Name: Normotermiczna perfuzja nerek szczurów do przeszczepu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-01-27T13:15:00.000+00:00
Duration: 10 min 42 s
Description: Poznaj normotermiczną perfuzję maszynową nerek szczurów do przeszczepu. Protokół obejmuje pobranie nerki od dawcy, perfuzję ex vivo i przeszczepienie biorcy. Metoda zwiększa przeżywalność narządu i powtarzalność wyników badań.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Program Ogólny, Grant nr 82470778); Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Projekt Fundacji Nauki Młodzieżowej, grant nr 82201961); Fundacji Nauk Przyrodniczych prowincji Guangdong (Program Ogólny, Grant nr 2024A1515011447); oraz Prowincjonalne Laboratorium Kluczowe Dawstwa Narządów i Immunologii Przeszczepów Guangdong (Grant nr 2023B1212060020); Sun Yat-sen University - ARM Laboratorium Regeneracji i Odbudowy Nerek (grant nr SYSU-50000-20240428-0001).
Autorzy pragną podziękować Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Yat-sena za udostępnienie zwierząt laboratoryjnych, obiektów i aparatur. Rysunek 1 i Rysunek 2 zostały przygotowane za pomocą FigDraw; Graphpad Prism oferował usługi grafowania danych, a Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited przeprowadzała sekcjonowanie parafiny oraz barwienie patologiczne.

Protokoły dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Yat-sena (nr SYSU-IACUC-2023-000717). Wszystkie zwierzęta w tym badaniu były samcami szczurów Sprague–Dawley w wieku 7–8 tygodni (250–300 g), Specyficznie Wolnymi od Patogenów (SPF), spełniającymi standardowe wymagania bezpieczeństwa zwierząt laboratoryjnych (patrz lista wykluczeń patogenów w Tabeli Uzupełniającej S1). Były karmione standardową dietą i przebywały w pokoju wolnym od patogenów w Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Jat-sena. Przed eksperymentami sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne za pomocą autoklawu (121 °C, 30 min). Stosuj wyłącznie jednorazowe sterylne materiały eksploatacyjne podczas wszystkich procedur i ściśle przestrzegaj protokołów aseptycznych podczas wszystkich operacji.

1. Przygotowanie podstawowego perfuzjatu
<ol>
	<li>Połącz 2,5 g albuminy surowicy bydłej (BSA), 50 mL RPMI 1640, 2% penicylin-streptomycyny oraz 0,6 mg kreatyniny, aby przygotować podstawowy perfuzat (Tabela Uzupełniająca S2).</li>
	<li>Dodaj 5% roztwór wodorowęglanu sodu (0,5-1,2 mL), aby dostosować pH do ~7,3 i nadmiar zasad (BE, ważny wskaźnik mierzący równowagę kwasowo-zasadową systemu perfuzyjnego) do ~0, uzyskując całkowitą objętość ~60 mL.</li>
	<li>Przefiltruj roztwór przez filtr 0,22 μm, aby usunąć cząstki i bakterie. UWAGA: Pełny perfuzat wymaga 50 mL podstawowego perfuzatu i 10 ml krwi dawcy (patrz krok 2.13).</li>
</ol>
2. Pozyskanie nerek
UWAGA: Użyj 8-0 Szwy chirurgiczne dla wszystkich podwiązań.
<ol>
	<li>Wprowadź znieczulenie z udziałem 3% izofluranu w komorze znieczulenia i utrzymuj znieczulenie ogólne z użyciem 1,5% izofluranu przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	<li>Przygotowanie przed operacją.<ol>
		<li>Dodaj 20 ml schłodzonej soli fizjologicznej do szalki Petriego, aby zachować nerkę pobraną w kroku 2.12.</li>
		<li>Napełnij strzykawkę 10 ml zimnego roztworu hipertonicznej cytrynianu adeniny (HCA) oraz 1 250 U heparyny. Podłącz strzykawkę do przedłużania i igły do wlewania 24 G.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybierz i znieczulonił szczura dawcę izofluranem. Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia, weryfikując brak odruchów tylnej stopy.2.3. Po wprowadzeniu znieczulenia użyj elektrycznym maszynką do golenia włosów brzusznych (zakres: od wyrostka keksfoidalnego do współstyki łonowej, obie strony do linii śródpachowej).</li>
	<li>Użyj taśmy medycznej, aby przywiązać szczura na plecach na desce operacyjnej z termoforem. Dezynfekuj skórę brzucha wacikiem nasączonym jodem, a następnie watykiem nasączonym alkoholem dla dodatkowej anesepty. Rozłóż sterylną gazę na zdezynfekowanej skórze brzucha.</li>
	<li>Użyj skalpela i kleszczy, aby wykonać nacięcie środkowe od wyrostka ksifoidalnego do pęcherza moczowego (około 8 cm długości). Kolejno otwieraj warstwy skóry i mięśni brzucha. UWAGA: Zaciskaj naczynia brzuszne, aby zapobiec krwawieniu, jeśli to konieczne.</li>
	<li>Zwij ścianę brzucha hakiem pociągającym, aby odsłonić pole chirurgiczne.</li>
	<li>Użyj kleszczy mikroskopowych, aby rozdzielić tkankę łączną i wyizolować lewą nerkę i moczowód.</li>
	<li>Załóż ligaturę (Ligatura I) wokół lewego moczowodu. Rozcinaj lewy moczowód nerkowy 0,5-1,0 cm dalej od kłębka nerki i załóż cewnik rurką 26 G o długości ~0,5 cm, a następnie zaciskaj wiązanie I (rysunek 1A,B).</li>
	<li>Oddziel lewe naczynia nerkowe. Umieść ligatury na tętnicy nerkowej (Ligatura II) i żyłce nerkowej (Ligatura III) (Rysunek 1A,B).</li>
	<li>Kolejno dokręcaj ligatury II i III. Rozciąć naczynia krwionośne i moczowód dystalnie od miejsca podwiązania. Rozciąć tkankę łączną nerki i przenieść nerkę do przygotowanej szalki Petriego.</li>
	<li>Kanyluj lewą tętnicę nerkową gotową igłą o masie 24 G. Mocuj kaniulę ligaturą (ligatura IV) i perfuzuj z przepływem 100 mL/h, aż nerka stanie się blada (Rysunek 1A). UWAGA: Napełnij rurkę perfuzyjną i igłę wstawioną roztworem, aby uniknąć powstawania pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Przepuszczoną nerkę umieść w szalce Petriego na lodzie do momentu wprowadzenia NMP (patrz krok 2.1.1). UWAGA: Jeśli chodzi o grupę SCS, przepuszczone nerki zostały zachowane w probówce wirówki o pojemności 15 mL z roztworem HCA w temperaturze 4 °C przez 3 godziny, natomiast nerki grupy NMP przeszły 3-godzinną perfuzję.</li>
	<li>Wstrzyknij 1 250 U heparyny z aorty brzusznej za pomocą igły 24 g podłączonej do strzykawki 20 mL. Następnie pobierz 10 ml heparynizowanej krwi za pomocą opisanej powyżej igły do pełnego przygotowania perfuzatu. Uśpienie szczurów dawców przez wykrwawienie pod utrzymaną znieczuleniem. UWAGA: Pełny perfuzat utrzymuje poziom hematokrytu (HCT) na poziomie 6-8%.</li>
</ol>
3. Przygotowanie systemu NMP i perfuzja
<ol>
	<li>Złóż system perfuzji (Rysunek 2).</li>
	<li>Ustaw kąpiel wodną, aby komora organów była ustawiona na 37 °C. Włącz dopływ gazu 90%O2 , aby natlenić membranowy utleniacz zwierzęcy.</li>
	<li>Po przefiltrowaniu przez sito komórkowe wymieszaj 10 ml krwi dawcy (Krok 2.13) z podstawowym perfuzatem (Krok 1) w komorze narządowej, aby uzyskać pełny perfuzat. Zostaw ~2 mL próbki mieszanki jako próbkę bazową.</li>
	<li>Włącz pompę perystaltyczną i zainicjuj perfuzję (3 mL/min) oraz napełnij probówkę perfuzyjną mieszaniną. Przymocuj sterylną przędzę okrągłą nad komorą za pomocą zacisków.</li>
	<li>Po napełnieniu probówki i wypłynięciu przez mieszaninę połącz nerkę (Krok 2.12) z systemem perfuzyjnym i rozpocznij perfuzję. Użyj zacisku, aby zabezpieczyć rurociąg (rysunek 1A,C).</li>
	<li>Połącz kaniulę moczowowodu z rurką przedłużaczą. Podczas perfuzji zbieraj mocz w rurce mikrowirówki.</li>
	<li>Podczas perfuzji utrzymuj ciśnienie perfuzyjne na poziomie ~80 mmHg oraz temperaturę nerek na ~37 °C. Monitoruj i rejestruj przepływ perfuzji, ciśnienie oraz opór naczyniowy (definiowany jako ciśnienie perfuzyjne podzielone przez przepływ perfuzji).</li>
	<li>Dodaj 1,0 ml wody sterylnej i utlenuj przez 20 sekund (3 L/min, 90%O2) co 30 minut, a także pobieraj 1 ml perfuzacji i moczu produkowanego co godzinę w celu zatrzymania próbek, a także mierz stężenie gazów we krwi i biochemię krwi perfuzatu.</li>
	<li>Na koniec perfuzji należy zmierzyć biochemię krwi perfuzjatu, aby obliczyć frakcyjne wydalanie (FE) sodu i potasu. Wzory obliczeniowe dla wymienionych indeksów są następujące: 
	<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68251/68251eq1.jpg" style="margin: auto;" /> 
	<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/68251/68251eq2.jpg" style="margin: auto;" /> Gdzie PNa oznacza stężenie sodu w perfuzacie. UCr oznacza stężenie kreatyniny w moczu. UNa oznacza stężenie sodu w moczu. PCr oznacza stężenie kreatyniny w perfuzacie. oznacza stężenie potasu w perfuzacie. UK oznacza stężenie potasu w moczu.<ol>
		<li>Monitoruj pH podczas perfuzji na podstawie wyników gazów we krwi. Ogranicz wentylację w przypadku zasadowki oddechowej (hiperwentylacji).</li>
		<li>W przypadku kwasicy metabolicznej należy dodać odpowiednią ilość roztworu wodorowęglanu sodu do perfuzji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po 3 godzinach NMP usuń rurkę przedłużającą moczowód i pobierz próbkę moczu.</li>
	<li>Usuń nerkę z systemu perfuzyjnego. Podłącz mieszkalność do mikropompy. Przepuszczaj nerkę schłodzonym roztworem HCA (przechowywanym w lodówce w temperaturze 4 °C i pobieraj tylko odpowiednią objętość przed użyciem), aż nerka zblednie.</li>
	<li>Usuń nerkę z igły wkłującej. Przechowuj go w roztworze HCA w temperaturze 4 °C przed przeszczepieniem.</li>
</ol>
4. Przeszczep nerki szczura
UWAGA: Użyj 8-0 szwy dla wszystkich wiązań oraz szwy 11-0 do wykonywania anastomozy naczynia nerkowego i moczowodu moczowodu. Do wykonania anastomozy skóry i mięśni brzucha używaj szwów 3-0.
<ol>
	<li>Dzień przed operacją wstrzyknij meloksykam (2 mg/kg) wszystkim szczurom biorcy dootrzewnowkowo w celu przeciwodrzewkowości. Wprowadzić znieczulenie z użyciem 3% izofluranu w komorze znieczulenia i utrzymać znieczulenie ogólne z użyciem 1,5% izofluranu przez cały czas trwania zabiegu. Stosuj sprayem 2% lidokainą miejscowo na miejsce nacięcia brzucha pooperacyjnie w celu miejscowego przeciwbólu.</li>
	<li>Wybierz i znieczulaj szczura biorcę w komorze narkozycznej. Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia, sprawdzając brak odruchów tylnej stopy.</li>
	<li>Po indukcji znieczulenia użyj elektrycznej maszynki do golenia włosów brzusznych (zakres: od wyrostka ksofoidalnego do rozworu łonowego, po obu stronach linii śródpachowej).</li>
	<li>Użyj taśmy medycznej, aby przywiązać szczura na plecach na desce operacyjnej z termoforem. Dezynfekuj skórę brzucha wacikiem nasączonym jodem, a następnie watykiem nasączonym alkoholem dla dodatkowej anesepty. Powtórz powyższą procedurę dezynfekcji łącznie trzy razy. Rozłóż sterylną gazę na zdezynfekcowanej skórze brzucha.</li>
	<li>Użyj skalpela i kleszczy, aby wykonać nacięcie środkowe od wyrostka ksifoidalnego do pęcherza moczowego (około 8 cm długości). Kolejno otwieraj warstwy skóry i mięśni brzucha. Zacisnąć naczynie na ścianie brzucha, aby zapobiec krwawieniu.</li>
	<li>Zwij ścianę brzucha hakiem pociągającym, aby odsłonić pole chirurgiczne. Wyizoluj i odsłoń prawą nerkę od tkanki łącznej. Rozdziel i podwiązuj prawe naczynia nerkowe (ligatura V) oraz moczowód (ligatura VI). Wyciąć prawą nerkę na dalszym końcu ligatury V oraz na bliższym końcu ligatury VI (Rysunek 1A,D).</li>
	<li>Izoluj i odsłoń naczynia lewej nerki. Następnie zaciskaj lewą tętnicę nerkową i żyłę kolejno zaciskiem naczyniowym. Wyciąć lewą nerkę, przecinając naczynia nerkowe i moczowód (Rysunek 1A,E).</li>
	<li>Całkowicie odsłonić luminę naczyniową zarówno tętnic, jak i żyły. Przepłukać lewą tętnicę nerkową i żyłę biorcy solą heparyzowaną (Tabela uzupełniająca S2), aż nie zostanie pozostała płyn lumen.</li>
	<li>Przenieś lewą nerkę dawcy w kroku 3.12 do lewej jamy brzusznej biorcy. Po przeniesieniu aplikuj zimną irykację solą fizjologiczną nerki co 3-5 minut, aby utrzymać stan hipometaboliczny i złagodzić uszkodzenia niedokrwienne.</li>
	<li>Wykonaj zakończoną anastomozę tętnicy nerkowej (Anastomozę I) i żyły (Anastomozę II) za pomocą szwów 11-0. Podczas szycia nawadniaj powierzchnię szczepienia zimną solą fizjologiczną.<ol>
		<li>Wykonaj przerwane zamknięcie zarówno górnego, jak i dolnego bieguna tętnicy nerkowej.</li>
		<li>Wykonaj ciągłe zamknięcie brzusznej części tętnicy nerkowej. Odsłonić grzbietową część tętnicy nerkowej. Wykonaj ciągłe zamknięcie grzbietowej części tętnicy nerkowej. UWAGA: Dokręć szwy, aby nie było szczelin w ścianie naczynia. Zapewnij pełną grubość aportacji ściany naczyniowej przy każdym zakładaniu szwów, unikając przenikania przez ścianę na stronę przeciwległą.</li>
		<li>Wykonaj przerwane zamknięcie zarówno górnego, jak i dolnego bieguna żyły nerkowej.</li>
		<li>Wykonaj ciągłe zamknięcie grzbietowej części żyły nerkowej. Zabezpiecz ciągły szew anastomotyczny przed kolejnym zamknięciem. Wykonaj ciągłe zamknięcie brzusznej części żyły nerkowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zwolnij zaciski naczyniowe i otwórz tętnicę nerkową oraz żyłę. UWAGA: Jeśli pojawia się niewielkie krwawienie, użyj czystej waciczki, aby przycisnąć i zatrzymać krwawienie.</li>
	<li>Wkładaj 26-galową kaniulę moczowowodu dawcy do moczowodu biorcy. Zabezpiecz kikut moczowodowcowy zarówno po prawej, jak i lewej stronie (Anastomoza III).</li>
	<li>Napraw przeszczep, zszywając tkankę łączną do tkanki tłuszczowej koła nerkowego (rysunek 1A,F).</li>
	<li>Sprawdź wygląd przeszczepu przed zamknięciem brzucha (rysunek 1A,G). Po zabiegu zszyj kolejno warstwę mięśni brzucha i skórę, a następnie zamykaj jamę brzuszną. Nałóż spray lidokainowym na rozlot. Użyj termoforu, aby utrzymać temperaturę ciała szczura podczas rekonwalescencji, a gdy tylko będzie się poruszać, umieść go w klatce metabolicznej do monitorowania. UWAGA: Wykonaj warstwowe zamknięcie ściany brzucha z precyzyjną apropozycją tkanek i zabezpiecz napięcie przy każdym ułożeniu szwów. Podczas zamykania skóry włącz część warstwy mięśniowej pod spodem, aby zapobiec powstawaniu martwej przestrzeni.</li>
</ol>
5. Podawanie okołooperacyjne i wykrywanie pooperacyjne
<ol>
	<li>Zarządzanie lekami okołooperacyjnymi: Następujące leki podawano codziennie za pomocą zastrzyku dootrzewnego: Meloksykam w dawce 2 mg/kg w przypadku okołooperacyjnej anestezji, od 1 dnia przed operacją do 3 dni po zabiegu. Metyloprednizolon sodu sukcynanowany w dawce 4 mg/kg w celu zapobiegania odrzuceniu przeszczepu od dnia operacji do 7. dnia pooperacyjnego. Monitoruj i rejestruj przeżycie oraz dzienne wydzielanie moczu szczurów biorcy po operacji.</li>
	<li>Siódmego dnia po operacji znieczulaj szczura i pobieraj krew z aorty brzusznej do pomiarów biochemicznych. Pobierz przeszczep nerki. Uśpij szczury przez wykrwawienie pod ciągłą znieczuleniem gazowym po zebraniu tkanek.</li>
	<li>Utrwal próbki nerek w roztworze 4% paraformaldehydu (PFA), a następnie przetworzył je przez standardowe odwodnienie, oczyszczanie i osadzanie parafiny (Tabela Suplementów S3). Przeciąć bloki osadzone w parafinie o grubości 4 μm. Następnie barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E, Tabela uzupełniająca S4) oraz kwasem okresowym (PAS, Tabela suplementów S5)) do oceny histologicznej. UWAGA: Szczegółowe procedury barwienia przedstawiono w Tabeli Uzupełniającej S3, Tabeli Uzupełniającej S4 oraz Tabeli Uzupełniającej S5.</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.

NMP może skrócić czas trwania niedokrwienia przeszczepu oraz umożliwić ocenę i leczenie jakości przeszczepu ex vivo 16,17,18,19,20,32,33. Nie istnieje jednak jednolity standard dla modelu NMP dla modelu szczura. W tym artykule opracowaliśmy model zwierzęcy NMP oraz późniejszą transp...

Choroba nerek w końcowym stadium (ESKD) to szybko rosnące obciążenie dla systemów zdrowotnych i opieki zdrowotnej na całym świecie 1,2,3. Chociaż dializa jest dominującą terapią ESKD w większości krajów, przeszczep nerki pozostaje złotym standardem leczenia, zapewniając lepszą jakość życia oraz poprawiając przeżycie i rokowanie w porównaniu z dializami 1,3,4,5. Jednak niedobór nerek dawcy ogranicza dalsze rozpowszechnianie przeszczepów nerek i prowadzi do coraz częstszego użycia przeszczepów oddanych po śmierci krążeniowej (DCD) lub pobranych od dawców o rozszerzonych kryteriach (ECD)6,7,8.
Statyczne przechowywanie w zimnie (SCS) jest obecnie standardową metodą zachowania narządów, jednak przedłużona zimna niedokrwienie zwiększa ryzyko opóźnienia funkcji przeszczepu (DGF) i prowadzi do ostrego oraz przewlekłego odrzucenia, zwłaszcza w przeszczepach DCD lub ECD 9,10,11,12. Dlatego poszukiwanie metody zachowania narządów, która zminimalizuje uszkodzenia spowodowane zimnem i poprawi rokowanie przeszczepu, jest kluczowe. Perfuzja maszynowa normotermiczna (NMP) to nowa technika konserwacji narządów, która może naśladować warunki fizjologiczne poprzez krążenie podgrzanego i natlenionego perfuzjatu przez narząd 12,13,14,15. Może to również utrzymać niemal fizjologiczny stan metaboliczny, umożliwiając ocenę żywotności narządów, łagodzenie urazu zimnego niedokrwiennego, a nawet naprawę uszkodzeń narządów 16,17,18,19,20. W porównaniu z SCS, NMP skutkuje obniżonym odsetkiem DGF oraz lepszą prognozą przeszczepów zarówno w DCD, jak i ECD 17,21,22.
Nerki wieprzowinkowe oraz kliniczne odrzucone nerki przez człowieka są obecnie wykorzystywane w podstawowych badaniach NMP 20,23,24. Należy jednak zauważyć, że modele wieprzowe napotykają na istotne ograniczenia, w tym wysokie koszty hodowli, wysokie wymagania dotyczące dawkowania leków oraz niedobór odczynników specyficznych dla gatunku25. Ponadto użycie odrzuconych ludzkich organów wiąże się z ograniczoną dostępnością i złożonymi procesami etycznego przeglądu. Te ograniczenia łącznie ograniczają ich szerokie zastosowanie w badaniach podstawowych. Dla porównania, modele małych zwierząt gryzoni (szczególnie szczurów), choć obecnie niedostatecznie reprezentowane w literaturze, oferują znacznie niższe koszty operacyjne i obfitość komercyjnie dostępnych odczynników. Te zalety stawiają ich jako obiecujące platformy do rozwoju badań podstawowych 26,27,28. Na podstawie tego uzasadnienia opracowaliśmy i zweryfikowaliśmy model NMP i transplantacji oparty na szczurach w tym manuskrypcie.
Niniejszy artykuł przedstawia szczegółowy protokół ustanawiania NMP i przeszczepów w nerkach szczurów. Obejmuje przygotowanie perfuzacji i systemu perfuzji oraz kompleksowy opis zabiegu chirurgicznego zarówno nerek dawcy, jak i biorcy. Model ten pokazuje potencjał jako idealny model zwierzęcy do badania przeszczepów nerek, szczególnie jako platforma do przetwarzania i monitorowania skuteczności odpowiednich leków 19,29,30,31.

<table><tbody><tr><td>Alkohol (75 %)</td><td>MUSIYAN</td><td>JJ-75-1</td><td></td></tr><tr><td>Aparat do transfuzji krwi</td><td>Foshan Youzhan Tech Co., Ltd</td><td>YZDW-15-5</td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej (BSA)</td><td>Korpus Naukowy Aladyna.</td><td>B265991-100g</td><td></td></tr><tr><td>Sit komórkowy (70 & mu; m)</td><td>Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>Rurka wirówkowa (1,5 mL)</td><td>Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd</td><td>MCT-150-C-1</td><td></td></tr><tr><td>Rurka wirówki (15 mL)</td><td>ExCell Bio</td><td>CS015-0001</td><td></td></tr><tr><td>Wacik</td><td>Henan PiaoAn Group Co., Ltd</td><td>Mały rozmiar</td><td></td></tr><tr><td>Patyk watowy</td><td>Foshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., Ltd</td><td>KZ3-12</td><td></td></tr><tr><td>Kreatynina</td><td>Shanghai yuanye Bio-Technology Co., Ltd</td><td>S20198-100g</td><td></td></tr><tr><td>Podwójny okrągły szw nylonowy (11-0)</td><td>Ningbo Medical Needle Co., Ltd</td><td>SYZ-11-0</td><td></td></tr><tr><td>Skala elektroniczna</td><td>SENSSUN</td><td>EHA17</td><td></td></tr><tr><td>Dystrybutor płynów</td><td>Zhiyu Medical</td><td>YZ-00-0231</td><td></td></tr><tr><td>Gaza</td><td>ZITTAR</td><td>C11001-001</td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Guangzhou Dewei Biological Technology Co., Ltd</td><td>DK0032</td><td></td></tr><tr><td>Zastrzyk z heparyną sodową (12500 U, 2 mL)</td><td>Chengdu Hepatunn Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>H51021209</td><td></td></tr><tr><td>Termometr na podczerwień</td><td>Delikatesy</td><td>DL333380</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka do wstrzykiwania (1 mL)</td><td>Zwycięzca Medical (Human) Co, Ltd.</td><td>ZT-ZS 1ml</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka do zastrzyków (10 mL) &nbsp;</td><td>Zwycięzca Medical (Human) Co, Ltd.</td><td>ZT-ZS 10ml</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka do wstrzykiwania (20 mL)</td><td>Zwycięzca Medical (Human) Co, Ltd.</td><td>ZT-ZS 20ml</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>RWD Life Science Co., LTD</td><td>R510-22-10</td><td></td></tr><tr><td>i-STAT 1&nbsp; Analizator krwi</td><td>Abbott</td><td>04P75-03 (USA)</td><td></td></tr><tr><td>Nabój i-STAT CG4+</td><td>Abbott</td><td>03P85-25</td><td></td></tr><tr><td>Wkład i-STAT CHEM8+</td><td>Abbott</td><td>09P31-25</td><td></td></tr><tr><td>Rurka przedłużająca ciecz</td><td>Jiangxi Hongda Medical Equipment Group LTD</td><td>ZJ983</td><td></td></tr><tr><td>Micro-1 Rat Oxygenator</td><td>Dongguan Kewei Medical Instrument Co-, Ltd</td><td>Micro-MO</td><td></td></tr><tr><td>Mikropompa</td><td>EDKAPITAN</td><td>SYS-3011</td><td></td></tr><tr><td>Filtr igielny (0,22 &mu; m)</td><td>Merck millipore</td><td>SLGPR33RB</td><td></td></tr><tr><td>Rozwiązanie do konserwacji organów</td><td>Grupa Farmaceutyczna nad Jangcy</td><td>HCA II</td><td></td></tr><tr><td>Oxygenator</td><td>Owgles</td><td>OZ-3-02HWO</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina-Streptomycyna (10 000 U/mL)</td><td>Thermo Fisher Scientific Inc.</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Pompa perystaltyczna</td><td>Kamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.</td><td>LLS Plus V2</td><td></td></tr><tr><td>Rura pompy perystaltycznej</td><td>Foshan Youzhan Tech Co., Ltd</td><td>LG-1-14</td><td></td></tr><tr><td>Szalka Petriego</td><td>BKMAM</td><td>BKM001</td><td></td></tr><tr><td>Czujnik ciśnienia</td><td>Korporacja Nauk Przyrodniczych Edwards</td><td>JIBPT-A-01-EDW</td><td></td></tr><tr><td>Odbiornik czujnika ciśnienia</td><td>Singularity Medical</td><td>CB-202309001</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 (1x, 500 mL)</td><td>Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd</td><td>R10-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna</td><td>YXH PHARMACY</td><td>A1001346</td><td></td></tr><tr><td>Szczury SD</td><td>Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Sun Yat-Sena</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Golarz</td><td>Beyotime</td><td>FS600</td><td></td></tr><tr><td>Nylonowy szew z pojedynczym kątem igły (3-0)</td><td>Ningbo Medical Needle Co., Ltd</td><td>DJZ-3-0</td><td></td></tr><tr><td>Pojedyncza okrągła igła Nylon Suture (8-0)</td><td>Ningbo Medical Needle Co., Ltd</td><td>DYZ-8-0</td><td></td></tr><tr><td>Aparat do znieczulenia dla małych zwierząt</td><td>RWD Life Science Co., LTD</td><td>R500</td><td></td></tr><tr><td>Wielonarządowa maszyna do perfuzji Small Animal</td><td>Life&nbsp; Perfusor&nbsp; Medycyna</td><td>PU-100</td><td>Zawiera metalową antenę, kąpiel wodną, pompę grzewczą i czujnik temperatury</td></tr><tr><td>Zestaw do chirurgii dla małych zwierząt</td><td>Beyotime</td><td>FS500</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór wodorowęglanu sodu (NaHCO3, 5 %)</td><td>Dongguan Puji Medical Technology Co., Ltd</td><td>H20064480</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna arkusz chirurgiczny</td><td>Technologia HengAo</td><td>SKR-BY-DD0001</td><td></td></tr><tr><td>Woda sterylna</td><td>Haiwang Bio</td><td>H35021140</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik dożylny z prostą rączką (24 G)</td><td>Foshan Youzhan Tech Co., Ltd</td><td>20230816-1</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Murzider</td><td>MSD203</td><td></td></tr><tr><td>Taśma</td><td>Minnesota Mining and Manufacturing Co. Ltd</td><td>1527C-0</td><td></td></tr><tr><td>Złącze T-Tee</td><td>Foshan Youzhan Tech Co., Ltd</td><td>WGST-10</td><td></td></tr><tr><td>Igła cewnika typu Y typu dożylnego (24 G)</td><td>JIANGXI FENGLIN</td><td>YZDW-7-5</td><td></td></tr><tr><td>Igła cewnika typu Y (26 G)</td><td>JIANGXI FENGLIN</td><td>YZDW-7-6</td><td></td></tr></tbody></table>

normotermiczna perfuzja nerek szczurów do przeszczepu

Normothermic Machine Perfusion of Rat Kidneys for Transplantation

Technika perfuzji maszynowej normotermicznej (NMP) to obiecująca technologia konserwacji narządów, która zapewnia platformę do oceny i interwencji organów ex vivo . Ze względu na ograniczoną dostępność klinicznie odrzuconych organów oraz wysokie koszty modeli dużych zwierząt, model NMP dla małych zwierząt uważany jest za obiecującą alternatywę dla badań. Tutaj ustanowiliśmy ustandaryzowany protokół NMP i przeszczepów dla nerek szczurów, oferując krok po kroku przewodnik po poborze nerek, konserwacji NMP i przeszczepianiu. Szczegóły i parametry NMP zostały zarejestrowane. Wszyscy biorcerzy szczurzy przeżyli dzięki temu zabiegowi chirurgicznemu i technice NMP, a funkcja przeszczepu nerek pozostała prawidłowa po przeszczepie. Wskaźnik przeżywalności i histologia przeszczepów w NMP nie wykazały istotnych różnic w porównaniu do statycznego przechowywania w zimnie (SCS) w 7. dniu pooperacyjnym. Ta nowatorska strategia NMP w modelach zwierząt może przynieść korzyści podstawowym badaniom dotyczącym zachowania, oceny i interwencji narządów w przyszłości. Ponadto ten model oferuje opłacalną, skalowalną platformę do przedklinicznych testów terapii, technik obrazowania oraz interwencji związanych z perfuzją.

Dzięki opisanej metodzie izolowane nerki szczurów mogą pozostać żywotne do perfuzji maszynowej normotermicznej ex vivo przez co najmniej 3 godziny. Podczas NMP odporność perfuzyjną nerek (Rysunek 3A, pełny bazowy zestaw danych z Rysunku 3 i 4 jest dostępny w Tabeli Uzupełniającej S6.) utrzymuje się stabilnie na poziomie 5,958 ± 1,106 mmHg/(mL/min), co świadczy o stabilności naszego ustalonego systemu perfuz...

Protokół ten opisuje ekspresję nerek szczura metodą normotermiczną z maszyną ex vivo , przeznaczoną do późniejszego przeszczepu do szczura biorcy.

Normotermiczna perfuzja nerek szczurów do przeszczepu

The normothermic machine perfusion (NMP) technique is a promising organ preservation technology that provides an ex-vivo organ evaluation and intervention ...

Nasze laboratorium na Uniwersytecie Sun Yat-sen od pięciu lat wykonuje perfuzję maszynową normotermiczną u małych zwierząt. Ten konkretny protokół określa kluczowe kroki niezbędne do skutecznego przeprowadzenia NMP oraz metody przeszczepiania nerek szczura. Aby zwiększyć prawdopodobieństwo i powtarzalność sukcesu, nasz protokół obejmuje trzy wyraźne kroki: Pobranie nerki dawcy, ex vivo NMP oraz późniejszy przeszczep nerki u biorcy.Procedurę zademonstruje Tong Chen. Po podaniu znieczulenia użyj elektrycznej maszynki do golenia włosów na brzuchu. Występują od wyrostka ksunioidalnego do rozwódza łonowego, po obu stronach linii śródpachowej.Użyj taśmy medycznej, aby przytrzymać szczura na pęcherzyku chirurgicznym z termoforem. Dezynfekuj skórę brzucha wacikiem nasączonym jodem, a następnie watykiem nasączonym alkoholem dla dodatkowej anesepty. Powtórz powyższy proces dezynfekcji łącznie trzy razy.Rozłóż sterylną gazę na zdezynfekowanej skórze brzucha. Wykonaj nacięcie laparotomii skalpelem i kleszczami od wykroczka ksifoidalnego do pęcherza, o długości około ośmiu centymetrów. Zwij ścianę brzucha hakiem pociągającym, aby odsłonić pole chirurgiczne.Załóż więź wokół lewego moczowodu. Prz

normothermic-machine-perfusion-of-rat-kidneys-for-transplantation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Tutaj prezentujemy protokół opisujący natlenioną perfuzję ex situ przeszczepów wątroby dawcy. Ten artykuł zawiera protokół krok po kroku dotyczący pozyskania i przygotowania przeszczepu wątroby do perfuzji maszynowej, przygotowania płynu perfuzyjnego, zalania maszyny perfuzyjnej i przeprowadzenia natlenionej normotermicznej perfuzji maszynowej przeszczepu wątroby.

Ex situ Perfuzja maszynowa Normothermiczna wątroby dawcy

Celem tego manuskryptu jest opisanie kroków wymaganych do przeprowadzenia przeszczepu nerki u myszy, zwracając szczególną uwagę na szczegóły zespolenia tętniczego.

Technika przeszczepu nerki u myszy

Poważny niedobór organów spowodował zwiększone wykorzystanie brzeżnych przeszczepów nerek do przeszczepów. Wywołało to zainteresowanie alternatywnymi metodami przechowywania, ponieważ szczególnie przeszczepy brzeżne słabo tolerują przechowywanie w niskiej temperaturze. Technika normotermicznej perfuzji nerek ex vivo (NEVKP) stanowi nowatorską metodę konserwacji przeszczepów nerek przed przeszczepem.

Normothermiczna perfuzja nerek ex vivo w celu zachowania przeszczepów nerek przed przeszczepem

Świńskie modele transplantacji narządów stanowią ważną platformę do badania mechanizmów konserwacji narządów. W artykule opisano heterotopowy model autotransplantacji nerki świń, który pozwala na badanie nowych podejść do poprawy wyników przeszczepu przy użyciu brzeżnych przeszczepów nerki.

Heterotopowy autotransplantacja nerki w modelu świni: protokół krok po kroku

Mysia izolowana perfundowana nerka (MIPK) to technika utrzymywania nerki myszy w warunkach ex vivo w stanie perfundowanym i funkcjonalnym przez 1 godzinę. i technika chirurgiczna są szczegółowo opisane.

Technika perfuzji nerki izolowanej u myszy

Istnieje znaczny niedobór dawców wątroby, a kryteria dla dawców wątroby zostały rozszerzone. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) został opracowany w celu oceny i modyfikacji funkcji narządów. Badanie to demonstruje szczurzy model NEVLP i testuje zdolność pegylowanej katalazy do łagodzenia uszkodzeń wątroby.

Mały zwierzęcy model normacyjnej perfuzji wątroby ex vivo

Celem tego manuskryptu i protokołu jest szczegółowe wyjaśnienie i demonstracja procedury chirurgicznej ortotopowego przeszczepu nerki u szczurów. Metoda ta jest uproszczona w celu uzyskania prawidłowej perfuzji nerki dawcy i skrócenia czasu reperfuzji poprzez zastosowanie techniki zespolenia mankietu żylnego i moczowodowego.

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

Duże modele zwierzęce odgrywają istotną rolę w badaniach przedklinicznych nad transplantacją. Ze względu na podobieństwa do konfiguracji klinicznej, świński model ortotopowego autotransplantacji nerki opisany w tym artykule stanowi doskonałe warunki in vivo do testowania technik konserwacji narządów i interwencji terapeutycznych.

Ortotopowy autotransplantacja nerki w modelu świni z wykorzystaniem 24-godzinnego zachowania narządów i ciągłej telemetrii

Tutaj prezentujemy protokół oceny heterotopowo wszczepionego serca po normotermicznym zachowaniu ex situ w modelu szczurzym.

Szczurzy model normomicznego heterotopowego przeszczepu serca z perfuzją ex-situ

Dla mysich wątrob stworzono normotermiczny system perfuzji wątroby ex vivo (NEVLP). System ten wymaga doświadczenia w mikrochirurgii, ale pozwala na uzyskanie powtarzalnych wyników perfuzji. Możliwość wykorzystania wątroby myszy ułatwia badanie szlaków molekularnych w celu identyfikacji nowych dodatków perfuzatu i umożliwia przeprowadzanie eksperymentów skoncentrowanych na naprawie narządów.

Normothermiczna perfuzja płuc ex vivo w wątrobie u myszy

Przedstawiamy protokół opisujący model chirurgiczny pozyskiwania nerek w przedklinicznym modelu świń do późniejszej perfuzji lub przeszczepu maszynowego.

Pozyskanie nerek w przedklinicznym modelu dużych zwierząt

Poznaj normotermiczną perfuzję maszynową nerek szczurów do przeszczepu. Protokół obejmuje pobranie nerki od dawcy, perfuzję ex vivo i przeszczepienie biorcy. Metoda zwiększa przeżywalność narządu i powtarzalność wyników badań.

Normotermiczna perfuzja nerek szczurów do przeszczepu

Przeglądaj więcej filmów