr><tr><td>IC2</td><td>Nordic Semiconductor</td><td>nRF52832-CIAA</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Hana Pharm</td><td>657801261</td><td></td></tr><tr><td>L1</td><td>Vishay</td><td>3.3n</td><td>0201(0603) metryczny</td></tr><tr><td>akumulator Li-po</td><td>TheHan</td><td>TW402025</td><td>13 mm * 10 mm * 4 mm, 30mAh</td></tr><tr><td>Nagłówek pinowy</td><td>Harwin</td><td>M22-2530505</td><td></td></tr><tr><td>R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22</td><td>Vishay</td><td>10M</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>R11, R23</td><td>Vishay</td><td>100k</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>R12, R24</td><td>Vishay</td><td>1M</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19</td><td>Vishay</td><td>180k</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>R6, R18</td><td>Vishay</td><td>160k</td><td>0201 (0603) metryczne</td></tr><tr><td>R8, R20</td><td>Vishay</td><td>768k</td><td>0201(0603)metryczny</td></tr><tr><td>Drut lutowniczy</td><td>Alpha metal</td><td>SACX0307</td><td></td></tr><tr><td>Lutownica</td><td>Hakko</td><td>FX-951</td><td></td></tr><tr><td>Druty ze stali nierdzewnej pokryte teflonem</td><td>AM Systems</td><td>793200</td><td></td></tr><tr><td>Igła do szycia&nbsp;</td><td>AILEE</td><td>301289</td><td></td></tr><tr><td>Drut do szycia</td><td>Ethicon</td><td>604G</td><td></td></tr><tr><td>Bieżnia</td><td>Daejong Bio</td><td>DJ2-243</td><td></td></tr><tr><td>U1</td><td>Torex Semiconductor</td><td>XC6204B332DR-G</td><td></td></tr><tr><td>Y1</td><td>Murata Electronics</td><td>XRCTD32M000N1P1AR0</td><td></td></tr></tbody></table>

przenośny system pomiarowy elektromiograficzny dla małych zwierząt w czasie rzeczywistym

A Real-Time Wearable Electromyography Measurement System for Small Animals

Metoda pomiaru elektromiografii domięśniowej (EMG) dla zwierząt doświadczalnych została zaimplementowana na różne sposoby. Wśród tych metod, wiązanie na uwięzi z zewnętrznymi urządzeniami pomiarowymi może ograniczać przemieszczanie się zwierząt doświadczalnych, podczas gdy urządzenia wszczepialne mogą powodować niepożądane skutki uboczne ze względu na stałą obecność urządzenia o znacznych rozmiarach i wadze. Aby rozwiązać te problemy, proponujemy tani, bezprzewodowy, odłączany system pomiaru EMG i procedurę eksperymentalną. W artykule skupiono się na chirurgicznym montażu domięśniowych elektrod drucianych z małymi łącznikami oraz rozwoju systemu bezprzewodowego. Warto zauważyć, że w tym systemie do ciała zwierzęcia wprowadzane są tylko druty elektrodowe. Korzystając z tego systemu, pomiary EMG można łatwo wykonać, podłączając system obwodów do złącza zainstalowanego na grzbiecie zwierzęcia, z monitorowaniem w czasie rzeczywistym osiągalnym na laptopie. Proponowana metoda jest szczegółowo wyjaśniona krok po kroku, po czym następuje demonstracja polegająca na wprowadzeniu elektrod domięśniowych do tylnych kończyn szczura. Przeprowadza się eksperyment na bieżni w celu badania lokomocji, a następnie uzyskuje się i analizuje uzyskane sygnały elektrofizjologiczne.

W niniejszym badaniu przedstawiono prostą bezprzewodową metodę akwizycji sygnałów EMG. Choć niezbędny jest zabieg chirurgiczny, nacięcie wykonuje się jedynie częściowo w konkretnym obszarze wprowadzenia elektrod i mocowania konektora, co znacznie zmniejsza obciążenie zwierzęcia. W tej demonstracji elektrody wprowadzono do kończyn dolnych, jednak za pomocą tej samej metody można przeprowadzić podobne badania elektrofizjologiczne w różnych innych obszarach. Podejście to oferuje zaletę ciągłego pomiaru sygnałów elektrofizjologicznych bez konieczności stosowania kabli łączących i bez nakładania ograniczeń behawioralnych. Płytka PCB obwodu ma średnicę 9 mm, wysokość 3 mm i całkowitą masę 3 g. Wymiana baterii jest prosta, a proponowany system umożliwia ciągłe monitorowanie zachowań motorycznych. Zdjęcie przedstawiające mocowanie konektora i urządzenia, a także przebieg sygnału EMG, znajduje się na Ryc. 7.
W niniejszym badaniu wykorzystano bieżnię do analizy wzorców ruchu szczurów. Bieżnia jest skutecznym narzędziem do analizy ruchu zwierząt17, umożliwiającym ocenę problemów mięśniowych lub neurologicznych. Choć może być ona również używana do badania swobodnego ruchu szczurów, niniejszy eksperyment ma na celu w szczególności analizę nieprawidłowości w ruchu wywołanych różnymi stanami chorobowymi. Aby to osiągnąć, wymagany jest ruch ciągły i powtarzalny, co czyni bieżnię odpowiednim wyborem dla naszych celów.
Do analizy lokomocji zwierząt za pomocą EMG można wykorzystać różne metody. Wśród nich w analizie behawioralnej zastosowano wskaźnik symetrii21,22. Wskaźnik symetrii mierzy równowagę aktywności między dwoma mięśniami po obu stronach ciała i został przez nas wykorzystany do oceny powrotu do sprawności po udarze.
<img alt="Schemat układu do rejestracji sygnałów nerwowych z insercją mięśniową i izolacją, pokazujący węzły z drutu i stopnie usuwania izolacji." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Proces przygotowania elektrod drucianych. (A) Ilustracja struktury drutu i miejsca usuwania izolacji. Podczas wprowadzania drutów do mięśni należy zawiązać trzy węzły, aby zapobiec ich zbyt głębokiej insercji. (B) Izolacja została całkowicie usunięta na krawędzi drutu. (C) Izolacja została usunięta częściowo w celu ułatwienia kontaktu z mięśniem. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat procesu montażu połączeń przewodów; kroki obejmują wkładanie, zabezpieczanie i lutowanie przewodów." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Proces montażu elektrody drucowej i złącza. (A) Przygotowanie materiałów do montażu. (B) Wkładanie drutu do komponentu metalowego. (C) Lutowanie drutu do komponentów metalowych. (D) Przeciąganie drutu przez otwór w plastikowej obudowie. (E) Wkładanie drutu i komponentów metalowych do plastikowej obudowy. (F) Ukończenie montażu wszystkich przewodów i użycie kleju cyjanoakrylowego do przymocowania plastikowej obudowy do prowadnicy szwu (część szara). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Zestaw narzędzi chirurgicznych na sterylnym polu do procedury medycznej z nożyczkami, pęsetą i uchwytem igłowym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Narzędzia chirurgiczne wymagane do procedury. Zestaw narzędzi chirurgicznych niezbędnych do procedury, obejmujący (1) igłę do szycia, (2) pęsetę, (3) pęsetę, (4) nożyczki chirurgiczne, (5) nożyczki precyzyjne, (6-7) kleszczyki hemostatyczne, (8) uchwyt igłowy oraz (9) przygotowaną elektrodę. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat implantacji elektrod w mięśniach gryzonia; cięcie chirurgiczne, okablowanie, układ rejestrujący." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig4v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Procedura mocowania drutu elektrodowego. (A) Pozycje nacięć na grzbiecie i nodze. (B) Wprowadzanie uchwytu do igieł przez nacięcie w celu uchwycenia drutu. (C) Wyciąganie drutu z nacięcia. (D) Technika szycia w docelowym mięśniu, rozmieszczenie elektrod wokół najgrubszej części mięśnia z odstępem 5 mm. (E) Końcowy stan zakończonego zabiegu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig4v2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat mocowania urządzenia medycznego, metalowy ekran złączą, proces szycia, nakładanie kleju." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig5.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Umieszczenie złącza. (A) Szycie pod złączem. (B) Mocowanie złącza za pomocą nici chirurgicznej. (C) Nakładanie kleju na górną część złącza i umieszczanie metalowego ekranu w celu ochrony. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Urządzenie EMG noszone przez świnię, schemat elektrod i wykres sygnału w czasie rzeczywistym podczas eksperymentu na bieżni." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig6.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6: Demonstracja akwizycji sygnału EMG. (A) Zdjęcie systemu akwizycji EMG zamontowanego na szczurze. (B) Przeprowadzanie testu na bieżni przy prędkości 25 m/min. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres analizy sygnału elektromiografii (EMG), przefiltrowane i obwiedniowe dane mięśni kończyn dolnych w czasie." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67418/67418fig7.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7: Zmierzony przebieg EMG i obwiednia sygnału EMG. (A) Surowy przebieg zmierzonego sygnału EMG. (B) Przefiltrowany sygnał EMG użyty do uzyskania obwiedni. (C) Przebieg obwiedni z linią progową do analizy indeksu symetrii. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/67418fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Rycina uzupełniająca 1: Schemat rozmieszczenia obwodu PCB. Schematyczne przedstawienie układu obwodu na płytce drukowanej (PCB), ilustrujące rozmieszczenie komponentów i połączeń. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_1.png" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać tę rycinię.</a>
Rycina uzupełniająca 2: Projekt obwodu PCB warstwy tylnej. Projekt tylnej warstwy płytki drukowanej (PCB), przedstawiający rozmieszczenie komponentów i prowadzenie ścieżek obwodu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_2.png" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać tę figurę.</a>
Uzupełniająca Rysunek 3: Projekt obwodu PCB warstwy górnej. Projekt górnej warstwy płytki drukowanej (PCB), przedstawiający rozmieszczenie komponentów i połączenia elektryczne. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Supplementary_Figure_3.png" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten rysunek.</a>
Uzupełniający plik kodu 1: Przygotowanie oprogramowania układowego do konfiguracji przetwornika ADC. Instrukcje przygotowania oprogramowania układowego do konfiguracji 2-kanałowego przetwornika analogowo-cyfrowego (ADC) o rozdzielczości 8 bitów i częstotliwości próbkowania 2 próbek na sekundę (kSPs). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/main.c.txt" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Uzupełniający plik z kodem 2: Aplikacja do wykresów oparta na języku Python. Opis aplikacji do wykresów opartej na języku Python, wykorzystanej w niniejszym badaniu do wizualizacji i analizy danych. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67418/Python-display.py" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Przedstawiono protokół instalacji i przygotowania elektrod domięśniowych, wraz z montowanym na zwierzętach, zminiaturyzowanym urządzeniem pomiarowym do analizy elektromiografii (EMG) w badaniach lokomocji. System ten umożliwia bezprzewodową transmisję danych EMG w czasie rzeczywistym w celu zbadania regeneracji lokomocji u szczurów po udarze.

Przenośny system pomiarowy elektromiograficzny dla małych zwierząt w czasie rzeczywistym

The intramuscular electromyography (EMG) measurement method for experimental animals has been implemented in various ways. Among these methods, tethering ...

Metoda ta ma na celu pomiar EMG u małych zwierząt bez konieczności połączenia na uwięzi ze sprzętem pomiarowym. Wiązanie może ograniczać ruchy zwierzęcia i prowadzić do pewnych niedogodności. Zaczęliśmy od pytania, czy możemy zaradzić tym ograniczeniom.Obecnie opracowujemy i testujemy urządzenie do stymulacji elektrycznej do leczenia mięśni i nerwów. W przeciwieństwie do tradycyjnych metod, które wykorzystują stymulację w pętli otwartej do regeneracji, nasze podejście obejmuje sprzężenie zwrotne w pętli zamkniętej w celu monitorowania efektu w czasie rzeczywistym. Integracja ta ma na celu poprawę wyników terapeutycznych.Skupiamy się na miniaturyzacji urządzenia, aby można było go używać na żywych zwierzętach bez ograniczania ich ruchów. Podczas gdy niektóre doświadczone zespoły inżynierskie mogą wykonywać podobne testy od niechcenia, osiągnięcie tego jest wyzwaniem dla zespołów z czysto naukowym zapleczem. Nasze badanie ma na celu wykorzystanie bezprzewodowego systemu ubieralnego i zaprojektowaliśmy urządzenie z myślą o tym celu.Jedną z kluczowych zalet jest to, że zminiaturyzowaliśmy złącza oraz samo urządzenie. Taka konstrukcja pomaga zmniejszyć obciążenie podczas eksperymentów pomiarowych, zwłaszcza podczas pracy z osobami na zwierzętach. Nasze laboratorium ma na celu postęp w badaniach nad leczeniem małych zwierząt poprzez opracowanie systemu pomiaru sygnałów biologicznych z monitorowaniem sprzężenia zwrotnego w pętli zamkniętej.System ten pozwala nam osiągać bardziej precyzyjne i adaptacyjne wyniki terapeutyczne, zwiększając skuteczność zabiegów. Aby rozpocząć, przytnij drut ze stali nierdzewnej pokrytej politetrafluoroetylenem na długość 140 milimetrów i 60 milimetrów. Zawiąż trzy węzły na drucie o długości 140 milimetrów, umieszczając je na 40 i 100 milimetrach w stosunku do węzła.Pozostaw dwumilimetrową przerwę od węzła na krótszym boku drutów o średnicy 140 milimetrów. Następnie za pomocą lutownicy częściowo zdejmij dwa milimetry izolacji. Na dłuższym boku całkowicie zdejmij dwa milimetry izolacji od końca.W przypadku drutu o średnicy 60 milimetrów usuń dwa milimetry izolacji z jednego końca i 10 milimetrów z drugiego końca. Po całkowitym zdjęciu izolacji przymocuj przewód, przylutowując go do akcesorium złącza. Zamontuj metalową część podłączoną do przewodu w plastikowej obudowie.Przymocuj złącze do wydrukowanej w 3D plastikowej prowadnicy z otworami do mocowania go do skóry zwierzęcia. Zastosuj biokompatybilny cyjanoakrylan, aby zapobiec kontaktowi lutowanej części z miejscem nacięcia. Wytnij niklowaną płytkę o grubości 0,2 milimetra i zegnij ją wokół złącza, aby ją osłonić, zapobiegając potencjalnym uszkodzeniom przez zwierzę.Aby rozpocząć, za pomocą nożyczek chirurgicznych wykonaj nacięcie o długości od 5 do 10 milimetrów wokół odcinka lędźwiowego znieczulonego szczura, w którym zostanie przymocowany łącznik. Następnie wykonaj nacięcie o długości około 10 do 15 milimetrów na skórze nad docelowym mięśniem i usuń powięź pod skórą, aby odsłonić mięsień. Użyj sterylnego trokaru, aby stworzyć przejście, przez które drut przejdzie od nacięcia lędźwiowego do docelowej pozycji mięśnia.Po przygotowaniu zespołu drutu elektrodowego i łącznika, za pomocą trokara ściśnięć druty elektrodowe w nacięciu lędźwiowym i ostrożnie przeciągnij je do docelowego nacięcia mięśnia. Użyj igły do szycia, aby wprowadzić drut elektrody do docelowego mięśnia. Poprowadź drut, który przeszedł przez mięsień, z powrotem do punktu jego wprowadzenia.Zabezpiecz go węzłem od góry i odetnij pozostały drut. Po zabezpieczeniu drutu elektrodowego w mięśniu docelowym należy zszyć miejsce nacięcia za pomocą nici do szwu 4/0. Zszyj nacięcie pod łącznikiem, upewniając się, że cały drut jest włożony do ciała i bezpiecznie zszyty.Na koniec przymocuj łącznik do skóry grzbietowej szczura za pomocą nici do szwów.

a-real-time-wearable-electromyography-measurement-system-for-small

Research

JoVE Journal

Engineering

Inżynieria

Telemetry EKG stała się niezbędnym narzędziem w ocenie modeli zwierzęcych pod kątem arytmii serca i nagłej śmierci sercowej. W niniejszym materiale przedstawiamy instrukcję krok po kroku dotyczącą rejestracji telemetrycznego EKG w celu długoterminowego ambulatoryjnego monitorowania EKG u myszy.

Ambulatoryjne zapisy EKG u myszy

Opisano procedurę optogenetycznej manipulacji aktywnością neuronów piramidowych kory mózgowej przy jednoczesnym monitorowaniu elektroencefalogramu, elektromiogramu oraz stężenia mleczanu w mózgu. Rejestracje eksperymentalne są przeprowadzane u myszy z podłączonymi przewodami podczas spontanicznych cykli snu i czuwania. Sprzęt do optogenetyki został zbudowany w naszym laboratorium; sprzęt pomiarowy jest dostępny w sprzedaży.

Symultaniczna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

Film demonstruje długoterminowe, ciągłe monitorowanie elektroencefalografii (EEG) u młodych gryzoni za pomocą bezprzewodowego systemu nadajników. Nadajnik zawiera dwie elektrody rejestrujące i jedną elektrodę odniesienia sięgającą do powierzchni mózgu. Po umieszczeniu szczeniaka w komorze rejestracyjnej, EEG może być stale monitorowane przez cały okres rozwoju szczeniaka do dorosłości.

Długotrwały ciągły monitoring elektroencefalograficzny u młodego gryzonia

Źródło: Jensen, V. N.,  i inni. Wielokrotne pomiary aktywności mięśni oddechowych i wentylacji w mysich modelach choroby nerwowo-mięśniowej. J. Vis. Exp. (2017). Ten film przedstawia metodę jednoczesnego rejestrowania sygnałów pletyzmografii i elektromiografii w swobodnie poruszającym się modelu myszy ALS. Procedura polega na użyciu wszczepionych elektrod i nadajnika do rejestrowania aktywności mięśni, a także komory pletyzmograficznej do monitorowania wzorców oddychania, w celu zbadania roli...

Jednoczesny zapis pletyzmografii i elektromiografii w mysim modelu ALS

Tutaj demonstrujemy użycie bezprzewodowej technologii umożliwiającej elektroencefalogram (EEG) w modelach chorób ludzkich noworodków gryzoni. Dzięki telemetrii nie ma obciążających połączeń, co pozwala na naturalne zachowania.

Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch

Ten artykuł przedstawia metodę wielokrotnych pomiarów wentylacji i aktywności mięśni oddechowych w swobodnie zachowującym się modelu myszy ze stwardnieniem zanikowym bocznym (ALS) podczas postępu choroby za pomocą pletyzmografii całego ciała i elektromiografii za pomocą wszczepionego urządzenia telemetrycznego.

Wielokrotne pomiary aktywności mięśni oddechowych i wentylacji w mysich modelach choroby nerwowo-mięśniowej

Tutaj prezentujemy protokół do rejestrowania sygnałów biologicznych mózgu i serca u myszy za pomocą jednoczesnego wideo, elektroencefalografii (EEG) i elektrokardiografii (EKG). Opisano również metody analizy wynikowych zapisów EEG-EKG pod kątem napadów, mocy spektralnej EEG, funkcji serca i zmienności rytmu serca.

Jednoczesne monitorowanie wideo-EEG-EKG w celu identyfikacji dysfunkcji neurosercowej w mysich modelach padaczki

Prezentowany tutaj jest protokół produkcji wszczepialnego systemu do chronologicznego zapisu in vivo wywołanych i spontanicznych potencjałów elektromiograficznych. System jest stosowany do badania unerwienia mięśni krtani po uszkodzeniu nerwów.

Wszczepialny system do przewlekłej elektromiografii in vivo

Elektrokardiogram (EKG) jest kluczową zmienną do zrozumienia elektrofizjologii serca. Ćwiczenia fizyczne mają korzystne działanie, ale mogą być również szkodliwe w kontekście chorób układu krążenia. Manuskrypt ten przedstawia metodę rejestrowania EKG w czasie rzeczywistym podczas ćwiczeń, która może służyć do zbadania jego wpływu na elektrofizjologię serca u myszy.

Monitorowanie elektrokardiogramu w czasie rzeczywistym podczas treningu na bieżni u myszy

Ten protokół opisuje wytwarzanie rąk i chirurgiczne wszczepianie elektrod elektromiograficznych (EMG) w mięśniach kończyn przednich myszy, aby rejestrować aktywność mięśni podczas eksperymentów z zachowaniem głowy.

Rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami EMG

Naszym celem było dostarczenie zaktualizowanego, łatwego do zrozumienia przewodnika na temat produkcji i testowania elektrod do elektromiografii epimysalnej. W tym celu udostępniamy instrukcje dotyczące pozyskiwania materiałów oraz szczegółowy przewodnik po procesie produkcji i testowania.

Opracowanie taniej elektrody do elektromiografii epimysjalnej: uproszczony przepływ pracy przy produkcji i testowaniu

Poznaj bezprzewodowy system EMG do pomiarów elektromiograficznych u małych zwierząt w czasie rzeczywistym. Metoda umożliwia badanie odzyskiwania lokomocji u szczurów po udarze bez ograniczania ruchu zwierząt.

Przenośny system pomiarowy elektromiograficzny dla małych zwierząt w czasie rzeczywistym

Przeglądaj więcej filmów