ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Korzystaliśmy z Perplexity i Microsoft Copilot, aby pomóc w korekcie w języku angielskim. Cała treść została przejrzona i zatwierdzona przez autorów. Projekt ten otrzymał dofinansowanie od Uniwersytetu Nord, Norweskiego Uniwersytetu Nauki i Technologii oraz Norweskiej Rady Badawczej.

Eksperymenty opisane w tym protokole zostały zatwierdzone przez Norweski Urząd ds. Badań Zwierząt (FOTS-ID 25415) i przeprowadzone zgodnie z Dyrektywą UE 2010/63/UE dotyczącą ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych. Użyto jedenastu norweskich świń typu landrace (Sus scrofa domesticus), w tym 10 samców i jedną samicę, o średnim wieku 56 ± 1,5 dnia i średniej wadze 30 ± 3 kg. Układ eksperymentalny przedstawiono na Rysunku 1.
1. Odzyskiwanie, znieczulenie i monitorowanie zwierząt
<ol>
	<li>Odzyskiwanie zwierząt<ol>
		<li>Skoordynuj współpracę z lokalnym rolnikiem, aby pozyskać świnie o odpowiedniej wielkości i wadze do planowanego eksperymentu.</li>
		<li>Aby wspierać dobrostan zwierząt, aportuj je tuż przed zabiegiem. Zapewnij im ad libitum dostęp do jedzenia i wody do czasu pobrania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sedacja na farmie<ol>
		<li>Podaj mieszankę następujących leków domięśniowych świnii masowej 30 kg: ketamina 2500 mg (25 mL Belataminy VET 100 mg/mL), Midazolam 10 mg (2 mL Midazolamu 5 mg/mL), Atropina 1 mg (1 mL Atropiny).</li>
		<li>Potwierdź odpowiednią sedację, weryfikując, że świnia śpi, leży i nie reaguje na stymulację przed transportem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przetransportuj świnię w bezpiecznej, wentylowanej klatce. Zabezpiecz się przed hipotermią za pomocą grzewczych. Minimalizuj czas transportu.</li>
	<li>Przygotowanie laboratoryjne<ol>
		<li>Zważ świnię. Do uszu należy wprowadzić dwa obwodowe cewniki dożylne (IV) 20G, stosując standardową technikę aseptyczną. W razie potrzeby nałóż ciepłą rękawicę wypełnioną wodą na zwężone żyły, aby wspomóc rozszerzenie naczyń. Zawij i umieść opatrunki elastyczne lub gazowe w zewnętrznej części ucha świni, a następnie zabezpiecz taśmą, aby ustabilizować cewniki dożylne.</li>
		<li>Umyj i ogol szyję i szczękę. W razie potrzeby podawaj ketaminę (50 mg dożylnie) lub tiopental (50-100 mg dożylnie), aby utrzymać sedację. Unikaj wysokich dawek tiopentalu, aby zapewnić spontaniczne oddychanie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Początkowe monitorowanie i pozycjonowanie<ol>
		<li>Ustaw świnię na brzuchu na stole operacyjnym. Przymocuj noworodkowy pulsoksymetr do ogona oraz elektrody do elektrokardiogramu (EKG) do tułowia. Zweryfikowaj czyste odczyty.</li>
		<li>Rozpocznij infuzje dożylne w następujący sposób: Cewnik 1: Tiopental (Pentocur Abcur) rozcieńczony w 5% glukozy lub 0,9% NaCl do końcowego stężenia 25 mg/mL. Szybkość wlewu 0,16 mL/kg/h (równowartość 4 mg/kg/h) Cewnik 2: Mieszanina midazolamu i morfiny rozcieńczona w 5% glukozy lub 0,9% NaCl do końcowego stężenia 0,15 mg/mL i 2 mg/mL (równoważnie odpowiednio 0,15 mg/kg/h i 2 mg/kg/h). Szybkość infuzji 1 mL/kg/h. W tym samym cewniku podawaj octan Ringera (octan Ringera) 4-10 mL/kg/h. UWAGA: Nie mieszaj pentobarbitalu z innymi lekami, aby zapobiec powstawaniu kryształów w cewnikach dożylnych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utlenowanie i indukcja głębokiej znieczulenia<ol>
		<li>Dostarczaj tlen (6 L/min) przez maskę na twarz przeznaczoną dla świń, połączoną z samorozszerzającą się workiem wentylacyjnym.</li>
		<li>Wprowadź głęboką anestezję pentobarbitalem (200-300 mg dożylnie) i potwierdz zaprzestanie spontanicznego oddychania. Rozpocznij wentylację maską.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Intubacja<ol>
		<li>Użyj knebla do ust, aby otworzyć pysk świni. Gdy świnia leży na ziemi, należy włożyć prostą łopatkę laryngoskopu Millera #5, aby zlokalizować nagłośnię i otworzyć introitus krtani. Monitoruj nasycenie (SpO2) za pomocą dołączonego pulsoksymetru i wentyluj w razie potrzeby, jeśli nasycenie spadnie poniżej 80%.</li>
		<li>W przypadku intubacji tchawicowej należy wprowadzić bougie, aż odruch kaszlu wskaże na kaszl. Przesuń rurkę o średnicy zewnętrznej 7,0 mm z zewnątrz nad bougie, obracając ją o 90° przeciwnie do ruchu wskazówek zegara, aby ułatwić przejście obok strun głosowych. Zdejmij buty i napompuj mankiet.</li>
		<li>Wentyluj świnkę za pomocą samorozprężającego się worka podłączonego do kapnografu. Potwierdź umieszczenie rurki, obserwując powrótCO2 i wysłuchując dźwięki płucne. Przymocuj tubkę taśmą.</li>
		<li>Jeśli umieszczenie nie zawiedzie – co jest widoczne przez brak dźwięków wentylacji i brak wydechowego końcowegoCO2 (ETCO2) – wyjmij rurkę i powtórz proces.</li>
		<li>Podłącz rurkę do respiratora. Ustaw wentylację z kontrolą głośności jako: Objętość pływów: 8-10 mL/kg Częstość oddechu: ~17/min Frakcja tlenu wdechowego (FiO2): 21% Dodatnie ciśnienie wydechowe (PEEP): 5 cmH2O</li>
		<li>Monitor SpO2 i koniec ETCO2. Dostosuj częstotliwość wentylacji, aby utrzymać pH krwi na poziomie ~7,45. Unikaj hiperwentylacji, aby zapobiec zasadownicy. Większość świń ma fizjologicznie wyższy nadmiar zasad (BE) od +5 do +10, co dąży do wyższego niż u człowieka ETCO2 , aby utrzymać stabilność pH.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Instrumentacja
<ol>
	<li>Zakładanie cewnika tętnicznego<ol>
		<li>Obróć świnię do pozycji na plecach i unieruchom kończyny bandażem z gazy.</li>
		<li>Dezynfekuj szyję, szczękę, pachwinę i brzuch chlorheksydyną 5 mg/mL w etanolu i przykryj sterylnymi zasłonami.</li>
		<li>Rozciągnij tylną nogę, aby wydłużyć tętnicę biodrową. Użyj USG, aby zlokalizować tętnicę biodrową i założyć tętniczy cewnik tętnicowy o indeksie francuskim o indeksie tętnicznym z ciągłym wyjściem serca (PiCCO) metodą Seldingera.</li>
		<li>Podłącz cewnik do wstępnie napełnionego przetwornika ciśnienia i zestawu do płukania. Wyzeruj przetwornik i potwierdzaj dobre śledzenie ciśnienia tętnicowego. Puść tylną nogę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Cewnikowanie pęcherza<ol>
		<li>Zidentyfikuj pęcherz na najniższej linii sutków za pomocą USG. Wykonaj mini laparotomię z użyciem diatermii, aby odsłonić pęcherz. UWAGA: Sprzęt diatermiczny generuje wysokie temperatury, co niesie ryzyko urazów termicznych. Unikaj kontaktu z elektrodą, aby zapobiec obrażeniom ciała i zapewnić precyzyjną kontrolę, a także unikaj kontaktu z otaczającymi tkankami, aby zapobiec niezamierzonym uszkodzeniom. Diatermia wytwarza potencjalnie rakotwórczy dym chirurgiczny. Minimalizuj zużycie i zapewnij skuteczne lokalne odprowadzanie dymu oraz wentylację pomieszczenia.</li>
		<li>Nałóż na pęcherz szew na szwieczku (0,5 cm). Wykonaj nacięcie o średnicy 0,5 cm za pomocą diatermii wewnątrz szwu i załóż cewnik 12 Charrière.</li>
		<li>Napompuj cewnik sterylną wodą i dokręć szew. Przyłącz cewnik do worka do zbierania.</li>
		<li>Ponownie włóż pęcherz do jamy otrzewnej i zamknij laparotomię zszywkami.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieszczenie cewnika żylnego centralnego (CVC)<ol>
		<li>Przechyl świnię w pozycji Trendelenburga i zwiększ PEEP respiratora do 10 cmH2O, aby rozszerzyć żyły szyjne.</li>
		<li>Użyj USG, aby zlokalizować żyłę szyjną lewej zewnętrznej i założyć trójlumenowy CVC metodą Seldingera.</li>
		<li>Sprawdź wendolny przepływ żyłny na wszystkich lumenach. Przenieś sedację i wlewy płynów do CVC.</li>
		<li>Podłącz przetwornik ciśnienia do trzeciego lumenu i potwierdź centralne śledzenie ciśnienia żylnego (CVP).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Elektroda wprowadzająca naczynia i wszczepialny kardiowerter-defibrylator (ICD)<ol>
		<li>Zlokalizuj prawą żyłę szyjną zewnętrzną za pomocą USG.</li>
		<li>Włóż introduktor naczyniowy o pojemności 7 Fr metodą Seldingera. Potwierdź wentylny przepływ żylny i przepłucz solą fizjologiczną. (Wielkość introduktora może się różnić w zależności od rodzaju elektrodu ICD – skonsultuj się z odpowiednim producentem).</li>
		<li>Obniż PEEP do 5 cmH2O i wypoziomuj stół operacyjny. Potwierdź umieszczenie końcówki wprowadzającej za pomocą echokardiografii przełykowej lub fluoroskopii.</li>
		<li>Przez naczyniowy introduktor włóż elektrodę ICD z pojedynczą cewką. Przesuń elektrodę do wierzchołka prawej komory.</li>
		<li>Należy obserwować odpowiednie położenie elektrod za pomocą echokardiografii przeztorakalnej lub przełykowej lub fluoroskopii, w zależności od dostępności.</li>
		<li>Podłącz przewód ICD do analizatora systemu stymulacji (PSA) za pomocą dedykowanego przewodu złącza. Potwierdź umieszczenie w prawej komorze, mierząc fale R wewnątrzsercowych o wartości >6 mV.</li>
		<li>Eksponuj helisę, aby przymocować czubek przewodu ICD do wsierdzia prawej komory (wierzchołek lub dalsza przegroda).</li>
		<li>Potwierdź właściwą pozycję przewodu poprzez pomiary progu stymulacji (<2,5 V; 0,4 ms) i impedancji (500-1500 Ω dla stymulacji, 50-100 Ω dla cewki amortyzacyjnej). Jeśli trzeba, przestaw smycz.</li>
		<li>Wykonaj poziome nacięcie skórne o średnicy 4 cm poniżej lewego obojczyka za pomocą diatermii. Używając kleszczy i palców, tworząc małą podskórną kieszeń, wystarczająco dużą, by pomieścić ICD.</li>
		<li>Podłącz kabel do ICD i włóż urządzenie do kieszeni. Ważne jest, aby wywód ICD miał dobrą pozycję w prawej komorze oraz aby śruba wysuwana była mocno przymocowana do mięśnia sercowego. Jeśli zmierzona fala R spadnie lub próg tempa znacznie wzrośnie, przesuń przewód. Ponadto, jeśli impedancja (tempo i/lub wstrząs) jest poza zakresem, sprawdź, czy koniec złącza przewodu został całkowicie przesunięty do złącza ICD oraz czy śruba zaciskowa została dobrze dokręcona.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Programowanie rozruszników/defibrylatorów
<ol>
	<li>Przełącz się z trybu Pacing System Analyzer (PSA) na tryb programisty na PSA. Podłącz ICD do programatora za pomocą dostarczonej anteny i potwierdź telemetrię bezprzewodową.</li>
	<li>Oprogramowanie programistyczne ICD otwiera się automatycznie. Powtórz pomiary fali R, progu i impedancji wewnątrzsercowych, a w razie potrzeby przesuń przewod ICD.</li>
	<li>Zaprogramuj tryb tempa na pożądane ustawienia (np. VVI 60 bpm, wyjście 3,5 V; szerokość impulsu 0,4 ms; automatyczne wykrywanie włączone).</li>
	<li>Zaprogramuj parametry terapii tachyarytmii do pożądanych wartości, w tym liczbę stref, liczbę fal R-potrzebnych do terapii oraz rodzaj terapii, np. 2 strefy z tachykardią komorową (VT) 190-240 oraz migotaniem komór (VF) > 240. W strefie VT 32 interwały, dwie próby stymulacji antytachykardiowej przed kardiowersją 30 J, a w strefie VF 12 interwałów przed wstrząsem DC. UWAGA: Czas wykrywania arytmii zależy od zaprogramowanych parametrów, w tym tętna (długości cyklu) oraz liczby kolejnych fal R wymaganych do diagnozy. Na przykład, jeśli tętno wynosi 240 uderzeń na minutę, a do diagnozy VF potrzebne jest 12 kolejnych fal R, czas wykrywania będzie znacznie krótszy niż przy 180 uderzeń na minutę i wymaganych 32 fal R. Dotyczy to miejsc, gdzie terapia jest prowadzona automatycznie, jak w praktyce klinicznej. Natomiast przy użyciu trybu testowego programisty terapia może być realizowana po ustalonym przedziale czasowym (do 20 s) lub ręcznie, gdzie nie jest podawana terapia aż do momentu aktywacji przez operatora. W tych ostatnich trybach wykrywanie arytmii jest ręczne, a nie automatyczne.</li>
	<li>Po prawej stronie ekranu programisty wybierz ikonę Test , a następnie otwórz foldery Fibber i NIPS . Naciśnij ikonę Fibbera komorowego , aby umożliwić indukcję VF różnymi metodami, z których najbardziej niezawodną dla VF jest DC Fibber11 — stałe napięcie DC 7,5 V przez 2 s. Inne opcje na VF to wstrząs na fali T-wave lub stymulacja 50 Hz.</li>
	<li>Gdy VF jest indukowana, istnieją trzy opcje leczenia (lewy dolny róg ekranu). Użyj Automatic, w której urządzenie automatycznie zadaje wstrząs zgodnie z zaprogramowanymi parametrami terapii tachykardyjnej w ICD. Inne opcje to Timed, gdzie ICD zadaje wstrząs po interwałie programowalnym między 3 s a 20 s, lub Manual, gdzie terapia jest wykonywana tylko po naciśnięciu ikony Deliver Therapy przez operatora.</li>
	<li>Tachykardia komorowa może być wywołana kliknięciem ikony NIPS komory . Wybierz ikonę Burst oraz pożądaną długość cyklu dla indukcji, np. 300 ms, co odpowiada tętnu 200. Naciśnij Hold, aby zastosować Burst do 20 sekund (maksymalnie), aby wywołać VT. Jeśli się nie powiodę, procedurę można powtórzyć z krótszym cyklem, np. 280 ms lub 260 ms.</li>
	<li>Jeśli wywołana jest VT lub VF, terapia jest realizowana zgodnie z zaprogramowanymi ustawieniami w folderze Tachy. Aby uzyskać dostęp do ustawień, kliknij ikonę Parametry na urządzeniu. Zapewnij odbudowę SR.</li>
</ol>
4. Ustanowienie nieinwazyjnego, ciągłego monitorowania Dopplerowa na szyjną
<ol>
	<li>Aby monitorować przepływ tętnicy szyjnej, użyj kombinacji pomiaru ciśnienia wewnątrztętnicznego z lewej tętnicy szyjnej oraz, jeśli jest dostępna, uzupełnionej nieinwazyjnym ultradźwiękowym pomiarem prędkości przepływu w prawej tętnicy szyjnej za pomocą bezręcznego i ciągłego Dopplera, na przykład RescueDoppler15.</li>
	<li>Przyłącz sondę Dopplera prostopadle do lewej tętnicy szyjnej. Zadbaj o prawidłowy kontakt ze skórą, używając dużych ilości żelu ultrasonograficznego.</li>
	<li>Sprawdź monitor USG, aby upewnić się, że jest dobrze wykryty ślad tętnicy szyjnej. Dokładnie zamocuj sondę taśmą klejącą.</li>
</ol>
5. Przeprowadz badania zatrzymania akcji serca
<ol>
	<li>Aby monitorować rytm serca, użyj EKG wewnątrzsercowego pobranego z rozrusznika serca oraz powierzchownych śladów EKG uzyskanych z monitora pacjenta.</li>
	<li>Do monitorowania ROSC wykorzystaj inwazyjne ciśnienie tętnicowe w lewej tętnicy szyjnej uzyskane z monitoru pacjenta oraz nieinwazyjny pomiar prędkości przepływu sterowany ultrasonografią w prawej tętnicy szyjnej uzyskany za pomocą RescueDopplera.</li>
	<li>Indukuj VF lub VT zgodnie z protokołem badania, korzystając z jednej z dostępnych metod w programiście. Dla urządzeń Abbotta najbardziej niezawodną metodą indukcji VF jest stały Fibber DC: stałe napięcie DC 7,5 V przyłożone przez 2 s. Alternatywne metody indukcji VF to uderzenie na fali T lub tempo 50 Hz. Indukuj VT poprzez szybkie tempo overdrive, zazwyczaj z cyklem 300-250 ms (odpowiadające tętnu 200-240 bpm).</li>
	<li>Obserwuj zatrzymanie przepływu szyjnego na śladzie Dopplera. Utrzymuj okres bez przepływu zgodnie z protokołem badania.</li>
	<li>Wykonuj ręczne resuscytacje, mechaniczne uciski lub inne interwencje zgodnie z protokołem badania.</li>
	<li>W razie potrzeby przekształc świnię w rytm zatokowy, podając ręczny wstrząs prądem stałym przez wszczepialny defibrylator. Zaprogramuj poziom energii i dostosuj do wielkości zwierzęcia. Dla w pełni dorosłych świń maksymalna energia to zazwyczaj 36-41 J, w zależności od producenta. U mniejszych zwierząt wystarczy 10-20 J. UWAGA: U ludzi ICD zwykle dostarcza energię 30-40 J podczas leczenia VF. W świniach masowych 30 kg może wystarczyć mniej energii, co wydłuża żywotność ICD, a następnie może być ponownie wykorzystana u innych zwierząt. Dostarczona energia jest programowalna, ale nie zaleca się mniej niż 15 J, ponieważ brak sukcesu i konieczność powtarzających się wstrząsów o wyższej energii prowadzą do dłuższego okresu asystolii i mniejszej powtarzalności między zwierzętami.</li>
	<li>Aby zapewnić wysoką konwersję, zakończ VF w ciągu 120 sekund. Jeśli zwierzę jest w fazie VT, można osiągnąć konwersję albo za pomocą stymulacji antytachykardiowej (ATP) — dostarczania impulsów niskiego napięcia szybciej niż tachykardia — lub przez zsynchronizowany wstrząs prądu stałego (kardiowersję). UWAGA: Komercyjnie dostępne ICD nie mogą być zaprogramowane do nieograniczonego wstrzymania terapii. Ze względów bezpieczeństwa automatycznie zadają zobowiązany wstrząs po upływie maksymalnego czasu wykrywania, pod warunkiem że rytm pozostaje VF. UWAGA: Unikaj bezpośredniego kontaktu ze zwierzęciem podczas podawania prądu stałego. Chociaż wstrząs jest zastosowany za pomocą wszczepionych elektrud, a ryzyko urazu elektrycznego jest minimalne, należy nadal przestrzegać standardowych środków bezpieczeństwa.</li>
	<li>Pozwól zwierzęciu odpocząć, zadbaj o normalizację parametrów fizjologicznych, w tym ciśnienia krwi, ETCO2 i pH. Normalny czas odpoczynku wynosi około 5-10 minut lub do momentu, gdy parametry życiowe wrócą jak najbliżej wartości wyjściowych.</li>
	<li>Powtarzaj kroki 5.3 do 5.6 tyle razy, ile jest to potrzebne zgodnie z protokołem badania.</li>
</ol>
6. Eutanazja i utylizacja odpadów
<ol>
	<li>Po zakończeniu badania należy uśpić świnię, podając albo 50 mmol chlorku potasu (50 mL chlorku potasu 1 mmol/mL) lub 0,1 mg/kg Pentobarbitalu (Exagon vet 400 mg/mL). UWAGA: Środki eutanazyjne są silnymi i śmiertelnymi środkami. Obchodzić się z dużą ostrożnością i przestrzegać lokalnych zasad bezpieczeństwa.</li>
	<li>Usuń wszystkie ciała obce, w tym rozrusznik, elektrody, cewniki, rurki i przewody z ciała zwierzęcia. Wszystkie ostre narzędzia (np. strzykawki) uwalnij w zatwierdzonym pojemniku na ostre przedmioty. UWAGA: Przed wysadzeniem ICD upewnij się, że terapia Disable jest zaprogramowana tak, aby zapobiegać niezamierzonym wstrząsom podczas obsługi, przechowywania i przygotowań do ponownego użycia. Traktuj zwłoki zwierząt oraz cały sprzęt jednorazowego użytku jako biologicznie niebezpieczne materiały. Utylizuj je zgodnie z lokalnymi przepisami dotyczącymi biobezpieczeństwa i gospodarki odpadami.</li>
</ol>

<ol><li>Cherry, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+the+domestic+pig%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig.</a> World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).</li>
<li>Burgert, J. M., Johnson, A. D., Garcia-Blanco, J. C., Craig, W. J., O'Sullivan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Effective+and+Reproducible+Model+of+Ventricular+Fibrillation+in+Crossbred+Yorkshire+Swine+%28Sus+scrofa%29+for+Use+in+Physiologic+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">An Effective and Reproducible Model of Ventricular Fibrillation in Crossbred Yorkshire Swine (Sus scrofa) for Use in Physiologic Research.</a> Comp Med. 65 (5), 444-447 (2015).</li>
<li>Schwarz, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neither+vasopressin+nor+amiodarone+improve+CPR+outcome+in+an+animal+model+of+hypothermic+cardiac+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anaesthesiol+Scand%22%5BJournal%5D)">Neither vasopressin nor amiodarone improve CPR outcome in an animal model of hypothermic cardiac arrest.</a> Acta Anaesthesiol Scand. 47 (9), 1114-1118 (2003).</li>
<li>White, N. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coagulopathy+during+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+a+swine+model+of+electrically+induced+ventricular+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Resuscitation%22%5BJournal%5D)">Coagulopathy during cardiac arrest and resuscitation in a swine model of electrically induced ventricular fibrillation.</a> Resuscitation. 82 (7), 925-931 (2011).</li>
<li>Euler, D. E., Whitman, T. A., Roberts, P. R., Kallok, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+Voltage+Direct+Current+Delivered+Through+Unipolar+Transvenous+Leads%3A+An+Alternate+Method+for+the+Induction+of+Ventricular+Fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Pacing+Clin+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Low Voltage Direct Current Delivered Through Unipolar Transvenous Leads: An Alternate Method for the Induction of Ventricular Fibrillation.</a> Pacing Clin Electrophysiol. 22 (6), 908-914 (1999).</li>
<li>Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+Model+of+Ventricular+Fibrillation+and+Advanced+Cardiac+Life+Support+in+Swine%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine.</a> J Vis Exp. (155), e60707(2020).</li>
<li>Xanthos, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiopulmonary+arrest+and+resuscitation+in+Landrace%2FLarge+White+swine%3A+a+research+model%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Cardiopulmonary arrest and resuscitation in Landrace/Large White swine: a research model.</a> Lab Anim. 41 (3), 353-362 (2007).</li>
<li>Greenwood, J. C., et al. Carbon monoxide as a cellular protective agent in a swine model of cardiac arrest protocol. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGreenwood%2C+JC+%22PLoS+One%22">PLoS One</a>. Wang, M. 19 (5), e0302653(2024).</li>
<li>Vogel, U., Wanner, T., Bültmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extensive+pectoral+muscle+necrosis+after+defibrillation%3A+nonthermal+skeletal+muscle+damage+caused+by+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Intens+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Extensive pectoral muscle necrosis after defibrillation: nonthermal skeletal muscle damage caused by electroporation.</a> Intens Care Med. 24 (7), 743-745 (1998).</li>
<li>Guensch, D. P., et al. Evidence for Acute Myocardial and Skeletal Muscle Injury after Serial Transthoracic Shocks in Healthy Swine. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGuensch%2C+DP+%22PLoS+One%22">PLoS One</a>. Akar, F. G. 11 (9), e0162245(2016).</li>
<li>Rubenstein, J. C., Gupta, M. S., Kim, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+of+VF+induction+with+DC+fibber+versus+conventional+induction+methods+in+patients+on+chronic+amiodarone+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Interv+Card+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Effectiveness of VF induction with DC fibber versus conventional induction methods in patients on chronic amiodarone therapy.</a> J Interv Card Electrophysiol. 38 (2), 137-141 (2013).</li>
<li>Fitzgibbon, E., Berger, R., Tsitlik, J., Halperin, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+the+noise+source+in+the+electrocardiogram+during+cardiopulmonary+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Determination of the noise source in the electrocardiogram during cardiopulmonary resuscitation.</a> Crit Care Med. 30 (4), S148-S153 (2002).</li>
<li>Babaeizadeh, S., Firoozabadi, R., Han, C., Helfenbein, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analyzing+cardiac+rhythm+in+the+presence+of+chest+compression+artifact+for+automated+shock+advisory%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electrocardiol%22%5BJournal%5D)">Analyzing cardiac rhythm in the presence of chest compression artifact for automated shock advisory.</a> J Electrocardiol. 47 (6), 798-803 (2014).</li>
<li>Ruiz de Gauna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythm+analysis+during+cardiopulmonary+resuscitation%3A+past%2C+present%2C+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Rhythm analysis during cardiopulmonary resuscitation: past, present, and future.</a> BioMed Res Int. 2014, 386010(2014).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hands-free+continuous+carotid+Doppler+ultrasound+for+detection+of+the+pulse+during+cardiac+arrest+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressuc+Plus%22%5BJournal%5D)">Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model.</a> Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+feedback+on+chest+compression+efficacy+by+hands-free+carotid+Doppler+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressusc+Plus%22%5BJournal%5D)">Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model.</a> Ressusc Plus. 18, 100583(2024).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hands-free+carotid+Doppler+can+identify+spontaneous+circulation+without+interrupting+cardiopulmonary+resuscitation%3A+an+animal+study%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med+Exp%22%5BJournal%5D)">A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study.</a> Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).</li>
<li>Ruiz De Gauna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythm+Analysis+during+Cardiopulmonary+Resuscitation+Past%2C+Present%2C+and+Future%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future.</a> BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).</li>
</ol>

Charlotte Björk Ingul jest konsultantką w Cimon Medical, firmie posiadającej technologię związaną z RescueDoppler. Pozostali autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Z naszej wiedzy przedstawiony model wykorzystujący wszczepialny defibrylator do indukowania i kardiowertykalnego migotania komór (VF) u świń nie był wcześniej opisywany w literaturze. VF jest zwykle indukowane za pomocą sinusoidalnych generatorów przebiegu lub prądu stałego z zewnętrznej baterii przez elektrody naepisercowe. Kardiowersja jest zazwyczaj wykonywana za pomocą zewnętrznych defibrylatorów. Chociaż te metody mogą niezawodnie wywołać VF, niepowodzenie w kardiowertyfikacji zwierząt przy użyciu defibrylacji zewnętrznej odnotowano nawet w 45% przypadków2.
Monitorowanie EKG podczas resuscytacji jest trudne ze względu na artefakty związane z kompresją, które mogą zaciemniać rytm leżący u podstaw. Jednak implantowalny defibrylator z EKG wewnątrzsercowym umożliwia ciągłe monitorowanie rytmu podczas ucisków klatki piersiowej, co pozwala na dokładniejszą ocenę rytmu w czasie rzeczywistym oraz wiarygodną analizę po ucisku.
Dla porównania, ten model niezawodnie przeprowadzał kardiowertyzację wszystkich zwierząt, z wieloma udanymi konwersjami w każdym eksperymencie. Umożliwiło to wielokrotne wykorzystanie pojedynczych zwierząt w protokołach eksperymentalnych, zmniejszając liczbę ofiar i poprawiając ogólną efektywność zasobów. Dodatkowo model wyeliminował potrzebę stosowania zewnętrznych plastrów defibrylacyjnych, zwalniając miejsce na tułowiu i poprawiając dostępność podczas pomiarów.
Model ten jest wyjątkowy ze względu na zdolność badania fizjologicznych skutków krótkich, całkowitych zatrzymań krążenia u zwierząt niekastrowanych, gdzie ponowne uruchomienie serca odbywa się poprzez delikatny, pojedynczy wstrząs wewnętrzny. Ta cecha umożliwia kontrolowane badania tolerancji niedokrwiennej w ważnych narządach, takich jak nerki i przewód pokarmowy, redystrybucji przepływu krwi po niedokrwieniu globalnym oraz współdziałania między endogenną aktywacją współczulną, odpowiedziami stresowymi niedokrwiennymi a podawaniem leków adrenergicznych. Model ten stanowi zatem cenną platformę eksperymentalną do badania specyficznych dla narządów i systemowych odpowiedzi na zatrzymanie akcji serca, powodujących całokształtowe niedokrwienie w wysoce ustandaryzowanych warunkach. Poza umieszczaniem elektrod, utrzymanie stabilności fizjologicznej jest kluczowe dla powtarzalności. Ciągłe monitorowanie temperatury, wentylacji i głębokości znieczulenia zapewnia normotermię, odpowiednie natlenienie oraz stabilną hemodynamikę przez cały eksperyment.
Przedstawione reprezentatywne wyniki wykazują niezawodność i powtarzalność indukcji i kardiowersji testowanej przez ICD w kontrolowanym środowisku eksperymentalnym. Możliwość zdalnego indukowania i zakończenia VF umożliwiała szybkie i precyzyjne wyczucie czasu, przy minimalnych zewnętrznych zakłóceniach, co jest cenne przy badaniu fizjologii zatrzymania akcji serca i dynamiki resuscytacji. Analiza wyników koncentrowała się na spójności indukcji VF, liczbie udanych kardiowersji oraz stabilności ROSC.
W tym badaniu trzymaliśmy się zasady 3R, generując statystycznie solidne dane przy minimalizowaniu liczby użytych zwierząt. Ze względu na wysoki wskaźnik udanych resuscytacji, migotanie komór i kardiowersja mogły być indukowane wielokrotnie u każdego badanego. Dzięki zastosowaniu statystyki powtarzalnych miar u uczestników oraz modeli mieszanych uwzględniających zarówno efekty stałe, jak i losowe, badanie mogło być przeprowadzone na zaledwie jedenastu zwierzętach.
Ograniczenia Głównym ograniczeniem modelu jest wymóg specjalistycznego sprzętu i wiedzy operatora. Generator rozrusznika serca, przezżyłny przewodnik do stymulacji, jednostka programistyczna oraz wykwalifikowany operator są niezbędne. Dokładne umieszczenie elektrody stymulacyjnej jest kluczowe i wymaga wskazówek obrazowych, zazwyczaj za pomocą echokardiografii przeztorakalnej lub fluoroskopii.
W związku z tym wdrożenie tego modelu może być wyzwaniem w warunkach ograniczonych zasobów. Jednak po ustaleniu oferuje wysoce skuteczną i powtarzalną metodę indukowania i zakończenia fibrylacji wiopulsyjnej, minimalizując występowanie migotania nie przekształcalnego i poprawiając kontrolę eksperymentalną. Model ten jest szeroko istotny dla grup badawczych prowadzących badania reanimacji in vivo na modelach dużych zwierząt.
Model ten z prosiakami został opracowany, aby ocenić wykonalność automatycznego monitorowania Dopplera szyjnego podczas resuscytacji serca, a nie do testowania strategii klinicznej. Badanie koncentrowało się na ostrych odpowiedziach fizjologicznych i było prowadzone jako protokół terminalny, który wykluczał długoterminową obserwację lub ocenę histologiczną. Dodatkowo w tym badaniu użyliśmy tylko 11 zwierząt. Chociaż przeprowadzono wiele powtarzających się eksperymentów na każdym zwierzęciu, zmienność między osobnikami mogła nie zostać w pełni uchwycona. Ponadto badanie nie obejmowało grupy kontrolnej stosującej tradycyjne metody. Chociaż takie metody były określane jako mające wysoki wskaźnik niepowodzeń, brak bezpośredniego porównania w ramach tego samego eksperymentu ogranicza możliwość wykazania względnych zalet proponowanej techniki. Wreszcie, model wymaga dostępu do specjalistycznego sprzętu, takiego jak ICD, programator oraz USG Dopplera, co może ograniczać jego zastosowanie w warunkach ograniczonych zasobów. Dodatkowo, protokół chirurgiczny jest technicznie wymagający, obejmuje wiele punktów dostępu naczyniowego, tworzenie stomii pęcherza oraz implantację ICD, co może stanowić stromą krzywą nauki dla niedoświadczonych operatorów.
W tym układzie eksperymentalnym nagrania EKG wewnątrzsercowego nie mogły być eksportowane z jednostki programującej; dlatego interpretacja danych opierała się wyłącznie na monitoringu wizualnym. Przyszłe badania powinny uwzględniać metodę umożliwiającą bezpośredni eksport śladów EKG, aby ułatwić analizę ilościową.

Świnie i ludzie mają istotne podobieństwa anatomiczne i fizjologiczne, co czyni modele wieprzowini niezbędnymi dla badań reanimacyjnych1. Techniki indukowania migotania komór (VF) i zatrzymania akcji serca obejmują: zastosowanie prądu stałego (DC) za pomocą igieł rdzeniowych wprowadzanych do mięśnia sercowego za pomocą baterii 9 V lub generatora zatokowego2; prąd przemienny przewycięty lub przezskórny (AC)3,4; Zastosowanie wewnątrzmięśniowe sercowe z elektrodą pacerową wykorzystującą prąd stały (DC) (bateria 9 V), prąd przemienny (AC; oscyloskop/generator funkcji) lub zewnętrzny rozrusznikserca 5,6,7,8. Chociaż wszystkie te metody skutecznie indukują VF, konwersja do rytmu zatokowego (SR) zazwyczaj odbywa się poprzez zewnętrzne przezskórne zastosowanie wstrząsu DC, a powrót samoistnej krążenia (ROSC) jest często nieoptymalny. Ponadto zewnętrzne wstrząsy powodują znaczne obciążenie fizjologiczne i tkankowe oraz potencjalne uszkodzenie 9,10, ograniczając liczbę powtarzających się interwencji na zwierzę. W konsekwencji badania VF często wymagają udziału dużej liczby zwierząt w celu wykrycia statystycznie istotnych różnic, co stoi w sprzeczności z etycznymi normami ograniczania użycia zwierząt.
Wcześniejsze badania na ludziach wykazały, że VF można wywołać za pomocą wszczepialnego systemu kardiowerter-defibrylator (ICD)11. Z naszej wiedzy wielokrotne indukcje i konwersje VF za pomocą systemu ICD nie były badane w modelu świńskim. Do wykrywania przemiany migotania komór do rytmu zatokowego stosuje się elektrokardiogram (EKG). Podczas resuscytacji krążeniowo-płucnej (CPR) wysokiej jakości standardowe EKG powierzchniowe może być zawodne lub trudne do uzyskania ze względu na artefakty ruchu oraz artefakty związane z interfejsem elektroda-skóra oraz właściwościami elektrycznymi elektrod 12,13,14.
Zgodnie z zasadami badań na zwierzętach 3R (Zastępstwo, Redukcja i Udoskonalenie)8 oraz z naszymi bieżącymi badaniami nad wykrywaniem przepływu podczas zatrzymania akcji serca 15,16,17, dążyliśmy do opracowania przewidywalnego i powtarzalnego modelu zatrzymania akcji serca u wieprzi dla wielokrotnej indukcji VF i konwersji do SR w jednym organizmie. Dodatkowo dążyliśmy do wykorzystania urządzenia ICD do uzyskania odczytów EKG wewnątrzsercowych podczas resuscytacji resuscytacji. Poprzez zmniejszenie zmienności i poprawę skuteczności resuscytacji krążeniowo-oddechowej, metoda ta eliminuje kluczowe ograniczenia istniejących modeli, minimalizuje użycie zwierząt i ułatwia bardziej wiarygodne badania nad zatrzymaniem akcji serca. To dopracowane podejście zapewnia spójność i oferuje znaczące przewagi nad tradycyjnymi technikami, umożliwiając badaczom osiąganie wiarygodnych wyników przy jednoczesnym przestrzeganiu standardów etycznych w projektowaniu eksperymentów. Model przedstawiony jest technicznie zaawansowany i wymaga dostępu do ICD oraz jednostki programowania, a także fluoroskopii lub ultradźwięków do prowadzenia elektrody rozrusznika. Ze względu na rozmiar ICD, rozruszników serca i wprowadzających naczynia, model ten jest stosowany u świń ważących co najmniej 25 kg.

<table><tbody><tr><td>Abbott Durata 7120 ICD Single Coil Lead</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>7120</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Gallant VR ICD</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>CDVRA500Q</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Merlin Programista</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>3650</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik żylny centralny Certofix trio</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Niemcy</td><td>4167408-07</td><td></td></tr><tr><td>Rurka tchawicowa Portex #7.0</td><td>Smiths Medical, Rockland, MA</td><td>100/150/070</td><td></td></tr><tr><td>Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)</td><td>VetViva Richter, Wels, Austria</td><td>Nie ma</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna 5000 IU/mL</td><td>Panpharma, Luitr &eacute;, Francja</td><td>ETI3M807-1</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina 50 mg/mL</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Szwecja</td><td>LB-12355-01</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam 5 mg/mL</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Niemcy</td><td>753-12612876-0621</td><td></td></tr><tr><td>Morfina</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Szwecja</td><td>LB-122184-01</td><td></td></tr><tr><td>Normalny roztwór soli fizjologicznej</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Szwecja</td><td>B202382-05</td><td></td></tr><tr><td>PentoCur (Tiopental)</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Szwecja</td><td>LB-122564-01</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik peryfalny IV 20G Vasofix</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Niemcy</td><td>4268113B</td><td></td></tr><tr><td>PiCCO&nbsp; Zestaw monitorujący (przetwornik ciśnienia, system płukania i termistor)</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Niemcy</td><td>PV8215</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik PiCCO 5 Fr 20 cm</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Niemcy</td><td>PV2015L20-A</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia i zestaw do płukania TruWave</td><td>Edwards Lifescience, Irvine, CA</td><td>PX272</td><td></td></tr><tr><td>RescueDoppler</td><td>Cimon Medical, Trondheim, Norwegia</td><td>Nie ma</td><td>Własnościowe, niedostępne komercyjnie</td></tr><tr><td>Octan Ringera</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Szwecja</td><td>B203150-02</td><td></td></tr><tr><td>Katożka moczowa 12 Ch</td><td>Różne</td><td>Nie ma</td><td></td></tr><tr><td>Wprowadzenie do pochwy naczyniowej Preludium 7.0 Fr</td><td>Merit Medical, South Jordan, UT</td><td>PSI-7F-11-035-18G</td><td></td></tr><tr><td>Żel ultrasonograficzny Vue</td><td>Optimum medical, Leeds, United Kingdim</td><td>1157</td><td></td></tr></tbody></table>

model zatrzymania akcji serca u wieprzi z użyciem wszczepialnego defibrylatora

Porcine Cardiac Arrest Model Using an Implantable Defibrillator

Badanie to przedstawia powtarzalny model zatrzymania akcji serca u wieprzi wykorzystującej implantowalny kardiowerter-defibrylator (ICD) do niezawodnej indukcji i kardiowersji migotania komór (VF), a także monitorowanie EKG wewnątrzsercowego podczas resuscytacji. Modele dużych zwierząt są kluczowe dla badań translacyjnych w zawału akcji serca; jednak konwencjonalne techniki indukcji VF i kardiowersji – głównie z użyciem zewnętrznych elektrod i defibrylacji – często są utrudnione przez artefakty ruchu, nieregularne tempo konwersji oraz wysokie zużycie zasobów zwierzęcych. Protokół ten opisuje powtarzające się cykle indukcji VF i kardiowersji w tym samym zwierzęciu, zapewniając precyzyjną kontrolę przy jednoczesnym minimalizowaniu stresu fizjologicznego i liczby zwierząt, zgodnie z zasadami 3R (Zastępowanie, Redukcja i Udoskonalanie). Metoda oparta na ICD umożliwia dokładne monitorowanie rytmu za pomocą EKG wewnątrzsercowego podczas reanimacji, z lepszą odpornością na artefakty w porównaniu z EKG powierzchniowym. Jedenaście świń przechodziło wielokrotną indukcję VF i kardiowersję, z wysokim wskaźnikiem sukcesu i odzyskiwaniem samoistnej krążenia. Model umożliwia standaryzowane i wiarygodne pozyskiwanie danych do badań zatrzymania akcji serca, zapewniając spójność eksperymentów i ułatwiając powtarzalne badania patofizjologii i strategii reanimacji przy jednoczesnym minimalizowaniu wykorzystania zwierząt.

Celowe wywołanie VF w określonym czasie i następująca po nim konwersja do SR z uzyskaniem ROSC były uznawane za pozytywny wynik metody. Niepowodzenie w wywołaniu VF lub przeprowadzeniu konwersji uznawano za wynik negatywny. Użycie trybu fibber VF konsekwentnie wywoływało VF lub VT u wszystkich zwierząt, zgodnie z założeniami (Tabela 1). Co więcej, zastosowanie trybu defibrylacji konsekwentnie przywracało rytm wszystkim świniom. Zarówno indukcja VF, jak i konwersja były sterowane zdalnie z jednostki programującej; w związku z tym nie było potrzeby stosowania zewnętrznego generatora rytmu zatokowego ani defibrylatora. Wszystkie zwierzęta były wielokrotnie przywracane do rytmu zatokowego z uzyskaniem ROSC w trakcie każdego eksperymentu (Tabela 1)15,17. Odstęp spoczynkowy między każdą sekwencją VF wynosił minimum 5 min. Wskaźnik sukcesu w osiągnięciu ROSC po wywołaniu VF wyniósł 92% we wszystkich sekwencjach u wszystkich zwierząt (Tabela 1). Dwukrotnie u jednego zwierzęcia wystąpiło VF wymagające dwóch wstrząsów DC do konwersji do ROSC. U dwóch zwierząt, u których przed indukcją VF wywołano celowo rozległy zawał mięśnia sercowego poprzez wstrzyknięcie mikrokulek do tętnic wieńcowych15, indukcja VF doprowadziła do PEA. U jednego zwierzęcia wstrząs DC spowodował natychmiastowe przejście w asystolię. Następnie u wszystkich trzech zwierząt rozpoczęto standardową RKO, jednak u żadnego z nich nie uzyskano ROSC. W tej serii 11 eksperymentów na świniach z wykorzystaniem indukcji i konwersji migotania komór opartej na ICD, każde zwierzę pomyślnie przeszło wielokrotne cykle VF i reanimacji. Protokół ICD konsekwentnie zapewniał wysoki wskaźnik sukcesu konwersji przy minimalnym stresie fizjologicznym i szybkim powrocie krążenia spontanicznego. Wewnątrzsercowe monitorowanie EKG zapewniło dokumentację rytmu wolną od artefaktów podczas całej reanimacji, umożliwiając precyzyjną detekcję arytmii i interwencji. Wyniki te demonstrują niezawodność, powtarzalność i potencjał tej techniki do szczegółowej analizy wyników, takiej jak pomiar wskaźników konwersji, interwałów regeneracji i jakości sygnału EKG, wspierając tym samym rzetelne badania eksperymentalne strategii reanimacyjnych
<img alt="Schemat układu sercowo-naczyniowego w modelu świńskim; monitory i obwód pozaustrojowego krążenia serca i płuc; badanie chirurgiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69305/69305fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Układ eksperymentalny. (A) Zwierzęta doświadczalne w pozycji brzusznej intubowano rurką endotrachealną i podłączono do respiratora. W pozycji grzbietowej, pod kontrolą USG, wykonano następujące dostępy naczyniowe: (B) do tętnicy udowej wprowadzono linię tętniczą PiCCO, (C) w prawej żyle szyjnej zewnętrznej umieszczono centralny cewnik żylny oraz (D) do prawej żyły szyjnej wewnętrznej wprowadzono wprowadzak osłonki naczyniowej. Dodatkowo wprowadzono cewnik nadłonowy do pęcherza moczowego (nie pokazano tutaj), a (E) nad lewą tętnicą szyjną umieszczono sondę przepływu RescueDoppler. (F) Przez osłonkę naczyniową do prawej komory wprowadzono elektrodę rozrusznika, a jej pozycję zweryfikowano za pomocą echokardiografii lub fluoroskopii. (G) Implantowany kardiowerter-defibrylator (ICD) umieszczono w kiesonce podskórnej pod lewą obojczykiem i połączono z elektrodą rozrusznika. (H) Zwierzęta podłączono do monitora multimodalnego rejestrującego EKG, pletyzmografię ogonową (SpO₂), ciśnienie tętnicze, ciśnienie żylne centralne oraz końcowe CO₂. (I) Czujnik RescueDoppler podłączono do rejestratora RescueDoppler, co zapewniło ciągłe zapisy przepływu w tętnicy szyjnej. (J) Urządzenie ICD połączono za pomocą telemetrii z programatorem ICD. Rysunek wykonany przy użyciu BioRender. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69305/69305fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td colspan="2">Arytmia wywołana stymulatorem serca</td>
			<td colspan="2">przeprowadzone procedury RKO</td>
			<td>Wskaźnik konwersji arytmii (%)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Świnia</td>
			<td>Migotanie komór (n)</td>
			<td>tachykardia komorowa (n)</td>
			<td>Kompresja manualna (n)</td>
			<td>Kompresja mechaniczna (n)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>12</td>
			<td>4</td>
			<td>6</td>
			<td>2</td>
			<td>91.6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2</td>
			<td>14</td>
			<td>7</td>
			<td>0</td>
			<td>5</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3</td>
			<td>9</td>
			<td>7</td>
			<td>0</td>
			<td>9</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4</td>
			<td>8</td>
			<td>4</td>
			<td>5</td>
			<td>5</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5</td>
			<td>18</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
			<td>5</td>
			<td>94.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>87.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7</td>
			<td>15</td>
			<td>8</td>
			<td>9</td>
			<td>6</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8</td>
			<td>18</td>
			<td>0</td>
			<td>9</td>
			<td>9</td>
			<td>94.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9</td>
			<td>14</td>
			<td>2</td>
			<td>9</td>
			<td>5</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10</td>
			<td>27</td>
			<td>0</td>
			<td>13</td>
			<td>11</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>11</td>
			<td>19</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
			<td>4</td>
			<td>84.2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Podsumowanie VF/VT indukowanych przez ICD i następującej po nich kardioiwersji. *Eksperymenty przeprowadzono na jedenastu świniach. Średnio u każdego zwierzęcia za pomocą wszczepialnego kardioverter-defibrylatora (ICD) indukowano 18 arytmii, w tym migotanie komór (VF) i tachykardię komorową (VT). Średni czas trwania VT/VF wynosił 0,75 min. W wybranych epizodach VF przeprowadzano RKO zgodnie z wcześniejszymi protokołami badań15,16,17. Następnie u zwierząt przywracano rytm zatokowy (SR) za pomocą wstrząsu prądem stałym (DC) poprzez ICD. Każde zwierzę stabilizowano przez 5 min przed indukcją kolejnej arytmii.

Protokół ten demonstruje zastosowanie wszczepialnego kardiowerter-defibrylatora (ICD) do niezawodnego indukowania arytmii komorowych, wykonywania kardiowersji wewnętrznej oraz uzyskania nagrań EKG wewnątrzsercowych w modelu wieprzowym.

Model zatrzymania akcji serca u wieprzi z użyciem wszczepialnego defibrylatora

This study presents a reproducible porcine cardiac arrest model utilizing an implantable cardioverter-defibrillator (ICD) for reliable induction and ...

Pragniemy opracować prosty i niezawodny model migotania komór oraz konwersji rytmu, który zapewni bardziej stabilne wyniki i pozwoli na wykorzystanie mniejszej liczby zwierząt w badaniach nad reanimacją. Wykorzystujemy implantowalny kardiowerter-defibrylator do niezawodnego indukowania migotania komór, przeprowadzania konwersji rytmu oraz rejestracji wewnątrzsercowego elektrokardiogramu. Po przygotowaniu świni, ułożyć głęboko znieczulone zwierzę w pozycji na plecach i unieruchomić kończyny za pomocą bandaża z gazy.Zdezynfekuj szyję, żuchwę, pachwiny i brzuch, używając chlorheksydyny o stężeniu 5 mg/mL w etanolu, a następnie przykryj zdezynfekowane obszary jałowymi obłożeniami. Wyprostuj tylną kończynę, aby wydłużyć tętnicę biodrową. Za pomocą ultradźwięków zlokalizuj tętnicę biodrową i wprowadź cewnik tętniczy do ciągłego pomiaru rzutu serca typu pulse index o rozmiarze 5 French, stosując technikę Seldingera.Podłącz cewnik tętniczy do napełnionego przetwornika ciśnienia i zestawu do płukania. Po wyzerowaniu przetwornika potwierdź uzyskanie prawidłowego zapisu ciśnienia tętniczego, a następnie zwolnij tylną kończynę. Ustaw świnię w pozycji Trendelenburga i zwiększ dodatnie ciśnienie końcowowydechowe w wentylatorze do 10 centymetrów słupa wody, aby rozszerzyć żyły szyjne.Pod kontrolą USG zlokalizuj prawą żyłę szyjną zewnętrzną i wprowadź siedmioprocentowy (7 Fr) wprowadzacz naczyniowy techniką Seldingera. Potwierdź cofanie się krwi żylnej i przepłucz wprowadzacz solą fizjologiczną. Następnie wprowadź 9 Fr dwulumenowy zestaw do dostępu żylnego centralnego z zaworem hemostatycznym.Potwierdź cofanie się krwi żylnej przez światła cewnika. Przenieś infuzje sedacyjnych i płynowe na cewnik. Następnie podłącz przetwornik ciśnienia do jednego ze świateł cewnika i potwierdź obecność fali ciśnienia żylnego centralnego.Zmniejszyć dodatnie ciśnienie końcowowydechowe w respiratorze do 5 cm H₂O. Wprowadzić jednoskrętkową elektrodę implantowalnego kardiowertera-defibrylatora (ICD) przez wprowadzacz naczyniowy i przesunąć ją do wierzchołka prawej komory. Następnie podłączyć elektrodę ICD do analizatora systemów stymulacji za pomocą dedykowanego złącza.Upewnij się, że amplituda załamka R wewnątrzkomorowego jest większa niż 6 millivolts. Za pomocą skalpela wykonaj 4 centimeter poziome nacięcie skóry poniżej lewej obojczyka. Następnie zastosuj diatermię, a w dalszej kolejności rozszerz nacięcie metodą tępą palcem, aby utworzyć kieszonkę podskórną wystarczająco dużą, by pomieścić ICD.Podłącz elektrodę do ICD i umieść urządzenie w kieszeni podskórnej. Potwierdź, że elektroda prawokomorowa pozostaje w stabilnej pozycji. Po podłączeniu ICD do programatora ustaw wybrany tryb stymulacji, a następnie sprawdź próg stymulacji fali R oraz impedancje.Następnie zaprogramuj parametry terapii tachyarytmii. Na ekranie programatora wybierz ikonę Test i otwórz folder Ventricular Fibber oraz NIPS. W sekcji Ventricular Fibber wybierz DC Fibber i ustaw wartość 7,5 V przez dwie sekundy, aby wywołać migotanie komór.Po wywołaniu migotania komór należy użyć automatycznego podawania, aby urządzenie mogło zastosować terapię zgodnie z zaprogramowanymi parametrami. Wywołaj tachykardię komorową, wybierając ikonę Ventricular NIPS. Wybierz ikonę Burst i ustaw pożądaną długość cyklu, na przykład 240 milliseconds.Następnie naciśnij przycisk Hold, aby zastosować impulsy o wysokiej częstotliwości przez maksymalnie 20 sekund. W przypadku wywołania tachykardii komorowej lub migotania komór, zastosuj terapię zgodnie z ustawieniami programu w folderze Tachy. Wybierz ikonę Parameters, aby przejrzeć ustawienia i upewnić się, że przywrócono rytm zatokowy.Monitoruj ciśnienie tętnicze za pomocą cewnika tętnicy biodrowej. Uzupełnij to ciągłym monitorowaniem przepływu krwi metodą Dopplera, ustawiając bezdotykową sondę prostopadle do lewej tętnicy szyjnej. Zweryfikuj, czy na wyświetlaczu Dopplera widoczny jest wyraźny zapis przepływu w tętnicy szyjnej.Następnie dokładnie przymocuj sondę za pomocą taśmy klejącej. Monitoruj rytm serca, korzystając z wewnątrzsercowego elektrokardiogramu rejestrowanego przez rozrusznik oraz elektrokardiogram powierzchniowy wyświetlany na monitorze. Po wywołaniu migotania komór lub tachykardii komorowej zaobserwuj ustanie przepływu w tętnicy szyjnej w zapisie Dopplera i utrzymuj okres braku przepływu zgodnie z protokołem badania.Następnie należy rozpocząć ręczną resuscytację krążeniowo-oddechową, kompresje mechaniczne lub inne interwencje. Powrót spontanicznego krążenia potwierdza się, monitorując inwazyjne ciśnienie tętnicze oraz nieinwazyjną prędkość przepływu za pomocą USG. W razie potrzeby przywraca się rytm zatokowy u świni poprzez podanie manualnego wstrząsu prądem stałym (DC).Zakończ migotanie komór w ciągu 120 sekund, aby zmaksymalizować prawdopodobieństwo skutecznej konwersji. Jeśli u zwierzęcia występuje tachykardia komorowa, zastosuj stymulację antytachykardyczną lub synchronizowaną kardioiwersję. Na koniec pozwól zwierzęciu odpocząć i upewnij się, że parametry fizjologiczne, w tym ciśnienie tętnicze, końcowe stężenie dwutlenku węgla w powietrzu wydychanym oraz pH, uległy normalizacji.Tryb Ventricular Fibber wywołał migotanie komór lub tachykardię komorową u wszystkich 11 zwierząt. Terapia dostarczona przez ICD przywróciła następnie rytm zatokowy i krążenie spontaniczne u każdego zwierzęcia. Średni wskaźnik sukcesu w osiągnięciu powrotu do krążenia spontanicznego po wywołanym migotaniu komór wyniósł około 92%. ICD wywołał średnio 18 arytmii komorowych na zwierzę, obejmujących migotanie komór i tachykardię komorową.W porównaniu z innymi metodami, nasze podejście pozwoliło osiągnąć 92% skuteczności przywrócenia krążenia dzięki monitorowaniu rytmu sztucznego podczas reanimacji krążeniowo-oddechowej. Głównym wyzwaniem jest konieczność posiadania specjalistycznego sprzętu oraz wykwalifikowanego personelu do implantacji i programowania ICD. Nasz model zwiększa skuteczność reanimacji z około 50 do 90%, umożliwiając wielokrotne cykle migotania komór, RKO i konwersji rytmu u jednego zwierzęcia, co znacząco ogranicza liczbę wykorzystywanych zwierząt.

porcine-cardiac-arrest-model-using-an-implantable-defibrillator

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten artykuł opisuje szczurzy model elektrycznie indukowanego migotania komór i resuscytacji poprzez ucisk klatki piersiowej, wentylację i dostarczanie wstrząsów elektrycznych, które symulują epizod nagłego zatrzymania krążenia i konwencjonalnej resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Model umożliwia gromadzenie informacji na temat patofizjologii zatrzymania krążenia oraz badanie nowych strategii resuscytacji.

Szczurzy model migotania komór i resuscytacji konwencjonalną techniką zamkniętej klatki piersiowej

Opracowaliśmy model dla świń do docelowego dostarczania środków farmakologicznych w przestrzeni osierdziowej/płynie. Stosując to podejście, można badać względne korzyści podawanych leków w przypadku indukowanego migotania przedsionków, względnych okresów refrakcji i/lub ochrony niedokrwiennej.

Badanie skuteczności środków farmakologicznych w docelowym modelu dostarczania osierdzia u świń

Tutaj demonstrujemy protokół standaryzacji procedur pobierania próbek z ustalonego modelu ostrego zawału mięśnia sercowego u świń, aby zwiększyć jego wartość translacyjną w zrozumieniu patofizjologii niedokrwienia mięśnia sercowego/uszkodzenia reperfuzyjnego i przetestować nowych kandydatów na leki.

Udoskonalenie modelu zawału mięśnia sercowego u świń w zamkniętej klatce piersiowej poprzez standaryzację procedur pobierania próbek tkanek i krwi

Staraliśmy się stworzyć świński model niewydolności serca wywołanej zablokowaniem lewej tętnicy obwodowej i szybką stymulacją, aby przetestować efekt i bezpieczeństwo domięśniowego podawania komórek macierzystych w terapiach komórkowych.

Opracowanie świńskiego modelu niewydolności serca po zawale mięśnia sercowego do leczenia komórkami macierzystymi

Resuscytacja krążeniowo-oddechowa i defibrylacja są jedynymi skutecznymi opcjami terapeutycznymi podczas zatrzymania krążenia spowodowanego migotaniem komór. Model ten przedstawia ustandaryzowany schemat wywoływania, oceny i leczenia tego stanu fizjologicznego w modelu świniowym, zapewniając w ten sposób podejście kliniczne z różnymi możliwościami gromadzenia i analizy danych.

Standaryzowany model migotania komór i zaawansowanych zabiegów resuscytacji serca u świń

Ogólnym celem obecnego badania jest przedstawienie technik indukcji zawału mięśnia sercowego (MI) i niewydolności serca po zawale mięśnia sercowego (post-MI HF) u dorosłych miniświnek z Getyngi z zamkniętą klatką piersiową oraz charakterystyka modelu post-MI HF u miniświnek z Getyngi w porównaniu do świń rasy Landrace.

Niewydolność serca po zawale mięśnia sercowego w modelu niedrożności/reperfuzji wieńcowej z zamkniętą klatką piersiową u świń miniaturowych i landrace

Opisujemy sterylny model zapalenia osierdzia u świnek miniaturowych w celu zbadania miopatii przedsionków i migotania przedsionków (AF). Przedstawiamy techniki chirurgiczne i anestezjologiczne, strategie dostępu naczyniowego oraz protokół badania indukowalności migotania przedsionków.

Sterylne zapalenie osierdzia u świnek Aachener jako model miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków

Modele zwierzęce zawału mięśnia sercowego (MI), które naśladują naturalny proces choroby u ludzi, są kluczowe dla zrozumienia mechanizmów patofizjologicznych i testowania bezpieczeństwa i skuteczności nowych terapii. W tym miejscu opisujemy model trzody chlewnej MI utworzony przez zastosowanie przezskórnej cewki embolizującej.

Zawał mięśnia sercowego przez przezskórne wprowadzenie cewki embolizacyjnej w modelu trzody chlewnej

Obecny protokół opisuje trzy metody podawania kardioaktywnych środków terapeutycznych w modelu świniowym. Samice świń rasy lądowej otrzymywały leczenie poprzez: (1) torakotomię i wstrzyknięcie przeznasierdziowe, (2) wstrzyknięcie przezwsierdziowe za pomocą cewnika lub (3) wlew dożylny za pomocą minipompy osmotycznej żyły szyjnej.

Dostarczanie terapii kardioaktywnej w modelu zawału mięśnia sercowego u świń

Ten protokół przedstawia model długotrwałego migotania komór w sercach szczurów, wywołanego ciągłą stymulacją prądem przemiennym o niskim napięciu. Model ten ma wysoki wskaźnik sukcesu, jest stabilny, niezawodny i powtarzalny, ma niewielki wpływ na czynność serca i powoduje tylko łagodne uszkodzenie mięśnia sercowego.

Model długotrwałego migotania komór w izolowanych sercach szczurów

Ten protokół opisuje model krążenia pozaustrojowego (CPB) u noworodków świń, z zatrzymaniem krążenia i krążenia jako narzędzie do badania poważnych uszkodzeń mózgu i innych powikłań wtórnych do CPB.

Dziecięcy zwierzęcy model pozaustrojowej resuscytacji krążeniowo-oddechowej po przedłużonym zatrzymaniu krążenia

Nord University.  This protocol demonstrates the use of an implantable cardioverter-defibrillator (ICD) to reliably induce ventricular arrhythmias, perform internal cardioversion, and obtain intracardiac ECG recordings in a porcine model.

Model zatrzymania akcji serca u wieprzi z użyciem wszczepialnego defibrylatora

Przeglądaj więcej filmów