Name: Prekondycjonowanie termiczne podczas perfuzji płuc ex vivo w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc przed przeszczepem (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-10-31T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 34 s
Description: Poznaj model perfuzji płuc ex vivo z zastosowaniem kontrolowanego stresu termicznego w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc. Ta skalowalna metoda aktywuje endogenne mechanizmy ochronne i wspiera rozwój nietermicznych terapii poprawiających powodzenie transplantacji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wspierane przez grant od Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Nauki (nr 310030_212252) dla TK i LL).

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Opracowanie powtarzalnego i fizjologicznie istotnego modelu EVLP dla szczurów stanowi istotny krok naprzód w badaniach nad transplantacją płuc. Pomimo istotnych różnic gatunkowych między płucami szczura a człowieka (niedawno omówionych w1), zwłaszcza większej podatności płuc szczura, model EVLP szczurów oferuje interwencje farmakologiczne i niefarmakologiczne o wysokiej powtarzalności i niskich kosztach. EVLP oferuje unikalną platformę do oceny funkcji płuc dawcy, symulowania scenariuszy klinicznych urazów, takich jak uraz niedokrwieniowo-reperfuzji, oraz wdrażania interwencji terapeutycznych przed przeszczepem 2,39,40. W tym kontekście model EVLP szczurów umożliwia wysokoprzepustowe badania mechanistyczne w ściśle kontrolowanych warunkach33. W ostatnich latach kilka grup przyczyniło się do udoskonalenia technik EVLP u szczurów. Nelson i in. udzielili podstawowych wskazówek proceduralnych39. Wang i in. zaproponowali modułowy zestaw EVLP dostosowany do symulacji dawczości po śmierci krążenia (DCD)41. Gouchoe i in. badali nowe formuły perfuzatu z wykorzystaniem sztucznych nośników tlenu42, a Oliveira i in. skupili się na stanie zapalnym po długim zachowaniu niedokrwienia zimna38. Bazując na tej wiedzy, nasz obecny protokół wprowadza nową, niefarmakologiczną strategię, mianowicie termiczne prekondycjonowanie, mającą na celu aktywację endogennych mechanizmów ochronnych dla regeneracji przeszczepów płuc szczurów uszkodzonych przez ciepłą niedokrwistość. Nasz uszkodzony model płuc, symulujący schorzenia DCD, został wykonany na samcach szczurów Sprague-Dawley33.
Ustanowienie tego protokołu wymagało szczególnej uwagi wobec kilku technicznie wymagających kroków, które mają istotny wpływ na żywotność i powtarzalność płuc. Pobranie płuc musi być wykonywane z minimalną manipulacją, aby uniknąć urazu mięczacza. Głębokość znieczulenia jest kluczowa, aby zapobiec zatkaniu płuc wywołanemu przez dyszenie oraz słabemu wykrwawianiu. Konieczne jest rygorystyczne unikanie pęcherzyków powietrza podczas kaniulacji i przygotowywania obwodów, ponieważ nawet małe zatorowce mogą wywołać obrzęk43. Szczegółowe porady dotyczące rozwiązywania problemów z typowymi protokołami są przedstawione w Tabeli 3. Chociaż warunki wentylacji i perfuzji można regulować w bezpiecznych granicach, należy utrzymywać strategie ochrony płuc, aby zapobiec barotraumie lub volutraumie44. Przepływ perfuzjatu może być zwiększony do 20% szacowanej ilości pracy serca u szczurów, w porównaniu do 40% w większych modelach, takich jak świnie i ludzie, ale musi być starannie dozowanydo 45 stopni. W naszym protokole stosujemy niższy przepływ perfuzacji (7,5% teoretycznego przepływu tętnicowego), aby zapobiec wzrostom ciśnienia w tętnicy płucnej oraz rozwojowi wczesnego obrzęku płuc w ciepłych, niedokrwiennie uszkodzonych płucach, co pozwala na długotrwałe przygotowanie. Chociaż niektóre laboratoria podają kortykosteroidy podczas perfuzji w celu zmniejszenia stanu zapalnego46,47, ich znane działanie przeciwzapalne może zakłócić niektóre wyniki eksperymentalne, dlatego nie stosujemy ich w naszym modelu, aby zachować możliwość badania urazów płuc i procesów zapalnych.
Wstępne przygotowanie termiczne wymaga precyzyjnej kontroli temperatury. Ponieważ ciepło jest tracone wzdłuż rurki od zbiornika do płuc, temperatura perfuzatu musi być monitorowana przy kaniuli dopływu, a ustawienie kąpieli wodnej utrzymywane nieco powyżej pożądanej temperatury dopływu, aby osiągnąć cel w przygotowaniu. Czujniki są kalibrowane corocznie za pomocą wielokanałowego termometru cyfrowego PCE-T 1200, aby zapewnić dokładność.
Nasze wyniki dotyczą również kluczowych ograniczeń konwencjonalnej terapii cieplnej. Systemowe stosowanie ciepła jest ograniczone przez niedokładną regulację temperatury, ogólnoustrojowe skutki uboczne oraz brak specyficzności narządowej. EVLP omija te bariery, zapewniając kontrolowane, lokalne środowisko, umożliwiające precyzyjne dostarczanie stresu termicznego bezpośrednio do tkanki płucnej29. Metoda ta umożliwia rygorystyczną modulację zarówno wielkości, jak i czasu trwania naprężenia termicznego, dwóch kluczowych parametrów dla optymalizacji ochronnej odpowiedzi komórkowej bez wywoływania urazów termicznych. Ponadto nasza platforma EVLP umożliwia wiele analiz w dalszej fazie, w tym analizy molekularne, histologiczne i funkcjonalne. Co ważne, płuca poddane EVLP mogą być również przeszczepiane, co pozwala na bezpośrednią ocenę funkcji przeszczepu po EVLP in vivo29. Model ten wspiera ocenę zarówno na poziomie izolowanych narządów, jak i po przeszczepie. W tym kontekście integracja termicznego prekondycjonowania, czyli przejściowej ekspozycji na 41,5 °C podczas EVLP, okazuje się obiecującą interwencją. Poprzez stymulację reakcji na szok cieplny i innych szlaków adaptacyjnych do stresu, metoda ta zwiększa odporność przeszczepu bez farmakologicznych zakłóceń. Nasze wyniki pokazują, że termiczne prekondycjonowanie poprawia fizjologię przeszczepu płuc, zmniejsza powstawanie obrzęków oraz uwalnianie mediatorów zapalnych i biomarkerów uszkodzeń komórkowych (czego przykładem jest obniżony poziom czynnika von Willebrand w perfuzacji EVLP płuc objętych obróbką cieplną). Analizy morfologiczne dodatkowo potwierdzają działanie ochronne tej interwencji, z redukcją uszkodzeń strukturalnych i zachowaniem integralności tkanek. Większość eksperymentalnych danych EVLP szczurów została wygenerowana u samców, co ogranicza wgląd w specyficzne dla płci; Dwa badania wykazały rozbieżne wyniki u kobiet – zmniejszony uraz reperfuzji u jednego oraz zwiększony stan zapalny u drugiego48,49. Chociaż nasze badanie wykorzystywało samców, wcześniej obserwowaliśmy korzyści TP w modelu EVLP dla świń z udziałem kobietw wieku 29 lat, co sugeruje istotność między płciami.
Należy podkreślić ważne ograniczenia i wady naszej metody. Po pierwsze, aby zapewnić przepustkę płuc z faktycznie pożądaną temperaturą, należy ją monitorować przy kaniuli dopływowej poprzez mocne zastosowanie czujnika temperatury. Po drugie, konieczne jest, aby zmiany temperatury były osiągane w bardzo krótkim czasie, co wymaga zastosowania szybkorefleksyjnej kąpieli wodnej do ogrzewania oraz dodania lodu do kąpieli wodnej dla szybkiego chłodzenia. Po trzecie, fizjologiczna odpowiedź na stres cieplny może się różnić w zależności od użytego gatunku i jest silnie zależna od poziomu oraz czasu trwania stresu. Dlatego obowiązkowe jest przeprowadzenie eksperymentów pilotażowych z użyciem różnych temperatur ciepła przez różne okresy czasu, jeśli protokół ten zostanie stosowany do różnych gatunków zwierząt lub ludzkich płuc, oraz ocena konkretnych punktów końcowych dotyczących zarówno ochrony, jak i potencjalnych negatywnych skutków przyłożonego stresu cieplnego. Po czwarte, dzięki kinetycznej ekspresji genów reagujących na ciepło, efekty termicznego prekondycjonowania zależą od czasu regeneracji po zastosowaniu stresu cieplnego. Do oceny takich efektów zależnych od czasu działania ciepła, co pokazano w naszej niedawnej publikacji na ten temat30, konieczne są eksperymenty z różnymi czasami trwania stresu po upale (czyli z różnymi czasami trwania EVLP).
Ogólnie rzecz biorąc, nasze obecne badanie ustanawia szczegółowy, powtarzalny protokół EVLP dla szczurów, który wykorzystuje termiczne prekondycjonowanie jako realną strategię poprawy jakości płuc dawcy marginalnego. Protokół jest skalowalny i adaptowalny do większych systemów EVLP dla zwierząt lub ludzi, co wzmacnia jego znaczenie translacyjne. Dzięki zapewnieniu zarówno rzetelności metodologicznej, jak i fizjologicznej wierności, model ten otwiera nowe możliwości badania niefarmakologicznych interwencji mających na celu zmniejszenie urazów niedokrwieniowo-reperfuzyjne oraz poprawę wyników przeszczepów płuc po przeszczepie.

Perfuzja płuc ex vivo (EVLP) stanowiła znaczący postęp w dziedzinie przeszczepów płuc. Jego najważniejszy wpływ polega na rozszerzeniu puli dostępnych przeszczepów płuc dawcy poprzez umożliwienie funkcjonalnej oceny płuc marginalnych, co pozwala na wykorzystanie narządów, które w innym przypadku zostałyby odrzucone do przeszczepu 1,2. Marginalne (lub rozszerzone kryteria) płuca dawcy odnoszą się do jednego lub więcej z następujących kryteriów: wiek dawcy powyżej 55 lat, PaO2/FiO2 poniżej 300, czas niedokrwienia dłuższy niż 6 godzin, dodatnia mikrobiologia plwociny, nieprawidłowa radiografia3. Oprócz oceny fizjologicznej, EVLP może służyć jako platforma do stosowania różnych interwencji terapeutycznych mających na celu poprawę jakości przeszczepu przed przeszczepem (koncepcja terapeutycznej rekondicjonalności)4. W związku z tym EVLP daje unikalną możliwość rehabilitacji uszkodzonych (marginalnych) płuc oraz zmniejszenia ryzyka pierwotnej dysfunkcji przeszczepu (PGD), poważnego powikłania utrudniącego zarówno wczesne, jak i długoterminowe wyniki po przeszczepie płuc 5,6. PGD to kliniczne wyrażenie procesu uszkodzenia niedokrwieniowo-reperfuzyjnego (IRI), którego patofizjologia opiera się na stresie oksydacyjnym, stanie zapalnym, aktywacji kaskad dopełnienia i krzepnięcia oraz indukcji procesów śmierci komórki 7,8,9. Ostatecznie te mechanizmy przyczyniają się do zakłócania prawidłowych funkcji śródbłonka i nabłonka płuc, prowadząc do niekardiogennego obrzęku płuc o zmniejszonej zdolności natleniania, co są dwoma kluczowymi cechami PGD 6,10,11,12.
Coraz więcej badań eksperymentalnych, zarówno przedklinicznych, jak i klinicznych, wykazało skuteczność różnych strategii terapeutycznych ex vivo w łagodzeniu IRI podczas przeszczepu płuc. Przykładami są leki farmakologiczne skierowane na utleniacze i wolne rodniki, szlaki śmierci komórkowej, mediatory zapalne, a także terapie komórkowe i genowe, by wymienić tylko kilka: 13,14,15,16,17,18,19,20. Poza takimi podejściami terapeutycznymi, EVLP może również służyć jako platforma do bezpośredniego zastosowania stresu fizjologicznego na przeszczep płuca, wywołując wewnętrzne mechanizmy ochronne zapewniające adaptacyjną tolerancję na kolejne patofizjologiczne uszkodzenia. Jedna z takich strategii polega na zastosowaniu przejściowego, nieśmiertelnego stresu cieplnego do przeszczepu płuc podczas EVLP. Rzeczywiście, od dawna wiadomo, że warunki stresu cieplnego sprzyjają adaptacyjnej reakcji szoku cieplnej, wynikającej z ekspresji serii białek szoku cieplnego (HSP) działających jako molekularne chaperony i zapewniających odporność na dalszą ekspozycję na różne bodźce stresujące21. Poza indukcją HSP, zidentyfikowano także dodatkowe adaptacje komórkowe po ekspozycji na ciepło, w tym (a) szlak antyoksydacyjny i cytoprotekcyjny powiązany z NF-E2 czynnikiem 2 (NRF2), którego aktywacja podczas stresu cieplnego znacząco zwiększa poziom cytoprotekcyjnego genu hemooxygenazy22,23; (b) odpowiedź białkowa niezłożona (UPR), która zajmuje się stresem proteotoksycznym w siatkówce endoplazmatycznej (stres ER), której aktywacja przez ciepło może mieć charakter ochronny lub szkodliwy, w zależności od intensywności stresu termicznego 24,25,26; (c) autofagia, proces cytoprotekcyjny sprzyjający lizosomalnej degradacji uszkodzonych organelli i makrocząsteczek, który może być aktywowany lub hamowany przez ciepło w sposób zależny od temperatury i czasu27,28.
Wykazaliśmy, że takie "termiczne prekondycjonowanie" przynosi znaczące korzyści w zakresie zmniejszenia stresu oksydacyjnego, stanu zapalnego, śmierci komórek oraz dysfunkcji śródbłonka, co prowadzi do znaczącej ochrony przed IRI płuc. Dlatego zaproponowaliśmy, że termiczne prekondycjonowanie może stanowić nową, niefarmakologiczną metodę rehabilitacji ex vivo uszkodzonych przeszczepów płuc przed przeszczepem 29,30,31. Prekondycjonowanie termiczne może oferować kilka zalet w porównaniu z istniejącymi strategiami farmakologicznymi i niefarmakologicznymi. Wywołując zintegrowaną endogenną odpowiedź komórkową, może jednocześnie chronić przed odrębnymi szlakami patofizjologicznymi dotyczącymi IRI, podczas gdy inne strategie zazwyczaj koncentrują się na jednej ścieżce. Ponadto unika ryzyka potencjalnych skutków ubocznych związanych ze stosowaniem związków farmakologicznych. Celem niniejszego artykułu jest przedstawienie szczegółowego, krok po kroku protokołu termicznego prekondycjonowania podczas perfuzji płuc ex vivo uszkodzonych płuc szczurów, który może być stosowany w różnych środowiskach, zwłaszcza w większych modelach zwierzęcych lub ludzkich płucach w celach badawczych.
Do EVLP wykorzystujemy izolowany system płuc z przekręconym płucem szczurów. Układ opisany jest na Rysunku 1 i obejmuje następujące elementy: Złoże perfuzjatu (Rysunek 1-1); dwie pompy rolkowe do cyrkulacji perfuzjatu (Rysunek 1-2A) i pobierania perfuzjatu (Rysunek 1-2B); termostatyczną kąpiel wodną (Rysunek 1-3) do utrzymania temperatury perfuzacji; membranowy wymiennik gazu (Rysunek 1-4) połączony ze zbiornikiem gazu (nie pokazany) zawierający mieszaninę 6%O2, 10%CO2 i 84%N2 do odtleniania i karboksylacji perfuzacji dopływu; dwa czujniki ciśnienia (Rysunek 1-5) do monitorowania ciśnienia w lewej przedsionku (LA) i tętnicy płucnej (PA) (czujnik ciśnienia PA, nie jest widoczny na rysunku); ogrzewaną i szczelną komorę (Rysunek 1-6) mieszczącą blok serco-płucny z dedykowanymi połączeniami dla kannyl PA, LA i tchawic; respirator (Rysunek 1-7) podłączony do kaniuli tchawicowej do wentylacji płuc oraz do pomiaru ciśnienia w drogach oddechowych i statycznej podatności płuc; termometr elektroniczny (Rysunek 1-8) do wyświetlania temperatury perfuzacji na poziomie dopływu PA. Platforma łącząca (Rysunek 1-9), której elementy są szczegółowo przedstawione na Rysunku 2: Połączenie dla PA (Rysunek 2-1), LA (Rysunek 2-2) i tchawicy (Rysunek 2-3); połączenie z modułem obciążeniowym (Rysunek 2-4) do ciągłego monitorowania masy bloku serc-płuco; Czujnik temperatury (Rysunek 2-5) do monitorowania temperatury perfuzjatu przy napływie PA. Szczegółowy schemat obwodu można znaleźć w innym miejscupod numerem 18.

<table><tbody><tr><td><silny>Wyposażenie ogólne</silny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klip do tętniaka&nbsp;</td><td>B. Braun</td><td>FE762K</td><td></td></tr><tr><td>Czujnik termiczny z kulką powietrzną/powierzchniową</td><td>TES Electrical Electronic Corp/Distrelec AG</td><td>TP01/176-67-162</td><td></td></tr><tr><td>Tępe retraktory</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>18200-09</td><td></td></tr><tr><td>Bulldog Serafines</td><td>Narzędzie Nauki Ścisłej</td><td>18051-50</td><td></td></tr><tr><td>Kompresje spojrzenie&nbsp;</td><td>Promedyczny</td><td>25404</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw łączący do znieczulenia</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3076</td><td></td></tr><tr><td>Patyki watowe</td><td>Złożone SA</td><td>6001109</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do rozcinania</td><td>B. Braun&nbsp;</td><td>BC165R</td><td></td></tr><tr><td>Maseczka na twarz dla szczura</td><td>Tem Sega</td><td>PFM0006</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna 5000 U/mL</td><td>B. Braun</td><td>3522430</td><td></td></tr><tr><td>Komora indukcyjna do znieczulenia</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>50-0116</td><td></td></tr><tr><td>Irysowe kleszcze do rozcinania w pełni zakrzywione</td><td>Aesculap</td><td>&nbsp; OC022R</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Provet AG</td><td>2222</td><td></td></tr><tr><td>Para izofluranu 19.3</td><td>Rothacher Medical</td><td>CV30-310 O2/Air</td><td></td></tr><tr><td>Wkład iSTAT4</td><td>Laboratorium Axon AG</td><td>03P85-25</td><td></td></tr><tr><td>Ketasol 100 (100 mg/mL)</td><td>Dr E. Graeub AG</td><td>QN01AX03</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Lister&nbsp;</td><td>B. Braun</td><td>BC876R</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki, zakrzywione tępe/tępe</td><td>Aesculap&nbsp;</td><td>FM011R</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Micro-Adson</td><td>Narzędzie Nauki Ścisłej</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-komary-hemostaty</td><td>Narzędzie Nauki Ścisłej</td><td>13011-12</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop OPMI MDU</td><td>Zeiss</td><td>267067</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9 %&nbsp;</td><td>B. Braun</td><td>534534</td><td></td></tr><tr><td>Igła 23 G x 25 mm</td><td>BD Microlance 4</td><td>300800</td><td></td></tr><tr><td>Igła 25 G x 25 mm</td><td>BD Microlance 3</td><td>300400</td><td></td></tr><tr><td>Perfadex (roztwór konserwujący)</td><td>Xvivo perfusion AB</td><td>19811</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka perfuzyjna 60 ml luer lock</td><td>BD plastik</td><td>300865</td><td></td></tr><tr><td>Rasor</td><td>Aesculap&nbsp;</td><td>GT-421</td><td></td></tr><tr><td>Skala</td><td>Mettler toledo</td><td>PB602-L</td><td></td></tr><tr><td>Szew jedwabny 4-0</td><td>B. Braun</td><td>F1134035</td><td></td></tr><tr><td>Szyw jedwabny 5-0</td><td>B. Braun</td><td>F1134027</td><td></td></tr><tr><td>Steen (roztwór perfuzji)</td><td>Xvivo perfusion AB</td><td>19004</td><td></td></tr><tr><td>Rękawice chirurgiczne</td><td>Ansell</td><td>93-843</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 1 mL, Omnifix-F</td><td>B. Braun</td><td>9161406V</td><td></td></tr><tr><td>Taśma</td><td>Leukofix</td><td>02136-00</td><td></td></tr><tr><td>Termometr</td><td>TES Electrical Electronic Corp</td><td>1303</td><td></td></tr><tr><td>Rurki zawierające formol&nbsp;</td><td>Biosystems Switzerland AG</td><td>87-0960-00-10113</td><td></td></tr><tr><td>Respirator (EVLP) (Ustaw objętość pływową zgodnie z protokołem EVLP)</td><td>Flexivent</td><td>FX3</td><td></td></tr><tr><td>Respirator (pozyskiwanie płuc) &nbsp; (Ustaw objętość pływów jako: 7,69*(masa ciała (kg))^1,04)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>683</td><td></td></tr><tr><td>Retraktor WEITLANER</td><td>B. Braun</td><td>BV073R</td><td></td></tr><tr><td>Ksylasol (1 mg/mL)</td><td>Dr E. Graeub AG</td><td>QN05CM92</td><td></td></tr><tr><td>Yasargil applier</td><td>B. Braun</td><td>FE502T</td><td></td></tr><tr><td><silny>IPL-2 system EVLP</silny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adapter do dodatniego ciśnienia</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3635</td><td></td></tr><tr><td>AME 14- SC0062 rurka pompy (tygon) z kołnierzem 3-stopowym, pakiet 12</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0126</td><td></td></tr><tr><td>AME 24- SC0072 rura pompowa (tygon) z kołnierzem 3-stopowym, pakiet 12</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0155</td><td></td></tr><tr><td>Podstawowa jednostka dla izolowanego przekroczonego płuca rozmiaru 2 (IPL-2) typ 829/2</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-2266</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do połączenia tlenowodowego D150</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3765</td><td></td></tr><tr><td>Moduł Równowagi Obrzęku EBM (EBM) z czujnikiem</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-4626</td><td></td></tr><tr><td>Fibrowodownik typu D150, pakiet 5 sztuk</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3762</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt do zaciskania kaniuli aorty lub tchawicy dla stołów operacyjnych rozmiar 5</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3855</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na oxygenatory</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3061</td><td></td></tr><tr><td>System pomiaru masy HSE</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-4604</td><td></td></tr><tr><td>Podstawowe oprogramowanie HSE-BDAS do akwizycji danych dla Windows 2000, XP, Windows 7</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-1712</td><td></td></tr><tr><td>Sprzęt do akwizycji danych HSE-USB, samodzielne urządzenie USB dla Windows 10 lub 11</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3330</td><td></td></tr><tr><td>ISM 827/230 V pompa rolkowa reglo analogowa, 4 kanały, 0,003-35 ml/min (2 razy)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0114</td><td></td></tr><tr><td>Lewa kniula przedsionkowa (DD 4,0 mm)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0712</td><td></td></tr><tr><td>Mini elektroda tlenowa przepływowa z mocowaniem 1/16" (opcjonalnie)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-4189</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw montażowy do tlenowodowego tlenu typu D150 na uchwytach</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3759</td><td></td></tr><tr><td>Jednokierunkowy zaworek zaworowy typu 9500 (jeden dla PA, jeden dla LA)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0097</td><td></td></tr><tr><td>Moduł ciśnienia parcjalnego tlenu OPPM typu 697&nbsp; (Opcjonalnie)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0210</td><td></td></tr><tr><td>Podstawowy typ obudowy systemu Plugsys 603</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0045</td><td></td></tr><tr><td>pO2 zero roztworu 20 opakowań po 20 ml&nbsp; (Opcjonalnie)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3812</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia P75 typ 379/HSE, zakres od -75 do +75 mm Hg (PA, LA)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0020</td><td></td></tr><tr><td>Kanyula tętnicy płucnej (średnica średnicy 2,0 mm, średnica głowy 2,5 mm)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0711</td><td></td></tr><tr><td>Zbiornik (otoczony) do roztworu buforowego</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3496</td><td></td></tr><tr><td>SCP plugsys serwokontroler dla perfuzji typu 704</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-2806</td><td></td></tr><tr><td>Obudowa osłonowa dla jednego czujnika pO2 lub pCO2 mini sensor&nbsp; (Opcjonalnie)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-4196</td><td></td></tr><tr><td>Mała płytka montażowa dla pojedynczego czujnika O2 lub CO2 sensora&nbsp; (Opcjonalnie)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3000</td><td></td></tr><tr><td>Moduł wzmacniacza przetwornika TAM-A plugsys typu 705/1 (jeden dla PA, jeden dla LA)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0065</td><td></td></tr><tr><td>Termostatyczny cyrkulator E 103 (3 L)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0125</td><td></td></tr><tr><td>Trójdrożny zaworek typu 9560 R (jeden dla PA, jeden dla LA)</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-0096</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw rur do podniesionego zbiornika buforowego z zaworami odcinającymi linię płynu</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3456</td><td></td></tr><tr><td>Kanyula wentylna (tchawica) średnica średnicy 2,0 mm, długość 14 mm</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>73-3384</td><td></td></tr><tr><td><Silne>Oprogramowanie komputerowe</silne></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Podstawowe oprogramowanie HSE-BDAS do akwizycji danych dla Windows 2000, XP, Windows 7</td><td>Hugo Sachs Elektronik - aparat Harvard</td><td>V2.0</td><td></td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td>2502, Microsoft 365</td><td></td></tr><tr><td>Flexiware</td><td>Scireq</td><td>8</td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism</td><td>GraphPad Software Inc.</td><td>10.0.1</td><td></td></tr><tr><td>Szczury Sprague-Dawley&nbsp;</td><td>Charles River Laboratories (Saint-Germain-Nuelles, Francja) &nbsp;</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

prekondycjonowanie termiczne podczas perfuzji płuc ex vivo w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc przed przeszczepem

Thermal Preconditioning During Ex-vivo Lung Perfusion for the Rehabilitation of Damaged Lung Grafts before Transplantation

Perfuzja płuc ex vivo (EVLP) stała się przełomem w przeszczepach płuc, umożliwiając zarówno funkcjonalną ocenę płuc dawcy, jak i interwencje terapeutyczne w celu rehabilitacji przeszczepów marginalnych. Strategie rekondicjonowania obejmują podejścia farmakologiczne i niefarmakologiczne. Wśród tych ostatnich wykazaliśmy, że przejściowy, kontrolowany stres cieplny ("Termiczne Prekondycjonowanie", TP) jest skutecznym sposobem przywracania uszkodzonych płuc poprzez wywołanie endogennej ochronnej reakcji termicznej. Przedstawiamy tutaj krok po kroku protokół modelu EVLP szczurów, który wykorzystuje TP do rekondycjonowania płuc poddanych gorącej niedokrwieniu, symulując oddanie po śmierci krążeniowej (DCD). Protokół szczegółowo opisuje przygotowanie płuc, kanylację, perfuzję oraz indukcję reakcji na wstrząs cieplny. TP polega na 30-minutowym podwyższeniu temperatury perfuzacji do 41,5 °C na początku EVLP, po czym następuje szybki powrót do 37 °C na resztę perfuzji. W modelu EVLP o długości 6 godzin płuca leczone TP (n = 30) wykazały zwiększoną ekspresję białka 70 wywołanego szokiem cieplnym, poprawę statycznej podatności płuc, zmniejszenie obrzęku, niższe uwalnianie czynnika von Willebranda (biomarkera uszkodzenia śródbłonka) oraz osłabienie uszkodzeń histologicznych w porównaniu z grupą kontrolną (n = 30). Protokół umożliwia monitorowanie w czasie rzeczywistym oporu naczyniowego, ciśnienia w drogach oddechowych, zgodności płuc oraz natlenienia, a także wspiera analizy molekularne i morfologiczne zarówno w perfuzacie, jak i tkankach. Ten powtarzalny, skalowalny protokół jest adaptowalny do większych systemów EVLP u zwierząt lub ludzi, zapewniając praktyczną platformę translacyjną do badania interwencji niefarmakologicznych mających na celu poprawę wyników przeszczepów.

Zmienne fizjologiczne płuc są nieustannie monitorowane przez cały zabieg, w tym ciśnienie w tętnicy płucnej (PAP), obliczony opór naczyniowy płuc oraz parametry wentylacyjne, w tym statyczna podatność płuc (SPC) i szczytowe ciśnienie w drogach oddechowych (Pmax). Dodatkowo, moduł obciążeniowy umożliwia ocenę powstawania obrzęku poprzez pośredni pomiar nagromadzenia płynów w płucach. Korzyści z termicznego prekondycjonowania (TP) w zakresie kontroli płuc (Ctrl) obejmują poprawę SPC (rysunek 9A, wyrażony jako stosunek SPC w każdym punkcie do początkowej wartości SPC, n = 5/grupa) oraz zmniejszenie przyrostu masy płuc (Rysunek 9B, n = 5/grupa) podczas EVLP. Dane są prezentowane jako środki ± SEM.
Płyn perfuzacyjny można badać pod kątem różnych biomarkerów. Na przykład termiczne prekondycjonowanie wiąże się ze znacząco zmniejszonym uwalnianiem von Willebranda (vWF), biomarkera komórek śródbłonka na końcu EVLP (Rysunek 9C, n = 5/grupa, oznacza ± SEM).
Analizy morfologiczne tkanki płucnej uzyskane na końcu EVLP obejmują histologię i immunohistochemię. Przykłady przekrojów barwionych hematoksyliną i eozyną (H & E) przedstawiono na Rysunku 9D, pokazując zmniejszone uszkodzenia histologiczne w płucach poddanych termicznemu prekondycjonowania, wyrażone jako wynik urazu płuc (Rysunek 9E, n = 5/grupa). Wynik został ustalony poprzez ilościowe określenie obrzęku okołonaczyniowego w 10 polach na przekroj (patrz kroki protokołu 4.6.1 i 4.6.2). Suma A + B w 10 badanych sekcjach została wykorzystana do obliczenia wyniku31.
Analizy molekularne tkanki płucnej po zakończeniu EVLP obejmują profilowanie ekspresji RNA lub białek. Na przykład poziomy ekspresji białek indukowalnego białka szoku cieplnego HSP70 można zmierzyć za pomocą ELISA, aby pokazać rozwój reakcji na szok cieplny w płucach poddanych prekondycjonowaniu termicznemu (rysunek 9F, pokazujący eksperyment czasowo-przebiegowy z różnymi czasami trwania EVLP, n = 5/grupa w każdym punkcie czasowym). Ekspresja HSP70 w grupie TP osiągnęła szczyt po 3h EVLP, czyli 90 minut po zakończeniu TP, i pozostawała stabilna aż do końca EVLP. Dane są prezentowane jako środki ± SEM.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig1.jpg" /> 
Rysunek 1: Opis platformy EVLP. (1) Podwójnie ściankowy zbiornik na perfuzjat. (2A) Pompa rolkowa do cyrkulacji perfuzacji. (2B) Pompa rolkowa do pobierania próbek perfuzatu (pomiary biochemiczne i analizy gazów). (3) Termostatyczna kąpiel wodna. (4) Wymiennik gazu membranowy połączony ze zbiornikiem gazu (nie pokazano). (5) Czujnik ciśnienia w lewej części przedsionkowej. (6) Podgrzewana i szczelna komora. (7) Respirator EVLP. (8) Sonda temperatury i termometr. (9) Platforma łącząca blok serce-płuco, której elementy opisano na Rysunku 2. (Uwaga: czujnik ciśnienia w systemie PA nie jest widoczny). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig1large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig2.jpg" /> 
Rysunek 2: Platforma łącząca blok serce-płuca. (1) Dopływ kaniulki do tętnicy płucnej. (2) Kanyula wypływowa z lewego przedsionka. (3) Połączenie z kaniulą tchawicową. (4) Moduł obciążeniowy. (5) Sonda temperaturowa zaprojektowana przez firmę, mocno przymocowana do kaniuli dopływającej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig2large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig3.jpg" /> 
Rysunek 3: Przetworniki/wzmacniacze sygnału oraz analogowo-cyfrowa skrzynka konwerterowa. (A). Wzmacniacz/wzmacniacz ciśnienia tętnicy płucnej. (B). Regulator przepływu prędkości pompy. (C). Lewy przetwornik/wzmacniacz ciśnienia przedsionkowego. (D). Moduł maściowy płuc. (E). Przetwornik analogowo-cyfrowy. (F). Komputer osobisty do wyświetlania i nagrywania danych. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig3large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig4.jpg" /> 
Rysunek 4: Utrzymywanie temperatury perfuzacji podczas EVLP. (1) Kąpiel wodna termostatyczna. (2) Zbiornik perfuzatu z podwójnie ściankowym szklanym pojemnikiem, w którym krąży woda z termostatycznej kąpieli wodnej. (3) Rurka grzewcza wewnątrz podgrzewanego pojemnika na wodę podłączonego do termostatycznej kąpieli wodnej. (4) Komora organowa z podwójnie ściankowym szklanym pojemnikiem umożliwiającym cyrkulację ciepłej wody z łaźni. (5) Elektroniczny termometr i wbudowany czujnik temperatury mocno przymocowany do kaniuli dopływu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig4large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig5.jpg" /> 
Rysunek 5: Identyfikacja optymalnej temperatury do wstępnego przygotowania termicznego. (A) Protokół EVLP do oceny różnych temperatur ogrzewania. Z 60 do 90 minut EVLP temperatura perfuzacji została zwiększona do wskazanych temperatur. Po 90 minutach EVLP temperatura została przywrócona do 37 °C przez 90 minut aż do końca EVLP, podczas którego wykonano różne pomiary fizjologiczne i molekularne. (B) Podsumowanie wyników wpływu różnych temperatur ogrzewania na parametry fizjologiczne i molekularne (zielony oznacza korzystne efekty; czerwony oznacza niekorzystne skutki; a pomarańczowy to efekty mieszane). Największą ochronę zapewniała temperatura ciepła wynosząca 41,5 °C. Skróty: EVLP = perfuzja płuc ex-vivo ; TP = wstępne termiczne przygotowanie do kondycjonowania. Ta wartość została zmodyfikowana na podstawie Ojanguren i in.21. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig5large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig6.jpg" /> 
Rysunek 6: Materiały chirurgiczne. (A) Narzędzia do usuwania blokady serc-płuca: uchwyt na klips na tętniaka i mikroklips tętniaka (system Yasargil), zacisk bulldog, nożyczki, mikronożyce, retraktory przymocowane do gumek. (B) Kanniula EVLP dla tętnicy płucnej (PA), lewego przedsionka (LA) oraz tchawicy. (C) Domowej roboty systemy perfuzji do zimnego przepłukiwania płuc perfuzją. Odległość między poziomem PA w zwierzęciu a dnem strzykawki wynosi 20 cm. (C) Domowego uchwycenia. (Nie pokazano: mikroskop chirurgiczny, respirator i zestaw znieczulający). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig6large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig7.jpg" /> 
Rysunek 7: Reprezentatywne zdjęcia przygotowania chirurgicznego (A) Węzeł wcześniej związany wokół tętnicy płucnej. (B) Węzeł zawiązany wcześniej wokół czubka serca. (C) Zacisk bulldog (niebieskie koło) na kaniuli PA oraz klips tętniaka (czerwony kółko) na tchawicy. Skrót: PA = tętnica płucna. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig7large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig8.jpg" /> 
Rysunek 8: Schemat blokowy. Główne kroki prowadzące postęp przez różne etapy protokołu. Okres między 1 a 1,5 godzinami EVLP jest powiększany, aby wskazać protokół leczenia zgodnie z przydziałem grupy (kontrola kontra wstępne przygotowanie termiczne). Skróty: CI = zimno-niedokrwienie; EVLP = perfuzja płuc ex-vivo ; PA = tętnica płucna; SPC = statyczna podatność płuc; TP = wstępne przygotowanie termiczne; WI = gorąca niedokrwienność. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig8large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69084/69084fig9.jpg" /> 
Rysunek 9: Reprezentatywne wyniki efektów termicznego prekondycjonowania w uszkodzonych płucach szczurów. Płuca uszkodzone przez 1 godzinę ciepłej niedokrwienia były perfuzowane w systemie EVLP przez 6 godzin. Od 60 do 90 minut EVLP grupa płuc była poddawana wstępnej kondycjonowaniu termicznemu w temperaturze 41,5 °C (grupa TP). Grupa kontrolna płuc była utrzymywana w temperaturze 37 °C przez cały czas trwania EVLP. (A) Statyczna zgodność płuc (SPC), wyrażona jako stosunek wartości początkowej w kontrolnych (Ctrl, n = 5) i TP płuc (n = 5). SPC było lepiej zachowane w płucach TP. (B) Przyrost masy płuc podczas EVLP w kontrolach (n = 5) oraz TP płuc (n = 5). W grupie TP nastąpiło znaczące zmniejszenie powstawania obrzęków. (C) Uwalnianie biomarkera komórek śródbłonkowych von Willebranda w perfuzjacie było tłumione w grupie TP (n = 5) w porównaniu z grupą kontrolną (n = 5). (D) Makroskopowy i mikroskopowy wygląd płuc (barwienie hematoksylinowo-eozynowe) na końcu EVLP u płuc kontrolnych (n = 5) i TP (n = 5). (E) Wynik urazu płuc (dla ilościowego określenia uszkodzeń histologicznych) był niższy w grupie TP (n = 5) w porównaniu do grupy kontrolnej (n = 5). (F) Poziomy białka indukowalnego białka szoku cieplnego HSP70 w ekstraktach tkanek płucnych mierzone po 1, 2, 3, 4,5 i 6 godzinach EVLP w grupach kontrolnych i TP (n = 5/grupa w każdym punkcie czasowym), wykazujące wyraźną odpowiedź na szok cieplny w grupie TP. Ekspresja HSP70 w grupie TP osiągnęła szczyt po 3 godzinach EVLP (90 minut po zakończeniu TP) i pozostawała stabilna aż do końca EVLP. Wszystkie wykresy pokazują średnie ± SEM. W eksperymentach z przebiegiem czasu (A-C, F) przeprowadzono porównania statystyczne za pomocą dwukierunkowej ANOVA, następnie test Sidaka dla efektu grupowego oraz korekty Bonferroniego dla efektu czasu (z czasem 1 h jako odniesieniem). Dla wyniku urazu płuc (E) porównania statystyczne przeprowadzono za pomocą testu Mann-Whitney. * p < 0,05 (różnice między grupami), † p < 0,05 vs 1 h EVLP. Skróty: Ctrl = control; EVLP = perfuzja płuc ex-vivo ; HSP70 = białko szoku cieplnego 70; SPC = statyczna podatność płuc; TP = wstępne termiczne przygotowanie do kondycjonowania. Zmodyfikowane na podstawie Parapanova i in.23. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/69084fig9large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Tabela 1: Skład rozwiązań stosowanych w protokole. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/Table-1.xlsx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
Tabela 2: Ustawienia EVLP dla przepływu perfuzji, temperatury przepływu (na poziomie kaniuli tętnicy płucnej) oraz wentylacji w czasie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/Table-2.xlsx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
Tabela 3: Rozwiązywanie problemów. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/Table 3.docx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
Plik uzupełniający 1: Protokół szczegółowo opisujący główne kroki kalibracji sygnału w systemie perfuzji płuc ex vivo, w tym kalibrację ciśnienia, masy i sygnałów przepływu w tętnicy płucnej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/Supplementary File 1.docx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Plik uzupełniający 2: Demonstracja procedury kalibracji sygnału dla ciśnienia, masy i przepływu tętnic płucnych podczas perfuzji płuc ex vivo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69084/Supplementary File 2.mp4" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Protokół ten prezentuje model perfuzji płuc ex vivo szczura, który uwzględnia przejściową ekspozycję na skalibrowane obciążenie termiczne, promując endogenne mechanizmy ochronne dla terapeutycznego odnowienia uszkodzonych przeszczepów płuc. Podejście to jest skalowalne i powtarzalne oraz wspiera rozwój terapii niefarmakologicznych, które poprawiają skuteczność przeszczepów płuc.

Prekondycjonowanie termiczne podczas perfuzji płuc ex vivo w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc przed przeszczepem

Ex-vivo lung perfusion (EVLP) has emerged as a breakthrough in lung transplantation, enabling both functional assessment of donor lungs and therapeutic ...

thermal-preconditioning-during-ex-vivo-lung-perfusion-for

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przeszczepy marginalne, takie jak stłuszczone wątroby, przeszczepy od starszych dawców lub wątroby pobrane po śmierci sercowej (DCD) źle znoszą tradycyjne, zimne przechowywanie statyczne. Opracowaliśmy nowatorski model subnormotermicznej perfuzji wątroby ex vivo w celu zachowania, oceny i naprawy brzeżnych przeszczepów wątroby przed przeszczepem.

Technika subnormotermicznej perfuzji wątroby ex vivo do przechowywania, oceny i naprawy brzeżnych przeszczepów wątroby

Perfuzja płuc Ex-Vivo (EVLP) umożliwiła przeszczep płuc u ludzi dzięki umożliwieniu oceny narządów i rozszerzeniu puli dawców. W tym miejscu opisujemy rozwój programu EVLP dla szczurów i udoskonalenia, które pozwalają na stworzenie powtarzalnego modelu do przyszłej rozbudowy.

Metoda izolowanej perfuzji płuc ex vivo w modelu szczurzym: wnioski wyciągnięte z opracowania programu EVLP dla szczurów

Poważny niedobór organów spowodował zwiększone wykorzystanie brzeżnych przeszczepów nerek do przeszczepów. Wywołało to zainteresowanie alternatywnymi metodami przechowywania, ponieważ szczególnie przeszczepy brzeżne słabo tolerują przechowywanie w niskiej temperaturze. Technika normotermicznej perfuzji nerek ex vivo (NEVKP) stanowi nowatorską metodę konserwacji przeszczepów nerek przed przeszczepem.

Normothermiczna perfuzja nerek ex vivo w celu zachowania przeszczepów nerek przed przeszczepem

Tutaj prezentujemy optymalizacje modelu przeszczepu płuc szczurów, które służą poprawie wyników. Zapewniamy przewodnik po rozmiarach mankietów w oparciu o masę ciała, strategię pomiaru w celu ustalenia 4. przestrzeni międzyżebrowej oraz metody zamykania ran i pobierania płynu BAL (płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe) i tkanek.

Model przeszczepu płuc szczura uszkodzenia cieplnego niedokrwienia/reperfuzji: optymalizacje w celu poprawy wyników

Ten protokół opisuje model ortotopowego allotransplantacji lewego płuca u młodocianych świń, przeznaczony do wykorzystania w badaniach ESLP. Nacisk kładziony jest na techniki anestezjologiczne i chirurgiczne, a także na krytyczne kroki i rozwiązywanie problemów.

Przeszczepienie ortotopowe lewego płuca w modelu młodocianych świń do ESLP

Ten artykuł opisuje model wentylacji podciśnieniowej ex situ u świń, w tym zaopatrzenie, mocowanie i zarządzanie na platformie stworzonej na zamówienie. Nacisk kładziony jest na techniki anestezjologiczne i chirurgiczne, a także rozwiązywanie problemów.

Normothermiczna wentylacja podciśnieniowa ex situ Perfuzja płuc: ocena czynności płuc i metabolizmu

Protokół łączy technikę szybkiego odzyskiwania chłodzenia płuc z normotermiczną perfuzją regionalną w jamie brzusznej do pobierania przeszczepów brzusznych u kontrolowanych dawców asystoli, co jest bezpieczną i użyteczną metodą rozszerzania puli dawców.

Szybkie odzyskiwanie płuc w połączeniu z perfuzją regionalną brzucha łonowniczego w kontrolowanym dawstwie po śmierci krążeniowej

Tutaj opisujemy niezbędne kroki do ustanowienia modelu EVLP u szczurów oraz pokazujemy profil zapalny związany z przekroczonymi płucami. Celem jest propagowanie wiedzy i doświadczeń na temat modelu EVLP szczurów, umożliwiając integralne zrozumienie biologicznych odpowiedzi związanych z tą rewolucyjną techniką.

Ustanowienie modelu szczura perfuzyjnego płuc ex vivo dla wglądów translacyjnych w transplantację płuc

Tutaj opisujemy zastosowanie nośnika tlenu na bazie spolimeryzowanej ludzkiej hemoglobiny (PolyhHb) jako perfuzatu oraz protokół, w którym ten roztwór perfuzyjny może być testowany na modelu perfuzji płuc ex vivo u szczurów.

Poszukiwanie alternatywnych rozwiązań perfuzyjnych z wykorzystaniem spolimeryzowanych nośników tlenu na bazie hemoglobiny nowej generacji w modelu perfuzji płuc ex vivo u szczurów

Celem jest opracowanie nowego modelu perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u szczurów, który może utrzymać stałą czynność płuc przez 4 godziny przez cały czas trwania EVLP i dostarczyć branży specyfiki implementacji, która zapewni solidną metodę stosowania EVLP na modelach gryzoni.

Opracowanie nowatorskiego systemu perfuzji płuc ex vivo dla płuc szczurów po śmierci krążeniowej

Zachowanie serca dawcy jest głównym czynnikiem decydującym o sukcesie przeszczepów serca. Postęp technologiczny przyczynił się do optymalizacji warunków konserwacji oraz do dokładniejszej oceny serca dawcy przed przeszczepem. Opisujemy tutaj dwie innowacyjne technologie obecnie stosowane do zachowania serca: jednolite chłodzenie oraz normotermiczną perfuzję serca ex-situ .

Innowacyjne strategie zachowania narządów w przeszczepach serca: Zachowanie równomiernego chłodzenia i perfuzja normotermiczna ex situ

Poznaj model perfuzji płuc ex vivo z zastosowaniem kontrolowanego stresu termicznego w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc. Ta skalowalna metoda aktywuje endogenne mechanizmy ochronne i wspiera rozwój nietermicznych terapii poprawiających powodzenie transplantacji.

Prekondycjonowanie termiczne podczas perfuzji płuc ex vivo w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc przed przeszczepem (Wideo) | JoVE Journal

Prekondycjonowanie termiczne podczas perfuzji płuc ex vivo w celu rehabilitacji uszkodzonych przeszczepów płuc przed przeszczepem

Przeglądaj więcej filmów