Name: Zwierzęcy model zakażeń związanych z implantami u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-27T14:50:00.000+00:00
Duration: 7 min 2 s
Description: Poznaj metodę tworzenia zwierzęcego modelu zakażeń związanych z implantami u myszy. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów patofizjologicznych i rozwój terapii ukierunkowanych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy pragną podziękować za wsparcie finansowe ze strony Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (82572779 dla Z.S., 82102586 dla Z.S., 82272512 dla C.Z., 82472463 dla C.Z.), Programu Badań nad Zdrowiem Prowincji Anhui (AHWJ2024Aa20445 do Z.S., AHWJ2024Aa10144 do C.Z.), Fundacji Nauk Przyrodniczych Prowincji Anhui, Wyróżniający Projekt Młodzieży (2108085J40 do C.Z.), Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Prowincji Anhui - Specjalizacja w Tłumaczeniu Klinicznych Badań Medycznych (202304295107020020 do C.Z.), Chińska Fundacja Nauk Podoktoranckich (2020M671893 do Z.S.), Fundusze Badań Podstawowych dla Centralnych Uniwersytetów Chin (WK9110000155 do Z.S., YD9110002053 do C.Z.), Projekt Kompilacji Badań Naukowych Prowincji Anhui (2022AH051251 do Z.S., 2022AH010076 do C.Z.), oraz Fundusze Badawcze Centrum Wiodącej Medycyny i Zaawansowanych Technologii IHM (2023IHM01070 do C.Z., 2023IHM01074 do C.Z.). Jesteśmy również wdzięczni za wsparcie ze strony Core Facility Center for Medical Sciences, Pierwszego Szpitala Stowarzyszonego USTC (Szpital Prowincjonalny Anhui). Prace te zostały częściowo przeprowadzone w Centrum Instrumentów Nauk Fizycznych Uniwersytetu Nauki i Technologii w Chinach. Jesteśmy również wdzięczni za wsparcie Laboratorium Bezpieczeństwa Biologicznego Poziomu 2 z Core Facility, Institute of Health and Medicine, Hefei Comprehensive National Science Center.

Wszystkie procedury eksperymentalne na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Instytutu Zdrowia i Medycyny Kompleksowego Narodowego Centrum Nauki Hefei (numer zgody: IHM-AP-2024-080). Wszystkie wykorzystane myszy były samcami myszy C57BL/6J o stopniu wolnym od swoistych patogenów (SPF), w wieku 6 tygodni, o masie ciała 20-30 g. Zwierzęta trzymano w pięciu myszach w klatce i miały one swobodny dostęp do pożywienia i wody. Środowisko utrzymywano na poziomie 22-26 °C przy wilgotności względnej 50-60% w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność (Światło: 7:00-19:00; Ciemno: 19:00-7:00). Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu znajdują się w Tabeli materiałów.
1. Preparat bakteryjny do zakażeń podskórnych związanych z implantami
<ol>
	<li>Wyjąć pętlę (10 μl) kultury Staphylococcus aureus (S. aureus, ATCC 43300) z probówki podstawowej o temperaturze -80 °C. Rozprowadź zawiesinę na płytce z agarem z krwią, stosując technikę płytki smugowej. Inkubować w temperaturze 37 °C przez 24 godziny w warunkach tlenowych bez wstrząsania. UWAGA: Dopuszczalna jest metoda trzysektorowa lub czterosektorowa płytka smugowa, pod warunkiem, że początkowy i końcowy sektor pozostają niezlewające się. Smugi międzysektorowe wymagają zastosowania nowej pętli inokulacji. Należy wykonać równoległe, równoodległe smugi, aby ułatwić równomierne rozmieszczenie drobnoustrojów. Ścisłe przestrzeganie protokołów aseptycznych jest obowiązkowe, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu.</li>
	<li>Zbadaj morfologię typowych kolonii S. aureus i obecność wyraźnych stref hemolitycznych. UWAGA: Typowa morfologia kolonii obejmuje złocistożółtą pigmentację, okrągły kształt i gładką powierzchnię. Czysta strefa o średnicy co najmniej 2 mm jest uważana za dodatnią dla β-hemolizy.</li>
	<li>Wykonaj barwienie metodą Grama i analizę mikrobiologicznej spektrometrii mas, aby potwierdzić tożsamość S. aureus . UWAGA: Identyfikacja szczepu powinna być przeprowadzona przez badaczy przy użyciu ustalonych kryteriów selekcji.</li>
	<li>Wybierz niezależną typową kolonię (zgodnie z opisem w kroku 1.2). Zaszczepić go w sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 15 ml zawierającej 5 ml sterylnego tryptycznego bulionu sojowego (TSB). Inkubować w temperaturze 37 °C przez 12 godzin, wytrząsając przy 200 obr./min.</li>
	<li>Rozcieńczyć zawiesinę bakteryjną z kroku 1.4 za pomocą TSB w stosunku 1:50. Inkubować w temperaturze 37 °C z wytrząsaniem przy 200 obr./min.</li>
	<li>Monitorować i rejestrować gęstość optyczną (OD) przy długości fali 600 nm za pomocą spektrofotometru w celu określenia logarytmicznej fazy wzrostu.</li>
	<li>Ustal korelację między wartościami OD600 a jednostkami tworzącymi kolonie na mililitr (CFU/ml) za pomocą metody płytki rozsiewającej (patrz krok 4.1.7-4.1.10). UWAGA: W tym eksperymencie idealny OD600 wynosi 0,700-0,750, co odpowiada około 4 × 105 CFU/ml. Określenie zależności między OD600 a CFU/ml zapewnia dokładność eksperymentalną.</li>
	<li>Rozcieńczyć 3 ml zawiesiny bakteryjnej (z kroku 1.7, 4 × 105 jtk/ml) 3 ml zimnego, sterylnego roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Odwirować przy 3 000 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C i ponownie zawiesić osad. Końcowe stężenie bakterii: 2 × 105 jtk/ml. UWAGA: Stosunek 1:1 równoważy skuteczne rozcieńczanie zanieczyszczeń pożywki hodowlanej z utrzymaniem integralności komórek i stabilności osmotycznej. Zapewnia skuteczne mycie, jednocześnie minimalizując uszkodzenia komórek spowodowane stresem osmotycznym i sprzyja równomiernemu tworzeniu się osadów komórkowych podczas wirowania, co ma kluczowe znaczenie dla dalszego przetwarzania.</li>
	<li>Powtórz krok 1.8 w dwóch powtórzeniach.</li>
	<li>Ponownie zawiesić osad bakteryjny w PBS w celu dalszych eksperymentów.</li>
</ol>
2. Przygotowanie myszy i implantu
<ol>
	<li>Losowo podziel 20 myszy typu dzikiego C57BL / 6J na dwie grupy (10 myszy / grupę): grupę infekcji związanej z implantem i grupę z ropniem podskórnym29. UWAGA: Każda grupa powinna być trzymana w dwóch indywidualnie wentylowanych klatkach (IVC), z pięcioma myszami w klatce.</li>
	<li>Zastosuj oznaczenia ogona do każdej myszy w celu identyfikacji. UWAGA: Używaj kolczyków do identyfikacji myszy, aby zapobiec blaknięciu oznaczeń na ogonie.</li>
	<li>Sterylizować okrągłe płytki tytanowe (TA1, średnica 1 cm, grubość 0,5 mm) w autoklawie w temperaturze 121 °C, 0,1 MPa przez 30 min.</li>
</ol>
3. Chirurgia zwierząt
<ol>
	<li>Umieść myszy w komorze indukcyjnej z izofluranem (2%) z ogólnymi środkami znieczulającymi dla zwierząt na około 5 minut w celu wywołania znieczulenia (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).</li>
	<li>Monitoruj oddech, aby zapewnić odpowiednią głębokość znieczulenia. UWAGA: Oddychanie powinno być regularne i wolniejsze niż po przebudzeniu i nie powinno się zmieniać w odpowiedzi na szkodliwe bodźce, takie jak zabiegi chirurgiczne lub szczypanie palców u stóp.</li>
	<li>Utrzymuj znieczulenie za pomocą systemu podawania stożka nosowego, stosując ciągłe wdychanie 2% izofluranu i przepływ tlenu 2 l/min (ryc. 1A). UWAGA: Wszystkie zabiegi należy wykonywać w znieczuleniu, aby zapobiec zmaganiom wywołanym stresem i zapewnić zgodność z przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt.</li>
	<li>Przenieś znieczulone myszy do strefy przygotowania komory bezpieczeństwa biologicznego. UWAGA: Podziel szafę bezpieczeństwa biologicznego na trzy komory: strefę przygotowania, dezynfekcji i strefy operacyjnej. Umieść sterylne jednorazowe maty w każdej komorze. Wykonaj wszystkie procedury w szafie, aby utrzymać warunki aseptyki.</li>
	<li>Ogol włosy z tyłu (obszar 3 cm × 4 cm) i nałóż krem do depilacji na około 1 minutę.</li>
	<li>Trzykrotnie zdezynfekuj skórę roztworem jodu i 75% etanolem (ryc. 1B).</li>
	<li>Wykonaj około 1 cm nacięcie w okolicy grzbietowej za pomocą sterylnych ostrzy chirurgicznych. Wprowadzić sterylne implanty tytanowe (przygotowane w kroku 2.3) do kieszonki podskórnej (ryc. 1D). UWAGA: Podnieś dystalną skórę nacięcia za pomocą sterylnych kleszczy, aby utworzyć kieszeń podskórną.</li>
	<li>Wstrzyknąć 100 μl zawiesiny bakteryjnej S. aureus (2 × 105 CFU/ml) bezpośrednio na powierzchnię tytanu za pomocą sterylnej strzykawki o pojemności 1 ml (ryc. 1E).</li>
	<li>Zdezynfekuj skórę 75% etanolem i załóż 3-0 niewchłanialnych szwów, aby zamknąć nacięcie (ryc. 1F). UWAGA: Wybór rozmiaru szwów (3-0, 4-0, 5-0 lub 6-0) powinien odpowiadać rozmiarowi ciała myszy.</li>
	<li>W przypadku grupy ropni podskórnych należy wykonać, zdezynfekować i zszyć nacięcie bezpośrednio, bez wprowadzania implantu.</li>
	<li>Wstrzyknąć 100 μl zawiesiny S. aureus (2 × 105 CFU/ml) przez nacięcie za pomocą sterylnej strzykawki o pojemności 1 ml. UWAGA: Przez cały czas podawania utrzymywano ciągłe wstrzykiwanie o powolnej dawce, aby złagodzić szybkie gromadzenie się płynów i zapobiec wyciekowi zawiesiny bakteryjnej.</li>
	<li>Monitorować czynność oddechową do momentu wznowienia spontanicznego oddychania przed przeniesieniem zwierząt do nowych IVC.</li>
	<li>Meloksykam (0,02 ml/10 g/dobę) należy podawać podskórnie przez trzy kolejne dni, aby złagodzić ból pooperacyjny.</li>
	<li>Upewnij się, że wszystkie myszy mogą w pełni udźwignąć ciężar ciała, poruszać się bez ograniczeń i mieć swobodny dostęp do jedzenia i wody. UWAGA: Umieść wszystkie leczone myszy w nowych IVC, aby zapobiec zanieczyszczeniu krzyżowemu z nieleczonymi myszami lub starymi IVC.</li>
</ol>
4. Obserwacje i ocena pooperacyjna
<ol>
	<li>Ocena zakażeń w tkance obwodowej<ol>
		<li>Obserwuj stan nacięcia grzbietowego na każdej myszy codziennie i zapisuj obserwacje w dniach 1, 3, 5, 7, 10 i 14. UWAGA: Monitoruj pod kątem przemieszczenia implantu; jeśli implant zostanie wykryty, należy go niezwłocznie pobrać w celu przeprowadzenia analizy za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM).</li>
		<li>Poddaj myszy eutanazji przez uduszenie CO2 , a następnie zwichnięcie szyjki macicy w dniach 3, 7 i 14. Pobrać implanty i tkankę obwodową do dalszej analizy (ryc. 2).</li>
		<li>Ogol włosy na grzbiecie i zdezynfekuj skórę za pomocą jodoforu i 75% etanolu trzy razy przed pobraniem tkanek. UWAGA: Golenie włosów na grzbiecie i dezynfekcja powierzchni rany minimalizuje zanieczyszczenie bakteriami powierzchniowymi.</li>
		<li>Wyciąć skórę, tkankę podskórną i mięśnie z marginesem 0,5 cm wokół implantu lub rany za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych. UWAGA: Pobieraj próbki tkanek bez ograniczeń rozmiaru, aby zmaksymalizować wydajność. Zważyć i homogenizować każdą próbkę z równą masą sterylnego PBS, aby utrzymać stałe jednostki g/ml. Każdą próbkę tkanki należy podzielić wzdłużnie i równo na segmenty proksymalne i dystalne w celu ilościowego określenia bakterii (proksymalnego) i oceny histopatologicznej (dystalnej).</li>
		<li>Pobraną tkankę umieścić w sterylnych probówkach. Do każdej probówki dodać równą masę sterylnego PBS i trzy sterylne stalowe koraliki szlifierskie.</li>
		<li>Homogenizuj tkanki w trzech cyklach (70 Hz, czas mielenia 60 s, czas pauzy 20 s), a następnie wiruj przez 5 minut.</li>
		<li>Przeprowadzić seryjne rozcieńczenia homogenatu (od kroku 4.1.6) PBS od 101 do 105.</li>
		<li>Upuść 15 μl każdego rozcieńczonego homogenatu na wyznaczone obszary płytek z agarem z krwią.</li>
		<li>Inkubować płytki w temperaturze 37 °C bez wytrząsania przez 24 godziny. UWAGA: Podziel każdą płytkę z agarem z krwią na sześć równych sektorów i nałóż seryjne rozcieńczenia na odpowiednie obszary.</li>
		<li>Rejestruj kolonie bakteryjne za pomocą aparatu cyfrowego i policz je ręcznie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obserwacja S. aureus na implantach<ol>
		<li>W dniach 3, 7 i 14 zbierz implanty za pomocą sterylnych nożyczek i pęsety.</li>
		<li>Zanurz implanty w 2,5% aldehydzie glutarowym w temperaturze 4 °C na 48 godzin w celu utrwalenia.</li>
		<li>Przepłucz implanty sterylnym PBS trzy razy, a następnie odwadniaj je roztworami etanolu (50%, 70%, 80%, 90% i 100%) przez 10 minut każdy.</li>
		<li>Liofilizować implanty w liofilizatorze w temperaturze -85 °C przy podciśnieniu utrzymywanym poniżej 20 Pa.</li>
		<li>Zamontuj implanty na stoliku próbki za pomocą taśmy przewodzącej i pokryj warstwą złota o długości 10 nm.</li>
		<li>Obserwuj próbki pod SEM w wysokiej próżni i przy napięciu 1,5 kV. W razie potrzeby dostosuj powiększenie do co najmniej 2500×.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Analiza patologiczna tkanki obwodowej<ol>
		<li>W dniach 3, 7 i 14 po dezynfekcji skóry zbierz tkankę obwodową lub główne narządy za pomocą sterylnych nożyczek.</li>
		<li>Zanurzyć pobraną tkankę w 4% paraformaldehydzie w temperaturze 4 °C na 48 godzin w celu utrwalenia.</li>
		<li>Odwodnić tkankę, zanurzając ją w stopniowanych roztworach etanolu (50%, 70%, 80%, 90%, 100%) na 15 minut każdy.</li>
		<li>Zanurz odwodnioną tkankę w parafinie i pokrój ją na plastry o wielkości 4 μm za pomocą mikrotomu.</li>
		<li>Wybarwić skrawki hematoksyliną i eozyną (H&E) lub Giemsą przy użyciu standardowych protokołów30.</li>
		<li>Obserwuj wybarwione plastry za pomocą systemu analizy ilościowej komórek tkankowych.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Calabro, L., Lutton, C., Din, A. F. S. E., Richards, R. G., Moriarty, T. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCalabro%2C+L+%22Biomaterials+Associated+Infection%3A+Immunological+Aspects+and+Antimicrobial+Strategies%22">Biomaterials Associated Infection: Immunological Aspects and Antimicrobial Strategies</a>. Moriarty, T. F., Zaat, S. A. J., Busscher, H. J. , Springer. New York. 273-304 (2013).</li>
<li>Shiels, S. M., Bedigrew, K. M., Wenke, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+hematogenous+implant-related+infection+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskel+Disord%22%5BJournal%5D)">Development of a hematogenous implant-related infection in a rat model.</a> BMC Musculoskel Disord. 16 (1), 255(2015).</li>
<li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioresponsive+nano-antibacterials+for+H2S-sensitized+hyperthermia+and+immunomodulation+against+refractory+implant-related+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Adv%22%5BJournal%5D)">Bioresponsive nano-antibacterials for H2S-sensitized hyperthermia and immunomodulation against refractory implant-related infections.</a> Sci Adv. 8 (14), eabn1701(2022).</li>
<li>Dong, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Honeycomb-inspired+ZIF-sealed+interface+enhances+osseointegration+via+anti-infection+and+osteoimmunomodulation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Honeycomb-inspired ZIF-sealed interface enhances osseointegration via anti-infection and osteoimmunomodulation.</a> Biomaterials. 307, 122515(2024).</li>
<li>Mei, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilm+microenvironment-responsive+self-assembly+nanoreactors+for+all-stage+biofilm-associated+infection+through+bacterial+cuproptosis-like+death+and+macrophage+re-rousing%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mater%22%5BJournal%5D)">Biofilm microenvironment-responsive self-assembly nanoreactors for all-stage biofilm-associated infection through bacterial cuproptosis-like death and macrophage re-rousing.</a> Adv Mater. 35, 2303432(2023).</li>
<li>Zhang, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+enzymatic+and+metal-organic+framework+system+to+prevent+biofilm+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Rep+Phys+Sci%22%5BJournal%5D)">An enzymatic and metal-organic framework system to prevent biofilm infections.</a> Cell Rep Phys Sci. 6, 102468(2025).</li>
<li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzymatic+bionanocatalysts+for+combating+peri-implant+biofilm+infections+by+specific+heat-amplified+chemodynamic+therapy+and+innate+immunomodulation%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Resist+Updates%22%5BJournal%5D)">Enzymatic bionanocatalysts for combating peri-implant biofilm infections by specific heat-amplified chemodynamic therapy and innate immunomodulation.</a> Drug Resist Updates. 67, 100917(2023).</li>
<li>Li, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilm+homeostasis+interference+therapy+via+1O2-sensitized+hyperthermia+and+immune+microenvironment+re-rousing+for+biofilm-associated+infections+elimination%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Biofilm homeostasis interference therapy via 1O2-sensitized hyperthermia and immune microenvironment re-rousing for biofilm-associated infections elimination.</a> Small. 19, 2300592(2023).</li>
<li>Conn, P. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aConn%2C+PM+%22Animal+Models+for+the+Study+of+Human+Disease%22">Animal Models for the Study of Human Disease</a>. , Academic Press. (2017).</li>
<li>Stavrakis, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+prophylactic+therapy+with+rifampin+increases+efficacy+against+an+experimental+Staphylococcus+epidermidis+subcutaneous+implant-related+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrob+Agents+Chemother%22%5BJournal%5D)">Combination prophylactic therapy with rifampin increases efficacy against an experimental Staphylococcus epidermidis subcutaneous implant-related infection.</a> Antimicrob Agents Chemother. 58 (4), 2377-2386 (2014).</li>
<li>Su, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biodegradable+oxygen-evolving+metalloantibiotics+for+spatiotemporal+sono-metalloimmunotherapy+against+orthopedic+biofilm+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Biodegradable oxygen-evolving metalloantibiotics for spatiotemporal sono-metalloimmunotherapy against orthopedic biofilm infections.</a> Nat Commun. 15, 8058(2024).</li>
<li>Yang, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silver-quercetin-loaded+honeycomb-like+Ti-based+interface+combats+infection-triggered+excessive+inflammation+via+specific+bactericidal+and+macrophage+reprogramming%5BTitle%5D)+AND+%22Bioact+Mater%22%5BJournal%5D)">Silver-quercetin-loaded honeycomb-like Ti-based interface combats infection-triggered excessive inflammation via specific bactericidal and macrophage reprogramming.</a> Bioact Mater. 43, 48-66 (2025).</li>
<li>Kahl, B. C., Becker, K., Löffler, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+significance+and+pathogenesis+of+Staphylococcal+small+colony+variants+in+persistent+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Microbiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Clinical significance and pathogenesis of Staphylococcal small colony variants in persistent infections.</a> Clin Microbiol Rev. 29 (2), 401-427 (2016).</li>
<li>Gong, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-functional+bio-HJzyme+engineered+polyetheretherketone+implant+with+cascade-amplification+therapeutic+capabilities+toward+intractable+implant-associated+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Multi-functional bio-HJzyme engineered polyetheretherketone implant with cascade-amplification therapeutic capabilities toward intractable implant-associated infections.</a> Small. 21 (7), 2409437(2025).</li>
<li>Arciola, C. R., Campoccia, D., Montanaro, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implant+infections%3A+adhesion%2C+biofilm+formation+and+immune+evasion%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Implant infections: adhesion, biofilm formation and immune evasion.</a> Nat Rev Microbiol. 16 (7), 397-409 (2018).</li>
<li>Qin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospects+and+challenges+for+the+application+of+tissue+engineering+technologies+in+the+treatment+of+bone+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Bone+Res%22%5BJournal%5D)">Prospects and challenges for the application of tissue engineering technologies in the treatment of bone infections.</a> Bone Res. 12, 28(2024).</li>
<li>Luo, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+bacterial+cuproptosis-like+death+via+reversal+of+hypoxia+microenvironment+for+biofilm+infection+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Sci%22%5BJournal%5D)">Enhanced bacterial cuproptosis-like death via reversal of hypoxia microenvironment for biofilm infection treatment.</a> Adv Sci. 11 (19), 2308850(2024).</li>
<li>Ding, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilm+microenvironment+activated+antibiotic+adjuvant+for+implant-associated+infections+by+systematic+iron+metabolism+interference%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Sci%22%5BJournal%5D)">Biofilm microenvironment activated antibiotic adjuvant for implant-associated infections by systematic iron metabolism interference.</a> Adv Sci. 11 (17), 2400862(2024).</li>
<li>Cheng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilm+heterogeneity-adaptive+photoredox+catalysis+enables+red+light-triggered+nitric+oxide+release+for+combating+drug-resistant+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Biofilm heterogeneity-adaptive photoredox catalysis enables red light-triggered nitric oxide release for combating drug-resistant infections.</a> Nat Commun. 14, 7510(2023).</li>
<li>Zhu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photothermal+nanozyme-based+microneedle+patch+against+refractory+bacterial+biofilm+infection+via+iron-actuated+Janus+ion+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mater%22%5BJournal%5D)">Photothermal nanozyme-based microneedle patch against refractory bacterial biofilm infection via iron-actuated Janus ion therapy.</a> Adv Mater. 34, 2207961(2022).</li>
<li>Shen, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overcoming+the+oxygen+dilemma+in+photoredox+catalysis%3A+Near-infrared+%28NIR%29+light-triggered+peroxynitrite+generation+for+antibacterial+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Angew+Chem+Int+Ed%22%5BJournal%5D)">Overcoming the oxygen dilemma in photoredox catalysis: Near-infrared (NIR) light-triggered peroxynitrite generation for antibacterial applications.</a> Angew Chem Int Ed. 135, e202219153(2023).</li>
<li>Sun, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+delivery+of+gaseous+signaling+molecules+for+orthopedic+disease+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nanobiotechnol%22%5BJournal%5D)">Local delivery of gaseous signaling molecules for orthopedic disease therapy.</a> J Nanobiotechnol. 21 (1), 58(2023).</li>
<li>Liu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nano-fat+actuated+lipometabolic+reprogramming+of+macrophages+for+intracellular+infections+in+biofilm+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Funct+Mater%22%5BJournal%5D)">Nano-fat actuated lipometabolic reprogramming of macrophages for intracellular infections in biofilm microenvironment.</a> Adv Funct Mater. 34, 2405852(2024).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+modulation+and+enhancement+of+macrophages+via+sonodynamic+therapy-driven+cupferroptosis-like+stress+for+implant-associated+biofilm+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Today%22%5BJournal%5D)">Targeted modulation and enhancement of macrophages via sonodynamic therapy-driven cupferroptosis-like stress for implant-associated biofilm infections.</a> Nano Today. 54, 102092(2024).</li>
<li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balancing+bioresponsive+biofilm+eradication+and+guided+tissue+repair+via+pro-efferocytosis+and+bidirectional+pyroptosis+regulation+during+implant+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Balancing bioresponsive biofilm eradication and guided tissue repair via pro-efferocytosis and bidirectional pyroptosis regulation during implant surgery.</a> ACS Nano. 18 (20), 13196-13213 (2024).</li>
<li>Xu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoadjuvant-triggered+STING+activation+evokes+systemic+immunotherapy+for+repetitive+implant-related+infections%5BTitle%5D)+AND+%22Bioact+Mater%22%5BJournal%5D)">Nanoadjuvant-triggered STING activation evokes systemic immunotherapy for repetitive implant-related infections.</a> Bioact Mater. 35, 82-98 (2024).</li>
<li>Hu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomimetic+metal-organic+framework+combats+biofilm-associated+infections+via+hyperthermia-enhanced+bacterial+metabolic+interference+and+autophagy-promoted+adaptive+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Funct+Mater%22%5BJournal%5D)">Biomimetic metal-organic framework combats biofilm-associated infections via hyperthermia-enhanced bacterial metabolic interference and autophagy-promoted adaptive immunity.</a> Adv Funct Mater. 34, 2310509(2024).</li>
<li>Wang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofunctional+magnesium+coating+of+implant+materials+by+physical+vapour+deposition%5BTitle%5D)+AND+%22Biomater+Transl%22%5BJournal%5D)">Biofunctional magnesium coating of implant materials by physical vapour deposition.</a> Biomater Transl. 2 (3), 248-256 (2021).</li>
<li>Tseng, C. W., Sanchez-Martinez, M., Arruda, A., Liu, G. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcutaneous+infection+of+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus+%28MRSA%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Subcutaneous infection of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA).</a> J Vis Exp. (48), e2528(2011).</li>
<li>Feldman, A. T., Wolfe, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFeldman%2C+AT+%22Histopathology%3A+Methods+and+Protocols%22">Histopathology: Methods and Protocols</a>. Day, C. E. , Springer. New York. 31-43 (2014).</li>
<li>Mestas, J., Hughes, C. C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Of+mice+and+not+men%3A+Differences+between+mouse+and+human+immunology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Of mice and not men: Differences between mouse and human immunology.</a> J Immunol. 172 (5), 2731-2738 (2004).</li>
<li>Lee, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+microbes+read+the+map%3A+Effects+of+implant+topography+on+bacterial+adhesion+and+biofilm+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">How microbes read the map: Effects of implant topography on bacterial adhesion and biofilm formation.</a> Biomaterials. 268, 120595(2021).</li>
<li>Zhang, L. -j, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-related+loss+of+innate+immune+antimicrobial+function+of+dermal+fat+is+mediated+by+transforming+growth+factor+beta%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Age-related loss of innate immune antimicrobial function of dermal fat is mediated by transforming growth factor beta.</a> Immunity. 50 (1), 121-136.e5 (2019).</li>
<li>Zhang, L. -j, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diet-induced+obesity+promotes+infection+by+impairment+of+the+innate+antimicrobial+defense+function+of+dermal+adipocyte+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Diet-induced obesity promotes infection by impairment of the innate antimicrobial defense function of dermal adipocyte progenitors.</a> Sci Transl Med. 13 (577), eabb5280(2021).</li>
<li>Carli, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developing+a+clinically+representative+model+of+periprosthetic+joint+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Joint+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Developing a clinically representative model of periprosthetic joint infection.</a> J Bone Joint Surg Am. 98 (19), 1666-1676 (2016).</li>
<li>Li, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+the+effects+of+cyclophosphamide+and+dexamethasone+on+intestinal+immunity+and+microbiota+in+delayed+hypersensitivity+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of the effects of cyclophosphamide and dexamethasone on intestinal immunity and microbiota in delayed hypersensitivity mice.</a> PLOS ONE. 19 (10), e0312147(2024).</li>
<li>Thanabalasuriar, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophil+extracellular+traps+confine+Pseudomonas+aeruginosa+ocular+biofilms+and+restrict+brain+invasion%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Host+Microbe%22%5BJournal%5D)">Neutrophil extracellular traps confine Pseudomonas aeruginosa ocular biofilms and restrict brain invasion.</a> Cell Host Microbe. 25 (4), 526-536.e4 (2019).</li>
<li>Tseng, C. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcutaneous+infection+of+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus+%28MRSA%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Subcutaneous infection of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA).</a> J Vis Exp. (48), e2528(2011).</li>
<li>Yang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+periprosthetic+joint+Candida+albicans+infection+model+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A periprosthetic joint Candida albicans infection model in mouse.</a> J Vis Exp. (204), e65263(2024).</li>
<li>Kelley, B. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+mouse+model+of+spinal+implant+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo mouse model of spinal implant infection.</a> J Vis Exp. (160), e60560(2020).</li>
<li>Greig, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platelet+deficiency+represents+a+modifiable+risk+factor+for+periprosthetic+joint+infection+in+a+preclinical+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Joint+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Platelet deficiency represents a modifiable risk factor for periprosthetic joint infection in a preclinical mouse model.</a> J Bone Joint Surg Am. 103 (11), 1016-1025 (2021).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Podobnie jak w przypadku wszystkich modeli zwierzęcych, wewnętrzne rozbieżności immunologiczne między odpowiedziami myszy i ludzi31 wymagają ostrożnej interpretacji wyników dotyczących translacji klinicznej. Model infekcji implantu stanowi kontrolowaną symulację, która nie oddaje w pełni złożoności scenariuszy klinicznych. Co więcej, kliniczna heterogeniczność biomateriału (np. Zmienność składu) może znacząco modulować patogenezę bakterii, parametr standaryzowany w tym środowisku eksperymentalnym32.
Chociaż model mysi zapewnia praktyczne korzyści dla wstępnych badań, należy uznać jego ograniczenia translacyjne. Włączenie zwierząt w wieku podeszłym (18 miesięcy) lub genetycznie otyłych lepiej oddaje warunki metaboliczne i immunologiczne pacjentów najbardziej podatnych na infekcje związane z implantami33,34. Ponadto paradygmaty kontrolowanego obciążenia mechanicznego mogą wypełnić lukę między statycznymi modelami implantów a dynamicznym środowiskiem stawów35.
Obecny model zakażeń związanych z implantami podskórnymi, choć wykazuje przydatność w badaniu wczesnego tworzenia biofilmu, stwarza kilka wyzwań technicznych, które wymagają dyskusji. Jeśli chodzi o zmienność szybkości infekcji, obserwowane spektrum od spontanicznego klirensu do niekontrolowanego rozprzestrzeniania się prawdopodobnie odzwierciedla niejednorodność odpowiedzi immunologicznej gospodarza. Aby temu zaradzić, wstępne leczenie immunosupresyjne (np. deksametazon lub cyklofosfamid) może lepiej symulować upośledzoną odporność charakterystyczną dla typowych pacjentów z infekcją związaną z implantami36, szczególnie tych z cukrzycą lub zaawansowanym wiekiem. Co więcej, wdrożenie miejscowych stanów niedokrwiennych podczas operacji poprzez krótką niedrożność naczyń może sprzyjać bardziej spójnej kolonizacji bakteryjnej poprzez tworzenie przejściowego niedotlenienia mikrośrodowiska sprzyjającego przyleganiu drobnoustrojów.
Wyzwania techniczne związane z wizualizacją biofilmu, w szczególności rozerwanie delikatnych matryc zewnątrzkomórkowych podczas konwencjonalnego przetwarzania SEM, wymagają udoskonaleń metodologicznych. Zastosowanie technik suszenia w punktach krytycznych stanowi lepszą alternatywę dla standardowego liofilizacji w celu zachowania struktury. Podejścia uzupełniające, takie jak mikroskopia konfokalna z fluorescencyjnym barwieniem lektyny, umożliwiają trójwymiarową charakterystykę biofilmu bez artefaktów wprowadzonych przez protokoły odwodnienia37.
Zaletami oceny infekcji związanej z implantami są prostota procedury, wysoki wskaźnik sukcesu i szerokie zastosowanie. Dla porównania, metoda podskórnego zakażenia MRSA skonstruowana przez Ching-Wen Tseng i wsp. jest prostsza, ale nie ma zastosowania do modeli infekcji związanych z implantami38. Mysie modele infekcji stawów okołoprotezowych skonstruowane przez39 osób oraz model infekcji związanej z implantem rdzeniowym skonstruowany przez Benjamina V. Kelleya i wsp. są bliższe rzeczywistym sytuacjom klinicznym40. Procedura wszczepienia implantu wymaga jednak od początkującego badacza większej wprawy. Ta metoda modelowania jest wysoce bezpieczna i niezawodna, umożliwia kompleksowe badanie mechanizmów patofizjologicznych i wspiera rozwój kryteriów diagnostycznych z ukierunkowanymi strategiami terapeutycznymi.
Patrząc w przyszłość, ten model systemu oferuje ekscytujące możliwości dla innowacji technologicznych. Integracja bioluminescencyjnego śledzenia bakterii (za pomocą szczepów znakowanych luksem) umożliwiłaby podłużne monitorowanie postępu infekcji u żywych zwierząt41. Platforma szczególnie dobrze nadaje się do oceny nowatorskich strategii przeciwdrobnoustrojowych, w tym powłok implantów funkcjonalizowanych antybiotykami. Metody manipulacji genetycznej, takie jak ukierunkowany nokaut szlaków sygnalizacji immunologicznej (np. niedobór MyD88), mogą dostarczyć ważnych informacji na temat czynników warunkujących trwałość biofilmu przez gospodarza. Te postępy metodologiczne mogą zwiększyć zarówno wiarygodność przedklinicznych modeli zakażeń związanych z implantami, jak i ich wartość predykcyjną dla przełożenia klinicznego.

Zwierzęce modele zakażeń związanych z implantami są niezbędnymi narzędziami, które łączą badania podstawowe i zastosowania kliniczne 1,2. Odkrycia te stanowią praktyczne wsparcie dla badań naukowych i ułatwiają opracowywanie i udoskonalanie nowatorskich podejść terapeutycznych i diagnostycznych, ostatecznie poprawiając wyniki leczenia pacjentów i jakość życia 3,4,5,6. Modele te stanowią platformę do długoterminowej obserwacji, która pomaga w zrozumieniu zmian patofizjologicznych związanych z infekcjami związanymi z implantami 7,8. Na przykład, obserwując wpływ infekcji na otaczające tkanki i kości, naukowcy mogą wyjaśnić, w jaki sposób infekcje prowadzą do uszkodzenia tkanek, osteolizy i innych powikłań, kierując w ten sposób ulepszeniami strategii leczenia klinicznego.
Udane badania na modelach zwierzęcych dostarczają podstawowych danych do badań klinicznych i pomagają zoptymalizować strategie terapeutyczne 9,10. Dzięki tym eksperymentom naukowcy mogą określić najskuteczniejszą dawkę, czas trwania leczenia i drogę podawania, co może stanowić podstawę badań klinicznych11,12. Ponadto modele zwierzęce umożliwiają ocenę ograniczeń leczenia, co pozwala na niezbędne dostosowania przed przejściem do badań klinicznych na ludziach. Modele zwierzęce zakażeń związanych z implantami, określanych również jako infekcje związane z urządzeniami, są nieocenione w badaniu mechanizmów, metod wykrywania i podejść do leczenia tych infekcji13,14. Infekcje implantów często występują w dziedzinach takich jak ortopedia i stomatologia, gdzie powszechnie stosuje się urządzenia takie jak protezy stawów lub zespolenia złamań 15,16,17,18. Ze względu na obecność implantów, infekcje są trudne do wyeliminowania i często prowadzą do przewlekłego stanu zapalnego i uszkodzenia tkanek, potencjalnie utrudniając powrót pacjenta do zdrowia i wymagając usunięcia implantów w celu dalszego leczenia.
Celem stworzenia modeli zwierzęcych jest symulacja występowania i progresji zakażeń związanych z implantami w kontrolowanych warunkach, umożliwiająca dogłębne zbadanie procesów patofizjologicznych, opracowanie nowych metod diagnostycznych oraz ocenę potencjalnych strategii terapeutycznych 19,20,21,22,23. Idealny model zwierzęcy powinien ściśle naśladować cechy patologiczne i odpowiedzi immunologiczne obserwowane w zakażeniach u ludzi, ze stałą odtwarzalnością w eksperymentach 24,25,26. Powszechnie używane zwierzęta to szczury, myszy i króliki, a każdy model jest dostosowany do określonych celów badawczych, takich jak wybór typu implantu, szczepy bakteryjne i metody infekcji. Dzięki tym modelom naukowcy mogą monitorować rozprzestrzenianie się infekcji, odpowiedzi immunologiczne i zachowania kolonizacyjne patogenów, w tym tworzenie biofilmu na implancie 11,23,27. Co więcej, modele te odgrywają zasadniczą rolę w testowaniu skuteczności terapii przeciwdrobnoustrojowych, takich jak antybiotyki, powłoki przeciwdrobnoustrojowe i terapia fotodynamiczna, w kontrolowaniu infekcji 4,12,28. Zastosowanie nowych metod diagnostycznych i technologii obrazowania w modelach zwierzęcych zwiększa również potencjał wczesnej diagnozy i skutecznego leczenia zakażeń związanych z implantami w warunkach klinicznych.
Długoterminowym celem jest stworzenie modelu zwierzęcego, który dokładnie odwzorowuje fizyczne i fizjologiczne mikrośrodowiska zakażeń związanych z implantami u ludzi. Chociaż przedsięwzięcie to wiąże się z dużą złożonością, znacznymi kosztami i ciągłymi wyzwaniami, opracowanie wysoce realistycznego modelu zwierzęcego dla infekcji związanych z implantami stanowi krytyczną platformę testową na wczesnym etapie dla środków i strategii terapeutycznych. W tym badaniu skonstruowano model infekcji związany z implantem myszy i model infekcji podskórnej myszy. Porównując odpowiednie wskaźniki, zbadano stopień dopasowania między modelem zwierzęcym a klinicznymi infekcjami okołoprotezowymi.

<table><tbody><tr><td>1% roztwór tetratlenku osmu</td><td>Dowolna marka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2,5% roztwór aldehydu glutarowego</td><td>Dowolna marka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4% roztwór paraformaldehydu</td><td>Dowolna marka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>75% etanolu</td><td>Dowolna marka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zautomatyzowany system barwienia metodą Grama</td><td>BIOMERIEUX powiedział:</td><td>Poprzedni Gram kolorów</td><td></td></tr><tr><td>Szafa bezpieczeństwa biologicznego</td><td>Thermo Fisher Naukowy</td><td>1500</td><td></td></tr><tr><td>Płytka z agarem do krwi</td><td>SHIGOUYI POWIEDZIAŁ:</td><td>KLCP002</td><td></td></tr><tr><td>Krem do depilacji</td><td>Veet powiedział:</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Liofilizator</td><td>OKO</td><td>FDU-2110 powiedział:</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Ringpu (Ringpu)</td><td>Izofluran</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka wysokoobrotowa niskotemperaturowa</td><td>SCILOGEX (Biblioteka SCILOGEX)</td><td>CF1524R</td><td></td></tr><tr><td>Analiza mikrobiologicznej spektrometrii mas&nbsp;</td><td>BIOMERIEUX powiedział:</td><td>VITEK MS</td><td></td></tr><tr><td>Niewchłanialne szwy z igłami</td><td>Szanghaj Jinhuan</td><td>Zobacz materiał F308</td><td></td></tr><tr><td>Cięcie parafii&nbsp; system</td><td>Księga Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solanka fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>Ostrze biologiczne</td><td>BL302A</td><td></td></tr><tr><td>Skaningowy mikroskop elektronowy</td><td>HITACHI</td><td>SU8010 powiedział:</td><td></td></tr><tr><td>Maszyna do znieczulania małych zwierząt</td><td>RWD</td><td>Czynnik R500</td><td></td></tr><tr><td>Spektrofotometr</td><td>JINGHUA (w języku angielskim)</td><td>721</td><td></td></tr><tr><td>Tert-butanol</td><td>Dowolna marka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>TG Panoramiczny system analizy ilościowej komórek tkankowych TG</td><td>Gnostycy tkankowi</td><td>TISSUEFAXS PLUS</td><td></td></tr><tr><td>Homogenizator tkanek</td><td>Międzynarodowa analiza ryzyka (IKA)</td><td>T10 basic ULTRA-TURRAX</td><td></td></tr><tr><td>Tryptyczny bulion sojowy (TSB)</td><td>Solarbio (Słoneczna Biologia)</td><td>LA0110 powiedział:</td><td></td></tr><tr><td>Pionowy jednodrzwiowy inkubator oscylacyjny</td><td>Sakezi powiedział:</td><td>ESCI-1020 (wersja angielska)</td><td></td></tr></tbody></table>

zwierzęcy model zakażeń związanych z implantami u myszy

Animal Model of Implant-Associated Infections in Mice

Zakażenia związane z implantami stanowią poważne wyzwanie kliniczne, ponieważ powstają, gdy drobnoustroje chorobotwórcze infiltrują miejsce implantów medycznych, takich jak protezy stawów, cewniki lub rozruszniki serca. Infekcje te mogą prowadzić do poważnych powikłań, w tym niewydolności implantu, przedłużonej hospitalizacji i konieczności dodatkowych interwencji chirurgicznych. Aby zbadać te krytyczne kwestie, modele mysie stanowią nieocenioną platformę do badania zakażeń związanych z implantami i oceny strategii terapeutycznych przeciwko biofilmom bakteryjnym, dostarczając informacji, które mogą ostatecznie poprawić wyniki kliniczne u pacjentów dotkniętych zakażonymi implantami. Powszechnie stosowanymi materiałami w tych badaniach są tytan, polietylen i stal nierdzewna, które ściśle naśladują te stosowane w praktyce klinicznej. Projekt eksperymentalny zazwyczaj obejmuje zabieg chirurgiczny w celu wszczepienia urządzenia, który często jest wykonywany podskórnie w celu symulacji infekcji stawów lub skóry. Po implantacji szczep bakterii tworzący biofilm, taki jak Staphylococcus aureus lub Escherichia coli, jest zaszczepiany w tym miejscu w celu zainicjowania infekcji, tworząc w ten sposób model, który odzwierciedla patofizjologię zakażeń u ludzi. Naukowcy rygorystycznie ocenili skuteczność różnych schematów antybiotyków przeciwko ustalonym infekcjom biofilmu, stosując zarówno metody dostarczania ogólnoustrojowego, jak i miejscowego. Badania koncentrowały się na nowych środkach przeciwdrobnoustrojowych, związkach zaburzających biofilm oraz innowacyjnych metodach terapeutycznych mających na celu wzmocnienie odpowiedzi immunologicznej gospodarza. Ocena skuteczności obejmuje ilościowe określenie obciążenia bakteryjnego implantu i otaczającej tkanki, a także ocenę zmniejszenia grubości i gęstości biofilmu po leczeniu. Symptomatologia kliniczna, w tym zmiany w obrzęku i bólu, służy jako dodatkowy wskaźnik sukcesu terapeutycznego. Co więcej, wskaźniki całkowitego przeżycia i zachorowalności wśród osób mysich dostarczają krytycznych informacji na temat bezpieczeństwa i skuteczności ocenianych metod leczenia. Konieczne jest, aby wszystkie badania były zgodne z rygorystycznymi wytycznymi etycznymi i uzyskały niezbędne zgody instytucjonalne, zapewniając możliwość wiarygodnego powielania wyników w różnych laboratoriach. Ten rygor metodologiczny jest niezbędny do walidacji wyników i pogłębienia naszej wiedzy na temat skutecznych metod leczenia zakażeń związanych z implantami.

Model zakażenia związanego z implantem podskórnym u myszy ustalono za pomocą metodologii opisanej w tym badaniu (ryc. 1). Wszystkie myszy były w dobrym stanie w ciągu 3 godzin po operacji chirurgicznej, a ich dieta, sen i aktywność wróciły do normy tego samego dnia.
Po operacji kontynuowaliśmy obserwację obszarów ran z tyłu obu grup i stwierdziliśmy, że zakres ropni podskórnych w grupie infekcji związanej z implantem był większy niż w grupie z ropniem podskórnym do końca eksperymentu (ryc. 3). W porównaniu z grupą z ropniem podskórnym, w grupie z infekcją związaną z implantem doszło do pęknięcia w 3 dniu, które nastąpiło 4 dni wcześniej. W dniu 10 obie grupy myszy wykazywały oznaki gojenia się rany, przy czym grupa z ropniem podskórnym wykazywała wyraźniejszą poprawę w dniu 14. W przeciwieństwie do tego, rana nie zagoiła się jeszcze w grupie infekcji związanej z implantami, w której niektóre myszy zrzuciły tytanowe arkusze w ciągu 14 dni, co wskazuje na cięższy stopień infekcji.
Aby bardziej wizualnie rozróżnić różnicę w zakresie infekcji między dwiema grupami, pobraliśmy tkankę z miejsca infekcji u każdej myszy. Rozcieńczenia homogenatu tkankowego w miejscu infekcji z obu grup analizowano pod kątem obciążenia bakteryjnego na płytkach z agarem z krwią (ryc. 4A). Co uderzające, ilość zakażonej tkanki w grupie infekcji związanej z implantami nie miała tendencji do zmniejszania się w dniach 7 i 14, podczas gdy ilość zakażonych bakterii tkankowych w grupie z ropniem podskórnym zmniejszała się kolejno w dniach 3, 7 i 14 (Figura 4B). Obserwacje SEM arkuszy tytanowych usuniętych od myszy w grupie infekcji związanej z implantami dodatkowo potwierdziły powyższe ustalenia, a mianowicie, że nastąpił stopniowy wzrost liczby bakterii na arkuszach tytanowych u myszy w ciągu 14 dni (Figura 5). Barwienie Giemsy wykazało również, że liczba bakterii w zakażonych tkankach w grupie z ropniem podskórnym była znacznie niższa w dniu 7 w porównaniu z dniem 3 i dalej zmniejszyła się w dniu 14, w którym to czasie nie było oznak spadku liczby bakterii w grupie infekcji związanej z implantem (ryc. 6). W związku z tym model infekcji związanej z implantem wykazał cięższą i trwalszą infekcję niż model ropnia podskórnego przy równoważnej dawce infekcji.
Dalsza analiza intensywności naciekania komórek zapalnych w zakażonych tkankach myszy poprzez barwienie H&amp;E ujawniła, że grupa z ropniem podskórnym wykazywała niższy stopień zapalnego naciekania komórkowego w dniu 7 w porównaniu z dniem 3 i niezwykły spadek w dniu 14 (Figura 7). Naciek komórek zapalnych w grupie zakażeń związanych z implantami utrzymywał się na wysokim poziomie przez cały okres 14 dni. Wreszcie, analiza histopatologiczna głównych narządów w grupie infekcji związanej z implantem wykazała, że wszystkie główne narządy były zasadniczo normalne przy użyciu naszej metody modelowania i że nie było oczywistych objawów zmian w wyniku w porównaniu z normalnymi myszami (Figura 8). Wyniki te sugerują, że nasza metoda modelowania jest wysoce bezpieczna i niezawodna oraz nadaje się do badania zakażeń związanych z implantami.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68041/68041fig1.jpg"> 
Rycina 1: Protokół modelu infekcji związanej z implantem. (A) Znieczulenie utrzymywano za pomocą systemu znieczulenia wziewnego z podawaniem przez stożek nosowy; Wstawka: znieczulenie indukcyjne za pomocą komory indukcyjnej gazu. (B) Przygotowanie skóry przeprowadzono poprzez golenie i dezynfekcję miejsca operowanego. (C) Poprzeczne nacięcie grzbietowe wykonano przy użyciu sterylnego ostrza. (D) Sterylny implant tytanowy został wprowadzony podskórnie przez nacięcie. (E) Zawiesinę bakteryjną (2 × 105 CFU/ml) nałożono na powierzchnię tytanu w celu wywołania infekcji. (F) Miejsce nacięcia zostało wysterylizowane i zszyte. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68041/68041fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68041/68041fig2.jpg"> 
Rysunek 2: Schemat grupowania eksperymentalnego, pobierania próbek i procedur analizy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68041/68041fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68041/68041fig3.jpg"> 
Rycina 3: Reprezentatywne obrazy miejsc nacięć w obu modelach w dniach 1, 3, 5, 7, 10 i 14. Podziałka: 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68041/68041fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68041/68041fig4.jpg"> 
Rycina 4: Analiza obciążenia bakteryjnego z tkanki obwodowej. (A) Reprezentatywne obrazy kolonii bakteryjnych z rozsiewanych kultur płytkowych w dniach 3, 7 i 14. Górny rząd: model ropnia podskórnego; Dolny rząd: model infekcji związanej z implantem. (B) Ilościowe zmiany obciążenia bakteryjnego w czasie w obu grupach. (C) Schemat metody seryjnego rozcieńczania stosowanej do oznaczania ilościowego bakterii. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68041/68041fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68041/68041fig5.jpg"> 
Ryc. 5: Obrazy powierzchni implantu tytanowego wykonane za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM) w dniach 3, 7 i 14. Żółte kule wskazują S. aureus; Niebieskie tło reprezentuje powierzchnię tytanu. Podziałka: 20 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68041/68041fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68041/68041fig6.jpg"> 
Rycina 6: Barwienie tkanki obwodowej metodą Giemsy w dniach 3, 7 i 14 w obu modelach. Czerwone strzałki wskazują kolonie bakterii. Podziałka: 50 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68041/68041fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68041/68041fig7.jpg"> 
Rycina 7: Barwienie tkanki obwodowej hematoksyliną i eozyną (H&amp;E) w dniach 3, 7 i 14 w obu modelach. Podziałka: 50 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68041/68041fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68041/68041fig8.jpg"> 
Rycina 8: Barwienie głównych narządów w dniu 14 w modelu infekcji związanej z implantem i zdrowych myszach kontrolnych. Podziałka: 50 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68041/68041fig8large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>

Niniejszy protokół opisuje model mysi wykorzystujący podskórną implantację grzbietową do badania zakażeń związanych z implantami, umożliwiając kompleksowe badanie mechanizmów patofizjologicznych i wspierając rozwój kryteriów diagnostycznych z ukierunkowanymi strategiami terapeutycznymi.

Zwierzęcy model zakażeń związanych z implantami u myszy

Implant-associated infections represent a significant clinical challenge, as they arise when pathogenic microorganisms infiltrate the site of medical ...

Stworzenie stabilnego modelu zwierzęcego zapewnia nam niezawodne platformy do testowania terapii zakażeń związanych z implantami przy jednoczesnym badaniu patologicznych statystyk i odpowiedzi immunologicznej w mikrośrodowisku infekcji. W walce z leczeniem PGI pojawiające się rozwiązania techniczne, takie jak obrazowanie fluorescencyjne, mikroskop elektronowy, transkryptomika, oferują potężny wybór do badania cykli życiowych i przyszłości bakterii w PGI. Najpierw jednak musimy stworzyć wysokiej jakości i powtarzalny model zwierzęcy ChOG.Wyzwaniem jest teraz skonstruowanie stabilnego, powtarzalnego modelu, który naśladuje złożone mikrośrodowisko in vivo, które jest rzeczywistością kliniczną w przypadku zakażeń związanych z implantami. Lepsze od modeli ropnia podskórnego, modele infekcji związane z implantami oferują większe znaczenie kliniczne, utrzymują infekcje, poprawiają odtwarzalność i zwiększają bezpieczeństwo biologiczne. Ta metoda modelowania jest wysoce bezpieczna i niezawodna, daje nam kompleksowe badanie mechanizmów patofizjologicznych i inicjuje rozwój kryteriów diagnostycznych z ukierunkowanymi odcinkami terapeutycznymi.Na początek uzyskaj kultury Staphylococcus aureus. Usunąć pętlę kultury za pomocą pętli do zaszczepiania, rozprowadzić zawiesinę na płytce z agarem z krwią i inkubować. Wybierz pojedynczą, okrągłą i gładką niezależną kolonię o złotożółtej pigmentacji i wyraźnej strefie hemolizy.Za pomocą sterylnej pętli zaszczepij go w 15-mililitrowej sterylnej probówce wirówkowej zawierającej pięć mililitrów sterylnego tryptycznego bulionu sojowego. Umieść probówkę w inkubatorze wytrząsającym ustawionym na 37 stopni Celsjusza i wytrząsaj z prędkością 200 obrotów na minutę przez 12 godzin. Rozcieńczyć zawiesinę bakteryjną tryptycznym bulionem sojowym w stosunku jeden do 50 i ponownie inkubować.Następnie użyj spektrofotometru, aby zmierzyć i zarejestrować gęstość optyczną przy 600 nanometrach, aby potwierdzić, że bakterie osiągnęły logarytmiczną fazę wzrostu. Następnie odpipetować trzy mililitry zawiesiny bakteryjnej do probówki. Wymieszaj go z trzema mililitrami zimnego sterylnego PBS.Odwirować mieszaninę w temperaturze 3000 G przez 10 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Za pomocą pipety wyrzucić supernatant i delikatnie zawiesić osad bakteryjny w PBS. Ponownie zawiesić przemyty osad bakteryjny w PBS w celu dalszych eksperymentów.Losowo podziel 20 myszy typu dzikiego C57BL bar 6J na dwie grupy infekcji związanych z implantem i grupę z ropniem podskórnym. Zastosuj odrębne kolczyki do każdej myszy, aby uzyskać indywidualną identyfikację. Po znieczuleniu i przygotowaniu skóry zwierząt, użyj sterylnych ostrzy chirurgicznych, aby wykonać jednocentymetrowe nacięcie w okolicy grzbietowej każdej myszy.Następnie należy wprowadzić sterylny implant tytanowy do kieszonki podskórnej utworzonej przez nacięcie. Teraz użyj sterylnej strzykawki o pojemności jednego mililitra, aby wstrzyknąć 100 mikrolitrów zawiesiny bakteryjnej Staphylococcus aureus bezpośrednio na powierzchnię tytanu. W przypadku grupy ropni podskórnych należy wykonać, zdezynfekować i zszyć nacięcie bezpośrednio, bez wprowadzania implantu.Wstrzyknąć 100 mikrolitrów zawiesiny Staphylococcus aureus w miejsce nacięcia za pomocą sterylnej strzykawki o pojemności jednego mililitra. Aby ocenić infekcje w tkance obwodowej, umieść pobraną próbkę tkanki w sterylnej probówce. Do każdej probówki dodać równą masę sterylnego PBS i trzy sterylne stalowe koraliki szlifierskie.Homogenizować tkanki w trzech cyklach z częstotliwością 70 Hz przez 60 sekund każdy, z 20-sekundową przerwą między cyklami. Po homogenizacji próbki należy wirować przez pięć minut. Teraz należy przygotować seryjne rozcieńczenia homogenatu tkankowego za pomocą PBS.Za pomocą mikropipety upuść 15 mikrolitrów każdego rozcieńczonego homogenatu na wyznaczone fragmenty płytek z agarem do krwi. Następnie inkubuj płytki z agarem z krwią w temperaturze 37 stopni Celsjusza bez wstrząsania przez 24 godziny. W grupie zakażeń związanych z implantami doszło do widocznego pęknięcia rany w trzecim dniu.W dniu 10 obie grupy myszy wykazywały oznaki gojenia się rany, przy czym grupa z ropniem podskórnym wykazała wyraźniejsze wyzdrowienie niż grupa z infekcją związaną z implantem w dniu 14. Hodowle bakterii z zakażonej tkanki wykazały utrzymujący się wysoki wzrost bakterii w grupie infekcji związanej z implantem we wszystkich punktach czasowych, podczas gdy grupa z ropniem podskórnym wykazywała postępujące zmniejszanie kolonii bakteryjnych od trzeciego do 14 dnia. Skaningowa mikroskopia elektronowa wykazała coraz gęstsze pokrycie bakteryjne na arkuszach tytanu w grupie infekcji związanej z implantami od trzeciego do czternastego dnia.Barwienie Giemsy wykazało wyraźny spadek liczby bakterii w grupie ropnia podskórnego do 14 dnia, podczas gdy grupa infekcji związanej z implantami utrzymywała wysoką obecność bakterii przez cały okres. Barwienie hematoksyliną i eozyną wykazało, że naciek komórek zapalnych w grupie ropnia podskórnego znacznie zmniejszył się do 14 dnia, podczas gdy grupa infekcji związanej z implantem wykazywała utrzymującą się gęstą infiltrację komórkową. Badanie histologiczne tkanek serca, wątroby, śledziony, płuc i nerek nie wykazało widocznych zmian ani nieprawidłowości w grupie zakażonej implantem w porównaniu z grupą kontrolną.

animal-model-of-implant-associated-infections-in-mice

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Protokół opisuje nowatorski model infekcji implantu kręgosłupa in vivo, gdzie implant z drutu k-wire ze stali nierdzewnej jest infekowany bioluminescencyjnym Staphylococcus aureus Xen36. Obciążenie bakteryjne jest monitorowane podłużnie za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego i potwierdzane liczbą jednostek tworzących kolonie po eutanazji.

Mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo

Infekcja stawu okołoprotezowego (PJI) spowodowana przez niebezpieczne patogeny jest powszechna w ortopedii klinicznej. Istniejące modele zwierzęce nie są w stanie dokładnie symulować rzeczywistej sytuacji PJI. W tym miejscu stworzyliśmy mysi model PJI związany z biofilmem Candida albicans, aby badać i opracowywać nowe terapie PJI.

Model zakażenia Candida albicans stawu okołoprotezowego u myszy

Tworzymy mysi model infekcji związanej z cewnikiem (CRI) związanej z C.albicans, w której na cewniku tworzy się biofilm, a interakcja między C.albicans a gospodarzem dobrze koreluje z klinicznym CRI. Model ten pomaga w badaniach przesiewowych w kierunku CRI związanego z biofilmem C. albicans, kładąc podwaliny pod transformację kliniczną.

Model zakażenia Candida albicans związany z cewnikiem u myszy

To jest raport na temat eksperymentalnego modelu zapalenia okołoimplantowego wywołanego ligaturą u myszy. Opisujemy wszystkie etapy chirurgiczne, od przed- i pooperacyjnego postępowania ze zwierzętami, ekstrakcji, wszczepienia implantu i zapalenia okołoimplantowego wywołanego podwiązaniem.

Eksperymentalny model peri-implantitis wywołanego ligaturą u myszy

Protokół ten opisuje unikalny eksperymentalny model zakażeń związanych z implantami, który umożliwia jednoczesną inkubację dwóch implantów z bakteriami w identycznych warunkach u jednej myszy. Umożliwia również precyzyjną ocenę tworzenia się biofilmu na powierzchniach implantów przy użyciu zoptymalizowanych porównawczych metod analitycznych, demonstrując zaawansowane techniki oceny właściwości przeciwdrobnoustrojowych biomateriałów.

Unikalny model mysi do ilościowej oceny tworzenia biofilmu na implantach chirurgicznych w ropniu podskórnym

Opisano metody obrazowania bioluminescencyjnego infekcji bakteryjnych u żywych zwierząt. Patogeny są modyfikowane w celu ekspresji lucyferazy, co umożliwia optyczne obrazowanie całego ciała w celu wykrycia infekcji u żywych zwierząt. Modele zwierzęce mogą zostać zainfekowane patogenami wykazującymi ekspresję lucyferazy, a wynikający z tego przebieg choroby może być wizualizowany w czasie rzeczywistym za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego.

Wykorzystanie lucyferazy do obrazowania infekcji bakteryjnych u myszy

Niniejszy artykuł opisuje różne procedury przesiewowe u szczurów i myszy w celu wykrycia endo- lub ektopasożytnictwa. Przedstawiono kilka testów diagnostycznych, zarówno tych odpowiednich do stosowania u żywych zwierząt, jak i tych wykonywanych po eutanazji zwierzęcia. Dołączono zdjęcia pomagające w identyfikacji pasożytów szczurów i myszy.

Diagnostyka ektopasożytów i endopasożytów u laboratoryjnych szczurów i myszy

Obrazowanie multimodalne jest cennym podejściem do badania kolonizacji bakteryjnej w małych modelach zwierzęcych. Protokół ten przedstawia zakażenie myszy bioluminescencyjnym Citrobacter rodentium i podłużne monitorowanie kolonizacji bakteryjnej za pomocą kompozytowej tomografii obrazowania 3D w świetle rozproszonym z obrazowaniem μCT w celu stworzenia filmu 4D infekcji C. rodentium.

Multimodalne obrazowanie 4D zakażeń Citrobacter rodentium u myszy

Gruźlica i malaria to dwie z najbardziej rozpowszechnionych infekcji u ludzi oraz główne przyczyny zachorowalności i śmiertelności w zubożałych populacjach w tropikach. Stworzyliśmy eksperymentalny system modelowy do badania wyników koinfekcji malarią i gruźlicą u myszy po prowokacji obydwoma patogenami za pośrednictwem ich naturalnej drogi zakażenia.

Model eksperymentalny do badania koinfekcji gruźlicą i malarią po naturalnym przenoszeniu Mycobacterium tuberculosis i Plasmodium berghei

Opisujemy metodę koralików agarowych w celu ustalenia trwałego, długotrwałego przewlekłego zakażenia dróg oddechowych Pseudomonas aeruginosa w modelu mysim.

Długotrwałe przewlekłe zakażenie dróg oddechowych Pseudomonas aeruginosa u myszy

Poznaj metodę tworzenia zwierzęcego modelu zakażeń związanych z implantami u myszy. Technika ta umożliwia badanie mechanizmów patofizjologicznych i rozwój terapii ukierunkowanych.

Zwierzęcy model zakażeń związanych z implantami u myszy

Przeglądaj więcej filmów