Name: Śródskórne inokulowanie Mycobacterium avium w uchu myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-07-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 20 s
Description: Poznaj metodę śródskórnej inokulacji Mycobacterium avium w uchu myszy do badania odpowiedzi immunologicznej na prątki nietuberkulozowe. Ten model pozwala analizować infekcję in vivo przez 28 dni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy wyrażają swoją wdzięczność zaangażowanemu personelowi wiwarium za wyjątkową opiekę nad zwierzętami podczas tego badania. Autorzy pragną również podziękować laboratorium Henao-Tamayo na Uniwersytecie Stanowym Kolorado za udostępnienie szczepu M. avium użytego w tym badaniu. Autorzy pragną podziękować członkom laboratoriów Aderem i Urdahl w Seattle Children's Research Institute za szkolenie w zakresie oryginalnej metodologii. Projekt ten został sfinansowany w całości lub w części z funduszy federalnych z Narodowego Instytutu Alergii i Chorób Zakaźnych, Narodowych Instytutów Zdrowia, Departamentu Zdrowia i Opieki Społecznej, na podstawie umowy nr 75N93021C00029 (dla RNC) oraz grantów R01AI125160 i R01AI183642 (dla RNC i SLB).

Samice C57BL/6 zostały zakupione w laboratorium dostarczającym modele badawcze w wieku 6-7 tygodni. Myszy były trzymane w obiekcie dla zwierząt Seattle Children's Research Institute (SCRI) o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2 (BSL-2) w warunkach wolnych od patogenów i były traktowane zgodnie z protokołami eksperymentalnymi, które zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt SCRI (IACUC). Wszystkie metody zostały przeprowadzone zgodnie z odpowiednimi wytycznymi i przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt. Instytut działa na podstawie certyfikatu USDA #91-R-0061 i PHS Assurance #A4337-01. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie preparatów bakteryjnych do inokulacji
<ol>
	<li>W komorze bezpieczeństwa biologicznego sprzyjającej pracy bakterii wyjąć fiolkę z Mycobacterium avium (ATCC 25291) z miejsca przechowywania w temperaturze -80 °C i rozmrozić w temperaturze pokojowej. 
	UWAGA: Stężenia wyjściowe M. avium są określane z wyprzedzeniem, jako najlepszą praktykę w przypadku wszystkich materiałów podstawowych, poprzez posiewanie seryjnych rozcieńczeń na płytkach agarowych 7H10 i liczenie jednostek tworzących kolonie (CFU).</li>
	<li>Używając igły o końcówce o rozmiarze 26 G, ponownie zawiesić próbkę podstawową, przesuwając płyn w górę i w dół strzykawki o pojemności 1,0 ml 10 razy lub więcej, aby uzyskać jednolitą zawiesinę.</li>
	<li>Sprawdzić stężenie M. avium poprzez posiew 100 μl seryjnych rozcieńczeń zawiesiny w skali 1:10 na płytkach agarowych 7H10. Inkubować płytki przez 3 tygodnie w temperaturze 37 °C i policzyć kolonie, aby upewnić się, że stężenia inokulum są dokładne.</li>
	<li>Dostosować stężenie M. avium do preferowanej dawki, rozcieńczając próbkę sterylnym PBS. Przechowywać w temperaturze pokojowej do momentu, gdy będzie gotowy do użycia. 
	UWAGA: W tym eksperymencie użyto 102 jtk na dawkę 10 μL.</li>
</ol>
2. Przygotowanie i znieczulenie zwierząt
<ol>
	<li>Przed podaniem znieczulenia należy przygotować ciepłą powierzchnię, taką jak poduszka grzewcza, na której można trzymać klatki zaszczepionych myszy w celu regulacji temperatury ich ciała podczas rekonwalescencji.</li>
	<li>Wstrzyknąć koktajl ketaminy (100 mg / ml) i ksylazyny (20 mg / ml) myszom drogą dootrzewnową.</li>
	<li>Po znieczuleniu wykonaj szczypanie palca u nogi, aby upewnić się, że myszy są wystarczająco znieczulone do manipulacji procedurą.</li>
	<li>Smar do oczu nakładać obustronnie.</li>
</ol>
3. Platforma do szczepienia i przygotowanie materiałów
<ol>
	<li>Użyj piankowej tablicy, aby stworzyć półkę, na której mysz może się ustabilizować podczas manipulowania. 
	UWAGA: Taśma dwustronna pomoże przytrzymać ucho na platformie w płaskiej orientacji. Klej nie może być zbyt mocny, aby zachować zdrowie tkanek ucha.</li>
	<li>Ustaw podświetlaną lupę, aby zobaczyć platformę.</li>
	<li>Zbierz w pobliżu sterylną strzykawkę Hamilton i działający preparat M. avium.</li>
</ol>
4. Inokulacja skóry właściwej ucha
<ol>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej na półce w taki sposób, aby ucho można było umieścić na taśmie dwustronnej.</li>
	<li>Użyj delikatnego nacisku, aby spłaszczyć ucho na taśmie i upewnij się, że ucho się nie porusza. 
	UWAGA: Chusteczki nasączone alkoholem można stosować na uszy przed wstrzyknięciem, aby ograniczyć zanieczyszczenie krzyżowe i zakażenie komensalami skóry po zakażeniu. Jednak takich zakażeń nie zaobserwowano w badaniach pilotażowych bez użycia chusteczek nasączonych alkoholem.</li>
	<li>Pobrać 10 μl preparatu M. avium zawierającego 100 jtk jtk do sterylnej strzykawki Hamiltona. 
	UWAGA: Zamieszaj zawiesinę M. avium przed pobraniem objętości 10 μl, aby upewnić się, że jest jednorodna.</li>
	<li>Trzymaj platformę w jednej ręce, a strzykawkę Hamiltona w drugiej, upewniając się, że skośna strona igły jest skierowana do góry (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1).</li>
	<li>Umieścić strzykawkę Hamilton pod skórą właściwą ucha, wywierając bardzo lekki nacisk. Upewnij się, że igła nie przechodzi całkowicie przez cienką tkankę ucha.</li>
	<li>Po umieszczeniu igły na miejscu, stopniowo i powoli wciskać tłok strzykawki.</li>
	<li>Obserwuj kolor ucha podczas podawania. 
	UWAGA: Pomyślne podanie objawi się nieprzezroczystym uniesieniem w miejscu wstrzyknięcia, jak bańka.</li>
	<li>Po pełnym podaniu dawki sprawdź, czy ucho myszy i taśma nie mają oznak wycieku. 
	UWAGA: Jeśli dojdzie do wycieku, do przeciwnego ucha można podać szacunkową utraconą dawkę. Zwierzę powinno być co najmniej oznakowane i zarejestrowane jako możliwe, że podano mu dawkę mniejszą niż docelowa.</li>
	<li>Gdy dawkowanie się powiedzie, upewnij się, że mysz zostanie umieszczona z powrotem w klatce domowej, aby była wystawiona na działanie ciepłej powierzchni podczas monitorowania, dopóki nie obudzi się ze znieczulenia.</li>
</ol>
5. Ocena obciążenia bakteryjnego
<ol>
	<li>Eutanazja zwierząt zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt.
	<ol>
		<li>W tym przypadku eutanazja jest dokonywana przy użyciu co najmniej dwóch metod na ofiarę. W przypadku tej procedury wybrane są dwie metody: uduszenie CO2 i zwichnięcie szyjki macicy.</li>
		<li>Najpierw przedłuż rurkę, aby dozować gaz CO2 do klatki domowej myszy i podawaj gaz, aż nie będzie już oznak ruchu myszy. Uważaj, aby użyć klatki, która nie pozwoli na wyciek gazu.</li>
		<li>Następnie zwichnąć kręgi szyjne poprzez ręczną manipulację.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sekcja uszu zwierząt z prowokacją M. avium cztery tygodnie po ekspozycji (28 dni, zgodnie z wcześniejszymi badaniami12). Wypreparuj uszy 2 myszy za pomocą sterylnych narzędzi. Włóż uszy do stożkowych probówek zawierających bufor CFU (PBS + 0,05% Tween80) i użyj homogenizatora tkankowego do homogenizacji, aż do utworzenia jednolitej zawiesiny. Niekwestionowane uszy są również przetwarzane i służą jako kontrole. 
	UWAGA: Można użyć dowolnych punktów czasowych i narządów będących przedmiotem zainteresowania po ekspozycji. Do tego eksperymentu pobrano również płuca, śledzionę, drenujący węzeł chłonny i narządy mózgu.</li>
	<li>Dodać 100 μl homogenatu do 700 μl buforu CFU w bloku głębokiej studzienki w rozcieńczeniu 1:8-krotnie. Powtórz w całym bloku, aby uzyskać co najmniej 5 seryjnych rozcieńczeń. Dodać 50-100 μl czystego homogenatu lub seryjnych rozcieńczeń (zastosowano tutaj rozcieńczenia od 0 do 5) do trzech płytek agarowych 7H10, równomiernie rozprowadzić za pomocą rozsiewaczy T i inkubować w temperaturze 37 °C z 5% CO2 przez 2-3 tygodnie.</li>
	<li>Policz jednostki tworzące kolonie (CFU) i przekształć je w log10 do celów analizy w arkuszu kalkulacyjnym.</li>
</ol>

<ol><li>Abdelaal, H. F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mycobacterium+abscessus%3A+It%27s+Complex%5BTitle%5D)+AND+%22Microorganisms%22%5BJournal%5D)">Mycobacterium abscessus: It's Complex.</a> Microorganisms. 10 (7), (2022).</li>
<li>Baldwin, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+complexities+and+challenges+of+preventing+and+treating+nontuberculous+mycobacterial+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Negl+Trop+Dis%22%5BJournal%5D)">The complexities and challenges of preventing and treating nontuberculous mycobacterial diseases.</a> PLoS Negl Trop Dis. 13 (2), p. e0007083(2019).</li>
<li>Falkinham, J. O. 3rd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+sources+of+nontuberculous+mycobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Chest+Med%22%5BJournal%5D)">Environmental sources of nontuberculous mycobacteria.</a> Clin Chest Med. 36 (1), 35-41 (2015).</li>
<li>Honda, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+sources+and+transmission+of+nontuberculous+mycobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Chest+Med%22%5BJournal%5D)">Environmental sources and transmission of nontuberculous mycobacteria.</a> Clin Chest Med. 44 (4), 661-674 (2023).</li>
<li>Pfaller, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Occurrence+revisited%3A+Mycobacterium+avium+and+Mycobacterium+intracellulare+in+potable+water+in+the+USA%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Microbiol+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Occurrence revisited: Mycobacterium avium and Mycobacterium intracellulare in potable water in the USA.</a> Appl Microbiol Biotechnol. 106 (7), 2715-2727 (2022).</li>
<li>Mercaldo, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+risk+of+nontuberculous+mycobacterial+infection%3A+Strategies+for+advancing+methodology%5BTitle%5D)+AND+%22Tuberculosis+%28Edinb%29%22%5BJournal%5D)">Environmental risk of nontuberculous mycobacterial infection: Strategies for advancing methodology.</a> Tuberculosis (Edinb). 139, 102305(2023).</li>
<li>Marshall, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nontuberculous+mycobacteria+testing+and+culture+positivity+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Nontuberculous mycobacteria testing and culture positivity in the United States.</a> BMC Infect Dis. 24 (1), 288(2024).</li>
<li>Ghasemi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+non-tuberculous+mycobacteria+on+BCG+vaccine+efficacy%3A+A+narrative+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Tuberc+Other+Mycobact+Dis%22%5BJournal%5D)">Effects of non-tuberculous mycobacteria on BCG vaccine efficacy: A narrative review.</a> J Clin Tuberc Other Mycobact Dis. 36, 00451(2024).</li>
<li>Njagi, L. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attenuated+tuberculin+skin+test+responses+associated+with+Mycobacterium+intracellulare+sputum+colonization+in+an+adolescent+TB+prevalence+survey+in+Western+Kenya%5BTitle%5D)+AND+%22Tuberculosis+%28Edinb%29%22%5BJournal%5D)">Attenuated tuberculin skin test responses associated with Mycobacterium intracellulare sputum colonization in an adolescent TB prevalence survey in Western Kenya.</a> Tuberculosis (Edinb). 147, 102514(2024).</li>
<li>Larsen, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subunit+vaccine+protects+against+a+clinical+isolate+of+Mycobacterium+avium+in+wild+type+and+immunocompromised+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Subunit vaccine protects against a clinical isolate of Mycobacterium avium in wild type and immunocompromised mouse models.</a> Scientific Reports. 11 (1), 9040-9040 (2021).</li>
<li>Dutt, T. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mucosal+exposure+to+non-tuberculous+mycobacteria+elicits+B+cell-mediated+immunity+against+pulmonary+tuberculosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep%22%5BJournal%5D)">Mucosal exposure to non-tuberculous mycobacteria elicits B cell-mediated immunity against pulmonary tuberculosis.</a> Cell Rep. 41 (11), 111783(2022).</li>
<li>Kupz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Mouse+Model+of+Latent+Tuberculosis+Infection+to+Study+Intervention+Strategies+to+Prevent+Reactivation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A Mouse Model of Latent Tuberculosis Infection to Study Intervention Strategies to Prevent Reactivation.</a> PLoS One. 11 (7), e0158849(2016).</li>
<li>Reece, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serine+protease+activity+contributes+to+control+of+Mycobacterium+tuberculosis+in+hypoxic+lung+granulomas+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Serine protease activity contributes to control of Mycobacterium tuberculosis in hypoxic lung granulomas in mice.</a> J Clin Invest. 120 (9), 3365-3376 (2010).</li>
<li>Nemeth, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contained+Mycobacterium+tuberculosis+infection+induces+concomitant+and+heterologous+protection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathogens%22%5BJournal%5D)">Contained Mycobacterium tuberculosis infection induces concomitant and heterologous protection.</a> PLoS Pathogens. 16 (7), e1008655(2020).</li>
<li>Jarchow-MacDonald, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changing+Incidence+and+Characteristics+of+Nontuberculous+Mycobacterial+Infections+in+Scotland+and+Comparison+With+Mycobacterium+tuberculosis+Complex+Incidence+%282011+to+2019%29%5BTitle%5D)+AND+%22Open+Forum+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Changing Incidence and Characteristics of Nontuberculous Mycobacterial Infections in Scotland and Comparison With Mycobacterium tuberculosis Complex Incidence (2011 to 2019).</a> Open Forum Infect Dis. 10 (1), ofac665(2023).</li>
<li>Thomson, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+climate+variables+on+the+rising+incidence+of+nontuberculous+mycobacterial+%28NTM%29+infections+in+Queensland%2C+Australia+2001-2016%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Total+Environ%22%5BJournal%5D)">Influence of climate variables on the rising incidence of nontuberculous mycobacterial (NTM) infections in Queensland, Australia 2001-2016.</a> Sci Total Environ. 740, 139796(2020).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konfliktu interesów.

Tutaj pokazaliśmy, jak w sposób powtarzalny prowokować myszy prątkami w zamkniętym śródskórnym modelu ucha. Podczas wykonywania tej procedury należy bezwzględnie przestrzegać środków ostrożności dotyczących sterylności i unikać zranień igłą. W przypadku tej metody zaszczepiania bardzo ważne jest, aby mieć odpowiednią stację konfiguracyjną i dobre oświetlenie, aby zapewnić, że przestrzeń skóry właściwej jest ukierunkowana i nie zostanie całkowicie przebita przez ucho. Jeśli tak się stanie, w zależności od badania, można wykonać drugą próbę w drugim uchu. Nieleczone uszy w tej samej myszy mogą być również używane jako kontrola dla każdej myszy. Metoda ta powinna być dostępna dla badaczy o minimalnych potrzebach sprzętowych lub czasowych. Poświęcenie myszy i czasu na trening pomaga w zwiększeniu skuteczności szczepienia w protokole. Najczęstszymi błędami w tej technice jest niewchodzenie strzykawką do przestrzeni śródskórnej (i przebijanie przez ucho) lub zbyt szybkie wciskanie strzykawki, powodujące niespójne podawanie lub wysunięcie igły z przestrzeni śródskórnej. Dobre oświetlenie i powiększenie mogą pomóc w prawidłowym ustawieniu igły do inokulacji.
Wykorzystujemy metodologię dla warunków "podobnych" do ekspozycji NTM. Zdecydowana większość M. avium znajduje się w uchu lub DLN. Ograniczeniem tej metodologii jest jednak to, że u wszystkich zwierząt ocenianych w ciągu 132 dni po prowokacji zaobserwowano rozprzestrzenianie się do narządów ogólnoustrojowych, a mianowicie śledziony. Może istnieć próg inokulacji bakteryjnej, który może zmniejszyć ilość lub częstotliwość rozprzestrzeniania się, co można osiągnąć za pomocą badania miareczkowania. Procedura ta umożliwia modyfikację zarówno organizmu, na przykład innych gatunków NTM, jak i dostarczonej dawki, w zależności od pytania badawczego.
Zachowania ludzkie (brak odpowiedniego uzdatniania wody pitnej, zanieczyszczenie środowiska, palenie tytoniu), zwiększona liczba osób z pogarszającym się stanem zdrowia z powodu15 roku życia i innych chorób współistniejących, brak odpowiednich badań diagnostycznych oraz zmiany klimatyczne16 mogą odgrywać rolę we wzroście liczby zakażeń NTM, a tendencja ta prawdopodobnie będzie się nasilać w najbliższej przyszłości. Proponujemy, aby modele takie jak dostarczanie błony śluzowej przez wodę pitną11 lub śródskórne infekcje ucha z NTM u myszy dawały możliwość określenia, jaki wpływ będzie miała ta rosnąca ekspozycja na późniejsze szczepienia i skuteczność szczepionki. Chociaż dostosowaliśmy tę metodologię modelu zamkniętego ucha dla M. avium, proponujemy, że może być ona z powodzeniem stosowana dla innych gatunków NTM jako technika ekspozycji.

Prątki niegruźlicze (NTM) to rosnąca lista gatunków, która obejmuje podzbiór bakterii chorobotwórczych, które często są trudne do wyleczenia1,2. NTM można znaleźć w źródłach środowiskowych, takich jak gleba, woda i aerozole wodne3,4,5. Pomimo zgłaszanych trendów sugerujących wzrost zakażeń NTM, jako grupa, są one rutynowo zgłaszane w mniej niż 20 stanach w całych Stanach Zjednoczonych.6,7. Osoby z określonymi chorobami współistniejącymi, w tym osoby z mukowiscydozą lub osoby przyjmujące leki immunosupresyjne, są narażone na zwiększone ryzyko produktywnego zakażenia patogennymi gatunkami NTM2. Zakłada się jednak, że osoby zdrowe mają powtarzające się i ciągłe narażenie na NTM ze źródeł środowiskowych, co nie prowadzi do silnych lub przewlekłych infekcji. Istnieją pewne dowody na to, że ekspozycja na NTM może "warunkować" ogólną odpowiedź immunologiczną na antygeny prątków w szczepieniach8, wynikach po ekspozycji na inne prątki i testach diagnostycznych9, ale do tej pory przedkliniczne modelowanie tego rodzaju ekspozycji było trudne.
Przewlekłe infekcje płuc10 i terapie, które są wykorzystywane do badań skuteczności szczepionek specyficznych dla patogenów, nie reprezentują stosunkowo nieszkodliwego narażenia środowiskowego i przypuszczalnie różnych wynikających z nich odpowiedzi immunologicznych. Przewlekłe infekcje, na przykład, mogą wywołać poważne uszkodzenie tkanki i rozsianą chorobę10. Ostatnio podjęto działania mające na celu wypełnienie tej luki badawczej, w tym model mysi zapewniający ekspozycję na NTM za pośrednictwem wody pitnej, z lab11, gdzie odpowiedź immunologiczna na tę ekspozycję została poddana dalszym szczegółowym badaniom. Gruźlica utajona (TB) to kolejny stan chorobowy zakażenia prątkami, który był trudny do modelowania u zwierząt przedklinicznych. Laboratorium Kaufmanna było pionierem śródskórnych infekcji ucha M. tuberculosis u myszy C57BL/612 i NOS2-/-13 w celu naśladowania utajonego zakażenia gruźlicą, reaktywacji i scharakteryzowania mechanizmów niedotlenienia ziarniniaków. Nemeth i in. wykorzystali zawarty w nim śródskórny model ucha, aby naśladować wcześniejszą ekspozycję na M. tuberculosis, charakteryzując różne odpowiedzi immunologiczne, w celu określenia, w jaki sposób wpłynęło to na późniejsze wyniki prowokacji14. Model ucha śródskórnego został z powodzeniem opisany przy użyciu 104 jednostek tworzących kolonie (CFU) szczepów M. tuberculosis H37Rv i Erdman, ale do tej pory nie został przetestowany przy użyciu izolatów NTM.
Ogólnym celem tej metody jest stworzenie powtarzalnego modelu prowokacji NTM, który ogranicza chorobę spowodowaną innymi drogami prowokacji, które mogą być dalej badane w odniesieniu do odpowiedzi immunologicznej na ekspozycję. Narażenie wrażliwych myszy C57BL/6 na wysokie dawki M. avium w wodzie pitnej powoduje więcej stanów podobnych do infekcji niż ekspozycje11. W związku z tym uzasadnieniem dla opracowania tej techniki jest wcześniejsze sukcesy przy użyciu M. tuberculosis jako organizmu prowokującego dla skóry właściwej ucha o stosunkowo wyższej dawce prowokacyjnej12,13,14. W tym przypadku naszym celem była ocena, czy model może być z powodzeniem zaadaptowany do izolatu M. avium przy połowie stężenia bakterii podawanego wcześniej zgłoszonego12,13,14 (102 CFU). Oczekujemy, że postęp w kierunku nowych modeli ekspozycji na NTM, a nie infekcji, pomoże odpowiedzieć na nierozstrzygnięte pytania biologiczne dotyczące tego wpływu na zdrowie i przyszłą dynamikę infekcji/szczepień.

<table><tbody><tr><td>0,05% Strzykawka Tween80</td><td>Sigma</td><td>P6224</td><td></td></tr><tr><td>1 ml</td><td>Fisher</td><td>15-823-434</td><td></td></tr><tr><td>7H10 trójpłytki agarowe</td><td>Moltox</td><td>21-40S234</td><td></td></tr><tr><td>26G igła</td><td>Fisher</td><td>NC0981254</td><td></td></tr><tr><td>Szafa bezpieczeństwa biologicznego</td><td>Nuaire</td><td>NU-543-400</td><td></td></tr><tr><td>Inkubator CO2</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-103-0513</td><td></td></tr><tr><td>Taśma dwustronna</td><td>Scotch</td><td>3136</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton 701N strzykawka mikrolitrowa</td><td>Fisher</td><td>14-824-16</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki dookólne do tkanek twardych</td><td>Fisher</td><td>15-340-102</td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Kent Scientific</td><td>HTP-1500</td><td></td></tr><tr><td>Igła do insuliny</td><td>Fisher</td><td>NC1551333</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598</td><td></td></tr><tr><td>Podświetlane szkło powiększające</td><td>Brightech</td><td>B07MMZ27QK</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>ThermoFisher</td><td>10010072</td><td></td></tr><tr><td>Homogenizator tkanek</td><td>Omni</td><td>TH115</td><td></td></tr><tr><td>Stojak do homogenizatora tkanek</td><td>Omni</td><td>S1000</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>Patterson Weterynaryjny</td><td>07-808-1947</td><td></td></tr></tbody></table>

Śródskórne inokulowanie mycobacterium avium w uchu myszy

Intradermal Inoculation of Mycobacterium avium in the Mouse Ear

W przeciwieństwie do naturalnych ekspozycji na prątki niegruźlicze (NTM) lub infekcji, których patologia opiera się na wolno replikującym się organizmie, infekcja aerozolem w modelu mysim może powodować zwiększoną proliferację wzrostu bakterii w płucach. Przewlekłe infekcje aerozolowe i ogólnoustrojowe można leczyć lekami przeciwprątkowymi, które mogą również odzwierciedlać wcześniejszą ekspozycję, ale procedury te są długotrwałe i mniej reprezentatywne dla naturalnych ekspozycji. Celem tego protokołu jest opracowanie mniej inwazyjnego mysiego modelu warunków podobnych do ekspozycji na NTM, które są bardziej translacyjne. W tym miejscu opisujemy metodę śródskórnego prowokowania myszy przedklinicznych przez tkankę ucha przy użyciu Mycobacterium avium (M. avium) w celu naśladowania ekspozycji i umożliwienia odpowiedzi immunologicznej na bakterie bez oczywistej choroby. W artykule opisano metodę śródskórnej iniekcji ucha i potwierdzono obecność trwałego i opanowanego zakażenia prątkami, co daje dalsze możliwości badania odpowiedzi immunologicznej w tym modelu in vivo.

Wykorzystano opisany powyżej protokół, aby ustalić, czy można opracować powtarzalny model zakażenia NTM, przyjmując skórę małżowiny usznej jako drogę infekcji lub ekspozycji. Uszy pobrano od dwóch zwierząt w 28. dniu po zakażeniu, poddano homogenizacji i wysiano zgodnie z opisem na selektywne podłoże 7H10 dla prątków. Zaobserwowano obecność M. avium do 28. dnia w uszach zakażonych śródskórnie oraz brak M. avium w uchu niepoddanym zakażeniu (Rycina 2).
Choć do 28 dni po infekcji nie zaobserwowaliśmy rozprzestrzeniania się patogenu do ucha nienarażonego, inni badacze wykorzystujący ten model skóry ucha do modelowania utajonej gruźlicy odnotowali rozsiew do innych odległych narządów14. Postawiliśmy hipotezę, że zastosowanie niższej dawki wyzwalacza oraz izolatu M. avium może ograniczyć rozsiew w późniejszych punktach czasowych, co może lepiej odzwierciedlać ekspozycję versus przewlekłą infekcję. W związku z tym dokonano eutanazji grup n=5 myszy narażonych na M. avium w 28., 56., 90. i 132. dniu po infekcji. Następujące organy poddano homogenizacji zgodnie z protokołem opisanym dla tkanek ucha: płuca, śledziona, drenujący węzeł chłonny (DLN) i mózg. Ta droga narażenia doprowadziła do sporadycznego rozsiewu w czasie, przy czym mniej niż połowa zwierząt wykazała policzalne CFU w badanych organach w 56. lub 90. dniu po infekcji (Tabela 1). Do 132 dni po narażeniu u wszystkich myszy wykryto M. avium w śledzionach (n = 5/5 ocenianych zwierząt), jednak w tym punkcie czasowym wydawały się one przenosić minimalną ilość (n = 1/5 w DLN) lub nie przenosić wcale (n = 0/5 w płucach lub mózgu) bakterii w innych organach (Tabela 1).
<img alt="Schemat chirurgii gryzoni, narzędzie igłowe, procedura eksperymentalna, badania naukowe, sprzęt laboratoryjny." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67675/67675fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Orientacja igły z otworem skierowanym do góry.Przed wprowadzeniem igły jej otwór musi być skierowany do góry, aby prawidłowo podać inokulum. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67675/67675fig1large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Eksperyment z kulturą bakterii z próbkami poddanymi i niepoddanymi działaniu patogenu; wykres z wynikami CFU Log₁₀." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67675/67675fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Kolonizacja tkanki ucha przez M. avium 28 dni po zakażeniu. Samice myszy C57BL/6 zostały zakażone w uchu dawką 102 CFU Mycobacterium avium. Ucho zakażone (+) porównano z uchem niepoddanym działaniu patogenu (-) w 28. dniu; przedstawiono n=2 osobnicze zwierzęta z jednego eksperymentu, gdzie każde zwierzę oznaczono innym kolorem i symbolem. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67675/67675fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody >
		<tr >
			<td rowspan="2">Czas (dzień)</td>
			<td colspan="4">Log10 CFU w organach</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Płuca</td>
			<td >Śledziona</td>
			<td >DLN</td>
			<td >Mózg</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >28</td>
			<td >3.08, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >2.81, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >ND, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >0.78, 0.90, ND, ND, ND</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >56</td>
			<td >2.30, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >1.53, 3.43, ND, ND, ND</td>
			<td >2.78, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >1.20, ND, ND, ND, ND</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >90</td>
			<td >ND, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >0.60, 3.35, 3.26, ND, ND</td>
			<td >ND, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >0.60, ND, ND, ND, ND</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >132</td>
			<td >ND, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >4.03, 3.58, 3.58, 4.03, 3.69</td>
			<td >2.41, ND, ND, ND, ND</td>
			<td >ND, ND, ND, ND, ND</td>
		</tr>
		<tr >
			<td colspan="5">DLN = drenujący węzeł chłonny, ND = nie wykryto</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Rozprzestrzenianie się M. avium z ucha w czasie po zakażeniu. Płuca, śledziona, drenujący węzeł chłonny (DLN) oraz mózg pobrano od n=5 myszy w każdym punkcie czasowym po zakażeniu. Homogenaty tkanek wysiano na płytki i oceniono pod kątem wzrostu bakterii. Liczbę CFU w organach przedstawiono jako wartości przekształcone log10 w przypadkach, gdy bakterie zostały policzone, oraz jako niewykryte (ND), gdy nie zaobserwowano CFU przy żadnym wysianym stężeniu. Dane z przebiegu czasowego są reprezentatywne dla jednego eksperymentu.

Tutaj prezentujemy protokół przeprowadzania śródskórnej inokulacji Mycobacterium avium w uchu myszy w niskiej dawce, aby odzwierciedlić warunki podobne do ekspozycji.

Śródskórne inokulowanie Mycobacterium avium w uchu myszy

In contrast to natural nontuberculous mycobacterial (NTM) exposures or infections whose pathology is founded on a slow-replicating organism, the aerosol ...

Protokół ten przedstawia charakterystykę modelu prątków niegruźliczych przy użyciu małej dawki śródskórnej inokulacji Mycobacterium avium w uchu myszy w celu odzwierciedlenia warunków podobnych do ekspozycji. W tym filmie staramy się opisać metodę śródskórnego wstrzykiwania do ucha i potwierdzić utrzymującą się i ograniczoną infekcję prątkową, co daje możliwość zbadania odpowiedzi immunologicznej w tym modelu in vivo. W komorze bezpieczeństwa biologicznego sprzyjającej pracy bakterii wyjmij fiolkę z Mycobacterium avium z miejsca przechowywania w temperaturze -80 stopni Celsjusza i rozmroź w temperaturze pokojowej. Używając igły z końcówką o rozmiarze 26G, ponownie zawieś próbkę podstawową, przesuwając płyn w górę iw dół strzykawki o pojemności jednego mililitra dziesięć lub więcej razy, aby uzyskać jednolitą zawiesinę. Sprawdzić stężenie Mycobacterium avium, posiewając 100 mikrolitrów seryjnych rozcieńczeń zawiesiny w skali 1:10 na płytkach agarowych 7H10. Inkubuj płytki przez trzy tygodnie w temperaturze 37 stopni Celsjusza i policz kolonie, aby upewnić się, że stężenia inokulum są dokładne. Dostosować stężenie Mycobacterium avium do preferowanej dawki, rozcieńczając próbkę sterylnym PBS. Przechowywać w temperaturze pokojowej do momentu, gdy będzie gotowy do użycia. Przed podaniem znieczulenia należy przygotować ciepłą powierzchnię, taką jak poduszka grzewcza, na której można trzymać klatki zaszczepionych myszy w celu regulacji temperatury ich ciała podczas rekonwalescencji. Myszom podaje się wstrzyknięcie międzyotrzewnowe ketaminy i ksylazyny w koktajlu. Za pomocą szczypania palca u nogi upewnij się, że myszy są wystarczająco znieczulone do manipulacji procedurą. Smar do oczu nakładać obustronnie. Użyj piankowej deski, aby stworzyć półkę, na której mysz może się ustabilizować podczas manipulacji. Taśma dwustronna pomoże w przytrzymaniu ucha na platformie w płaskiej orientacji. Należy pamiętać, że klej nie może być zbyt mocny, aby zachować zdrowie tkanek ucha. Ustaw podświetlaną lupę, aby zobaczyć platformę. Zbierz w pobliżu sterylną strzykawkę Hamiltona i preparat M. avium. Umieść mysz w pozycji leżącej na półce w taki sposób, aby ucho można było umieścić na taśmie dwustronnej. Uwaga, aby delikatnie docisnąć ucho do taśmy i upewnić się, że ucho się nie porusza. Należy również pamiętać, że chusteczki nasączone alkoholem mogą być używane na uszy przed wstrzyknięciem, aby ograniczyć zanieczyszczenie krzyżowe i zakażenie komensalami skóry po zakażeniu. Pobrać 10 mikrolitrów preparatu M. avium zawierającego 100 jtk tk do sterylnej strzykawki Hamiltona. Trzymaj platformę w jednej ręce, a strzykawkę Hamiltona w drugiej, upewniając się, że skośna strona igły jest skierowana do góry. Umieść strzykawkę Hamilton pod skórą właściwą ucha, wywierając bardzo lekki nacisk, aby zapobiec przepychaniu igły przez cienką tkankę ucha. Po umieszczeniu igły na miejscu, stopniowo i powoli wciskać tłok strzykawki. Podczas podawania należy obserwować kolor ucha. Udane podanie objawi się nieprzezroczystym uniesieniem w miejscu wstrzyknięcia, jak pęcherzyk. Po pełnym podaniu dawki sprawdź, czy ucho myszy i taśma nie mają oznak wycieku. Należy pamiętać, że w przypadku wystąpienia wycieku, do przeciwległego ucha można podać szacunkową utraconą dawkę. Zwierzę powinno być co najmniej oznakowane i zarejestrowane jako takie, w którym prawdopodobnie podano dawkę poniżej dawki docelowej. Gdy dawkowanie się powiedzie, upewnij się, że mysz zostanie umieszczona z powrotem w klatce domowej, aby była wystawiona na działanie ciepłej powierzchni podczas monitorowania, dopóki nie obudzi się ze znieczulenia. Eutanazja zwierząt zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt. W tym przypadku eutanazja jest dokonywana przy użyciu co najmniej dwóch metod na ofiarę. W przypadku tej procedury wybrane są dwie metody, które obejmują użycie CO2 i zwichnięcia szyjki macicy. Po pierwsze, rurka zostanie przedłużona, aby dozować gaz CO2 do klatki domowej myszy i podawać gaz, dopóki nie będzie już oznak ruchu myszy. Uważaj, aby użyć klatki, która nie pozwoli na wyciek gazu. Następnie zwichniamy kręgi szyjne poprzez ręczną manipulację. Wypreparuj uszy zwierząt z napadem na Mycobacterium avium cztery tygodnie po ekspozycji. Wypreparuj uszy dwóch myszy za pomocą sterylnych narzędzi. Włóż uszy do stożków zawierających bufor CFU i użyj homogenizatora tkankowego, aby je homogenizować, aż do utworzenia jednolitej zawiesiny. Niekwestionowane uszy są również przetwarzane i służą jako kontrola. Dodać 100 mikrolitrów homogenatu do 700 mikrolitrów buforu CFU i głębokiego bloku studzienki w pełnym rozcieńczeniu 1:8. Powtórz w całym bloku, aby uzyskać co najmniej pięć seryjnych rozcieńczeń. Dodaj od 50 do 100 mikrolitrów czystego homogenatu lub seryjnych rozcieńczeń do trzech płytek agarowych 7H10. Rozprowadzić równomiernie za pomocą rozsiewaczy T i inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza z 5% CO2 przez dwa do trzech tygodni. Policz jednostki tworzące kolonie i przekształć je w log 10 do celów analizy w programie Microsoft Excel. Użyliśmy tego protokołu, aby ustalić, czy możemy ustalić powtarzalny model prowokacyjny NTM, wykorzystując skórę właściwą ucha jako drogę infekcji lub ekspozycji. Uszy pobrano od dwóch zwierząt w 28-dniowym punkcie czasowym po prowokacji, zhomogenizowano i posiano zgodnie z opisem na pożywkach 7H10 selektywnych dla prątków. Zaobserwowaliśmy, że Mycobacterium avium utrzymywało się do 28 dni w uszach, które były prowokowane śródskórnie, i brak Mycobacterium avium w uchu niezagrożonym. Podczas gdy nie zaobserwowaliśmy rozprzestrzeniania się do ucha niekwestionowanego przez 28 dni po zakażeniu, inni używający tego modelu skóry właściwej ucha do modelowania utajonej gruźlicy zaobserwowali rozprzestrzenianie się do innych dystalnych miejsc narządów. Stawiamy hipotezę, że niższa dawka prowokacji przy użyciu izolatu Mycobacterium avium może zmniejszyć rozprzestrzenianie się do późniejszych punktów czasowych, które mogą lepiej odzwierciedlać narażenie w porównaniu z przewlekłym zakażeniem. Dlatego przeprowadziliśmy eutanazję na kohortach N równych pięciu myszom z Mycobacterium pwium w 28, 56, 90 i 132 dniach po zakażeniu i zhomogenizowaliśmy następujące narządy za pomocą tego samego protokołu, jak opisano dla tkanek ucha, płuc, śledziony, drenującego węzła chłonnego i mózgu. Ta droga prowokacji skutkowała sporadycznym rozprzestrzenianiem się w czasie, gdzie mniej niż połowa ocenianych zwierząt wykazywała policzalną CFU w narządach badanych przez 56 lub 90 dni po zakażeniu. Do 132 dni po prowokacji wszystkie myszy miały wykrywalne Mycobacterium avium w śledzionie, ale w tym czasie wydawały się zawierać minimalne lub żadne bakterie w innych narządach. Tutaj pokazaliśmy, jak w sposób powtarzalny prowokować myszy prątkami w zamkniętym śródskórnym modelu ucha. Model ten jest powtarzalny, powoduje minimalne rozprzestrzenianie się i jest gotowy do dalszych badań nad odpowiedziami immunologicznymi.

intradermal-inoculation-of-mycobacterium-avium-in-the-mouse-ear

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Ten film pokazuje indukcję ogólnoustrojowego stanu zapalnego u znieczulonej myszy. Wstrzyknięcie zapasów antygenu prątkowego z adiuwantem wyzwala uwalnianie cytokin i miejscowy stan zapalny. Naczynia limfatyczne otwierają się, umożliwiając wnikanie komórek odpornościowych do węzłów chłonnych i aktywację limfocytów T, które uwalniają cytokiny prozapalne, prowadząc do rozległego stanu zapalnego.

Podskórne wstrzyknięcie antygenu bakteryjnego w celu wywołania ogólnoustrojowego stanu zapalnego w modelu mysim

Ten film demonstruje metodę generowania mysiego modelu mysiego zapalenia błony naczyniowej oka (PMU) do badania poinfekcyjnego zapalenia błony naczyniowej oka. Po indukcji PMU przez wstrzyknięcie do ciała szklistego zabitych termicznie Mycobacterium tuberculosis u myszy uprzednio uodpornionej tym samym immunogenem, postęp przewlekłego stanu zapalnego w oku jest analizowany za pomocą obrazowania i badania...

Mysi model prątkowego zapalenia błony naczyniowej oka do badania poinfekcyjnego zapalenia błony naczyniowej oka

Film demonstruje indukcję eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia u myszy poprzez wstrzyknięcie kombinacji glikoprotein oligodendrocytów mielinowych i inaktywowanych Mycobacterium tuberculosis. Model umożliwia naukowcom badanie mechanizmów chorobowych i testowanie interwencji terapeutycznych.

Indukcja eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia kręgowego w modelu mysim

Ten film demonstruje test do immunizacji modelu myszy żywymi, atenuowanymi sporozoitami. Osłabione promieniowaniem sporozoity Plasmodium są wstrzykiwane do grzbietowej strony ucha myszy. Po wstrzyknięciach w wielu miejscach na obu uszach mysz może dojść do siebie.

Immunizacja śródskórna żywymi atenuowanymi sporozoitami w modelu mysim

W tym filmie mysi model stwardnienia rozsianego jest tworzony za pomocą eksperymentalnego autoimmunologicznego zapalenia mózgu i rdzenia (EAE). Myszowi wstrzykuje się emulsję zawierającą peptyd neuronalny i adiuwant, wywołując odpowiedź immunologiczną, która aktywuje autoreaktywne limfocyty T. Następnie podaje się wstrzyknięcie toksyny krztuścowej (PTX) w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg, umożliwiając autoreaktywnym limfocytom T infiltrację mózgu. Ten naciek inicjuje kaskadę...

Macierz zewnątrzkomórkowa ulega znacznej przebudowie podczas gojenia się ran, stanów zapalnych i nowotworzenia. Przedstawiamy nowatorskie podejście do mikroskopii immunofluorescencyjnej przyżyciowej do wizualizacji dynamiki fibrylarnych, a także siatkowych składników matrycy z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową przy użyciu mikroskopii epifluorescencyjnej lub dwufotonowej.

Długoterminowe przyżyciowe obrazowanie immunofluorescencyjne składników macierzy tkankowej z mikroskopią epifluorescencyjną i dwufotonową

Mechanizmy rządzące ruchliwością śródmiąższową komórek T efektorowych CD4 w miejscach zapalenia są stosunkowo nieznane. Przedstawiamy nieinwazyjne podejście do wizualizacji i manipulacji limfocytami T CD4 przygotowanymi in vitro w zapalnej skórze właściwej ucha, co pozwala na badanie dynamicznego zachowania tych komórek in situ.

Obrazowanie migracji śródmiąższowej komórek T CD4 w stanie zapalnym skóry właściwej

Opisano test na myszach do śledzenia migracji komórek ze skóry do drenującego węzła chłonnego, który umożliwia scharakteryzowanie komórek dendrytycznych skóry zmobilizowanych do węzła chłonnego po zakażeniu opuszki stopy Bacille Calmette-Guérin.

Test oparty na CFSE do badania migracji komórek dendrytycznych skóry myszy do drenujących węzłów chłonnych podczas zakażenia Mycobacterium bovis Bacille Calmette-Guérin

W tym raporcie prezentujemy protokół, który pozwala badaczowi na wygenerowanie mysiego modelu wewnątrzgałkowego zapalenia błony naczyniowej oka. Ten uznany model, częściej określany jako eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie błony naczyniowej oka (EAU), obejmuje wiele aspektów chorób u ludzi. W tym miejscu opiszemy, jak indukować i monitorować postęp choroby za pomocą kilku odczytów.

Eksperymentalne autoimmunologiczne zapalenie błony naczyniowej oka: wewnątrzgałkowy model zapalny myszy

Ten protokół opisuje kroki do wywołania Primed Mycobacterial Uveitis (PMU) u myszy. Ta metoda przedstawia kroki, które pomogą w wytworzeniu niezawodnego i solidnego zapalenia oka w systemie modelu mysiego. Korzystając z tego protokołu, wygenerowaliśmy oczy błony naczyniowej oka i nieobjęte stanem zapalnym inne oczy od pojedynczych zwierząt w celu dalszej oceny za pomocą testów immunologicznych, transkryptomicznych i proteomicznych.

Przygotowanie mykobakteryjnego zapalenia błony naczyniowej oka (PMU) jako model poinfekcyjnego zapalenia błony naczyniowej oka

Myszy są ogólnie odporne na infekcje Mycobacterium abscessus, co komplikuje odkrycie i opracowanie bardzo potrzebnych antybiotyków przeciwko infekcjom płuc. W tym miejscu opisujemy metodę przygotowania inokulum i zakażenia dotchawiczego, która, jak wykazano, zapewnia trwałą infekcję u myszy immunokompetentnych.

Przygotowanie Mycobacterium abscessus osadzonego w paciorkach agarowych w celu śródtchawiczego inokulacji myszy immunokompetentnych

Poznaj metodę śródskórnej inokulacji Mycobacterium avium w uchu myszy do badania odpowiedzi immunologicznej na prątki nietuberkulozowe. Ten model pozwala analizować infekcję in vivo przez 28 dni.

Śródskórne inokulowanie Mycobacterium avium w uchu myszy

Przeglądaj więcej filmów