Name: Plazmoniczna terapia raka fototermicznego: Fantomy naśladujące tkankę nowotworową osadzone w nanocząstkach do wizualizacji fototermicznego rozkładu temperatury (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-05-09T13:50:00.000+00:00
Duration: 6 min 42 s
Description: Poznaj metodę przygotowania fantomów tkanki nowotworowej do plazmonicznej fototermalnej terapii raka z wykorzystaniem nanocząstek złota i termopar. Protokół umożliwia walidację symulacji numerycznych oraz optymalizację parametrów leczenia przed badaniami in vivo, redukując potrzebę testowania na zwierzętach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało przeprowadzone bez żadnego wsparcia finansowego ze strony jakichkolwiek instytucji publicznych, komercyjnych czy non-profit. Autorzy dziękują CSIR – Centralnej Organizacji Instrumentów Naukowych z Chandigarh w Indiach za infrastrukturę i wsparcie.

UWAGA: Fantomy zostały przygotowane z agarozy i intralipidu w oparciu o skład opisywany w literaturze, aby uzyskać pożądane właściwości optyczne. Nie wykorzystano rzeczywistej tkanki biologicznej pochodzącej od pacjentów ani zwłok. W związku z tym przygotowanie tych fantomów nie wiąże się z ograniczeniami etycznymi i nie wymaga świadomej zgody.
1. Wybór lub wykonanie odpowiedniej formy
<ol>
	<li>.Wybór odpowiedniej formy
	<ol>
		<li>Wybierz formę odpowiadającą pożądanemu kształtowi i wymiarom fantomów. W przypadku fantomów cylindrycznych z obszarem guza równomiernie wypełnionego NP i otoczonym przez tkankę prawidłową, jako formy należy użyć szklanej szalki Petriego i małego zlewki8 (Rysunek 1A). 
		UWAGA: Powyższe kroki dotyczą przygotowania fantomów imitujących tkankę guza o geometrii cylindrycznej. W przypadku innych kształtów lub rozmiarów należy wybrać odpowiednią formę. Jeśli odpowiednia forma jest niedostępna, należy ją wykonać za pomocą druku trójwymiarowego (3D), zgodnie z opisem w kroku 1.2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonanie formy za pomocą druku 3D
	<ol>
		<li>Zaprojektuj model 3D przy użyciu oprogramowania wspomaganego komputerowo (CAD) (np. SolidWorks, Autodesk Inventor lub CATIA) zgodnie z pożądanym kształtem i rozmiarem. Aby postępować zgodnie z tym protokołem, zaprojektuj jeden pusty w środku cylinder (średnica wewnętrzna 40 mm, grubość 2 mm i wysokość 12 mm; patrz Plik uzupełniający 1) oraz dwie pełne cylindryczne formy maskujące (wymiary ϕ20 x 6 mm i ϕ14 x 3 mm), jak pokazano na Rysunku 1B.
		<ol>
			<li>Aby zaprojektować/narysować pusty cylinder, w oprogramowaniu CAD utwórz dwa okręgi o średnicach 40 mm i 44 mm. Następnie wykonaj ekstruzję geometrii na wysokość 12 mm.</li>
			<li>W przypadku pełnych cylindrycznych form maskujących, utwórz okręgi o średnicach 20 mm i 14 mm, a następnie wykonaj ekstruzję odpowiednio na 6 mm i 3 mm (patrz Plik uzupełniający 2 oraz Plik uzupełniający 3). Narysuj prostokąt (boki 44 mm i 5 mm) z jednej strony cylindra i wykonaj jego ekstruzję na 2 mm.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Konwertuj modele 3D do formatu Gcode przy użyciu oprogramowania kompatybilnego z drukarką 3D (np. Cura) w celu wydruku.</li>
		<li>Użyj tego kodu Gcode do wydrukowania form (np. w tym przypadku przy użyciu kwasu polimlekowego [PLA] φ1.75 mm, 1 kg marki eSun) za pomocą drukarki 3D. 
		UWAGA: Prostokąt jest rysowany w celu zawieszenia form maskujących. Można zaprojektować i wykonać inne formy w celu przygotowania fantomów o innych pożądanych kształtach.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie roztworów fantomów imitujących tkankę nowotworową25
UWAGA: W niniejszym badaniu przygotowano agarozowe fantomy optyczne o geometrii cylindrycznej imitujące tkankę nowotworową, aby przypominały podpowierzchniowy guz piersi z wstrzykniętymi AuNRs, podanymi drogą IT lub IV, jak pokazano na Rysunku 2. Fantom IT posiada dwa obszary: centralny obszar guza z AuNRs oraz otaczający go obszar tkanki prawidłowej. Fantom IV posiada trzy obszary: obszar guza z AuNRs na obwodzie guza, centralny obszar guza bez AuNRs oraz otaczający go obszar tkanki prawidłowej. Ponieważ właściwości optyczne (µa i µs') różnią się dla tkanki nowotworowej i prawidłowej, dla każdego obszaru przygotowano oddzielne roztwory fantomowe o różnym składzie, które zostaną omówione osobno.
<ol>
	<li>Przygotowanie roztworu fantomu naśladującego normalną tkankę piersi (Roztwór 1) 
	UWAGA: Roztwór ten zostanie użyty zarówno do fantomów IT, jak i IV. Kroki przygotowania Roztworu 1 przedstawiono na Rysunku 3A.
	<ol>
		<li>Obliczyć teoretyczną objętość roztworu na podstawie wymiarów formy. 
		UWAGA: W tym przypadku, dla formy cylindrycznej o wymiarach ϕ40 x 12 mm, obliczona objętość wynosi 15 cm3 lub 15 mL na fantom. Ponieważ należy przygotować dwa takie fantomy, całkowita objętość wynosi 15 mL x 2, czyli 30 mL. Należy zatem przygotować 35 mL roztworu, aby uwzględnić parowanie lub rozlanie podczas etapu przygotowania fantomu.</li>
		<li>Obliczyć ilość (masę/stężenie/objętość) wszystkich składników fantomu – agarozy (jako materiału bazowego) i IL (jako składnika rozpraszającego) – które należy dodać do 35 mL roztworu.
		<ol>
			<li>Dodać 0,35 g agarozy, aby przygotować 35 mL roztworu o stężeniu 1% w/v.</li>
			<li>Oszacować stężenie IL odpowiadające pożądanemu µs' normalnej tkanki piersi (tj. 10,1 cm-1 33) na podstawie danych dotyczących stężenia IL w funkcji µs' dostępnych w literaturze. Następnie obliczyć objętość IL (20% roztwór zapasowy emulsji), którą należy dodać do roztworu fantomu, korzystając z równania (1): 
			<img alt="Wzór na obliczenie rozcieńczenia, C1V1=C2V2, równanie do analizy stężenia i objętości." src="/files/ftp_upload/67842/67842eq1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Równanie 1"> (1) 
			Gdzie C1 i V1 to odpowiednio stężenie roztworu zapasowego odczynnika (tutaj 20% zapas IL) i objętość roztworu zapasowego odczynnika do dodania (tutaj wartość do obliczenia). C2  to wymagane stężenie odczynnika (uzyskane z literatury) w końcowym roztworze roboczym, a V2 to całkowita objętość końcowego roztworu roboczego (tutaj 35 mL). 
			UWAGA: W tym przypadku dla µs' wynoszącego 10,1 cm-1, stężenie IL oszacowane na podstawie doniesień literaturowych wynosi 1,04%34,35. Stosując powyższe kroki, objętość dodawanego IL (20% zapas IL) wynosi 1,82 mL.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Odważyć 0,35 g agarozy i dodać do 33,18 mL wody dejonizowanej (DI) w zlewce. Przykryć zlewkę folią aluminiową, aby zapobiec utracie wody.</li>
		<li>Podgrzewać zlewkę z roztworem na płycie grzejnej w temperaturze 120 °C przy ciągłym mieszaniu, aż roztwór stanie się przezroczysty.</li>
		<li>Obniżyć temperaturę płyty grzejnej do 60 ºC. Po 15 min dodać 1,82 mL IL podczas mieszania. Utrzymywać otrzymany roztwór, Roztwór 1, w warunkach mieszania w temperaturze 60 ºC do momentu użycia (do czasu wlania). 
		UWAGA: Roztwór fantomu w temperaturze 60 ºC musi być stale mieszany. W przeciwnym razie dojdzie do zastygnięcia roztworu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie roztworu fantomu guza z zatopionymi AuNR (Roztwór 2) 
	UWAGA: Roztwór ten zostanie użyty zarówno do fantomów IT, jak i IV. Kroki przygotowania Roztworu 2 przedstawiono na Rysunku 3B.
	<ol>
		<li>Obliczyć objętość obszaru guza do wypełnienia (ϕ20 x 6 mm). 
		UWAGA: Przybliżona objętość dla dwóch takich fantomów guza wynosi 3,8 mL. Zatem objętość roztworu do przygotowania powinna wynosić 4,5 mL.</li>
		<li>Obliczyć ilość składników fantomu guza do dodania – agarozy, IL i AuNR – stosując kroki podobne do opisanych w sekcji 2.1.
		<ol>
			<li>Dodać 45 mg, aby przygotować 4,5 mL roztworu o stężeniu 1% w/v.</li>
			<li>IL: µs' guza piersi wynosi 4,6 cm-1 33 i aby go naśladować, wymagane stężenie IL wynosi 0,472%34,35. Należy zatem dodać 106,2 µL IL z 20% zapasu IL do 4,5 mL roztworu fantomu guza.</li>
			<li>Pożądane stężenie AuNR w fantomie to 25 µg/mL. Aby je osiągnąć, dodać 3,21 mL roztworu AuNR (stężenie zapasowe: 35 µg/mL) do roztworu fantomu guza.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Dodać 45 mg agarozy do 1,18 mL wody DI w zlewce i przykryć ją folią aluminiową.</li>
		<li>Umieścić zlewkę na płycie grzejnej i mieszać w temperaturze 120 ºC, aż roztwór stanie się przezroczysty.</li>
		<li>Obniżyć temperaturę płyty grzejnej do 60 ºC i pozostawić roztwór na 15 min.</li>
		<li>Dodać 106,2 µL IL i 3,21 mL zawiesiny AuNR (35 µg/mL) w warunkach mieszania. Utrzymywać otrzymany roztwór, Roztwór 2, w warunkach mieszania w temperaturze 60 ºC do momentu wlania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie roztworu fantomu guza pustego (bez AuNR) (Roztwór 3) 
	UWAGA: Roztwór ten zostanie użyty wyłącznie do fantomu IV. Kroki przygotowania Roztworu 2 przedstawiono na Rysunku 3C.
	<ol>
		<li>Obliczyć teoretyczną objętość zawiesiny do dodania w celu stworzenia pustego obszaru guza (~ ϕ20 x 6 mm). 
		UWAGA: Przybliżona objętość dla fantomów guza wynosi 1,9 mL. Zatem objętość roztworu do przygotowania powinna wynosić 2,5 mL.</li>
		<li>Obliczyć ilość składników fantomu guza do dodania – agarozy i IL – stosując kroki podobne do opisanych w sekcji 2.1.
		<ol>
			<li>Dodać 25 mg agarozy, aby przygotować 2,5 mL roztworu w celu osiągnięcia stężenia 1% w/v.</li>
			<li>IL: µs' guza piersi wynosi 4,6 cm-1 33 i aby go naśladować, wymagane stężenie IL wynosi 0,472%34,35. Dodać 59 µL 20% zapasu IL.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Dodać 25 mg agarozy do 2,44 mL wody DI w zlewce i przykryć ją folią aluminiową.</li>
		<li>Umieścić zlewkę na płycie grzejnej i mieszać w temperaturze 120 ºC, aż roztwór stanie się przezroczysty.</li>
		<li>Obniżyć temperaturę płyty grzejnej do 60 ºC i pozostawić roztwór na 15 min.</li>
		<li>Dodać 59 µL IL do roztworu w warunkach mieszania. Utrzymywać otrzymany roztwór, Roztwór 3, w warunkach mieszania w temperaturze 60 ºC do momentu wlania.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie fantomu naśladującego tkankę nowotworową24,25,36
<ol>
	<li>Przygotować formy do etapu wlewania. W tym celu dno form cylindrycznych uszczelnić parafilmem i umieścić formę maskującą (ϕ20 x 6 mm) w centrum.</li>
	<li>Wlać Roztwór 1 do form cylindrycznych do górnej krawędzi formy maskującej i pozostawić do stężenia (Rysunek 4A).</li>
	<li>Po stężeniu usunąć formę maskującą, aby utworzyć wgłębienie dla obszaru guza (Rysunek 4B). 
	UWAGA: Protokół dla fantomów IT i IV jest taki sam do kroku 3.3. Proces dla fantomów IT i IV zostanie omówiony oddzielnie po kroku 3.3.</li>
	<li>Fantom IT24,25,36
	<ol>
		<li>Wypełnić wgłębienie Roztworem 2 i pozostawić do stężenia (Rysunek 4C).</li>
		<li>Dodać Roztwór 1 na górną część fantomu i pozostawić do całkowitego stężenia (Rysunek 4D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Fantom IV24,25
	<ol>
		<li>Włożyć mniejszą formę maskującą (ϕ14 x 3 mm) i wypełnić wokół niej wgłębienie Roztworem 2 (Rysunek 4E).</li>
		<li>Po stężeniu usunąć mniejszą formę i wypełnić pozostałe wgłębienie Roztworem 3 (Rysunek 4F).</li>
		<li>Dodać Roztwór 1 na górę i pozostawić do całkowitego stężenia (Rysunek 4G).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Umieszczenie termopar wewnątrz fantoma24,25,36
UWAGA: Aby monitorować przestrzenną dystrybucję temperatury, w fantomie w różnych lokalizacjach radialnych (r) i osiowych (z) umieszczone są termopary typu K, co zilustrowano na Rysunku 2. W celu precyzyjnego wprowadzenia termopar w wyznaczone miejsca, jako prowadnice wykorzystuje się kapilary szklane. Położenie termopar oznacza się jako (r, z), gdzie punkt środkowy na górnej powierzchni guza na głębokości z = 3 mm służy jako punkt odniesienia dla fantomów IT oraz IV i jest oznaczony jako (0, 3), co pokazano na Rysunku 2A,B. Przy wyborze lokalizacji radialnych i osiowych do ilościowej oceny uszkodzeń termicznych w obszarze guza, kluczowe są punkty na obwodzie guza (zarówno radialne, jak i osiowe). Osiągnięcie wymaganych temperatur w tych punktach obwodowych podczas naświetlania NIR zapewnia całkowitą ablację guza. W związku z tym termopary umieszcza się w skrajnych punktach radialnych (guza) przy z = 3 i 9 mm, tj. (10, 3) i (10, 9), a jedną termoparę umieszcza się na styku guz-tkanka przy z = 9 mm (obwodowa lokalizacja osiowa), tj. (0, 9), jak przedstawiono na Rysunku 2A,B. Dodatkowo, aby ocenić osiową dystrybucję temperatury, między lokalizacjami (0, 3) a (0, 9) wprowadza się termoparę oznaczoną jako (0, 6). Na koniec, aby ocenić wzrost temperatury w otaczającym obszarze zdrowej tkanki, jedną termoparę wprowadza się w punkcie (15, 3).
<ol>
	<li>Przyciąć kapilary szklane do odpowiedniej długości, tak aby sięgały pożądanych pozycji radialnych i osiowych wewnątrz fantoma.</li>
	<li>Wprowadzić termopary do kapilar szklanych i przebić fantom w określonych pozycjach radialnych i osiowych, jedna po drugiej.</li>
	<li>Po umieszczeniu wszystkich termopar ostrożnie umieścić fantom w szklanej szalce Petriego w celu przeprowadzenia późniejszego naświetlania NIR, jak pokazano na rysunku 5A.</li>
</ol>
5. Naświetlanie promieniowaniem NIR i pomiar wynikających z tego temperatur fototermicznych36
<ol>
	<li>Umieścić szklaną szalkę Petriego zawierającą fantom (z wstawionymi termoparami) w taki sposób, aby centralny obszar górnej powierzchni fantomu był prostopadły do końcówki światłowodu źródła światła NIR, jak pokazano na Rysunku 5A. 
	UWAGA: Średnicę wiązki na powierzchni fantomu można dostosować, zmieniając odległość między powierzchnią a końcówką światłowodu. W tym przypadku zachowano odległość 9 mm, aby uzyskać średnicę wiązki 20 mm, obejmującą centralny obszar guza.</li>
	<li>Podłączyć system akwizycji danych (DAQ) do komputera i uruchomić oprogramowanie LabVIEW.</li>
	<li>Włączyć źródło światła NIR (Rysunek 5B) i jednocześnie nacisnąć przycisk odtwarzania (play) w oprogramowaniu, aby zarejestrować dane temperaturowe na początku naświetlania.</li>
	<li>Naświetlać fantom przez 20 min, a następnie wyłączyć źródło światła NIR i zatrzymać rejestrację.</li>
	<li>Wykreślić zależność zarejestrowanej temperatury od czasu.</li>
</ol>
6. Porównanie temperatury z wynikami symulacji24,25
UWAGA: Eksperymenty są zazwyczaj powtarzane, a temperatury są rejestrowane w ustalonych odstępach czasu we wszystkich lokalizacjach termopar. W celu walidacji wykonuje się następujące kroki:
<ol>
	<li>Oblicz średnią i odchylenie standardowe temperatur eksperymentalnych we wszystkich lokalizacjach termopar (r, z).</li>
	<li>Oblicz numerycznie temperatury w rozważanych lokalizacjach termopar.</li>
	<li>Przedstaw na wykresie średnią temperaturę uzyskaną z eksperymentów oraz temperaturę uzyskaną z symulacji we wszystkich lokalizacjach termopar w funkcji czasu, zgodnie z Rysunkiem 6.</li>
	<li>Oblicz błąd średnio-kwadratowy (RMSE) oraz średni błąd bezwzględny (MAE) dla wszystkich lokalizacji termopar, aby określić różnicę temperatur i ocenić walidację, jak pokazano w Tabeli 1. 
	UWAGA: MAE i RMSE są obliczane odpowiednio zgodnie z równaniami 2 i 3. 
	<img alt="Wzór na średni błąd bezwzględny; równanie do analizy statystycznej w nauce o danych." src="/files/ftp_upload/67842/67842eq2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Equation 2"> (2) 
	<img alt="Wzór na błąd średnio-kwadratowy; równanie analizy statystycznej danych." src="/files/ftp_upload/67842/67842eq3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Equation 3"> (3) 
	Gdzie TE, TS oraz N oznaczają odpowiednio temperaturę uzyskaną eksperymentalnie, temperaturę obliczoną numerycznie oraz liczbę punktów danych (w tym przypadku temperatury są rejestrowane co sekundę przez 20 min; zatem = 1 200). i oznacza chwile czasowe.</li>
</ol>

<ol><li>Riley, R. S., Day, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gold+nanoparticle-mediated+photothermal+therapy%3A+applications+and+opportunities+for+multimodal+cancer+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Wiley+Interdiscip+Rev+Nanomed+Nanobiotechnol%22%5BJournal%5D)">Gold nanoparticle-mediated photothermal therapy: applications and opportunities for multimodal cancer treatment.</a> Wiley Interdiscip Rev Nanomed Nanobiotechnol. 9 (4), e1449(2017).</li>
<li>Webb, J. A., Bardhan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+advances+in+nanomedicine+with+engineered+gold+nanostructures%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale%22%5BJournal%5D)">Emerging advances in nanomedicine with engineered gold nanostructures.</a> Nanoscale. 6 (5), 2502-2530 (2014).</li>
<li>Abadeer, N. S., Murphy, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+progress+in+cancer+thermal+therapy+using+gold+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22J+Phys+Chem+C%22%5BJournal%5D)">Recent progress in cancer thermal therapy using gold nanoparticles.</a> J Phys Chem C. 120 (9), 4691-4716 (2016).</li>
<li>Murphy, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Virus-sized+gold+nanorods%3A+Plasmonic+particles+for+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Acc+Chem+Res%22%5BJournal%5D)">Virus-sized gold nanorods: Plasmonic particles for biology.</a> Acc Chem Res. 52 (8), 2124-2135 (2019).</li>
<li>Overchuk, M., Weersink, R. A., Wilson, B. C., Zheng, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photodynamic+and+photothermal+therapies%3A+Synergy+opportunities+for+nanomedicine%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Photodynamic and photothermal therapies: Synergy opportunities for nanomedicine.</a> ACS Nano. 17 (9), 7979-8003 (2023).</li>
<li>Goldberg, S. N., Gazelle, G. S., Mueller, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+ablation+therapy+for+focal+malignancy%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Roentgenol%22%5BJournal%5D)">Thermal ablation therapy for focal malignancy.</a> Am J Roentgenol. 174 (2), 323-331 (2000).</li>
<li>Soni, S., Tyagi, H., Taylor, R. A., Kumar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+optical+coefficients+and+healthy+tissue-sparing+characteristics+in+gold+nanorod-assisted+thermal+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Hyperth%22%5BJournal%5D)">Role of optical coefficients and healthy tissue-sparing characteristics in gold nanorod-assisted thermal therapy.</a> Int J Hyperth. 29 (1), 87-97 (2013).</li>
<li>Khurana, D., Vikas,, Shaw, A. K., Soni, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polydopamine+coated+gold+nano+blackbodies+for+tumor-selective+spatial+thermal+damage+during+plasmonic+photothermal+cancer+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Nanobiosci%22%5BJournal%5D)">Polydopamine coated gold nano blackbodies for tumor-selective spatial thermal damage during plasmonic photothermal cancer therapy.</a> IEEE Trans Nanobiosci. 21 (4), 482-489 (2021).</li>
<li>Jung, H. S., Verwilst, P., Sharma, A., Shin, J., Sessler, J. L., Kim, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organic+molecule-based+photothermal+agents%3A+an+expanding+photothermal+therapy+universe%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Soc+Rev%22%5BJournal%5D)">Organic molecule-based photothermal agents: an expanding photothermal therapy universe.</a> Chem Soc Rev. 47 (7), 2280-2297 (2018).</li>
<li>Ge, R. L., Yan, P. N., Liu, Y., Li, Z. S., Shen, S. Q., Yu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+and+clinical+potential+of+near+infrared+photothermal+conversion+materials+for+photothermal+hepatocellular+carcinoma+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Func+Mater%22%5BJournal%5D)">Recent advances and clinical potential of near infrared photothermal conversion materials for photothermal hepatocellular carcinoma therapy.</a> Adv Func Mater. 33 (29), 2301138(2023).</li>
<li>Shabani, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+investigation+into+green+synthesis+of+Ru+template+gold+nanoparticles+and+the+in+vitro+photothermal+effect+on+the+MCF-7+human+breast+cancer+cell+line%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Phys+A%22%5BJournal%5D)">An investigation into green synthesis of Ru template gold nanoparticles and the in vitro photothermal effect on the MCF-7 human breast cancer cell line.</a> Appl Phys A. 129 (8), 564(2023).</li>
<li>Mosleh-Shirazi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+through+the+anticancer+properties+of+green+synthesized+spinel+ferrite+nanoparticles+in+present+and+absent+of+laser+photothermal+effect%5BTitle%5D)+AND+%22Ceram+Int%22%5BJournal%5D)">Investigation through the anticancer properties of green synthesized spinel ferrite nanoparticles in present and absent of laser photothermal effect.</a> Ceram Int. 49 (7), 11293-11301 (2023).</li>
<li>Amani, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovation+applications+of+MXenes+in+biomedicine%5BTitle%5D)+AND+%22Mater+Today+Commun%22%5BJournal%5D)">Innovation applications of MXenes in biomedicine.</a> Mater Today Commun. 40, 109929(2024).</li>
<li>Ali, M. R. K., Wu, Y., El-Sayed, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gold-nanoparticle-assisted+plasmonic+photothermal+therapy+advances+toward+clinical+application%5BTitle%5D)+AND+%22J+Phys+Chem+C%22%5BJournal%5D)">Gold-nanoparticle-assisted plasmonic photothermal therapy advances toward clinical application.</a> J Phys Chem C. 123 (25), 15375-15393 (2019).</li>
<li>Lahonian, M., Golneshan, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Numerical+study+of+temperature+distribution+in+a+spherical+tissue+in+magnetic+fluid+hyperthermia+using+Lattice+Boltzmann+method%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+NanoBiosci%22%5BJournal%5D)">Numerical study of temperature distribution in a spherical tissue in magnetic fluid hyperthermia using Lattice Boltzmann method.</a> IEEE Trans NanoBiosci. 10 (4), 262-268 (2011).</li>
<li>Shaw, A. K., Soni, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+periodic+irradiation+and+incident+beam+radius+for+plasmonic+photothermal+therapy+of+subsurface+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Therm+Biol%22%5BJournal%5D)">Role of periodic irradiation and incident beam radius for plasmonic photothermal therapy of subsurface tumors.</a> J Therm Biol. 121, 103859(2024).</li>
<li>Pogue, B. W., Patterson, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+tissue+simulating+phantoms+for+optical+spectroscopy%2C+imaging+and+dosimetry%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Review of tissue simulating phantoms for optical spectroscopy, imaging and dosimetry.</a> J Biomed Opt. 11 (4), 041102(2006).</li>
<li>Mustari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Agarose-based+tissue+mimicking+optical+phantoms+for+diffuse+reflectance+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Agarose-based tissue mimicking optical phantoms for diffuse reflectance spectroscopy.</a> J Vis Exp. (138), e57578(2018).</li>
<li>Dabbagh, A., Abdullah, B. J. J., Ramasindarum, C., Abu Kasim, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-mimicking+gel+phantoms+for+thermal+therapy+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrason+imaging%22%5BJournal%5D)">Tissue-mimicking gel phantoms for thermal therapy studies.</a> Ultrason imaging. 36 (4), 291-316 (2014).</li>
<li>Khurana, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+investigation+of+photothermal+conversion+and+thermal+conductivity+of+broadband+absorbing+gold+nanoblackbodies+and+graphene+oxide+nanoparticles+for+plasmonic+photothermal+cancer+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Commun+Heat+Mass+Transf%22%5BJournal%5D)">Experimental investigation of photothermal conversion and thermal conductivity of broadband absorbing gold nanoblackbodies and graphene oxide nanoparticles for plasmonic photothermal cancer therapy.</a> Int Commun Heat Mass Transf. 156, 107597(2024).</li>
<li>Measurement of breast-tumor phantom dielectric properties for microwave breast cancer treatment evaluation. Ortega-Palacios, R., Leija, L., Vera, A., Cepeda, M. F. J. 2010 7th Int Conf Electr Eng Comput Sci Automatic Control, Tuxtla, Guterrez, Mexico, , 216-219 (2010).</li>
<li>Wagnières, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optical+phantom+with+tissue-like+properties+in+the+visible+for+use+in+PDT+and+fluorescence+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">An optical phantom with tissue-like properties in the visible for use in PDT and fluorescence spectroscopy.</a> Phys Med Biol. 42 (7), 1415(1997).</li>
<li>Didychuk, C. L., Ephrat, P., Chamson-Reig, A., Jacques, S. L., Carson, J. J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Depth+of+photothermal+conversion+of+gold+nanorods+embedded+in+a+tissue-like+phantom%5BTitle%5D)+AND+%22Nanotechnology%22%5BJournal%5D)">Depth of photothermal conversion of gold nanorods embedded in a tissue-like phantom.</a> Nanotechnology. 20 (19), 195102(2009).</li>
<li>Shaw, A. K., Khurana, D., Soni, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+damage+analysis+of+sub-surface+soft+tissue+sarcoma+for+Indocyanine+Green+mediated+photothermal+cancer+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Therm+Sci+Eng+Prog%22%5BJournal%5D)">Thermal damage analysis of sub-surface soft tissue sarcoma for Indocyanine Green mediated photothermal cancer therapy.</a> Therm Sci Eng Prog. 46, 102168(2023).</li>
<li>Shaw, A. K., Khurana, D., Soni, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+thermal+damage+for+plasmonic+photothermal+therapy+of+subsurface+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Eng+Sci+Med%22%5BJournal%5D)">Assessment of thermal damage for plasmonic photothermal therapy of subsurface tumors.</a> Phys Eng Sci Med. 47 (3), 1107-1121 (2024).</li>
<li>Khurana, D., Soni, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-mimicking+phantoms+for+photothermal+performance+evaluations%5BTitle%5D)+AND+%22Recent+Trends+in+Cancer+Therapeutics%3A+Plasmonic+Photothermal-Based+Multimodal+Cancer+Therapy%22%5BJournal%5D)">Tissue-mimicking phantoms for photothermal performance evaluations.</a> Recent Trends in Cancer Therapeutics: Plasmonic Photothermal-Based Multimodal Cancer Therapy. , 109-136 (2024).</li>
<li>Eranki, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-mimicking+thermochromic+phantom+for+characterization+of+HIFU+devices+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Hyperth%22%5BJournal%5D)">Tissue-mimicking thermochromic phantom for characterization of HIFU devices and applications.</a> Int J Hyperth. 36 (1), 517-528 (2019).</li>
<li>McLaughlan, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controllable+nucleation+of+cavitation+from+plasmonic+gold+nanoparticles+for+enhancing+high+intensity+focused+ultrasound+applications%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Controllable nucleation of cavitation from plasmonic gold nanoparticles for enhancing high intensity focused ultrasound applications.</a> J Vis Exp. (140), e58045(2018).</li>
<li>Soni, S., Tyagi, H., Taylor, R. A., Kumar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+and+numerical+investigation+of+heat+confinement+during+nanoparticle-assisted+thermal+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Commun+Heat+Mass+Transf%22%5BJournal%5D)">Experimental and numerical investigation of heat confinement during nanoparticle-assisted thermal therapy.</a> Int Commun Heat Mass Transf. 69, 11-17 (2015).</li>
<li>Ntombela, L., Adeleye, B., Chetty, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-cost+fabrication+of+optical+tissue+phantoms+for+use+in+biomedical+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Heliyon%22%5BJournal%5D)">Low-cost fabrication of optical tissue phantoms for use in biomedical imaging.</a> Heliyon. 6 (3), e03602(2020).</li>
<li>Lai, P., Xu, X., Wang, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dependence+of+optical+scattering+from+Intralipid+in+gelatin-gel+based+tissue-mimicking+phantoms+on+mixing+temperature+and+time%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Dependence of optical scattering from Intralipid in gelatin-gel based tissue-mimicking phantoms on mixing temperature and time.</a> J Biomed Opt. 19 (3), 035002(2014).</li>
<li>Aernouts, B., Van Beers, R., Watté, R., Lammertyn, J., Saeys, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dependent+scattering+in+Intralipid%C2%AEphantoms+in+the+600-1850+nm+range%5BTitle%5D)+AND+%22Opt+Express%22%5BJournal%5D)">Dependent scattering in Intralipid®phantoms in the 600-1850 nm range.</a> Opt Express. 22 (5), 6086-6098 (2014).</li>
<li>Tromberg, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+in+vivo+characterization+of+breast+tumors+using+photon+migration+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">Non-invasive in vivo characterization of breast tumors using photon migration spectroscopy.</a> Neoplasia. 2 (1-2), 26-40 (2000).</li>
<li>Kanick, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scattering+phase+function+spectrum+makes+reflectance+spectrum+measured+from+Intralipid+phantoms+and+tissue+sensitive+to+the+device+detection+geometry%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Opt+Express%22%5BJournal%5D)">Scattering phase function spectrum makes reflectance spectrum measured from Intralipid phantoms and tissue sensitive to the device detection geometry.</a> Biomed Opt Express. 3 (5), 1086-1100 (2012).</li>
<li>Yuan, B., Chen, N., Zhu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emission+and+absorption+properties+of+indocyanine+green+in+Intralipid+solution%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Emission and absorption properties of indocyanine green in Intralipid solution.</a> J Biomed Opt. 9 (3), 497-503 (2004).</li>
<li>Khurana, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gold+nanoblackbodies-based+multifunctional+nanocomposite+for+multimodal+cancer+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Pharm%22%5BJournal%5D)">Gold nanoblackbodies-based multifunctional nanocomposite for multimodal cancer therapy.</a> Int J Pharm. 642, 123112(2023).</li>
<li>Brough, D., Ramos, J., Delpech, B., Jouhara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+validation+of+a+TRNSYS+type+to+simulate+heat+pipe+heat+exchangers+in+transient+applications+of+waste+heat+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Thermofluid%22%5BJournal%5D)">Development and validation of a TRNSYS type to simulate heat pipe heat exchangers in transient applications of waste heat recovery.</a> Int J Thermofluid. 9, 100056(2021).</li>
<li>Vardaki, M. Z., Kourkoumelis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+phantoms+for+biomedical+applications+in+Raman+spectroscopy%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Eng+Computational+Biol%22%5BJournal%5D)">Tissue phantoms for biomedical applications in Raman spectroscopy: A review.</a> Biomed Eng Computational Biol. 11, 1179597220948100(2020).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych sprzecznych interesów, które mogliby ujawnić.

W pracy przedstawiono protokół otrzymywania tkanek nowotworowych na bazie agarozy naśladujących fantomy optyczne. Fantomy są zaprojektowane w taki sposób, aby naśladować właściwości optyczne guza i normalnych tkanek do ich wykorzystania w badaniach nad PPTT. W niniejszej pracy zwrócono uwagę na zastosowanie tych fantomów do walidacji metod numerycznych podczas PPTT. Najbardziej krytycznym krokiem w tym protokole jest utrzymanie temperatury roztworów fantomowych zawierających agarozę i IL na poziomie 60 ºC przy ciągłym mi...

Plazmoniczna terapia fototermiczna (PPTT) to nowa metoda leczenia raka polegająca na dostarczaniu nanocząsteczek (NPs) do miejsca guza, a następnie naświetlaniu promieniowaniem bliskiej podczerwieni (NIR). NP są zwykle podawane drogą donowotworową (IT) lub dożylną (IV) 1. Po napromieniowaniu NIR, plazmoniczne oddziaływanie padającego promieniowania i nanocząsteczek prowadzi do wytworzenia zlokalizowanego ciepła na powierzchni nanocząsteczek, które następnie rozprasza się w otaczającej tkance nowotworowej2,3. To miejscowe ogrzewanie podnosi temperaturę w obszarze guza, prowadząc do śmierci komórek rakowych w wyniku ablacji termicznej4,5. Skuteczne leczenie raka można osiągnąć poprzez utrzymanie określonych temperatur, takich jak 46 ºC przez 1 h6, 50-52 ºC przez 4-6 min7, lub 60 ºC dla natychmiastowego uszkodzenia8 poprzez różne procesy biologiczne.
Różne czynniki fototermiczne zostały zbadane i zgłoszone do zastosowania w terapii fototermicznej, a ich skuteczność terapeutyczna została oceniona poprzez badania in vitro lub in vivo. Czynniki te obejmują materiały organiczne9, takie jak barwniki bliskiej podczerwieni (np. Indocyanine Green, IR780, IR820), środki fototermiczne na bazie polimerów (np. polidopamina) oraz materiały nieorganiczne10, w tym NP na bazie metali szlachetnych lub plazmoniczne NP (np. NPs złota)11, siarka/tlenki metalu przejściowego12 i MXenes13. Wśród nich plazmoniczne nanocząsteczki, w szczególności nanocząsteczki złota, oferują kilka zalet w porównaniu z tradycyjnymi środkami fototermicznymi (np. barwnikami), takimi jak lepsza stabilność fototermiczna, wyższa wydajność konwersji fototermicznej i przestrajalna odpowiedź plazmoniczna dzięki zmianom kształtu i rozmiaru10. Te cechy sprawiają, że złote nanocząsteczki są idealnymi kandydatami do terapii fototermicznej, a niektóre z nich są obecnie w fazie badań klinicznych14.
Aby zoptymalizować skuteczność terapeutyczną i zapewnić wystarczające uszkodzenia termiczne guza podczas PPTT, konieczne jest oszacowanie parametrów leczenia, takich jak dawka NP (pod względem stężenia) i parametry promieniowania NIR (w tym intensywność i czas trwania napromieniowania) przed przedklinicznym/klinicznym zastosowaniem PPTT. Do ustalenia tych parametrów zwykle stosuje się symulacje numeryczne. Opracowano różne metody numeryczne do oceny uszkodzeń termicznych w tkance nowotworowej, a jedną z takich metod jest kratowa metoda Boltzmanna15,16. Jednak, aby symulacje te były wiarygodne, muszą zostać zweryfikowane przy użyciu analogów tkanek znanych jako fantomy naśladujące tkanki. Fantomy te mogą być przygotowane do replikowania optycznych, termicznych, biologicznych lub mechanicznych właściwości rzeczywistych tkanek, służąc jako substytuty do przeprowadzania wstępnych testów, oceny leczenia i walidacji nowo opracowanych urządzeń, materiałów lub metod przeznaczonych do zastosowań biologicznych17,18. Może to zmniejszyć niepotrzebne cierpienie zwierząt lub ludzi i rozwiązać problemy etyczne związane z takimi eksperymentami19,20.
Projekt i wykonanie fantomu zależy od zamierzonego zastosowania21. Na przykład podczas fototerapii, takich jak PPTT, na dawkę padającego promieniowania ma wpływ ilość światła pochłoniętego lub rozproszonego przez NP i tkanki22,23. W związku z tym fantomy optyczne, które naśladują właściwości optyczne, w szczególności zmniejszony współczynnik rozpraszania (μs') i współczynnik absorpcji (μa) tkanek biologicznych, są wykorzystywane do ocen PPTT i późniejszej walidacji symulacji numerycznych24,25. Fantomy optyczne zazwyczaj składają się z trzech głównych składników: matrycy podstawowej, czynników rozpraszających i środków absorpcyjnych17,26. Matryca bazowa utrzymuje składniki rozpraszające i absorpcyjne w odpowiednich stężeniach, aby odtworzyć pożądane właściwości optyczne. Fantomy te można podzielić na fantomy stałe, ciekłe i półstałe (hydrożelowe), w zależności od rodzaju matrycy bazowej. W przypadku badań termiczno-terapeutycznych, takich jak PPTT, fantomy hydrożelowe, szczególnie fantomy na bazie agarozy, są preferowane ze względu na ich biokompatybilność, znikome naturalne rozpraszanie i absorpcję, prosty proces wytwarzania oraz elastyczność odlewania w pożądane kształty i rozmiary odpowiadające geometrii guza19,22. Co najważniejsze, przygotowane fantomy na bazie agarozy mogą być używane w temperaturach objętościowych ~70-80 ºC, ponieważ temperatura topnienia fantomów typu agaroza wynosi ~80 ºC19. W przypadku PPTT, ponieważ wystarczający jest zakres temperatur ~50-80 ºC, takie fantomy na bazie agarozy można wykorzystać do ocen fototermicznych opartych na PPTT.
Różne fantomy naśladujące tkanki na bazie hydrożelu zostały opracowane i zgłoszone do różnych zastosowań. Mustari i in. opracowali fantomy naśladujące tkanki na bazie agarozy i zademonstrowali ich przydatność w walidacji nowo zaprojektowanego systemu optycznego18. W innym badaniu przygotowano fantomy termochromowe naśladujące tkanki, aby zmierzyć zakres uszkodzeń termicznych podczas terapii skoncentrowanymi ultradźwiękami o wysokiej intensywności (HIFU)27. Fantomy naśladujące tkanki na bazie poliakrylamidu zostały również przygotowane do analizy efektu kawitacji podczas terapii przeciwnowotworowej opartej na HIFU28. Celem tego badania jest zademonstrowanie krok po kroku metody wytwarzania fantomów naśladujących tkankę nowotworową wraz z protokołem eksperymentów fototermicznych opartych na fantomach do oceny PPTT. Proponowany szczegółowy protokół ma na celu promowanie przyjęcia i powtarzalności preparatu fantomowego oraz późniejszych metod eksperymentów fototermicznych opartych na fantomach w celu testowania wydajności fototermicznej nowo opracowanych nanostruktur, a tym samym walidację symulacji numerycznych i pomoc w planowaniu lub optymalizacji parametrów terapeutycznych PPTT przed leczeniem. W tym artykule opisano protokół przygotowania fantomowego specjalnie zaprojektowany dla podpowierzchniowych guzów piersi; Jednak te same etapy można dostosować do wytwarzania różnych typów tkanek nowotworowych (o różnych kształtach i rozmiarach) poprzez zmianę składu optycznych środków absorpcyjnych i rozpraszających. Na przykład, zademonstrowane oceny fototermiczne oparte na fantomach naśladujące tkanki zostały wykorzystane we wcześniej zgłoszonych badaniach w celu walidacji symulacji PPTT dla podpowierzchniowego guza przedramienia24, sub-surface IDC25 i nowotworów skóry29.
Ten artykuł opisuje etapy przygotowania fantomu optycznego, który naśladuje μs' podpowierzchniowego lub podskórnego guza piersi, w szczególności inwazyjnego raka przewodowego (IDC), znajdującego się 3 mm pod powierzchnią skóry i otoczonego normalną tkanką piersi. Fantom ma cylindryczną geometrię przygotowaną przy użyciu agarozy jako macierzy podstawowej i intralipidu (IL) jako czynnika rozpraszającego dodanego w odpowiednich stężeniach w celu naśladowania μs normalnej i nowotworowej tkanki piersi. Agaroza, przezroczysty hydrożel o znikomym rozpraszaniu i absorpcji, jest idealną matrycą bazową dla fantomów optycznych18,30. Co więcej, IL, emulsja 20% tłuszczu, która naśladuje dwuwarstwową strukturę błon komórkowych, jest szeroko stosowana jako środek rozpraszający31,32 i została wybrana do tego badania w celu odtworzenia μs normalnej i nowotworowej tkanki piersi. Fantom jest zaprojektowany tak, aby naśladować guz piersi (IDC) wstrzykiwany za pomocą nanoprętów złota (AuNR) jako plazmoniczny NP, otoczony normalną tkanką piersi bez AuNR. Spośród różnych nanocząsteczek złota stosowanych w PPTT, AuNR zostały wybrane do tego badania ze względu na ich silną odpowiedź plazmoniczną w regionie NIR i ich szerokie zastosowanie w przedklinicznych badaniach PPTT, w tym z udziałem pacjentów z psami i kotami14. W protokole przedstawiono przygotowanie dwóch rodzajów fantomów: jednego z guzem z dystrybucją AuNR jak po wstrzyknięciu dożylnym, a drugiego z guzem odzwierciedlającym rozkład AuNR uzyskany za pomocą iniekcji IT. Zgodnie z protokołem przygotowania fantomów opisano eksperymentalne ustawienia do napromieniania NIR oraz etapy przeprowadzania ocen fototermicznych fantomów. Na koniec przedstawiono przewodnik krok po kroku dotyczący interpretacji wyników rozkładu temperatury uzyskanych z tych ocen oraz porównania danych eksperymentalnych z wynikami symulacji numerycznych. Porównanie to pomaga w walidacji opracowanej metody numerycznej, umożliwiając dostrojenie w celu uzyskania optymalnych parametrów leczenia dostosowanych specjalnie do guza.

<table><tbody><tr><td>Agaroza</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9012-36-6</td><td>Matryca bazowa dla fantomów</td></tr><tr><td>Woda dejonizowana (DI) (18,2 M&Omega;)&nbsp;</td><td>NA</td><td></td><td>NA Rozpuszczalnik do sporządzania roztworów fantomowych</td></tr><tr><td>Złote nanopręty (AuNR)</td><td>Nanopartz</td><td>A12-10-808</td><td>Nanocząstki plazmoniczne</td></tr><tr><td>Intralipid (20% emulsji)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>68890-65-3</td><td>Środek rozpraszający fantomy</td></tr><tr><td>Parafilm Parafilm</td><td>M</td><td>380020</td><td>Do uszczelnienia dna cylindrycznej formy</td></tr><tr><td>Włókno kwasu polimlekowego</td><td>eSun</td><td>NA</td><td>Materiał na formy (drut o średnicy 1,75 mm)</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><mocny>Nazwa urządzenia&nbsp; </td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze/Opis</td></tr><tr><td>Drukarka 3D</td><td>Creality</td><td>Ender-3</td><td>Do drukowania form System</td></tr><tr><td>akwizycji danych (DAQ)</td><td>National Instruments</td><td>cDAQ-9171</td><td>Do rejestrowania temperatur</td></tr><tr><td>DI jednostka wodna</td><td>Merck Millipore</td><td>Direct-Q3</td><td>Do wody DI</td></tr><tr><td>Płyta grzejna z mieszadłem magnetycznym</td><td>IKA</td><td>C-MAG HS 4</td><td>Do przygotowania roztworów fantomowych</td></tr><tr><td>Źródło światła NIR</td><td>NA (opracowane przez użytkownika)&nbsp;</td><td>BRAK DANYCH</td><td>Do napromieniania NIR fantomów, (800/50 nm; Środkowa długość fali: 800 nm, Szerokość pasma: 50 nm)</td></tr><tr><td>Światłowód (1/2" & razy; 12")</td><td>Edmund Optics</td><td>38-659</td><td>Do naświetlania NIR fantomów</td></tr><tr><td>Termopary typu K</td><td>RS Components</td><td>RS Pro 397-1589</td><td>Do monitorowania temperatury w różnych miejscach fantomów podczas napromieniania NIR</td></tr><tr><td>Waga wagowa</td><td>Wensar</td><td>PGB 200</td><td>Do ważenia agarozy</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nazwa oprogramowania</td><td>Company</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze/Opis</td></tr><tr><td>Autodesk Inventor 2021</td><td>Autodesk</td><td>NA</td><td>Do mechanicznego projektowania form</td></tr><tr><td>Cura 5.7</td><td>Ultimaker</td><td>NA</td><td>Do konwersji projektu mechanicznego do Gcode w celu druku 3D</td></tr><tr><td>Matlab R2024b</td><td>MathWorks</td><td>NA</td><td>Do symulacji numerycznych i wykresów</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr> danych temperatury<tr><td>Nazwa używanych wyrobów laboratoryjnych</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze/Opis</td></tr><tr><td>Zlewki (50 ml)</td><td>Borosil</td><td>1000D12</td><td>Dla Preparaty roztworów fantomowych</td></tr><tr><td>Zlewki (10 ml)</td><td>Borosil</td><td>1000006</td><td>Do preparatów roztworów fantomowych</td></tr><tr><td>Pipeta (100-1000 &mikro; L)</td><td>Eppendorf Research plus, 1-kanałowy, zmienny</td><td>3123 000 063</td><td>Do dodawania składników do roztworu fantomowego</td></tr><tr><td>Pipeta (10-100 &mikro; L)</td><td>Eppendorf Research plus, 1-kanałowy, zmienny</td><td>3123 000 047</td><td>Do dodawania składników do roztworu fantomowego</td></tr><tr><td>Szpatułka</td><td>Borosil</td><td>LASC8888M06</td><td>Do ważenia agarozy i wyjmowania fantomów z formy</td></tr><tr><td>Końcówki (100-1000 &mikro; L)</td> <td>Tarsons</td><td>521016</td><td>Do dodawania składników do roztworu fantomowego</td></tr><tr><td>Wskazówki (10-100 &mikro; L)</td> <td>Tarsons</td><td>521010Y</td><td>Do dodawania składników do roztworu fantomowego</td></tr></tbody></table>

plazmoniczna terapia raka fototermicznego: fantomy naśladujące tkankę nowotworową osadzone w nanocząstkach do wizualizacji fototermicznego rozkładu temperatury

Plasmonic Photothermal Cancer Therapy: Nanoparticle-embedded Tumor-tissue-mimicking Phantoms for Visualizing Photothermal Temperature Distribution

Plazmoniczna terapia fototermiczna (PPTT), nowa metoda leczenia raka, polega na dostarczeniu nanocząsteczek (NPs) do guza, a następnie naświetlaniu w bliskiej podczerwieni (NIR) w celu wytworzenia miejscowego ciepła, które niszczy komórki rakowe. Przed podaniem PPTT należy oszacować parametry terapeutyczne - stężenie NP, intensywność napromieniowania i czas trwania. W tym celu przeprowadzane są symulacje numeryczne. Jednak, aby zapewnić solidne obliczenia, symulacje te muszą zostać zweryfikowane za pomocą eksperymentów fototermicznych na fantomach naśladujących tkankę nowotworową, replikujących właściwości optyczne tkanki nowotworowej. W przypadku PPTT parametry terapeutyczne są regulowane przez rozpraszanie i absorpcję padającego promieniowania przez tkankę i nanocząsteczki. W związku z tym eksperymenty walidacyjne mogą być prowadzone na fantomach naśladujących zmniejszony współczynnik rozpraszania (μs') i współczynnik absorpcji (μ a) docelowego guza/tkanki.
Konkretnie, ten protokół zawiera instrukcje dotyczące przygotowania fantomów naśladujących μs i μ guza piersi wstrzykniętego złotymi nanoprętami, otoczonego normalną tkanką piersi. Protokół zawiera również szczegółowe informacje na temat napromieniowania NIR, monitorowania temperatury i walidacji wyników numerycznych poprzez porównanie temperatur czasoprzestrzennych z temperaturami mierzonymi za pomocą termopar. Protokoły przedstawione w tym badaniu ułatwiły przygotowanie hydrożelowych cylindrycznych fantomów tkanki guza piersi o wymiarach (φ40 x 12 mm) i centralnym obszarze guza (φ20 x 6 mm), składających się z 1% agarozy jako macierzy podstawowej i intralipidu jako składnika rozpraszającego i regionu nowotworowego osadzonego w nanoprętach złota w stężeniu 25 μg/ml. Reprezentatywne wyniki studium przypadku ilustrują zastosowanie sfabrykowanych fantomów do walidacji symulacji numerycznych dla PPTT. W badaniu stwierdzono, że zademonstrowane protokoły są cenne dla przeprowadzania eksperymentów fototermicznych mających na celu optymalizację i planowanie parametrów terapeutycznych przed eksperymentami in vivo oraz walidację symulacji numerycznych dla PPTT.

Rysunek 6 przedstawia średnie temperatury w czasie uzyskane podczas eksperymentów z fantomem tkanki nowotworowej z zatopionymi AuNR we wszystkich lokalizacjach termopar, pokazanych na Rysunku 2, w porównaniu z temperaturami uzyskanymi podczas symulacji w odpowiadających im miejscach. Eksperymenty przeprowadzono 4-krotnie dla każdego rozkładu, tj. dla rozkładów IT i IV AuNR. Podczas eksperymentów temperatura w pomieszczeniu wynosi...

Ten artykuł przedstawia protokół przygotowania fantomów tkanki nowotworowej, które replikują właściwości optyczne dla plazmonicznej terapii fototermicznej. Szczegółowo opisano w nim przygotowanie fantomowe, oceny fototermiczne i walidację opracowanego modelu numerycznego opartego na pomiarach temperatury fototermicznej w celu oceny parametrów terapeutycznych, oferując etyczną, opłacalną alternatywę dla badań in vivo do wstępnych testów.

Plazmoniczna terapia raka fototermicznego: Fantomy naśladujące tkankę nowotworową osadzone w nanocząstkach do wizualizacji fototermicznego rozkładu temperatury

Plasmonic photothermal therapy (PPTT), an emerging cancer treatment, involves delivering nanoparticles (NPs) to a tumor, followed by near-infrared (NIR) ...

Zakres badań zasadniczo obejmuje opracowanie tkanki nowotworowej i wykonanie fantomów dla plazmonicznych terapii fototermicznych nowotworów w celu walidacji symulacji numerycznych, a także określenia parametrów terapeutycznych dla eksperymentów in vivo w celu oceny wyniku terapeutycznego. Protokół ten wypełnia lukę między modelowaniem numerycznym a walidacją eksperymentalną dla plazmonicznej terapii fototermicznej, a także oszacowaniem parametrów terapeutycznych do oceny in vivo przed translacją kliniczną. Protokół ten oferuje opłacalną ocenę plazmonicznej interakcji fototermicznej dla guzów litych przy użyciu fantomów agarozy z monitorowaniem termopar, minimalizując w ten sposób potrzebę badań in vivo na zwierzętach.Ocena oparta na fantomach umożliwia walidację symulacji w celu poprawy dokładności leczenia i parametrów dostrajania, takich jak stężenie nanocząstek i ustawienia iteracji, w celu wspierania bezpiecznych i skutecznych plazmonicznych terapii fototermicznych nowotworów. W przyszłości chcemy opracować bardziej realistyczne fantomy tkanki nowotworowej z udziałem melaniny, hemoglobiny, a także przepływu krwi. Chcemy również zbadać wielomiejscowe zastrzyki w przypadku dużych guzów.Aby rozpocząć, zaprojektuj model trójwymiarowy za pomocą oprogramowania CAD. Kliknij Nowy, a następnie Utwórz, aby zaprojektować pustą formę cylindryczną. Naciśnij Ustawienia dokumentu i wybierz Jednostki, aby zmienić jednostkę na milimetry.Zaprojektuj cylindryczną formę o średnicy wewnętrznej 40 milimetrów i wysokości 12 milimetrów wraz z dwiema solidnymi cylindrycznymi formami maskującymi. Użyj wygenerowanego kodu G, aby wydrukować formy za pomocą drukarki 3D z filamentem kwasu polimlekowego. Aby przygotować roztwór pierwszy, dodaj 0,35 grama agarozy do 33,18 mililitra wody dejonizowanej w zlewce.Przykryj zlewkę folią aluminiową, aby zapobiec utracie wody. Podgrzej zlewkę na płycie grzejnej w temperaturze 120 stopni Celsjusza, mieszając, aż roztwór stanie się przezroczysty. Następnie zmniejsz temperaturę płyty grzejnej do 60 stopni Celsjusza i pozwól roztworowi ostygnąć przez 15 minut.Mieszając, dodaj 1,82 mililitra roztworu intralipidowego i kontynuuj mieszanie. W przypadku drugiego roztworu dodaj 45 miligramów agarozy do 1,18 mililitra dejonizowanej wody w zlewce i przykryj folią aluminiową. Po podgrzaniu i schłodzeniu roztworu, jak pokazano wcześniej, dodaj 106,2 mikrolitra roztworu intralipidowego i 3,21 mililitra zawiesiny złotego nanopręta, mieszając.Roztwór drugi należy ciągle mieszać w temperaturze 60 stopni Celsjusza do momentu użycia. Aby przygotować roztwór trzeci, dodaj 25 miligramów agarozy do 2,44 mililitra wody dejonizowanej w zlewce i przykryj folią aluminiową. Podgrzej i ostudź roztwór.Następnie dodaj 59 mikrolitrów roztworu intralipidowego, mieszając w 60 stopniach. W celu przygotowania fantomu naśladującego tkankę nowotworową, najpierw uszczelnij dno cylindrycznych form parafilmem. Umieść formę maskującą na środku.W celu przygotowania fantomu IT, wlej roztwór jeden do cylindrycznych form do górnej kreski formy maskującej. Po zestaleniu usuń pleśń maskującą, aby utworzyć wgłębienie dla obszaru guza. Następnie wypełnij wnękę roztworem drugim i pozwól mu zastygnąć.Następnie dodaj roztwór pierwszy na wierzch fantomu i pozwól mu w pełni zastygnąć. W celu przygotowania fantomu dożylnego włóż mniejszą formę maskującą i wypełnij wnękę wokół niej roztworem drugim. Po zestaleniu usuń mniejszą formę i wypełnij pozostałą wnękę roztworem trzecim.Dodaj roztwór jeden do góry i pozwól na całkowite zestalenie. Następnie włóż termopary do niektórych szklanych kapilarn, które zostały przycięte na długość. Nakłuć fantomy w określonych miejscach promieniowych i osiowych.Gdy wszystkie termopary znajdą się na swoim miejscu, ostrożnie umieść fantom na szklanej szalce Petriego w celu późniejszego naświetlania podczerwienią NIR. Ustawić szklaną szalkę Petriego tak, aby środkowy obszar górnej powierzchni fantomu był prostopadły i osiowo wyrównany do końcówki światłowodu źródła światła podczerwonego NIR. Następnie podłącz system akwizycji danych do komputera i uruchom oprogramowanie do podglądu laboratorium.Włącz źródło światła podczerwonego NIR i rozpocznij rejestrowanie danych o temperaturze, naciskając przycisk odtwarzania w oprogramowaniu. Naświetlaj upiora przez 20 minut w ciemnym pomieszczeniu. Następnie wyłącz źródło światła NIR i zatrzymaj nagrywanie.Teraz wykreśl zarejestrowaną średnią temperaturę w funkcji czasu, a następnie wykreśl średnią temperaturę eksperymentalną w stosunku do symulowanej temperatury we wszystkich lokalizacjach termopar. Wzrost temperatury w dystrybucji IT fantomu tkanki nowotworowej osadzonej w złotym nanopręcie był wyższy niż w dystrybucji dożylnej ze względu na zwiększone rozpraszanie w dystrybucji dożylnej. Maksymalny wzrost temperatury wynosił około 11 stopni Celsjusza dla rozkładu IT i 6 stopni Celsjusza dla rozkładu dożylnego w lokalizacji termopary zero trzy.Maksymalny błąd średniej kwadratowej dla dystrybucji wewnątrznowotworowej i dożylnej wynosił odpowiednio 2,10 stopnia Celsjusza i 1,94 stopnia Celsjusza.

plasmonic-photothermal-cancer-therapy-nanoparticle-embedded-tumor

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Opracowaliśmy nowe, wielofunkcyjne nanopęcherzyki zwane porfisomami, które mają zależne od struktury samowygaszanie fluorescencji i unikalne właściwości fototermiczne, dzięki czemu działają jako silne środki terapii fototermicznej. Opracowaliśmy porfisomy za pomocą wytłaczania pod wysokim ciśnieniem i zbadaliśmy ich skuteczność terapii fototermicznej w modelu guza ksenoprzeszczepu.

Jednominutowa, sub-jednowatowa fototermiczna ablacja guza przy użyciu porfisomów, wewnętrznych wielofunkcyjnych nanopęcherzyków

Obrazowanie fluorescencyjne w bliskiej podczerwieni (NIRF) może poprawić wyniki terapeutyczne operacji raka piersi, umożliwiając śródoperacyjną lokalizację guza i ocenę statusu marginesu chirurgicznego. Korzystając z symulujących tkankowo fantomów piersi zawierających fluorescencyjne inkluzje symulujące nowotwór, można ocenić potencjalne zastosowania kliniczne obrazowania NIRF u pacjentek z rakiem piersi w celach standaryzacyjnych i szkoleniowych.

Fantomy symulujące tkanki do oceny potencjalnych zastosowań obrazowania fluorescencyjnego w bliskiej podczerwieni w chirurgii raka piersi

AN został opracowany specjalnie zaprojektowany laserowy aparat grzewczy kompatybilny z MRI, aby zapewnić miejscowe ogrzewanie guzów podskórnych w celu aktywacji uwalniania czynników z termoczułych liposomów, szczególnie w obszarze guza.

Specjalnie zaprojektowane laserowe urządzenie grzewcze do wyzwalanego uwalniania cisplatyny z termoczułych liposomów z prowadzeniem obrazu rezonansu magnetycznego

Ten protokół demonstruje kontrolowane zarodkowanie kawitacji w fantomach żelowych, poprzez jednoczesną ekspozycję zarówno na pulsacyjne światło laserowe bliskiej podczerwieni, jak i skoncentrowane ultradźwięki o wysokiej intensywności (HIFU). Aktywność kawitacyjna może być następnie wykorzystana do poprawy obrazowania i/lub zastosowań terapeutycznych HIFU.

Kontrolowane zarodkowanie kawitacji z nanocząstek plazmonicznego złota w celu wzmocnienia zastosowań ultradźwięków o wysokiej intensywności

Prezentowany tutaj jest protokół wytwarzania mikropęcherzyków z nanocząsteczkami tlenku żelaza (NSM) poprzez samoorganizację, synergię reakcji magnetycznej, akustycznej i optycznej w jednej nanoterapeutycznej platformie do hipertermii magnetycznej i fototermicznej terapii przeciwnowotworowej.

Mikropęcherzyki reagujące na magnesy, akustycznie i optycznie do hipertermii magnetycznej i potototermicznej skojarzonej terapii nowotworów

W protokole tym przedstawiono techniki i metodologię niezbędne do celowanej terapii hipertermicznej w modelach guzów litych. Podejście to wykorzystuje fototermiczną konwersję światła w bliskiej podczerwieni przez wstrzykiwane domięśniowo złote nanopręty w celu wywołania miejscowego ogrzewania w mikrośrodowisku guza.

Indukowanie ukierunkowanej łagodnej hipertermii w mysich modelach nowotworów poprzez fototermiczną konwersję światła w bliskiej podczerwieni za pomocą wewnątrznowotworowych nanoprętów złota

Terapia fotodynamiczna (PDT) jest alternatywnym wyborem w leczeniu raka płuc. Aby zwiększyć efekt terapeutyczny PDT, opracowano nanocząstki ukierunkowane na raka płuc w połączeniu z chemioterapią. Oceniano zarówno skuteczność przeciwnowotworową PDT in vitro, jak i in vivo z przygotowanymi nanocząstkami.

Skuteczność przeciwnowotworowa terapii fotodynamicznej nanocząstkami ukierunkowanymi na raka płuc

Myszy z rakiem okrężnicy-26 (C26) reprezentują klasyczny model kacheksji nowotworowej. Postępujący zanik mięśni występuje w związku ze wzrostem guza, nadmierną ekspresją specyficznych dla mięśni ligaz ubikwityny i zmniejszeniem pola przekroju poprzecznego mięśni. Obserwuje się również utratę tkanki tłuszczowej. Kaeksja jest badana w sposób zależny od czasu z rosnącym nasileniem wyniszczenia.

Mysz z rakiem okrężnicy 26 jako model do badania kacheksji nowotworowej

Ten artykuł opisuje nowatorską metodę generowania indukowanych indukowanych pluripotencjalnych emigrantów grasicy pochodzących z komórek macierzystych (iTE) za pomocą trójwymiarowego (3D) systemu hodowli grasicy. iTE to jednorodny podzbiór limfocytów T blisko spokrewniony z naiwnymi limfocytami T ze zdolnością do proliferacji, tworzenia pamięci i supresji guza.

Trójwymiarowy system hodowli grasicy do generowania indukowanych przez mysie pluripotencjalnych emigrantów grasicy pochodzących z antygenu nowotworowego specyficznych dla antygenu macierzystego

Ten artykuł opisuje metodę generowania funkcjonalnych, specyficznych dla antygenu nowotworowego, indukowanych, indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych pochodzących z CD8αβ+ dodatnich limfocytów T przy użyciu systemu kohodowli OP9/DLL1.

Wykorzystanie ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych do wytwarzania limfocytów T specyficznych dla antygenu nowotworowego

Poznaj metodę przygotowania fantomów tkanki nowotworowej do plazmonicznej fototermalnej terapii raka z wykorzystaniem nanocząstek złota i termopar. Protokół umożliwia walidację symulacji numerycznych oraz optymalizację parametrów leczenia przed badaniami in vivo, redukując potrzebę testowania na zwierzętach.

Plazmoniczna terapia raka fototermicznego: Fantomy naśladujące tkankę nowotworową osadzone w nanocząstkach do wizualizacji fototermicznego rozkładu temperatury (Wideo) | JoVE Journal

Plazmoniczna terapia raka fototermicznego: Fantomy naśladujące tkankę nowotworową osadzone w nanocząstkach do wizualizacji fototermicznego rozkładu temperatury

Przeglądaj więcej filmów