20 marca 2026
To badanie ustanawia dwa standaryzowane modele ksenotransplantacji u myszy, aby specyficznie naśladować ostre odrzucenie komórkowe i ostre odrzucenie pośredniczone przeciwciałami. Modele te służą jako niezawodna platforma do badania mechanizmów immunologicznego odrzucania ksenotransplantatów, oceny strategii immunosupresyjnych i rozwijania przedklinicznych badań nad ksenotransplantacją.
Nasze badania koncentrują się na zestandaryzowanych modelach ksenotransplantacji u małych zwierząt w celu zbadania mechanizmów ostrego odrzucania komórkowego i humoralnego. Istniejące modele często obarczone są ryzykiem błędów operatora oraz komplikacjami podczas procedur płucnych. Niniejszy protokół zapewnia szybki, zestandaryzowany i powtarzalny schemat postępowania.
Ten rysunek przedstawia ustandaryzowany schemat pracy trzyosobowej przy ksenotransplantacji u myszy, w którym operatorzy jednocześnie przeprowadzają przygotowanie biorcy, pobranie serca dawcy oraz anastomozę serca dawcy. W celu rozpoczęcia należy pozyskać noworodkowe szczury linii sprayed dolly w wieku od 10 do 12 dni oraz myszy szczepu C57 Black 6 lub BALB/c w wieku od siedmiu do ośmiu tygodni. Wszystkie szczury dawcy i myszy biorcy należy utrzymywać w środowisku wolnym od określonych patogenów (SPF).
Przy użyciu kulek waty nasączonych jodkiem powidonem zdezynfekuj obszar piersiowo-brzuszny znieczuplonego szczura. Rozetnij jamę brzuszną nożyczkami. Następnie, używając patyczka higienicznego, delikatnie odsuń jelita, aby odsłonić żyłę główną dolną.
Za pomocą strzykawki insulinowej wstrzyknij od 0,2 do 0,5 mililitrów soli fizjologicznej z heparyną do żyły głównej dolnej. Delikatnie uciśnij miejsce wstrzyknięcia wacikiem bawełnianym, aby zapobiec krwawieniu. Nacinij przeponę.
Przetnij obustronnie ścianę klatki piersiowej i odsun ją, aby w pełni odsłonić serce. Następnie usuń grasicę i przetnij żyłę główną górną, aby zmniejszyć ucisk. Wprowadź jeden mililitr roztworu University of Wisconsin do aorty, aby wywołać zatrzymanie krążenia.
Kontynuuj perfuzję, aż serce zmieni kolor z czerwonego na blady. Połóż na sercu gazik nasączony lodowatym roztworem soli fizjologicznej, aby obniżyć jego temperaturę i zapobiec odwodnieniu. Podwiąż górną i dolną żyłę główną za pomocą szwy jedwabnej 8.0.
Przetnij oba naczynia. Następnie przetnij aortę na poziomie łuku aorty. Przetnij tętnicę płucną w miejscu jej rozdwojenia.
Podwiąż wszystkie żyły płucne nicią jedwabną 8-O. Następnie wycinij serce dawcy. Umieść pobrane serce w lodowatej soli fizjologicznej w celu tymczasowej konserwacji.
Za pomocą kremu do depilacji usuń owłosienie z okolicy karku znieczulonej myszy biorcy. Zdezynfekuj skórę, stosując naprzemiennie jodopowidon oraz alkohol, trzykrotnie każdy z nich. Za pomocą skalpela wykonaj dwucentymetrowe nacięcie podłużne, około jednego centymetra na prawo od linii środkowej karku.
Przeprowadź rozczepianie tępe, aby usunąć tkankę tłuszczową podskórną oraz warstwy mięśniowe. Wyciąć gruczoł podżuchwowy. Po odsłonięciu żyły szyjnej zewnętrznej, użyj elektrokoagulatora ustawionego w trybie niskiej koagulacji, aby oddzielnie przypalić poszczególne odgałęzienia.
Umieść dwa szwy jedwabne 8.0 w pobliżu dystalnego końca żyły w celu jej podwiązania. Następnie za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych przetnij żyłę szyjną zewnętrzną pomiędzy dwiema podwiązkami. Wprowadź żyłę szyjną zewnętrzną przez mankiet żylny i przesuń mankiet do podstawy żyły.
Następnie zabezpiecz naczynie za pomocą zacisku naczyniowego. Użyj nożyczek mikrochirurgicznych, aby usunąć podwiązki. Następnie wypłucz resztki krwi z żyły, używając soli fizjologicznej z heparyną.
Za pomocą pęsety mikrochirurgicznej wywiń żyłę szyjną zewnętrzną na mankiet i zabezpiecz ją szwem z jedwabiu 8.0. Wykonaj rozczep tępe za mięśniem mostkowo-obojczykowo-sutkowym, aby zlokalizować pochewkę szyjną. Otwórz pochewkę szyjną.
Ostrożnie oddziel tętnicę szyjną wspólną od żyły szyjnej wewnętrznej i nerwu błędnego. Następnie podwiąż i przetnij tętnicę szyjną. Po czym wprowadź dolny koniec przeciętej tętnicy przez mankiet tętniczy.
Wywiń tętnicę nad mankietem i przymocuj ją na miejscu. Nasuń aortę dawcy na mankiet tętniczy tętnicy szyjnej biorcy. Zabezpiecz ją ligaturą jedwabną 8.0.
Wykonaj luźną pętlę węzła wokół tętnicy płucnej dawcy. Nasuń tętnicę płucną na mankiet żylny zewnętrznej żyły szyjnej biorcy. Następnie zabezpiecz ją jedwabną ligaturą.
Zwolnij kleszczyki naczyniowe na tętnicy szyjnej i zewnętrznej żyle szyjnej biorcy, aby przywrócić przepływ krwi. Obserwuj, jak serce dawcy wznawia silne skurcze i szybko staje się czerwone w ciągu 10 sekund. Gdy serce dawcy odzyska stabilny rytm, skoryguj jego położenie.
Za pomocą szwów 4.0 zamknij nacięcie skóry na szyi. Zdezynfekuj miejsce operacyjne jodopowidonem. Umieść mysz na ciepłej, miękkiej podkładce utrzymywanej w temperaturze od 37 do 38 °C, aby zachować temperaturę ciała.
Monitoruj mysz do czasu odzyskania przez nią przytomności. Po całkowitym przebudzeniu umieść mysz w oddzielnej klatce z zapewnionym odpowiednim dostępem do pokarmu i wody. Mediana czasu przeżycia przeszczepu u biorców BALB/c wyniosła cztery dni.
Natomiast u biorców szczepu C57 Black 6 czas ten uległ znacznemu wydłużeniu do 6,5 dni. W grupie SD-do-BALB/c barwienie hematoksyliną i eozyną wykazało ciężką destrukcję mięśnia sercowego z rozległą ekstrawazacją erytrocytów. W grupie SD-do-C57 Black 6 barwienie hematoksyliną i eozyną wykazało uszkodzenie mięśnia sercowego charakteryzujące się przede wszystkim naciekami zapalnymi.
W grupie SD-do-BALB/c barwienie immunofluorescencyjne wykazało minimalną infiltrację limfocytów T CD3+, minimalną infiltrację makrofagów CD68+ oraz intensywne, rozległe odkładanie się C4D. W grupie SD-do-C57 Black 6 barwienie immunofluorescencyjne wykazało wyraźną infiltrację limfocytów T CD3+, umiarkowaną obecność makrofagów CD68+ oraz umiarkowane odkładanie się C4D. Średni wskaźnik sukcesu wyniósł 93,3% w grupie trzyosobowej, w porównaniu do 86,7% w grupie jednoosobowej.
Głównym wyzwaniem w korelacji zespołowej, praktyce pozyskiwania i cyrkularyzacji jest zapewnienie stabilnej i uformowanej nowoczesnej struktury. Przyszłe badania mogą wykorzystać ten ustandaryzowany model do badania immunomechanizmów przeszczepów ksenogenicznych oraz oceny standardowych procesów immunosupresyjnych lub indukujących tolerancję.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejszy artykuł przedstawia opracowanie dwóch zestandaryzowanych mysich modeli ksenotransplantacji, zaprojektowanych w celu odwzorowania ostrego odrzucania komórkowego (ACR) oraz ostrego odrzucania opośredniczonego przez przeciwciała (AMR). Modele te niwelują ograniczenia badań na dużych zwierzętach, zapewniając powtarzalną, wydajną i praktyczną platformę do badania mechanizmów odrzucania immunologicznego oraz testowania terapii immunosupresyjnych w badaniach nad ksenotransplantacją.
Ostre odrzucanie pozostaje krytyczną barierą w ksenotransplantacji, utrudniając postępy translacyjne i rozwój portfolio. Zstandardyzowane mysie modele ostrego odrzucania komórkowego oraz odpornościowego (pośredniczonego przez przeciwciała) stanowią odtwarzalną i skalowalną platformę do mechanistycznego ograniczania ryzyka oraz oceny strategii immunosupresyjnych. To podejście oparte na ustandaryzowanym schemacie postępowania umożliwia wysoką wiarygodność walidacji celów i przyspiesza podejmowanie decyzji przedklinicznych w badaniach i rozwoju (R&D) w dziedzinie transplantologii.
Ten zestandaryzowany model mysi stanowi pomost pomiędzy wczesnym etapem odkryć, identyfikacją związków wiodących a walidacją przedkliniczną w badaniach nad ksenotransplantacją.