Name: Opracowywanie, charakteryzacja i ocena systemów jonowych cieczy opartych na CAGE do dostarczania transdermalnego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-09-26T13:20:00.000+00:00
Duration: 9 min 44 s
Description: Poznaj metodę standaryzacji systemów jonowych cieczy CAGE dla poprawy powtarzalności badań w różnych laboratoriach. Protokół usprawnia pracę i ułatwia współpracę naukową.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te zostały wsparte przez grant Fundacji LEO nr LF15007 i LF-FE-23-700013.

Wszystkie procedury eksperymentalne były przeprowadzane zgodnie z Dyrektywą Unii Europejskiej 2010/63 i zatwierdzone przez Duńską Administrację Weterynarii i Żywności (Licencja nr DK-13-oth-931833).
1. Przygotowanie klatki przez reakcję metatezy soli
<ol>
	<li>Rekrystalizacja kwasu geranowego (85% czystości, mol masa 168,23 g/mol)<ol>
		<li>Weź kolbę o pojemności 500 mL z okrągłym dnem i zmierz jej wagę.</li>
		<li>Waż 40,0 g kwasu geranowego w kolbie. Odpowiada to 0,2 mol kwasu geranowego.</li>
		<li>Rekrystalizuj kwas geranowy w kwas geranowy 70:30% (w/w): aceton: Dodaj (40 g*0,85*0,30)/(0,70*0,784 g/mL) = 18,42 mL acetonu do kolby z okrągłym dnem.</li>
		<li>Weź zlewkę 5 L i przygotuj około 0,5 L suchego lodu i etanolu.</li>
		<li>Umieść kolbę z okrągłym dnem w zimnej mieszance suchego lodu i etanolu bez wirowania, aby umożliwić chłodzenie z zewnątrz. Deckantuj aceton i zanieczyszczenia z kwasu stałego/rekrystalizowanego geranowego, gdy krystalizacja osiągnie równowagę (odpowiadającą mniej więcej objętości dodanego acetonu, zazwyczaj w ciągu 0,5-2 godzin). Powtarzaj ten krok 5–6 razy, aby zapewnić odpowiednią czystość.</li>
		<li>Usuwać pozostały aceton przez rotacyjne odparowanie pod próżnią przy 40 obr./min przez co najmniej 20 minut lub do momentu, aż kolba z okrągłym dnem przestanie być zimna przy dotyku (aceton ma ciśnienie pary 240 mbar przy 20 °C).</li>
		<li>Zważ i zanotuj masę kolby oraz zrekrystalizowanego kwasu geranowego. Oblicz wydajność na podstawie początkowej pustej wagi kolby. Oczekiwany zakres rentowności wynosi 60-80%.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Reakcja metatezy soli<ol>
		<li>Dla stosunku molowego 2:1 kwasu geranowego:cholina oblicz liczbę molów choliny, uwzględniając wydajność rekrystalizacji kwasu geranowego. Na przykład, przy wydajności 70% należy dodać 0,07 mola choliny (0,2*70/100=0,14, 0,14/2 = 0,07).</li>
		<li>Wodorowęglan choliny ma czystość 80% i masę cząsteczkową 165,19 g/mol. W związku z tym należy dodać 14,45 g (0,07*165,19 = 11,56 g; 100/80*11,56 g = 14,45 g) wodorowęglanu choliny krople, aby zapobiec rozlewaniu się.</li>
		<li>Mieszaj próbkę przez noc z prędkością 300 obr./min (lub odpowiednią) w temperaturze pokojowej (18 ± 3 godziny) lub do momentu zatrzymania parowaniaCO2 .</li>
		<li>Susz próbkę przez odparowanie obrotowe w temperaturze 60 °C, 30 mbar przez 40 minut. Najpierw podnieś temperaturę, a następnie stopniowo zmniejszaj ciśnienie, aby uniknąć powstawania piany.</li>
		<li>Umieść CAGE w szklanych fiolkach w objętościach odpowiednich do zamierzonego zastosowania (np. 2 mL CAGE w 4 mL szklanych fiolkach).</li>
		<li>Susz fiolki pod próżnią w 60 °C przez 48 godzin.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Charakterystyka CAGE
<ol>
	<li>Spektroskopia rezonansu magnetycznego jądrowego (NMR)<ol>
		<li>Rozpuszcz CAGE do stężenia 25 mg/mL w deuterowanym dimetylosulfoksydzie (d-DMSO), zapewniając końcową objętość co najmniej 500 μL. UWAGA: Rozpuszczalniki deuterowane są niezbędne w NMR, aby uniknąć interferencji z atomami wodoru w rozpuszczalniku.</li>
		<li>Przelej 500 μL przygotowanego roztworu do czystej, suchej rurki NMR (zazwyczaj o średnicy 5 mm, w zależności od instrumentu). Zamknij tubkę zakrętką, aby zapobiec parowaniu i zanieczyszczeniu. UWAGA: Unikaj wprowadzania pęcherzyków powietrza, ponieważ mogą one wpływać na jednorodność pola magnetycznego.</li>
		<li>Użyj spektrometru NMR (np. 400 MHz) o następujących parametrach: -Liczba skanów: 8-16 dla 1H NMR; 1 000-5 000 dla 13C NMR (w zależności od stężenia i pożądanego stosunku sygnału do szumu (S/N)). -Opóźnienie relaksacyjne (D1): 1-2 s dla 1H i 13C NMR.</li>
		<li>Przetwarzaj dane przy użyciu odpowiedniego oprogramowania.<ol>
			<li>Dostosuj do optymalnych kształtów szczytów poprzez korektę fazy i bazy. UWAGA: Zazwyczaj wykonuje się to w oprogramowaniu NMR w zakładce Processing lub Correction (w zależności od używanego oprogramowania), gdzie dostępne są automatyczne narzędzia do korekcji fazy i korekcji bazowej.</li>
			<li>Użyj resztkowego szczytu rozpuszczalnika (d-DMSO) jako odniesienia: ~ około 2,50 ppm dla 1H, ~ około 39,52 ppm dla 13C NMR. Zobacz Fulmer i in.15dla odniesień dotyczących zanieczyszczeń.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Całkowanie pików i przypisywanie ich protonom w strukturze (patrz Rysunek 1).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zawartość wody określana przez miareczkowanie Karla Fischera<ol>
		<li>Rozpuścić 300 mg CAGE w 300 μL metanolu. Włóż do strzykawki o pojemności 1 mL i zważ przed i po wstrzyknięciu.</li>
		<li>Określ zawartość wody za pomocą miareczka kulometrycznego Karla Fischera zgodnie z instrukcjami producenta.<ol>
			<li>Wstrzyknij próbkę do komórki miareczkowej przez przegrodę za pomocą strzykawki, wpisz pusty ciężar strzykawki i naciśnij Enter. Wynik pojawi się jako % w/w.</li>
			<li>Uwzględnić zawartość wody w metanolu, aby uzyskać rzeczywistą zawartość wody w CAGE (zazwyczaj 1–2% w/w). (Wpróbka = Wpróbka+rozcieńczacz*(m próbka+mrozcieńczalnik) - (Wrozcieńczacz*m rozcieńczalnik)/mpróbki).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Stabilność termiczna CAGE za pomocą różnicowej kalorymetrii skaningowej (DSC)<ol>
		<li>Włóż 3-5 mg każdej próbki do aluminiowych patelni Tzero i zapieczętuj hermetyczną pokrywką.</li>
		<li>Analizuj próbki za pomocą DSC w zakresie temperatur od 80 °C do - 80 °C z okresem izotermicznym 10 minut przed ochłodzeniem do - 80°C.</li>
		<li>Stosuj stałą szybkość ogrzewania/chłodzenia 5 °C/min oraz oczyszczenia azotem o wydajności 50 mL/min.</li>
		<li>Przetwarzaj dane za pomocą odpowiedniego oprogramowania.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Ocena ex vivo interakcji bariery skórnej
<ol>
	<li>Obróbka dermatometyczną skóry wieprzowej<ol>
		<li>Przytnij ekspandowany polistyren (EPS) tak, aby pasował do ostrza dermatomu i owiń go taśmą do szczepienia. Wykorzystaj skórę pobraną z okolic biodrowej świń za pomocą skalpela. Tutaj pozyskano skórę od 3,5-miesięcznych samic duńskiej świń Landrace lub Yorkshire (30-40 kg).</li>
		<li>Usuń mięśnie i tkankę tłuszczową. Aby ułatwić dermatoming tkanki, ważne jest, aby mieć płaską i równą stronę bazolateralną.</li>
		<li>Usuń jak najwięcej włosów ze skóry za pomocą trymera.</li>
		<li>Płukaj skórę solą fizjologiczną z buforem fosforanowym (PBS, pH 7,4), aby usunąć krew i luźne włosy.</li>
		<li>Pokrój skórę na mniejsze kawałki (5 cm x 15 cm) nożem, aby dopasować bloki EPS.</li>
		<li>Przymocuj skórę do bloku EPS igłami.</li>
		<li>Ustaw dermatom na grubość 0,5 mm i przeciń skórę.</li>
		<li>Przechowuj skórę z dermatomem między dwoma warstwami taśmy przeszczepowej i przechowywaj w temperaturze -70 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utrata wody przez skórę (TEWL)<ol>
		<li>Przygotuj PBS (pH 7,4), rozpuszczając 1 tabletkę w 200 mL ultraczystej wody. Odgazowanie przez 20 minut w kąpieli ultradźwiękowej.</li>
		<li>Włącz kąpiel wodną podłączoną do ogniw dyfuzyjnych Franza. Dodaj około 12 mL odgazowanego PBS oraz magnetyczną kulkę do każdego ogniwa. Włącz mieszanie magnetyczne (np. przy 600 obr./min), zapewniając równomierny rozkład w ośrodku receptorowym bez wywoływania turbulencji. Należy zauważyć, że nie wszystkie układy ogniw Franza pozwalają na precyzyjną kontrolę prędkości mieszania. Reguluj źródło ogrzewania do temperatury 37 °C w ośrodku receptorowym.</li>
		<li>Skórę z dermatomem pokrój na kawałki o średnicy około 3 cm (lub odpowiednim rozmiarze) skalpelem i ostrożnie przymocuj skórę z dermatomem na komórkach dyfuzji Franza za pomocą zacisków i pierścieni uszczelniających, z warstwą rogówki skierowaną do góry.</li>
		<li>Następnie całkowicie wypełnij komory receptorowe PBS za pomocą szklanej pipety Pasteura, upewniając się, że są wypełnione do poziomu wskazującego znaną objętość ośrodka receptorowego. Usuwając pęcherzyki powietrza, ostrożnie odwracając komórki. Nawadniaj się przez 30 minut.</li>
		<li>Włącz urządzenie TEWL i wyrównuj przez 20 minut, aż ustabilizuje się zgodnie z zaleceniami producenta.</li>
		<li>Umieść sondę TEWL na każdej komórce Franza i naciśnij Start w programie. Trzymaj ją, aż pojawi się odczyt.</li>
		<li>Dodaj 300 μL próbki na skórę (w potrójnych egzemplarzach n=3) i zakryj ją, przykładając taśmę do przeszczepu na komórkę Franza. Inkubuj przez 24 godziny w temperaturze 37 °C (temperatura ośrodka receptorowego).</li>
		<li>Usuń próbkę, przetrzeć tkankę chusteczkami bez kłaczków. Wyjedź na 30 minut.</li>
		<li>Zmierz TEWL dla każdej komórki, aby zbadać wpływ próbek na barierę skórną. Obliczaj wartości TEWL względem wartości przed ekspozycją i dostosowuj względem kontroli PBS (względny TEWL = (TEWLpo TEWL-pre/TEWL pre)/(TEWL(PBS)post-TEWL(PBS)pre/TEWL(PBS)pre))*100.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Dąbrowska, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+between+skin+function%2C+barrier+properties%2C+and+body-dependent+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Skin+Res+Technol%22%5BJournal%5D)">The relationship between skin function, barrier properties, and body-dependent factors.</a> Skin Res Technol. 24 (2), 165-174 (2018).</li>
<li>Date, A. A., Naik, B., Nagarsenker, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+drug+delivery+systems%3A+Potential+in+improving+topical+delivery+of+antiacne+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Skin+Pharmacol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Novel drug delivery systems: Potential in improving topical delivery of antiacne agents.</a> Skin Pharmacol Physiol. 19 (1), 2-16 (2005).</li>
<li>Phatale, V., Vaiphei, K. K., Jha, S., Patil, D., Agrawal, M., Alexander, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overcoming+skin+barriers+through+advanced+transdermal+drug+delivery+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Overcoming skin barriers through advanced transdermal drug delivery approaches.</a> J Control Release. 351, 361-380 (2022).</li>
<li>Kasting, G. B., Smith, R. L., Cooper, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+lipid+solubility+and+molecular+size+on+percutaneous+absorption%5BTitle%5D)+AND+%22Skin+Pharmacokinet%22%5BJournal%5D)">Effect of lipid solubility and molecular size on percutaneous absorption.</a> Skin Pharmacokinet. 1, 138-153 (1987).</li>
<li>Wickett, R. R., Visscher, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+and+function+of+the+epidermal+barrier%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Infect+Control%22%5BJournal%5D)">Structure and function of the epidermal barrier.</a> Am J Infect Control. 34 (10), S98-S110 (2006).</li>
<li>Elias, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+barrier+function%3A+intercellular+lamellar+lipid+structures%2C+origin%2C+composition+and+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Epidermal barrier function: intercellular lamellar lipid structures, origin, composition and metabolism.</a> J Control Release. 15 (3), 199-208 (1991).</li>
<li>Moser, K., Kriwet, K., Naik, A., Kalia, Y. N., Guy, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+skin+penetration+enhancement+and+its+quantification+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharm+Biopharm%22%5BJournal%5D)">Passive skin penetration enhancement and its quantification in vitro.</a> Eur J Pharm Biopharm. 52 (2), 103-112 (2001).</li>
<li>Lu, Y., Qi, J., Wu, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ionic+liquids-based+drug+delivery%3A+A+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Pharm+Res%22%5BJournal%5D)">Ionic liquids-based drug delivery: A perspective.</a> Pharm Res. 39 (10), 2329-2334 (2022).</li>
<li>Welton, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Room-temperature+ionic+liquids.+Solvents+for+synthesis+and+catalysis%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Rev%22%5BJournal%5D)">Room-temperature ionic liquids. Solvents for synthesis and catalysis.</a> Chem Rev. 99 (8), 2071-2084 (1999).</li>
<li>Lei, Z., Chen, B., Koo, Y. M., MacFarlane, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introduction%3A+Ionic+liquids%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Rev%22%5BJournal%5D)">Introduction: Ionic liquids.</a> Chem Rev. 117 (10), 6633-6635 (2017).</li>
<li>Huang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ionic+liquids%3A+Green+and+tailor-made+solvents+in+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Discov+Today%22%5BJournal%5D)">Ionic liquids: Green and tailor-made solvents in drug delivery.</a> Drug Discov Today. 25 (5), 901-908 (2020).</li>
<li>Mitragotri, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choline+geranate+%28CAGE%29%3A+A+multifaceted+ionic+liquid+for+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Control.+Release%22%5BJournal%5D)">Choline geranate (CAGE): A multifaceted ionic liquid for drug delivery.</a> J. Control. Release. 376, 593-600 (2024).</li>
<li>Banerjee, A., Ibsen, K., Iwao, Y., Zakrewsky, M., Mitragotri, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transdermal+protein+delivery+using+choline+and+geranate+%28CAGE%29+deep+eutectic+solvent%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Healthc+Mater%22%5BJournal%5D)">Transdermal protein delivery using choline and geranate (CAGE) deep eutectic solvent.</a> Adv Healthc Mater. 6 (15), 1601411(2017).</li>
<li>Edwardson, T. G., Mori, T., Hilvert, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rational+engineering+of+a+designed+protein+cage+for+siRNA+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Chem+Soc%22%5BJournal%5D)">Rational engineering of a designed protein cage for siRNA delivery.</a> J Am Chem Soc. 140 (33), 10439-10442 (2018).</li>
<li>Fulmer, G. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NMR+chemical+shifts+of+trace+impurities%3A+common+laboratory+solvents%2C+organics%2C+and+gases+in+deuterated+solvents+relevant+to+the+organometallic+chemist%5BTitle%5D)+AND+%22Organometallics%22%5BJournal%5D)">NMR chemical shifts of trace impurities: common laboratory solvents, organics, and gases in deuterated solvents relevant to the organometallic chemist.</a> Organometallics. 29 (9), 2176-2179 (2010).</li>
<li>Zakrewsky, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ionic+liquids+as+a+class+of+materials+for+transdermal+delivery+and+pathogen+neutralization%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Ionic liquids as a class of materials for transdermal delivery and pathogen neutralization.</a> Proc Natl Acad Sci. U.S.A. 111 (37), 13313-13318 (2014).</li>
<li>Torres, A. M., Price, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+problems+and+artifacts+encountered+in+solution-state+NMR+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Concepts+Magn+Reson.+A%22%5BJournal%5D)">Common problems and artifacts encountered in solution-state NMR experiments.</a> Concepts Magn Reson. A. 45 (2), e21387(2016).</li>
<li>Takeda, J., Iwao, Y., Karashima, M., Yamamoto, K., Ikeda, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+evaluation+of+the+choline+and+geranic+acid%2Fwater+complex+by+SAXS+and+NMR+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Biomater+Sci+Eng%22%5BJournal%5D)">Structural evaluation of the choline and geranic acid/water complex by SAXS and NMR analyses.</a> ACS Biomater Sci Eng. 7 (2), 595-604 (2021).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów finansowych.

Metoda przygotowania CAGE opisana w tym dziele została zaczerpnięta z literatury15. Należy jednak pamiętać, że proces syntezy jest wrażliwy na różne czynniki zewnętrzne, które mogą wpływać na właściwości produktu końcowego. Dlatego po przygotowaniu system CAGE powinien być charakteryzowany za pomocą technik takich jak spektroskopia NMR, aby potwierdzić powstanie CAGE.
Jak pokazano na Rysunku 1, widma protonowe CAGE ilustrują przesunięcia ch...

Skóra jest największym i najważniejszym organem organizmu, pełniącym funkcję bariery ochronnej przed szkodliwymi substancjami, a jednocześnie zapobiegającym utracie wody1. Jednocześnie stosowanie leków na skórę i przez nią przynosi szeroki zakres korzyści. W porównaniu z podawaniem w zastrzykach i doustnie, podanie skórne zwiększa zgodność pacjentów i zapobiega metabolizmowi pierwszego przejścia w wątrobie2. Szczególnie w przypadku chorób skóry, preparaty podawane skórnie doskonale wywołują efekt lokalizacyjny, zmniejszając ogólnoustrojową ekspozycję3. Jednak niemal nieprzepuszczalna natura skóry znacznie utrudnia skuteczne skórne użycie4. Ludzka skóra składa się z trzech warstw: naskórka, skórka i podskórka4. Epidermis to zewnętrzna warstwa skóry, którą można dalej dzielić na różne podwarstwy, przy czym warstwa rogówka jest najbardziej zewnętrzną warstwą, składającą się głównie z keratynocytów. Warstwa rogówki pełni rolę wyraźnej bariery przenikliwej dla większości cząsteczek, hamując ich transport do głębszychwarstw skóry. Ta funkcja bariery wynika z obecności korneocytów osadzonych w gęsto upakowanym układzie lipidowym, składającym się głównie z fosfolipidów, steroli i ceramidów, często określanychjako struktura cegły-zaprawa. Aby pokonać tę barierę skórną, zastosowano chemiczne wzmacniacze przenikliwości (CPE), które dostarczają makrocząsteczki, ponieważ zakłócają one strukturę warstwy rogówki poprzez interakcję z lipidami i białkami w niej zawartymi7.
Ciecze jonowe (IL) stały się nową generacją CPE8. Składają się one z masywnych kationów organicznych i anionów, ułożonych asymetrycznie i skoordynowanych przez słabe, niekierunkowe oddziaływania jonowe9. Z powodu tych słabych sił międzycząsteczkowych IL występują jako ciecze poniżej 100 °C i nie są w stanie upakować się w dobrze zdefiniowaną strukturę krystaliczną10. IL-y są bardzo podatne na regulację, ponieważ ich skuteczność zależy od wyboru kationów lub anionów oraz stosunku stechiometrycznego między tymi jonami. W związku z tym mają wysoką zdolność rozpuszczalności i stabilizacji leków o zróżnicowanej hydrofobiczności11. IL spełniają unikalne właściwości zarówno lipidów, jak i polimerów, zapewniając długotrwałe uwalnianie i enkapsulację makrocząsteczek, odpowiednio12.
Biokompatybilne ILs oparte na cholinie i kwasie geranowym (CAGE), obecne w stechiometrycznym stosunku molowym 1:2, mają istotne zastosowania w transdermalnym dostarczaniu zarówno związków hydrofilowych, jak i hydrofobowych. Zgłaszano, że CAGE znacząco zwiększa transdermalne dostarczanie białek (insulina13) oraz kwasów nukleinowych (siRNA14). CAGE powstaje w reakcji metatezy soli pomiędzy wodorowęglanem choliny a kwasem geranowim, przy czym CO2 jest produktem ubocznym15. Reakcja metatezy soli umożliwia powstawanie nowych związków poprzez wymianę jonową w łagodnych warunkach w sposób bezpośredni, szybki i wysoce selektywny. Ogólnie brakuje łatwych do śledzenia workflow dotyczących rozwoju i oceny CAGE IL. Dlatego tutaj przedstawiamy jeden z takich przepływów pracy, szczegółowo opisujący każdy etap przygotowań do CAGE, aby umożliwić badaczom z różnych dziedzin wejścia do tej dziedziny badawczej.

<table><tbody><tr><td>Lampy NMR 5 mm</td><td>Sigma Aldrich</td><td>41121705</td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>VWR</td><td>23L064039</td><td></td></tr><tr><td>Aluminiowe patelnie Tzero</td><td>TA Instruments</td><td>90,16,83,901</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie Aqua Flux</td><td>Biox Systems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bruker Avance III NMR</td><td>Bruker</td><td></td><td>Przyrząd do spektroskopii NMR</td></tr><tr><td>Wodorowęglan choliny</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C7519</td><td></td></tr><tr><td>Dermatomu</td><td>Zimmer Biomet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Różnicowy kalorymetr skaningowy</td><td>TA Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>VWR</td><td>23J314009</td><td></td></tr><tr><td>Ekspandowany polistyren</td><td>Styropian</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Komórki dyfuzyjne Franza</td><td>PermeGear</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kwas geranowy</td><td>Sigma Aldrich</td><td>427764</td><td></td></tr><tr><td>Taśma do szczepienia</td><td>Parafilm</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Karl Fischer Titrator</td><td>Mettler Toledo</td><td>30252662</td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>VWR</td><td>85681.32</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Fischer Scientific</td><td>10388739</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie TA Universal Analysis 2000</td><td>TA Instruments</td><td></td><td>Oprogramowanie do analizy danych DSC</td></tr><tr><td>Oprogramowanie TopSpin</td><td>Bruker</td><td></td><td>Oprogramowanie do analizy danych NMR</td></tr></tbody></table>

opracowywanie, charakteryzacja i ocena systemów jonowych cieczy opartych na cage do dostarczania transdermalnego

Development, Characterization, and Evaluation of CAGE-based Ionic Liquid Systems for Transdermal Delivery

Ciecze jonowe zyskały ostatnio znaczące uznanie za swoje zastosowania w dostarczaniu leków, w szczególności za potencjał umożliwiający penetrację leków przez skórę i zwiększanie przenikania leków. Oprócz poprawy przepuszczalności bariery, ciecze jonowe mają doskonałe właściwości rozpuszczalne, co odpowiada na wyzwanie rozpuszczania leków słabo rozpuszczalnych. Ze względu na dużą asymetrię między kationami organicznymi a anionami, te funkcjonalne sole pozostają ciekłe w temperaturze pokojowej. Z perspektywy zastosowania ciecze jonowe stanowią obiecujące i wysoce regulowane podejście do obsługi wielu obszarów terapeutycznych. Biokompatybilna ciecz jonowa składająca się z choliny i kwasu geranowego (CAGE), w stosunku jonów stechiometrycznych 1:2, posiada ogromny potencjał do transdermalnego dostarczania szerokiego zakresu aktywnych składników farmaceutycznych, w tym małych cząsteczek, peptydów, białek i kwasów nukleinowych. Ma to minimalny wpływ na funkcjonowanie bariery skórnej. Tutaj przedstawiamy nasze metody przygotowania, charakteryzacji i oceny CAGE. Reprezentatywne wyniki przedstawiono dla charakterystyki CAGE za pomocą spektroskopii NMR, różnicowej kalorymetrii skaningowej, miareczkowania Karla-Fischera do analizy zawartości wody oraz badań interakcji barierowych ex vivo na skórze wieprzowej.

Spektra NMR Celem tej techniki jest potwierdzenie pomyślnego powstania CAGE poprzez analizę środowisk chemicznych atomów wodoru i węgla za pomocą spektroskopii NMR 1H i 13C. Powstałe widma dostarczają charakterystycznych przesuń chemicznych, wzorców rozszczepienia oraz wartości całkowania, które odzwierciedlają strukturę molekularną i skład syntetyzowanego IL. Widmo NMR protonowych na Rysunku 1 potwierdza stosunek molowy 2:1 kwasu geranowego do choli...

Protokół ten omawia standaryzację przygotowania systemów jonowych cieczy opartych na CAGE, aby zapewnić powtarzalność i usprawnić ogólny przepływ pracy w różnych laboratoriach naukowych.

Opracowywanie, charakteryzacja i ocena systemów jonowych cieczy opartych na CAGE do dostarczania transdermalnego

Ionic liquids have recently gained remarkable recognition for their applications within drug delivery, in particular their potential to enable cutaneous ...

development-characterization-evaluation-cage-based-ionic-liquid

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Wiele zastosowań terapeutycznych wymaga bezpiecznego i wydajnego transportu nośników leków i ich ładunków przez bariery komórkowe w ciele.  W artykule opisano adaptację uznanych metod do oceny szybkości i mechanizmu transportu nanonośników leków (NC) przez bariery komórkowe, takie jak nabłonek przewodu pokarmowego (GI).

Modele i metody oceny transportu systemów dostarczania leków przez bariery komórkowe

Celem tego protokołu jest opisanie przygotowania i charakterystyki fizycznie uwięzionych, słabo rozpuszczalnych w wodzie leków w systemach dostarczania leków micelarnych składających się z amfifilowych kopolimerów blokowych.

Przygotowanie i charakterystyka pojedynczych i wielolekowych, fizycznie uwięzionych miceli polimerowych

Informujemy o inteligentnym zastosowaniu nanorurek węglowych do kinetycznej stabilizacji cząsteczek lipidowych, które zawierają samoorganizujące się nanostruktury w swoich rdzeniach. Przygotowanie cząsteczek lipidowych wymaga raczej niskich stężeń nanorurek węglowych, co pozwala na ich wykorzystanie w zastosowaniach biomedycznych, takich jak dostarczanie leków.

Łatwe przygotowanie wewnętrznie samoorganizujących się cząstek lipidowych stabilizowanych przez nanorurki węglowe

Tutaj opisujemy protokoły przygotowania elektrolitów z soli jonowej bis(trifluorometanu)sulfonimidu litu na bazie fosfonu i soli bis(trifluorometanu)sulfonimidu, oraz montażu niepalnej i działającej w wysokiej temperaturze baterii litowo-jonowej.

Synteza elektrolitów na bazie cieczy jonowych, montaż akumulatorów litowo-jonowych i pomiary wydajności w wysokiej temperaturze

Nanonośnik ciekłokrystalicznej nanocząstki (LCNP) jest wykorzystywany jako narzędzie do kontrolowanego dostarczania hydrofobowego ładunku do błony komórkowej żywych komórek.

Celowane dostarczanie przez błonę plazmatyczną hydrofobowego ładunku zamkniętego w nośniku nanocząstek ciekłokrystalicznych

Ten protokół określa wychwyt równowagi, głębokość penetracji i szybkość dyfuzji nierównowagowej dla nośników peptydów kationowych w chrząstce. Charakterystyka właściwości transportowych ma kluczowe znaczenie dla zapewnienia skutecznej odpowiedzi biologicznej. Metody te mogą być stosowane do projektowania optymalnie naładowanych nośników leków do celowania w ujemnie naładowane tkanki.

Charakterystyka właściwości transportowych wewnątrz chrząstki kationowych nośników peptydowych

W niniejszej pracy wyjaśniamy zieloną syntezę cieczy jonowej (IL) na bazie chinoliny, a mianowicie bromku 1-heksadecylochinolino-1-ium {[C16quin]Br} poprzez zmieszanie chinoliny z nadmiarem 1-bromoheksadekanu, wraz z jej szczegółową charakterystyką za pomocą pomiarów magnetycznego rezonansu jądrowego i spektroskopowego podczerwieni.

Zielona synteza cieczy jonowej na bazie chinoliny

Przedstawiono protokół eksperymentalny do składania, stymulacji elektrycznej i analizy kropli dwuwarstwy lipidowych zmodyfikowanych gramicydyną A. Relacje struktura-funkcja lipidów i białek są ilościowo określane poprzez pomiar zmian w obszarze błony, przepływie jonowym i przewodnictwie pojedynczego kanału oraz odniesienie tych reakcji do zmian przypominających plasticzne zmiany w przewodnictwie jonowym w modelu błony inspirowanym synapsami elektrycznymi.

Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem warstw dwubiegunowych interfejsu kropelkowego

Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje konstrukcję multipleksowego czujnika opartego na mikroiigłach. Urządzenie to jest opracowywane w celu prowadzenia pobierania próbek in situ oraz analizy elektrochemicznej wielu analitów w sposób szybki i selektywny. Przewidujemy zastosowanie tych czujników opartych na mikroigłach w medycynie klinicznej oraz badaniach biomedycznych.

Czujnik oparty na pustych mikroiğłach do multipleksowego transdermalanego detekcji elektrochemicznej

Opisano protokół analizy śledzenia nanocząstek (NTA) i wysokoprzepustowej cytometrii przepływowej do oceny nanocząstek dostarczających geny polimerowe. NTA wykorzystuje się do scharakteryzowania rozkładu wielkości cząstek nanocząstek i rozkładu plazmidu na cząstkę. Wysokoprzepustowa cytometria przepływowa umożliwia ilościową ocenę skuteczności transfekcji dla biblioteki biomateriałów dostarczających geny.

Ocena nanocząstek dostarczających geny polimerowe za pomocą analizy śledzenia nanocząstek i wysokoprzepustowej cytometrii przepływowej

Poznaj metodę standaryzacji systemów jonowych cieczy CAGE dla poprawy powtarzalności badań w różnych laboratoriach. Protokół usprawnia pracę i ułatwia współpracę naukową.

Opracowywanie, charakteryzacja i ocena systemów jonowych cieczy opartych na CAGE do dostarczania transdermalnego

Przeglądaj więcej filmów