Name: Usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-07-18T16:20:00.000+00:00
Duration: 5 min 5 s
Description: Poznaj usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie. Ta metoda poprawia przejście do samodzielnego oddychania, zmniejsza powikłania i zwiększa wiarygodność badań nad urazami wywołanymi wentylacją.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie koncentrowało się na testach behawioralnych po ekstubacji i zostało zatwierdzone przez Komitet ds. Doświadczeń na Zwierzętach i Dobrostanu Zwierząt Doświadczalnych Stołecznego Uniwersytetu Medycznego (nr 1). AEEI-2024-391). Wszystkie szczury w wieku 8 tygodni (SD, samiec, 200-250 g) zostały zaaklimatyzowane w obiekcie dla zwierząt na Stołecznym Uniwersytecie Medycznym przez 3 dni przed eksperymentem. Szczur był trzymany w kontrolowanym środowisku, w tym w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność rozpoczynającym się o 8:00 rano, temperaturze 25 °C ± 1 °C i wilgotności utrzymywanej na poziomie 50% ± 10%. Żywność i wodę dostarczano ad libitum. Wszystkie procedury obejmujące znieczulenie, odsysanie i obchodzenie się z krwią zostały przeprowadzone z zachowaniem odpowiednich środków bezpieczeństwa, w tym przy użyciu środków ochrony osobistej, sterylnych technik i przestrzeganiu instytucjonalnych protokołów bezpieczeństwa biologicznego. Wszystkie zabiegi zostały wykonane zgodnie z wytycznymi ARRIVE. Wszystkie urządzenia wykorzystane w niniejszym badaniu przedstawiono na rysunku 1. Wykaz odczynników i używanego sprzętu znajduje się w Tabeli Materiałów.
1. Intubacja jamy ustnej wspomagana wideolaryngoskopią
<ol>
	<li>Przygotuj urządzenie do intubacji.<ol>
		<li>Użyj specjalnie zmodyfikowanego urządzenia do intubacji, przystosowanego do urządzenia do usuwania woskowiny (średnica szufelki 5,5 mm, zakrzywiona w depresor języka). To urządzenie jest wyposażone w źródło światła i kamerę, połączoną przez Bluetooth ze smartfonem w celu wizualizacji w czasie rzeczywistym (rysunek 2A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybierz rurkę dotchawiczą.<ol>
		<li>Wybierz rurkę dotchawiczą 16-G w zależności od wagi szczura.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wywołać znieczulenie (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).<ol>
		<li>Wstrzyknąć propofol (2 mg/100 g) przez żyłę ogonową. Potwierdź znieczulenie, sprawdzając brak reakcji wzrokowych i szczypania palców u stóp. Monitoruj dystalny kolor skóry jako wskaźnik stanu natlenienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustaw szczura.<ol>
		<li>Zabezpiecz znieczulonego szczura na stole dla małych zwierząt. Napraw kończyny i siekacze i utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37-38 °C za pomocą koca grzewczego dla małych zwierząt.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj intubację.<ol>
		<li>Delikatnie pociągnij język do prawego kącika jamy ustnej. Włóż urządzenie do intubacji u podstawy języka i przesuń je w kierunku nagłośni.</li>
		<li>Podnieś końcówkę urządzenia, aby odsłonić głośnię. Wprowadzić rurkę dotchawiczą podczas inhalacji (ryc. 2-C). Po zaintubowaniu szczur zostanie podłączony do respiratora.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Wentylacja mechaniczna
<ol>
	<li>Podłączyć koncentrator tlenu.<ol>
		<li>Dostosuj odpowiednie stężenie tlenu i podłącz do respiratora (zwykle 80%).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustaw parametry wentylatora.<ol>
		<li>Wietrzyć szczura przez 6 godzin za pomocą respiratora dla małych zwierząt z ustawieniami chroniącymi płuca: objętość oddechowa: 4-6 ml / kg, PEEP: 0 cmH2O.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utrzymuj znieczulenie: Podawać propofol (4 mg/kg/h) za pomocą pompy strzykawkowej.</li>
	<li>Monitoruj gazometrię krwi.<ol>
		<li>Testuj gazometrię krwi tętniczej co 3 godziny za pomocą analizatora parametrów krytycznych krwi. Stale monitoruj dystalny kolor skóry między analizami gazometrii jako wskaźnik stanu natlenienia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Procedura ektubacji punktu końcowego ciśnienia w drogach oddechowych (APEC)
UWAGA: Po zakończeniu planowanego czasu wentylacji mechanicznej należy postępować zgodnie z czteroetapowym protokołem ekstubacji: (1) zbliżanie się do odsadzenia, (2) przygotowanie ekstubacji, (3) wykonanie ekstubacji oraz (3) opieka po ekstubacji (ryc. 3). To systematyczne podejście zapewnia płynne przejście do oddychania spontanicznego, jednocześnie minimalizując powikłania związane z ekstubacją i zachowując integralność modelu eksperymentalnego.
<ol>
	<li>Zbliża się odsadzenie od piersi<ol>
		<li>Zmniejsz infuzję propofolu: Zmniejsz szybkość wlewu propofolu o 50%, aby umożliwić reaktywację przepony przy jednoczesnym zminimalizowaniu ruchów kończyn i głowy.</li>
		<li>Oceń gotowość do odstawienia od piersi: Przed odłączeniem respiratora sprawdź następujące parametry: - Częstość oddechów: 60-70 oddechów/min; Przemieszczenie klatki piersiowej: ≥1 mm (zmierzyć za pomocą stalowej igły umieszczonej na wyrostku mieczykowatym); PaCO2: 35-45 mmHg; pH: 7,35-7,45; Obecność odruchów wąsów i języka (opcjonalnie). UWAGA: Odruchy wąsów i języka zostały zdefiniowane jako wskaźniki binarne (brak lub obecny). Odruch wąsów odnosi się do mimowolnego ruchu lub drgania wibrysów w odpowiedzi na lekką stymulację dotykową. Odruch językowy charakteryzował się wycofaniem lub ruchem języka po delikatnej stymulacji.</li>
		<li>Odłącz respirator: Odłącz respirator, gdy wszystkie kryteria zostaną spełnione, i przystąp do przygotowania szczura do ekstubacji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie do ekstubacji<ol>
		<li>Zapewnij dotlenienie: Użyj samodzielnie wykonanej maski na twarz, aby utrzymać odpowiednie natlenienie (zwykle 80%) i użyj koloru skóry jako wskaźnika stanu natlenienia.</li>
		<li>Czysta wydzielina z dróg oddechowych: Użyj samodzielnie wykonanego urządzenia ssącego (skrócony cewnik zewnątrzoponowy [~5,5 cm] podłączony do strzykawki o pojemności 10 ml). Kontroluj prędkość ssania na poziomie ~2 ml / s przez 3-4 s na sesję.</li>
		<li>Po odpowiednim przygotowaniu i udrożnieniu dróg oddechowych procedura przechodzi do wykonania ekstubacji. UWAGA: Typowa objętość wydzieliny wynosi <0,5 ml na ssanie. Ssanie odbywa się co 30 minut podczas MV, aby zminimalizować akumulację. W czasie ekstubacji częstotliwość ssania wynosiła zwykle 5-8 razy, z szacunkową ilością 2-4 ml w sumie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonywanie ekstubacji<ol>
		<li>Utrzymuj sedację: Utrzymuj propofol w połowie dawki, aby zapobiec pobudzeniu podczas ekstubacji.</li>
		<li>Usuń rurkę dotchawiczą: Użyj techniki oburęcznej i ustabilizuj głowę szczura lewym palcem wskazującym i kciukiem. Delikatnie wyjmij rurkę prawym palcem wskazującym i kciukiem.</li>
		<li>Należy przerwać wlew propofolu: Należy przerwać infuzję propofolu natychmiast po ekstubacji. UWAGA: Udana ekstubacja nie powinna skutkować hipoksemią ani hiperkapnią. A po udanej ekstubacji niezbędna jest staranna opieka po ekstubacji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Opieka po ekstubacji<ol>
		<li>Monitoruj parametry życiowe: Monitoruj częstość oddechów, amplitudę wdechu i dystalny kolor skóry.</li>
		<li>Zapewnij dotlenienie: Użyj samodzielnie wykonanej maski na twarz, aby zapewnić wystarczające zaopatrzenie w tlen (zwykle ~80%).</li>
		<li>Przygotuj się do ponownej intubacji: Trzymaj wszystkie urządzenia do intubacji (Rysunek 1) pod ręką i gotowe do natychmiastowego użycia w razie potrzeby. UWAGA: Średni czas obserwacji do momentu przywrócenia odruchu prostowania wynosi 48,5 min ± 10,4 min. Gazometrię krwi tętniczej przeprowadzono przy medianie 20 minut, przy PaO2 73,2 mmHg ± 4,6 mmHg iPaCO2 48,3 mmHg ± 3,6 mmHg.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Dasta, J. F., Mclaughlin, T. P., Mody, S. H., Piech, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Daily+cost+of+an+intensive+care+unit+day%3A+The+contribution+of+mechanical+ventilation%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Daily cost of an intensive care unit day: The contribution of mechanical ventilation.</a> Crit Care Med. 33 (6), 1266-1271 (2005).</li>
<li>Slutsky, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((History+of+mechanical+ventilation.+From+Vesalius+to+ventilator-induced+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">History of mechanical ventilation. From Vesalius to ventilator-induced lung injury.</a> Am J Respir Crit Care Med. 191 (10), 1106-1115 (2015).</li>
<li>Reynolds, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitigation+of+ventilator-induced+diaphragm+atrophy+by+transvenous+phrenic+nerve+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Mitigation of ventilator-induced diaphragm atrophy by transvenous phrenic nerve stimulation.</a> Am J Respir Crit Care Med. 195 (3), 339-348 (2017).</li>
<li>Shi, Z. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+respiratory+muscle+thickness+during+mechanical+ventilation%3A+Focus+on+expiratory+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Changes in respiratory muscle thickness during mechanical ventilation: Focus on expiratory muscles.</a> Anesthesiology. 134 (5), 748-759 (2021).</li>
<li>Shi, Z. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expiratory+muscle+dysfunction+in+critically+ill+patients%3A+Towards+improved+understanding%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Expiratory muscle dysfunction in critically ill patients: Towards improved understanding.</a> Intensive Care Med. 45 (8), 1061-1071 (2019).</li>
<li>Van Den Berg, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Super-relaxed+myosins+contribute+to+respiratory+muscle+hibernation+in+mechanically+ventilated+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Super-relaxed myosins contribute to respiratory muscle hibernation in mechanically ventilated patients.</a> Sci Transl Med. 16 (758), eadg3894(2024).</li>
<li>González-López, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+ventilation+triggers+hippocampal+apoptosis+by+vagal+and+dopaminergic+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Mechanical ventilation triggers hippocampal apoptosis by vagal and dopaminergic pathways.</a> Am J Respir Crit Care Med. 188 (6), 693-702 (2013).</li>
<li>Pun, B. T., Ely, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+diagnosing+and+managing+ICU+delirium%5BTitle%5D)+AND+%22Chest%22%5BJournal%5D)">The importance of diagnosing and managing ICU delirium.</a> Chest. 132 (2), 624-636 (2007).</li>
<li>Trudzinski, F. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+prolonged+mechanical+ventilation+and+weaning+failure%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Respiration%22%5BJournal%5D)">Risk factors for prolonged mechanical ventilation and weaning failure: A systematic review.</a> Respiration. 101 (10), 959-969 (2022).</li>
<li>Voiriot, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+critical+illness+and+post-intensive+care+syndrome%3A+From+pathophysiology+to+clinical+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Intensive+Care%22%5BJournal%5D)">Chronic critical illness and post-intensive care syndrome: From pathophysiology to clinical challenges.</a> Ann Intensive Care. 12 (1), 58(2022).</li>
<li>Brück, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+HMGB1+levels+and+physical+performance+in+ICU+survivors%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anaesthesiol+Scand%22%5BJournal%5D)">Plasma HMGB1 levels and physical performance in ICU survivors.</a> Acta Anaesthesiol Scand. 65 (7), 921-927 (2021).</li>
<li>Bruells, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+weaning+methods+on+the+diaphragm+after+mechanical+ventilation+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Pulm+Med%22%5BJournal%5D)">Influence of weaning methods on the diaphragm after mechanical ventilation in a rat model.</a> BMC Pulm Med. 16 (1), 127(2016).</li>
<li>Gayan-Ramirez, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+spontaneous+breathing+protects+the+rat+diaphragm+from+mechanical+ventilation+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Intermittent spontaneous breathing protects the rat diaphragm from mechanical ventilation effects.</a> Crit Care Med. 33 (12), 2804-2809 (2005).</li>
<li>Thomas, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+of+diaphragm+function+recovery+after+controlled+mechanical+ventilation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Time course of diaphragm function recovery after controlled mechanical ventilation in rats.</a> J Appl Physiol. 115 (6), 775-784 (2013).</li>
<li>Henrich, D. E., Blythe, W. R., Weissler, M. C., Pillsbury, H. C. 3rd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheotomy+and+the+intensive+care+unit+patient%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Tracheotomy and the intensive care unit patient.</a> Laryngoscope. 107 (7), 844-847 (1997).</li>
<li>Hsu, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Timing+of+tracheostomy+as+a+determinant+of+weaning+success+in+critically+ill+patients%3A+A+retrospective+study%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care%22%5BJournal%5D)">Timing of tracheostomy as a determinant of weaning success in critically ill patients: A retrospective study.</a> Crit Care. 9 (1), R46-R52 (2005).</li>
<li>Gretenkord, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordinated+electrical+activity+in+the+olfactory+bulb+gates+the+oscillatory+entrainment+of+entorhinal+networks+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Coordinated electrical activity in the olfactory bulb gates the oscillatory entrainment of entorhinal networks in neonatal mice.</a> PLoS Biol. 17 (1), e2006994(2019).</li>
<li>Salimi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disrupted+connectivity+in+the+olfactory+bulb-entorhinal+cortex-dorsal+hippocampus+circuit+is+associated+with+recognition+memory+deficit+in+Alzheimer%27s+disease+model%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Disrupted connectivity in the olfactory bulb-entorhinal cortex-dorsal hippocampus circuit is associated with recognition memory deficit in Alzheimer's disease model.</a> Sci Rep. 12 (1), 4394(2022).</li>
<li>Bruells, C. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recovery+of+diaphragm+function+following+mechanical+ventilation+in+a+rodent+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Recovery of diaphragm function following mechanical ventilation in a rodent model.</a> PLoS One. 9 (1), e87460(2014).</li>
<li>Dénervaud, V., Gremlich, S., Trummer-Menzi, E., Schittny, J. C., Roth-Kleiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+profile+in+newborn+rat+lungs+after+two+days+of+recovery+of+mechanical+ventilation%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Res%22%5BJournal%5D)">Gene expression profile in newborn rat lungs after two days of recovery of mechanical ventilation.</a> Pediatr Res. 78 (6), 641-649 (2015).</li>
<li>De Souza, A. B. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+in+vitro+and+in+vivo+of+hesperidin+administration+in+an+experimental+model+of+acute+lung+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Free+Radic+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Effects in vitro and in vivo of hesperidin administration in an experimental model of acute lung inflammation.</a> Free Radic Biol Med. 180, 253-262 (2022).</li>
<li>Almeida, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+different+ventilatory+modes+in+female+adult+rats+submitted+to+mechanical+ventilation%5BTitle%5D)+AND+%22Respir+Physiol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The effects of different ventilatory modes in female adult rats submitted to mechanical ventilation.</a> Respir Physiol Neurobiol. 284, 103583(2021).</li>
<li>Cândido, L. D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Different+tidal+volumes+may+jeopardize+pulmonary+redox+and+inflammatory+status+in+healthy+rats+undergoing+mechanical+ventilation%5BTitle%5D)+AND+%22Oxid+Med+Cell+Longev%22%5BJournal%5D)">Different tidal volumes may jeopardize pulmonary redox and inflammatory status in healthy rats undergoing mechanical ventilation.</a> Oxid Med Cell Longev. 2021, 5196896(2021).</li>
<li>Da Silva, A. C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sigh+maneuver+protects+healthy+lungs+during+mechanical+ventilation+in+adult+Wistar+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Biol+Med+%28Maywood%29%22%5BJournal%5D)">Sigh maneuver protects healthy lungs during mechanical ventilation in adult Wistar rats.</a> Exp Biol Med (Maywood). 245 (15), 1404-1413 (2020).</li>
</ol>

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów, finansowych lub innych.

W tym badaniu ustalono ustrukturyzowane podejście do ekstubacji APEC dla szczurzego modelu MV, zainspirowane pierwszymi czterema nieudanymi ekstubacjami i ich przyczynami. Wszystkie 20 szczurów ekstubowanych przy użyciu tego podejścia zakończyło się sukcesem i zakończyło kolejne testy behawioralne w ciągu następnych trzech dni. Podejście, składające się z czterech kluczowych kroków – zbliżającego się odstawienia od piersi, przygotowania do ekstubacji, wykonania ekstubacji i opieki po ekstubacji – zostało zaprojektowane t...

Wentylacja mechaniczna (MV) pozostaje podstawą intensywnej terapii, zapewniając niezbędne wspomaganie oddychania w przypadku ostrej niewydolności oddechowej i służąc jako niezbędne uzupełnienie podczas znieczulenia podczas zabiegów chirurgicznych1. Jednak MV wiąże się z szeregiem powikłań, takich jak uszkodzenie płuc wywołane respiratorem2, dysfunkcja przepony i mięśni wydechowychwywołana wentylacją 3,4,5,6 oraz uszkodzenie mózgu związane z respiratorem 7,8. Powikłania te przyczyniają się do niepowodzenia ekstubacji, przedłużającego się pobytu na oddziałach intensywnej terapii (OIOM) i w szpitalach oraz zwiększonej śmiertelności9. Wraz z poprawą wskaźników przeżywalności na OIOM-ie, uwaga coraz bardziej skupia się na długoterminowych konsekwencjach MV, przy czym zespół post-ICU (PICS) staje się krytycznym problemem10. Mechanizmy patofizjologiczne leżące u podstaw PICS pozostają niejasne, częściowo z powodu braku wiarygodnych modeli zwierzęcych, które pozwoliłyby uchwycić niuanse powrotu do zdrowia po ekstubacji i długoterminowych następstw MV11.
Modele szczurów odegrały kluczową rolę w pogłębieniu wiedzy na temat urazów wywołanych przez MV, oferując skalowalność, odtwarzalność i wgląd w mechanizmy mięśniowe. Jednak większość istniejących modeli koncentruje się na ostrych skutkach MV, przy czym tracheostomia jest dominującą metodą MV w warunkach eksperymentalnych 12,13,14. Podczas gdy tracheostomia ułatwia MV i odstawienie od piersi po niej, omija górne drogi oddechowe, które są krytyczną barierą anatomiczną i funkcjonalną. Zwiększa to podatność na powikłania płucne, takie jak zapalenie płuc związane z respiratorem15,16. Dodatkowo brak przepływu powietrza przez nos w modelach tracheostomii zakłóca synchronizację sieci mózgowej. Komplikuje to badania nad wynikami poznawczymi i neurologicznymi17,18. W przeciwieństwie do tego, modele intubacji/ekstubacji dotchawiczej zachowują integralność górnych dróg oddechowych. Unikają one nieodłącznych wad tracheostomii i bardziej przypominają kliniczną trajektorię odzwyczajania od MV.
Jednak istniejące modele ekstubacji często nie są ustandaryzowane, co prowadzi do znacznej zmienności w przejściu od MV do oddychania spontanicznego19,20. Ten brak struktury stwarza ryzyko powikłań związanych z ekstubacją, w tym niedrożności dróg oddechowych, niewydolności oddechowej i aspiracji, co może prowadzić do śmiertelności zwierząt. Takie awarie nie tylko zagrażają zdolności do badania długoterminowych wyników, ale także sprawiają, że początkowy model MV jest nieskuteczny, marnując cenny czas, zasoby i inwestycje finansowe. Kwestie te podkreślają krytyczną potrzebę ustrukturyzowanego podejścia do ekstubacji, aby zapewnić pomyślne przeżycie po ekstubacji i solidne badania długoterminowe.
Aby sprostać tym wyzwaniom, opracowano ustrukturyzowane podejście do ekstubacji dla modeli szczurów Sprague-Dawley (SD), które jest ściśle zgodne z praktykami klinicznymi dotyczącymi odsadzania od MV. Podejście to obejmuje cztery kluczowe etapy: zbliżanie się do odsadzenia, przygotowanie do ekstubacji, wykonanie ekstubacji i opiekę po ekstubacji. Kluczowe zalecenia proceduralne obejmują utrzymanie lekkiej lub umiarkowanej sedacji podczas odsadzania, w szczególności zmniejszenie wlewu propofolu do 50% dawki stosowanej podczas pełnego MV - aby umożliwić spontaniczne oddychanie, jednocześnie zapobiegając pobudzeniu. Gotowość do ekstubacji należy oceniać na podstawie stabilnej częstości oddechów wynoszącej 60-70 oddechów na minutę i odpowiednich spontanicznych objętości oddechowych, które można przybliżyć za pomocą prostej, skalibrowanej skali domowej roboty. Pełne odzyskanie przytomności nie jest wymagane przed ekstubacją. Wlew propofolu należy przerwać w czasie ekstubacji, aby jeszcze bardziej zmniejszyć ryzyko pobudzenia wywołanego intubacją. Poprzez standaryzację procesu ekstubacji, podejście to zminimalizowało zmienność, uniknęło powikłań związanych z ekstubacją i zwiększyło wskaźniki przeżycia. Model ten został zoptymalizowany pod kątem czasu trwania SN do 6 godzin; Wydłużenie MV poza ten okres może wymagać zmodyfikowanych protokołów sedacji, stopniowych strategii odsadzania i starannego monitorowania fizjologicznego, aby zapewnić przeżycie i wiarygodne wyniki. Chociaż protokół został zwalidowany u szczurów z SD, można go dostosować do innych szczepów, dostosowując ustawienia wentylacji w celu uwzględnienia specyficznej dla szczepu mechaniki oddechowej i różnej podatności na uszkodzenie płuc. Dzięki odpowiednim modyfikacjom ustrukturyzowane podejście może również wspierać długoterminowe badania wentylacji, zwiększając zarówno odtwarzalność, jak i znaczenie translacyjne w modelach eksperymentalnych.

<table><tbody><tr><td>Rurka dotchawicza 16G</td><td>NJKEWBIO powiedział:</td><td>NIE</td><td>Rurka dotchawicza</td></tr><tr><td>Analizator parametrów krytycznych</td><td>Epocal Inc</td><td>Czytnik EPOC</td><td>Monitorowanie gazometrii krwi</td></tr><tr><td>Cewnik dożylny</td><td>Bezpieczeństwo Introcan</td><td>4254074B</td><td>Zagnieżdżony w tętnicach i żyłach</td></tr><tr><td>Pompa mikrostrzykawkowa</td><td>Technologia medyczna SLGO</td><td>CP-1000</td><td>Napar leków</td></tr><tr><td>Koncentrator tlenu dla zwierząt</td><td>Pekin zhongshidichuang Rozwój nauki i technologii Co., Ltd</td><td>ZS-MV</td><td>Zaopatrzenie w tlen</td></tr><tr><td>Koc grzewczy dla małych zwierząt</td><td>Pekin zhongshidichuang Rozwój nauki i technologii Co., Ltd</td><td>ZS-T</td><td>Utrzymuj temperaturę</td></tr><tr><td>Wentylator dla małych zwierząt</td><td>NJKEWBIO powiedział:</td><td>KW-100</td><td>Zapewnij oddychanie</td></tr></tbody></table>

usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie

A Structured Approach to Extubation in Mechanically Ventilated Rats

Wentylacja mechaniczna (MV) jest szeroko stosowana w intensywnej terapii, ale wiąże się z różnymi powikłaniami, które wpływają zarówno na krótko-, jak i długoterminowe wyniki, w tym uszkodzenie płuc wywołane respiratorem, dysfunkcję przepony wywołaną respiratorem i uszkodzenie mózgu związane z respiratorem. Są to kluczowe elementy zespołu oddziału intensywnej terapii (PICS). Modele gryzoni są niezbędne do badania długotrwałych oddziaływań i mechanizmów leżących u podstaw MV, jednak ustandaryzowane modele po ekstubacji pozostają ograniczone. Ekstubacja jest krytycznym etapem przejściowym, który często jest niespójnie wykonywany w istniejących modelach szczurzych, co prowadzi do niepowodzeń i powikłań. W niniejszym badaniu przedstawiono czteroetapowe podejście do ustrukturyzowanej ekstubacji dla szczurzych modeli MV Sprague'a-Dawleya, zaprojektowane w celu optymalizacji przejścia od MV do oddychania spontanicznego przy jednoczesnej minimalizacji powikłań związanych z ekstubacją. Podejście obejmowało: (1) rozpoczęcie odstawienia od piersi poprzez zmniejszenie sedacji propofolem do 50% i ocenę gotowości na podstawie częstości oddechów, przemieszczenia klatki piersiowej, gazometrii krwi tętniczej i odruchów; (2) przygotowanie do ektubacji poprzez udrożnienie dróg oddechowych i utrzymanie natlenienia; (3) wykonanie ekstubacji z podtrzymaną sedacją i kontrolowanym usunięciem rurki; oraz (4) zapewnienie opieki po ekstubacji obejmującej ciągłe monitorowanie i wspomaganie tlenem. Model ten, zwalidowany za pomocą 20 udanych ekstubacji po początkowych niepowodzeniach, stanowi cenną platformę do badania długoterminowych skutków MV, szczególnie w kontekście PICS. Podejście to jest zoptymalizowane pod kątem 6 godzin MV i zakłada się, że można je rozszerzyć na inne szczepy i wydłużyć czas trwania wentylacji, chociaż takie adaptacje wymagają starannej walidacji i monitorowania w celu zapewnienia niezawodności i dobrostanu zwierząt.

To ustrukturyzowane podejście do ekstubacji zostało opracowane na podstawie czterech nieudanych ekstubacji i 20 kolejnych udanych ekstubacji. W pierwszych czterech próbach ekstubacja została przeprowadzona w oparciu o doświadczenie lub indywidualną ocenę. Przyczyny nieudanej ekstubacji czterech szczurów obejmowały pobudzenie podczas ekstubacji (n = 2), niewydolność oddechową po ekstubacji (n = 1) i niedrożność dróg oddechowych przez wydzieliny (n = 1). Niepowodzenia te podkreśliły, że opt...

W niniejszym badaniu zaproponowano ustrukturyzowane podejście do ekstubacji dostosowane do szczurzych modeli wentylacji mechanicznej (MV). Podejście to ułatwia płynne przejście od oddychania MV do oddychania spontanicznego, jednocześnie minimalizując powikłania związane z ekstubacją. Standaryzacja odzwyczajania, udrażniania dróg oddechowych i opieki po ekstubacji zwiększa wiarygodność i odtwarzalność badań eksperymentalnych.

Usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie

Mechanical ventilation (MV) is widely used in critical care but is associated with various complications that affect both short- and long-term outcomes, ...

Wentylacja mechaniczna ratuje życie, ale może spowodować mózg i śmierć z powodu obrażeń. Naszym celem jest opracowanie modelu ekstubacji u szczurów. Model ten symuluje kliniczne odzwyczajanie w celu lepszego zbadania tego urazu.Obecnie większość modeli wentylacji mechanicznej uwzględnia tylko krótkoterminowe skutki i wykorzystuje głównie tracheostomię, co ogranicza znaczenie kliniczne. Tracheostomia umożliwia wentylację wcześniej, ale omija górne drogi oddechowe, zwiększając ryzyko infekcji płuc i zakłócając sygnalizację mózgową. Utrudnia to dokładne badanie kontuzji i regeneracji.Wypełniamy lukę w modelach szczurzych, tworząc przejrzysty protokół ekstubacji krok po kroku. Jest zgodny z praktyką kliniczną, zmniejsza powikłania i pomaga szczurom bezpieczniej wrócić do zdrowia po wentylacji. Korzystając z tego modelu ekstubacji, naszym celem jest zbadanie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw uszkodzeń mózgu i przepony wywołanych przez respirator, a także szlaków biologicznych zaangażowanych w ich potencjalny powrót do zdrowia.Na początek przygotuj respirator i dostosuj stężenie tlenu. Przygotuj urządzenie do intubacji i ustaw znieczulonego szczura do intubacji. Za pomocą kleszczy delikatnie pociągnij język szczura w kierunku prawego kącika jamy ustnej.Włóż urządzenie do intubacji u podstawy języka i przesuń je w kierunku nagłośni. Następnie podnieś końcówkę urządzenia, aby odsłonić głośnię i włóż rurkę dotchawiczą do tchawicy podczas inhalacji. Gdy rurka znajdzie się na miejscu, podłącz szczura do respiratora.Teraz ustaw parametry respiratora w oparciu o wagę szczura i wymagania eksperymentalne. Podawać propofol w sposób ciągły za pomocą pompy strzykawkowej w celu utrzymania znieczulenia. Monitoruj poziom gazometrii krwi szczura przez cały czas trwania zabiegu, aby zapewnić stabilność oddechową.W przypadku odstawienia od piersi należy zmniejszyć szybkość infuzji propofolu o 50%, korzystając z ustawień pompy strzykawkowej i odczekawszy około 10 minut, aż poziom sedacji zmniejszy się. Odłącz szczura od respiratora na jedną do dwóch minut, aby ocenić gotowość do odsadzenia. W tym okresie upewnij się, że częstość oddechów wynosi od 60 do 70 oddechów na minutę, potwierdź przemieszczenie klatki piersiowej o co najmniej jeden milimetr i sprawdź, czy wartości gazometrii krwi tętniczej i poziomy pH mieszczą się w dopuszczalnych zakresach.Jeśli wszystkie parametry są spełnione, odłączyć wentylator. Aby przygotować szczura do ekstubacji, użyj specjalnie wykonanej maski na twarz, aby zapewnić odpowiednie natlenienie. Następnie obserwuj kolor skóry szczura, aby ocenić natlenienie.Za pomocą samodzielnie wykonanego urządzenia ssącego wykonuj odsysanie z szybkością około dwóch mililitrów na sekundę przez trzy do czterech sekund na sesję, aby usunąć wydzieliny z dróg oddechowych. Następnie, techniką oburęczną, ustabilizuj głowę szczura lewym palcem wskazującym i kciukiem. Następnie delikatnie wyjmij rurkę dotchawiczą prawym palcem wskazującym i kciukiem.Po wyjęciu rurki należy przerwać infuzję propofolu. Monitoruj parametry życiowe szczura po ekstubacji i kontynuuj natlenianie w razie potrzeby za pomocą niestandardowej maski na twarz. W ustrukturyzowanym protokole zastosowanym na 20 szczurach wszystkie ekstubacje zakończyły się sukcesem, a pełne wyzdrowienie osiągnięto w ciągu około 48,5 minuty po ekstubacji.Podczas zbliżającego się etapu odsadzania średnie ciśnienie parcjalne tlenu wynosiło 87,6 milimetra słupa rtęci, ciśnienie parcjalne dwutlenku węgla wynosiło 43,2 milimetra słupa rtęci, a pH 7,421. Nie zgłoszono żadnych powikłań ani w fazie ekstubacji, ani w okresie opieki po ekstubacji.

a-structured-approach-to-extubation-in-mechanically-ventilated-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Tymektomia gryzoni jest cenną techniką w badaniach immunologicznych.  W tym miejscu opisano protokół całkowitej tymektomii u dorosłych szczurów przy użyciu mini-sternotomii wraz z nieinwazyjną intubacją i wentylacją nadciśnieniową w celu zminimalizowania zachorowalności i śmiertelności okołooperacyjnej.

Zakończ tymektomię u dorosłych szczurów z nieinwazyjną intubacją dotchawiczą

Perfuzja płuc Ex-Vivo (EVLP) umożliwiła przeszczep płuc u ludzi dzięki umożliwieniu oceny narządów i rozszerzeniu puli dawców. W tym miejscu opisujemy rozwój programu EVLP dla szczurów i udoskonalenia, które pozwalają na stworzenie powtarzalnego modelu do przyszłej rozbudowy.

Metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu EVLP dla szczurów

Tutaj opisujemy szczegółowy protokół inwazyjnych pomiarów parametrów hemodynamicznych, w tym ciśnienia wrotnego, splanchnicznego przepływu krwi i hemodynamiki ogólnoustrojowej, aby scharakteryzować zespół nadciśnienia wrotnego u szczurów.

Inwazyjna charakterystyka hemodynamiczna zespołu wrotno-nadciśnieniowego u szczurów z marskością wątroby

Lewa pneumonektomia gryzoni jest cenną techniką w badaniach nad nadciśnieniem płucnym. W tym miejscu przedstawiamy protokół opisujący procedurę pneumonektomii u szczurów i opiekę pooperacyjną w celu zapewnienia minimalnej zachorowalności i śmiertelności.

Lewa pneumonektomia w połączeniu z monokrotaliną lub Sugenem jako model nadciśnienia płucnego u szczurów

Tutaj prezentujemy powtarzalny model endotoksyny zorientowany na oddział intensywnej terapii u szczurów.

Powtarzalny model endotoksyny zorientowany na oddział intensywnej terapii u szczurów

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Tutaj wprowadzamy ustandaryzowaną procedurę intubacji dotchawiczej poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię u szczurów, mającą na celu zwiększenie precyzji i powtarzalności aplikacji nieprzeżywalnych, wymagających inwazyjnej wentylacji i ekspozycji narządów klatki piersiowej w modelach szczurów in vivo.

Intubacja dotchawicza przez tracheotomię, a następnie torakotomia u szczurów w zastosowaniach nieprzeżywalnych

Niewydolność prawego serca (RHF) charakteryzuje się prawostronnym rozszerzeniem i przerostem serca, co prowadzi do nieprawidłowego funkcjonowania komór i przedsionków. Chorobom krążeniowo-oddechowym związanym z RHF towarzyszy zwiększone ryzyko zaburzeń rytmu serca. W artykule opisano standaryzowany model RHF indukowanego pasmami tętnic płucnych związanego ze zwiększoną arytmogenezą komorową i przedsionkową.

Szczurzy model prawostronnej przebudowy serca i arytmii z wykorzystaniem pasma tętnicy płucnej

Proponowana konfiguracja umożliwia kontrolowaną wentylację mechaniczną i obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego ruchu klatki piersiowej 3D u myszy i szczurów. Wykorzystaliśmy tę konfigurację do zbadania patofizjologii leżącej u podstaw dysfunkcji mięśni oddechowych wywołanej wentylacją mechaniczną.

Obrazowanie 3D Cine Magnetic Resonance ruchu oddechowego u myszy i szczurów wentylowanych mechanicznie

Przedstawiamy tutaj metodę oceny aktywacji i blokady aksonów czuciowych w nerwach obwodowych w ostrych, znieczulonych, in vivo eksperymentach na szczurach z użyciem dwóch typów elektrofizjologicznych pomiarów rdzenia, które pozwalają rozróżnić aktywność podtypów włókien nerwowych: lokalnych potencjałów pola oraz zapisów pojedynczego neuronu o szerokim zakresie dynamicznym.

Metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura

Ten protokół opisuje prostą, niedrogą metodę intubacji doustnej wspomaganą wideo, umożliwiającą szybką i wizualizacyjnie sterowaną intubację u dorosłych szczurów pod znieczuleniem izofluranem.

Intubacja orotrachealna wspomaganą wideo u szczurów z wykorzystaniem taniego otoskopu połączonego ze smartfonem

Poznaj usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie. Ta metoda poprawia przejście do samodzielnego oddychania, zmniejsza powikłania i zwiększa wiarygodność badań nad urazami wywołanymi wentylacją.

Usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie

Przeglądaj więcej filmów