Name: Opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-03-13T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 21 s
Description: Poznaj innowacyjną metodę wewnętrznej fiksacji złamań promieniowych szczurów łączącą szwy z igłami tytanowymi. Oceń gojenie kostne za pomocą mikro-CT i izoluj neurony gangliów korzenia grzbietowego do badań nad mechanizmami regeneracji nerwowo-kostnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te były wspierane grantami z projektu badawczego Towarzystwa Medycyny Chińskiej Jiangsu (XYLD2024038) oraz projektu badawczego Komitetu Zdrowia i Wellness Nantong (QNZ2023115).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Uniwersytetu Medycyny Chińskiej w Nankinie (nr 202508A046). Wszystkie szczury użyte w następujących testach były przechowywane w określonych warunkach wolnych od patogenów (SPF). Schemat przedstawiający protokół pokazano na Rysunku 1.
1. Ustanowienie wewnętrznego modelu fiksacji dla złamań promieniowych u szczurów
UWAGA: Szczury były przyzwyczajone do cichego środowiska z miękkim, rozproszonym oświetleniem przed operacją, chroniąc je przed hałasem i ostrym oświetleniem. Podczas manipulacji szczury były podtrzymywane odwłokiem i klatką piersiową delikatnie ręcznie, unikając chwytania ogona, co jest znane z wywoływania bólu i niepokoju oraz zmniejszania dyskomfortu związanego z walką.
<ol>
	<li>Przygotuj narzędzia chirurgiczne zgodnie ze Rysunkiem 2. Narzędzia chirurgiczne obejmują ostrze skalpela, rękojeść skalpela, nożyczki operacyjne, uchwyt na igły, kleszcze hemostatyczne oraz kleszcze do tkanki zębatej. Samiec szczura Sprague-Dawley (SD) miał około 8 tygodni i ważył około 200 g.</li>
	<li>Znieczulaj szczura za pomocą aparatu do znieczulenia gazowego izofluranem. Do indukcji stosuj 4% izofluranu i utrzymuj znieczulenie wentylacyjne (2% izofluran) za pomocą stożka nosowego przez cały zabieg chirurgiczny. Utrzymuj temperaturę na sali operacyjnej na poziomie około 28 °C. UWAGA: Sprawdź skuteczność znieczulenia poprzez sprawdzenie parametrów życiowych (takich jak oddychanie i tętno), odruchu rogówki (brak reakcji wskazuje na skuteczną anestezję), odruchu mrugania (nieobecność) oraz reakcji na skurcz palca u stóp (brak cofnięcia po stymulacji).</li>
	<li>Ustaw szczura w pozycji bocznej, odsłoń prawą kończynę przednią i ogol sierść za pomocą maszynki do cięcia. Zawij sterylną prześcieradło i owiń opaską uciskową wokół bliższej prawej kończyny przedniej, aby zmniejszyć krwawienie chirurgiczne.</li>
	<li>Przygotuj skórę, naprzemiennie stosując alkohol i peelingi z betadyną trzy razy.</li>
	<li>Wykonaj 1,5 cm podłużne nacięcie na grzbietowej stronie promieniowej prawego przedramienia, jak pokazano na Rysunku 3. Oddziel przestrzenie mięśniowe i całkowicie odsłoń prawą promień kończyny przedniej. UWAGA: Promień jest odsłaniany przez tępe rozdzielenie mięśni wzdłuż przestrzeni międzymięśniowej. Odsłonięte są tylko mięśnie grzbietowe promienia, bez całkowitego urywania otaczających mięśni.</li>
	<li>Użyj nożyczek operujących, aby przeciąć promień i stworzyć pęknięcie poprzeczne. Nożyczki są ustawione pod kątem 90 stopni względem promienia (Rysunek 4).</li>
	<li>Weź tytanową igłę o średnicy 0,8 mm i długości 10 mm i włóż ją w pęknięcie promieniowe wzdłuż osi podłużnej (Rysunek 5). Umocuj promień i tytanową igłę za pomocą szwu (4-0 [1,5 metryczny] jedwabnie pleciony, niechłonny), jak pokazano na Rysunku 6.</li>
	<li>Zawiąż szew trzema kolejnymi węzłami i przymocuj tytanową igłę do promienia za pomocą czterech przerywanych szwów. UWAGA: Proksimalny i dystalny koniec złamania są odpowiednio dwukrotnie nieruchome.</li>
	<li>Szew (4-0 [1,5 metra] spleciony jedwabnym warkoczem, niewchłonialny) skórę, odetnij nadmiar szwów i zamknij ranę. Dezynfekuj skórę peelingami Betadine.</li>
	<li>Okryj ranę sterylną gazą i zabezpiecz bandażami. Umieść szczura w klatce, aby odzyskał przytomność do czasu powrotu do zdrowia.</li>
	<li>Leczenie bólu po operacji:<ol>
		<li>Jeśli zwierzę wykazuje objawy bólu, nie je i/lub waha się chodzić na tylnych kończynach, skonsultuj się z personelem weterynaryjnym i podaj dodatkowe środki przeciwbólowe. UWAGA: Cefuroksym-sodem jest stosowany w leczeniu infekcji bakteryjnych. Do podawania środków przeciwbólowych stosuje się chlorowodorek tramadolu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Mikrotomografia komputerowa
<ol>
	<li>Znieczulaj szczura za pomocą aparatu do znieczulenia gazu izofluranowego (dawka indukcyjna 4%).</li>
	<li>Umieść szczura w pozycji leżącej w komorze skanującej, dostosuj pozycję kończyn i głowy, aby wycentrować obszar skanowania w polu widzenia oraz utrzymuj ciągłą wentylację i znieczulenie (2% izofluranu) przez cały czas zabiegu.</li>
	<li>Wpychaj stałe łóżko zwierzęce do komory skanującej i zamknij drzwi komory.</li>
	<li>Ustaw parametry mikro-CT skanowania następująco. Tryb skanowania: standardowy; Czas naświetlania: 2 minuty; pole widzenia: 72 mm; rozmiar woksela: 144 μm; napięcie: 90 kV; obecny: 88 μA; filtr: 3D-soft. UWAGA: Dane skanowania są automatycznie przesyłane do oprogramowania, a następnie generowany jest trójwymiarowy obraz CT.</li>
	<li>Oddziel docelowe tkanki.<ol>
		<li>Przeanalizuj wybrany obszar tkanki kostnej z oryginalnych obrazów mikro-CT. Przesuń linię funkcji transferowej, aby oddzielić kość od mięśnia, unikając zbyt dużej ilości tkanki mięśniowej. Wykonaj rekonstrukcję w wysokiej rozdzielczości na segmentowanej tkance kostnej, aby stworzyć model 3D.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Eksportuj przetworzone obrazy.<ol>
		<li>Po przetworzeniu obrazów zlokalizuj i kliknij przycisk zakończenia , aby sfinalizować bieżący workflow.</li>
		<li>Pojawi się okno wyskakujące – najpierw zaznacz "Still ", aby potwierdzić, że chcesz wyeksportować statyczny obraz (nie dynamiczną sekwencję).</li>
		<li>Wybierz jpeg jako format pliku wyjściowego spośród dostępnych opcji.</li>
		<li>Wybierz duży rozmiar , aby zapewnić, że eksportowany obraz zachowa wysoką rozdzielczość odpowiednią do analizy lub dokumentacji.</li>
		<li>Kliknij OK , aby zakończyć proces eksportu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Izolacja i hodowla DRG u szczurów z złamaniami promieniowymi
UWAGA: Eutanazja przeprowadza się z inhalacją 4% izofluranem, po czym następuje szybkie zwichnięcie szyjki macicy w celu uśpienia zwierząt. DRG są usuwane 20 dni po ustaleniu modelu pęknięć radialnych.
<ol>
	<li>Przetnij kręgosłup, usuń ciała kręgów C1-C7. Przetnij kręgosłup szyjny wzdłuż przedniej i tylnej linii środkowej i podziel ją na lewą i prawą połowę. W razie potrzeby odciąć kolczaste wyrostki, aby ułatwić operację.</li>
	<li>Delikatnie oczyść tkankę rdzenia kręgowego i włókna nerwowe wewnątrz otworów międzykręgowych. Przepłucz otwory międzykręgowe strzykawką wypełnioną PBS, aby usunąć krew i odsłonić boczne wnęki. UWAGA: DRG znajduje się wewnątrz bocznych wnęk, prezentując się jako jasnożółty guzek, z włóknami nerwowymi połączonymi na obu końcach.</li>
	<li>Użyj kleszczy z tkanki ząbkowej, aby podnieść DRG, delikatnie go podnieść, a następnie nożyczkami do przecięcia włókien nerwowych na obu końcach.</li>
	<li>Przenieś wyekstrahowane DRG do rurki wirówki o pojemności 1,5 mL z medium ekstrakcyjnym; Umieść na lodzie. UWAGA: Przygotuj podłoże ekstrakcyjne, dodając 2% surowicy płodowej bydła (FBS) do α-Minimum Essential Medium (α-MEM). DRG są inkubowane w ośrodku ekstrakcyjnym przez około 30 minut, zanim przejdą do kolejnego etapu.</li>
	<li>Powoli zasysaj i wyrzucaj podłoże ekstrakcyjne. Dodaj 1 ml mieszanego roztworu enzymów trawiennych. Traw w kąpieli wodnej o temperaturze 37 °C przez 60-70 minut. UWAGA: Aby przygotować mieszany roztwór enzymów trawiennych, rozpuścić 100 mg kolagenazy typu I i 100 mg dyspazy w 1 mL soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS). Podczas stosowania rozcieńcz go do roztworu działającego 5 mg/mL i przechowuj w lodzie.</li>
	<li>Posmaruj szalkę Petriego, pipetując odpowiednią objętość roztworu roboczego fibronektyny, a następnie inkubuj w temperaturze 37 °C przez 1 godzinę. UWAGA: Roztwór roboczy fibronektyny w ludzkim osocze (roztwór roboczy fibronektyny) przygotowuje się przez rozcieńczenie roztworu zapasowego fibronektyny 1 mg/mL z ddH₂O do roztworu roboczego Fibronektyny 0,02 mg/mL.</li>
	<li>Po trawieniu aspiruj i wyrzuć mieszany roztwór enzymów trawiennych. Dodaj 1 ml kompletnego medium i delikatnie pipetuj tkankę DRG kilka razy. UWAGA: Aby przygotować kompletne medium, wymieszaj 45 mL podłoża MEM-α, 4,5 mL FBS i 0,5 mL roztworu penicylin-streptomycyny (PS) i sterylizuj przez filtrację przez mikroporowatą błonę o powierzchni 0,22 μm.</li>
	<li>Zbierz filtrat, wiruj w 75 × g przez 8,5 minuty w temperaturze 25 °C.</li>
	<li>Po wirowaniu zasysaj i wyrzuć supernatant do rurki wirówki, a następnie dodaj 1 mL kompletnego medium, aby ponownie zawiesić osad.</li>
	<li>Wyjmij szalkę Petriego. Wyrzuć roztwór działający Fibronektyny i przemyj PBS dwukrotnie.</li>
	<li>Zaszczep komórki w powlekanej szalce Petriego, dodaj 1 mL kompletnego medium i inkubuj w inkubatorze o stałej temperaturze w 37 °C z 5% CO₂ przez 8-12 godzin.</li>
	<li>Po 8-12 godzinach wymień kompletne medium na podłoże zastępcze. Następnie co 2-3 dni wymieniaj połowę objętości na podłoże wymienne. UWAGA: Aby przygotować podłoże zastępcze, wymieszaj 44,5 mL podłoża MEM-α, 4,5 mL FBS, 0,5 mL roztworu penicylin-streptomycyny (PS) oraz 0,5 mL deoksyurydyny. Sterylizuj przez filtrację przez mikroporowatą błonę o średnicy 0,22 μm.</li>
</ol>

<ol><li>GBD 2019 Fracture Collaborators. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global%2C+regional%2C+and+national+burden+of+bone+fractures+in+204+countries+and+territories%2C+1990-2019%3A+a+systematic+analysis+from+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2019%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Healthy+Longev%22%5BJournal%5D)">Global, regional, and national burden of bone fractures in 204 countries and territories, 1990-2019: a systematic analysis from the Global Burden of Disease Study 2019.</a> Lancet Healthy Longev. 2 (9), e580-e592 (2021).</li>
<li>Zeng, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+incidence%2C+prevalence%2C+and+health+burden+of+forearm+fractures+in+China+from+1992+to+2021+and+forecasts+for+2036%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Public+Health%22%5BJournal%5D)">The incidence, prevalence, and health burden of forearm fractures in China from 1992 to 2021 and forecasts for 2036.</a> Front Public Health. 13, 1566421(2025).</li>
<li>Miskiewicz, M., Hakimi, A., Ling, K., Tesoriero, J., Komatsu, D., Wang, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology%2C+risk+factor%2C+and+economic+analysis+of+peripheral+nerve+injury+following+distal+radius+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Orthop+Surg+Traumatol%22%5BJournal%5D)">Epidemiology, risk factor, and economic analysis of peripheral nerve injury following distal radius fractures.</a> Eur J Orthop Surg Traumatol. 35 (1), 292(2025).</li>
<li>Olech, J., Ciszewski, M., Morasiewicz, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+distal+radius+fractures+in+children+and+adults+during+the+COVID-19+pandemic+-+a+two-center+study%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskelet+Disord%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of distal radius fractures in children and adults during the COVID-19 pandemic - a two-center study.</a> BMC Musculoskelet Disord. 22 (1), 306(2021).</li>
<li>Liu, K., Grigor, E. J. M., Antflek, D., Ho, G., Baltzer, H. L., Paul, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+to+surgical+management+of+distal+radius+fractures%3A+effects+on+health+care+utilization+and+functional+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Time to surgical management of distal radius fractures: effects on health care utilization and functional outcomes.</a> Can J Surg. 67 (4), E286-E294 (2024).</li>
<li>Khan, S., Persitz, J., Shrouder-Henry, J., Khan, M., Chan, A., Paul, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+time-to-surgery+on+distal+radius+fracture+outcomes%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Effect of time-to-surgery on distal radius fracture outcomes: A systematic review.</a> J Hand Surg Am. 48 (5), 435-443 (2023).</li>
<li>Hunt, J. J., Lumsdaine, W., Attia, J., Balogh, Z. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AO+type-C+distal+radius+fractures%3A+the+influence+of+computed+tomography+on+surgeon%27s+decision-making%5BTitle%5D)+AND+%22ANZ+J+Surg%22%5BJournal%5D)">AO type-C distal radius fractures: the influence of computed tomography on surgeon's decision-making.</a> ANZ J Surg. 83 (9), 676-678 (2013).</li>
<li>Gutiérrez-Espinoza, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+and+safety+of+different+treatment+modalities+for+patients+older+than+60+years+with+distal+radius+fracture%3A+A+network+meta-analysis+of+clinical+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Environ+Res+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Effectiveness and safety of different treatment modalities for patients older than 60 years with distal radius fracture: A network meta-analysis of clinical trials.</a> Int J Environ Res Public Health. 20 (4), 3697(2023).</li>
<li>Rozental, T. D., Blazar, P. E., Franko, O. I., Chacko, A. T., Earp, B. E., Day, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+outcomes+for+unstable+distal+radial+fractures+treated+with+open+reduction+and+internal+fixation+or+closed+reduction+and+percutaneous+fixation%3A+A+prospective+randomized+trial%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Joint+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Functional outcomes for unstable distal radial fractures treated with open reduction and internal fixation or closed reduction and percutaneous fixation: A prospective randomized trial.</a> J Bone Joint Surg Am. 91 (8), 1837-1846 (2009).</li>
<li>Bentohami, A., De Burlet, K., De Korte, N., Selles, R. W., Goslings, J. C., Schep, N. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+following+volar+locking+plate+fixation+for+distal+radial+fractures%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Eur%22%5BJournal%5D)">Complications following volar locking plate fixation for distal radial fractures: a systematic review.</a> J Hand Surg Eur. 39 (7), 745-754 (2014).</li>
<li>Jiang, J. J., Phillips, C. S., Levitz, S. P., Benson, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+factors+for+complications+following+open+reduction+internal+fixation+of+distal+radius+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Risk factors for complications following open reduction internal fixation of distal radius fractures.</a> J Hand Surg Am. 39 (12), 2365-2372 (2014).</li>
<li>Qiu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Satellite+glial+cells+in+sensory+ganglia+play+a+wider+role+in+chronic+pain+via+multiple+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Regen+Res%22%5BJournal%5D)">Satellite glial cells in sensory ganglia play a wider role in chronic pain via multiple mechanisms.</a> Neural Regen Res. 19 (5), 1056-1063 (2024).</li>
<li>Krames, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+dorsal+root+ganglion+in+the+development+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain+Med%22%5BJournal%5D)">The role of the dorsal root ganglion in the development of neuropathic pain.</a> Pain Med. 15 (10), 1669-1685 (2014).</li>
<li>Sapunar, D., Kostic, S., Banozic, A., Puljak, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dorsal+root+ganglion-a+potential+new+therapeutic+target+for+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pain+Res%22%5BJournal%5D)">Dorsal root ganglion-a potential new therapeutic target for neuropathic pain.</a> J Pain Res. 5, 31-38 (2012).</li>
<li>Liang, T. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+the+central+and+peripheral+nervous+system+to+regulate+bone+homeostasis%3A+mechanisms+and+potential+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Mil+Med+Res%22%5BJournal%5D)">Targeting the central and peripheral nervous system to regulate bone homeostasis: mechanisms and potential therapies.</a> Mil Med Res. 12 (1), 13(2025).</li>
<li>Tuzmen, C., Campbell, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crosstalk+between+neuropeptides+SP+and+CGRP+in+regulation+of+BMP2-induced+bone+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Connect+Tissue+Res%22%5BJournal%5D)">Crosstalk between neuropeptides SP and CGRP in regulation of BMP2-induced bone differentiation.</a> Connect Tissue Res. 59 (sup1), 81-90 (2018).</li>
<li>He, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CGRP+may+regulate+bone+metabolism+through+stimulating+osteoblast+differentiation+and+inhibiting+osteoclast+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Med+Rep%22%5BJournal%5D)">CGRP may regulate bone metabolism through stimulating osteoblast differentiation and inhibiting osteoclast formation.</a> Mol Med Rep. 13 (5), 3977-3984 (2016).</li>
<li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcitonin-gene-related+peptide+stimulates+stromal+cell+osteogenic+differentiation+and+inhibits+RANKL+induced+NF-kappaB+activation%2C+osteoclastogenesis+and+bone+resorption%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Calcitonin-gene-related peptide stimulates stromal cell osteogenic differentiation and inhibits RANKL induced NF-kappaB activation, osteoclastogenesis and bone resorption.</a> Bone. 46 (5), 1369-1379 (2010).</li>
<li>Harris, I., Hatfield, A., Donald, G., Walton, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcome+after+intramedullary+nailing+of+femoral+shaft+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22ANZ+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Outcome after intramedullary nailing of femoral shaft fractures.</a> ANZ J Surg. 73 (6), 387-389 (2003).</li>
<li>Lin, C., Sun, J. S., Hou, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((External+fixation+with+or+without+supplementary+intramedullary+Kirschner+wires+in+the+treatment+of+distal+radial+fractures%5BTitle%5D)+AND+%22Can+J+Surg%22%5BJournal%5D)">External fixation with or without supplementary intramedullary Kirschner wires in the treatment of distal radial fractures.</a> Can J Surg. 47 (6), 431-437 (2004).</li>
<li>Board, T. N., Yang, L., Saleh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+fine-wire+fixators+work%3A+an+analysis+of+pressure+distribution+at+the+wire-bone+interface%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Why fine-wire fixators work: an analysis of pressure distribution at the wire-bone interface.</a> J Biomech. 40 (1), 20-25 (2007).</li>
<li>Bäcker, H. C., Heyland, M., Wu, C. H., Perka, C., Stöckle, U., Braun, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breakage+of+intramedullary+femoral+nailing+or+femoral+plating%3A+how+to+prevent+implant+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Med+Res%22%5BJournal%5D)">Breakage of intramedullary femoral nailing or femoral plating: how to prevent implant failure.</a> Eur J Med Res. 27 (1), 7(2022).</li>
<li>Lethaby, A., Temple, J., Santy-Tomlinson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pin+site+care+for+preventing+infections+associated+with+external+bone+fixators+and+pins%5BTitle%5D)+AND+%22Cochrane+Database+Syst+Rev%22%5BJournal%5D)">Pin site care for preventing infections associated with external bone fixators and pins.</a> Cochrane Database Syst Rev. 2013 (12), CD004551(2013).</li>
<li>Arciola, C. R., Campoccia, D., Montanaro, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implant+infections%3A+adhesion%2C+biofilm+formation+and+immune+evasion%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Implant infections: adhesion, biofilm formation and immune evasion.</a> Nat Rev Microbiol. 16 (7), 397-409 (2018).</li>
<li>Box, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramedullary+nail+fixation+versus+open+reduction+and+internal+fixation+for+treatment+of+adult+diaphyseal+forearm+fractures%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Intramedullary nail fixation versus open reduction and internal fixation for treatment of adult diaphyseal forearm fractures: a systematic review and meta-analysis.</a> J Orthop Surg Res. 19 (1), 719(2024).</li>
<li>Burnikel, A., Faucher, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+metacarpal+and+phalangeal+fractures%3A+Intramedullary+screw+technique%5BTitle%5D)+AND+%22JBJS+Essent+Surg+Tech%22%5BJournal%5D)">Treatment of metacarpal and phalangeal fractures: Intramedullary screw technique.</a> JBJS Essent Surg Tech. 15 (4), e23.00032(2025).</li>
<li>Aktan, C., Ertan, M. B., Turan, A., Kose, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fixation+of+small+osteochondral+fragments+in+a+comminuted+distal+humerus+fracture+with+magnesium+bioabsorbable+screws%3A+A+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Cureus%22%5BJournal%5D)">Fixation of small osteochondral fragments in a comminuted distal humerus fracture with magnesium bioabsorbable screws: A case report.</a> Cureus. 10 (12), e3752(2018).</li>
<li>Shyamalan, G., Theokli, C., Pearse, Y., Tennent, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volar+locking+plates+versus+Kirschner+wires+for+distal+radial+fractures-a+cost+analysis+study%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Volar locking plates versus Kirschner wires for distal radial fractures-a cost analysis study.</a> Injury. 40 (12), 1279-1281 (2009).</li>
<li>Wang, D., Huang, X., Lv, W., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+toxicity+and+antibacterial+effects+of+povidone-iodine+irrigation+in+fracture+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Orthop+Surg%22%5BJournal%5D)">The toxicity and antibacterial effects of povidone-iodine irrigation in fracture surgery.</a> Orthop Surg. 14 (9), 2286-2297 (2022).</li>
<li>Shiels, S. M., Muire, P. J., Wenke, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FK506+increases+susceptibility+to+musculoskeletal+infection+in+a+rodent+model%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskelet+Disord%22%5BJournal%5D)">FK506 increases susceptibility to musculoskeletal infection in a rodent model.</a> BMC Musculoskelet Disord. 23 (1), 716(2022).</li>
</ol>

Wszyscy autorzy deklarują, że nie mają potencjalnych konfliktów interesów.

Złamanie kości promieniowej jest jednym z najczęstszych złamań długich kości w praktyce klinicznej. Proces gojenia obejmuje złożone interakcje między naprawą tkanki kostnej a regulacją nerwową (np. regulacją osteoklastów przez neuropeptydy oraz czynniki neurotroficzne uwalniane z grzbietowego zwoju korzenia)15,16,17,18. Szczury są klasycznym modelem do badania mechanizmu gojenia złamań dzięki w...

Złamania kości promieniowej należą do najczęstszych złamań klinicznych, o znacznej globalnej częstości występowania i należą do głównych przyczyn złamań długich kości w kończynach 1,2,3. Badania populacyjne pokazują dwumodalny rozkład wiekowy złamań promieniowych, zazwyczaj osiągający szczyt zarówno u dzieci, jak i osób starszych4. Opóźnione leczenie często prowadzi do zaburzeń rotacyjnych przedramienia, poważnie upośledzających codzienne czynności (ADL)5,6. Kontrowersje w leczeniu złamań promieniowych nadal istnieją, koncentrując się głównie na systemach klasyfikacji złamań i wyborze metod leczenia 7,8. Dowody kliniczne sugerują, że otwarta redukcja wewnętrzna fiksacja (ORIF) znacząco poprawia zakres ruchu (ROM) stawu łokcia lub nadgarstka oraz odzyskiwanie siły9; Jednak takie podejście wiąże się z wyższym wskaźnikiem zakażeń pooperacyjnych oraz powikłań związanych z utrwaleniem wewnętrznym10,11.
DRG pełni rolę kluczowego mostu anatomicznego i funkcjonalnego dla transmisji informacji sensorycznej między obwodowym a centralnym układem nerwowym (OUN). Poza swoją główną rolą w zbieraniu i przekazywaniu sygnałów peryferyjnych (np. dotyk, temperatura), DRG aktywnie reguluje nieprawidłowe doznania, takie jak ból, czyniąc go kluczową strukturą leżącą zarówno u podstaw normalnej funkcji sensorycznej, jak i klinicznego leczenia bólu 12,13,14. Zmiany patologiczne, takie jak uraz, stan zapalny czy neurodegeneracja w DRG, mogą wywoływać nieprawidłowości sensoryczne (np. drętwienie, mrowienie) lub przewlekły ból, co czyni je głównym punktem badań w neurobiologii i medycynie bólu.
W niniejszym procesie wybrano 8-tygodniowe samce szczurów SD ważące około 200 g do skonstruowania (1) wewnętrznego modelu fiksacji dla złamań radialnych poprzecznych u szczurów i późniejszej oceny po gojeniu, oraz (2) izolacji i hodowli in vitro DRG u szczurów z wewnętrznym modelem fiksacji złamań promieniowych. Protokół ten został zaprojektowany, aby ułatwić powtarzalne eksperymenty w badaniach dotyczących mechanizmów gojenia złamań, zmian sensorycznych wywołanych przez DRG oraz potencjalnych celów terapeutycznych bólu lub dysfunkcji po złamaniu.

<table><tbody><tr><td>5-Fluoro-2' deoksyurydyna</td><td>Sigma</td><td>F0503</td><td></td></tr><tr><td>Cefuroksym, sod&nbsp;</td><td>Shandong Runze Pharmaceutical Co., Ltd., Chiny</td><td>Guoyao Zhunzi H20205058</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór barwienia DAPI</td><td>Biyotime</td><td>C1005</td><td></td></tr><tr><td>Dyspersjaza</td><td>Shanghai yuanye Bio-Technology Co., Ltd.</td><td>S25046</td><td></td></tr><tr><td>Serum bydła płodu (FBS)</td><td>Thermo</td><td>16000-044</td><td></td></tr><tr><td>hemostatyczne kleszcze i kłęce;</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. &nbsp;</td><td>J31070</td><td></td></tr><tr><td>Fibronektyna osocza ludzka (fibronektyna ludzka) &nbsp;</td><td>Sigma</td><td>F0895</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>R510-22-10&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>System mikro-CT na żywych zwierzętach</td><td>PerkinElmer w USA</td><td>Quantum GX&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Mem-ALPHA Medium kulturowe&nbsp;</td><td>BI</td><td>C3060</td><td></td></tr><tr><td>uchwyt na igły & nbsp;</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. &nbsp;</td><td>200622</td><td></td></tr><tr><td>obsługa nożyczek i nbsp;</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. &nbsp;</td><td>J21130</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina</td><td>Solarbio</td><td>140051251</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór penicylina i streptomycyna&nbsp;</td><td>NovaCells</td><td>N-PSS125</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-jod</td><td>Meilunbio</td><td>MB1313800g</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co.,Ltd.</td><td>RYY070</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść skalpelowa</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. &nbsp;</td><td>J11010</td><td></td></tr><tr><td>Szycie &nbsp;</td><td>Johnson & Johnson MEDICAL (Chiny) Ltd.&nbsp;</td><td>SA84G</td><td></td></tr><tr><td>Igła do szycia</td><td>Shanghai XIAOYU MEDICAL EQUIPMENTS. &nbsp;</td><td>&Delta; 3/8 i środkowa kropka; 3&; 6</td><td></td></tr><tr><td>Tytanowa igła</td><td>Tianjin Yutong Medical Device&nbsp;</td><td>2-0X250&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>ząbkowe kleszcze tkankowe&nbsp;</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. &nbsp;</td><td>J41055</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek tramadolu</td><td>Jiangsu Jiuxu Pharmaceutical Co., Ltd., Chiny</td><td>CYHB2201997</td><td></td></tr><tr><td>Tubulin beta-III</td><td>Sigma</td><td>CBL412X</td><td></td></tr><tr><td>Kolagenaza typu I&nbsp;</td><td>Thermo</td><td>17100-017</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss Axio Vert A1 Odwrócony mikroskop fluorescencyjny</td><td>Zeiss</td><td>Axio Vert A1</td><td></td></tr></tbody></table>

opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego

Development of a Novel Internal Fixation Model for Rat Radial Fractures: Fracture Healing Assessment and Dorsal Root Ganglion Isolation

Model złamania promieniowego szczura odgrywa duże znaczenie w badaniach ortopedycznych, szczególnie w badaniach mechanizmów gojenia złamań, badaniach przesiewowych leków oraz ocenie materiałów biologicznych. Pomimo pewnych ograniczeń, jego rola w badaniach naukowych pozostaje niezastąpiona. Ponieważ promień szczurów jest stosunkowo cienki, stalowe płyty i śruby stosowane obecnie w praktyce klinicznej nie nadają się do leczenia złamań promieniowych szczurów. Aby rozwiązać to ograniczenie, badanie innowacyjne wykorzystuje szwy i stabilizację igieł tytanowych, wewnętrzny model fiksacji dla złamań radialnych, który zapewnia stosunkowo stabilne fiksowanie i tworzy solidny model zwierzęcy do badania wewnętrznego fiksacji takich złamań. Obrazowanie in vivo wykonano za pomocą mikro-CT na żywych zwierzętach, aby wykryć gojenie złamań promieniowych u szczurów Sprague-Dawley (SD). Ekstrakcja i zastosowanie DRG dla szczurów to ważne etapy badań neurobiologicznych, szeroko stosowane w takich dziedzinach jak neurobiologia, patologia i biologia komórki. Protokół ten jest odpowiedni do pierwotnej hodowli neuronów zwojowe korzenia grzbietowego szczurów z złamaniami promieniowymi i może być wykorzystywany do badania mechanizmów uszkodzenia nerwów oraz ich naprawy po złamaniach, takich jak apoptoza neuronów i uwalnianie neuroprzekaźników.

Obrazy mikro-CT potwierdziły pomyślne ustalenie modeli szczurów z pęknięciami radialnymi na Rysunku 7 oraz wewnętrznego modelu fiksacji dla pęknięć radialnych szczurów na Rysunku 8. Zdjęcia mikro-CT porównano pomiędzy wykonaniem w dniu budowy wewnętrznego modelu fiksacji złamania a dwudziestodniem po utworzeniu modelu. Dwadzieścia dni po modelowaniu analiza mikro-CT szczurów SD w grupie modelowanej złamania wykazała korzystne rokowanie. Zdjęcia pokazały rozmytą ...

Badanie innowacyjne łączy szwy i igły tytanowe do stabilnej wewnętrznej fiksacji w modelu złamania promieniowego szczura. Gojenje złamań oceniono za pomocą mikrotomografii komputerowej (mikro-CT), a neurony pierwotnego zwoja korzenia grzbietowego (DRG) zostały wyizolowane i hodowane do dalszych badań.

Opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego

The rat radial fracture model is of significant importance in orthopedic research, particularly for studying fracture-healing mechanisms, drug screening, ...

Złamania kości promieniowej są bardzo powszechne na całym świecie i stanowią główną przyczynę złamań długich kości kończyn. Model złamania promieniowego szczura jest kluczowy do badania gojenia złamań, badań przesiewowych leków oraz oceny biomateriałów w badaniach ortopedycznych. Ponieważ promień szczurów jest stosunkowo cienki, stalowe płyty i śruby stosowane obecnie w praktyce klinicznej nie nadają się do leczenia złamań promieniowych szczurów.Aby przezwyciężyć to ograniczenie, protokół innowacyjnie łączy szwy i mocowanie igieł tytanowych, ustanawiając stabilny model złamania promieniowego do badań nad stabilizacją wewnętrzną. W protokole przedstawiliśmy również zastosowanie systemu mikro-CT na żywych zwierzętach, aby wyjaśnić gojenie złamań u szczurów. Pokazaliśmy także ekstrakcję i hodowlę DRG w modelu złamania szczura, który będzie wykorzystywany do badania mechanizmu urazu nerwowego i naprawy złamań.Narzędzia chirurgiczne do złamań szczurów obejmują ostrze skalpela, uchwyt skalpela, nożyczki operacyjne, uchwyt na igły, kleszcze hemostatyczne oraz kleszcze do tkanek zębatych. Samiec szczura Sprague Dawley, około 8 tygodni życia i waży około 200 gramów. Znieczulaj szczura za pomocą aparatu do znieczulenia gazowego izofluranem i utrzymuj znieczulenie wentylacyjne przez cały czas trwania zabiegu.Utrzymuj temperaturę na sali operacyjnej na poziomie 28°C. Ustaw szczura w pozycji bocznej. Odsłonij prawą kończynę przednią i ogol włosy maszynką do strzyżenia. Zawij sterylną prześcieradło i owiń opaską opatrunkową wokół bliższej prawej kończyny przedniej, aby zmniejszyć krwawienie po zabiegu.Przygotuj skórę, naprzemiennie stosując alkohol i peelingi z betadyną trzy razy. Wykonaj 1,5 cm podłużne nacięcie na grzbietowej promieniowej stronie prawego przedramienia. Oddziel przestrzenie mięśniowe i całkowicie odsłoń prawą promień kończyny przedniej.Użyj nożyczek operujących, aby przeciąć promień i stworzyć pęknięcie poprzeczne. Kierunek nożyczek tworzy kąt 90 stopni względem promienia. Weź tytanową igłę o średnicy 0,8 mm i długości 10 mm, i włóż ją w pęknięcie promieniowe wzdłuż jej osi podłużnej.Napraw promień i tytanową igłę szwem. Szew był wiązany trzema kolejnymi węzłami, a tytanowa igła była mocowana do promienia za pomocą czterech przerywanych szwów. Zszyj kolor skóry nadmiaru szwów i zamknij drewno.Dezynfekuj skórę peelingami z betadyną. Okryj ranę sterylną gazą i zabezpiecz bandażami. Szczur odzyskał przytomność po znieczuleniu, a jego stan dobrze się zregenerował.Znieczulaj szczura za pomocą aparatu do znieczulenia gazowego izofluranem. Umieść szczura w pozycji leżącej w komorze skanującej. Dostosuj pozycję kończyn i głowy, aby wycentrować obszar skanowania w polu widzenia i utrzymać ciągłą wentylację oraz znieczulenie przez cały zabieg.Wpychaj stałe łóżko zwierzęce do komory skanującej i zamknij drzwi komory. Parametry skanowania mikro-CT zostały ustawione następująco: tryb skanowania: standardowy, czas naświetlania: dwie minuty, pole widzenia: 72 mm, rozmiar woksela: 144 m, kilowolt: 90; mikroamperzy: 88, filtr: 3D-soft. Dane skanowania są automatycznie przesyłane do oprogramowania, a następnie generowany jest trójwymiarowy obraz CT.Oddziel docelowe tkanki. Eksportuj przetworzone obrazy. Przetnij kręgosłup, usuń ciała kręgów od C1 do C7.Przetnij kręgosłup szyjny wzdłuż przedniej i tylnej linii środkowej, podzielony na lewą i prawą połowę. Użyj kleszczy z tkanek zębatych, aby podnieść DRG, delikatnie go podnieść, a następnie użyj nożyczek operacyjnych, aby przeciąć włókna nerwowe. Przenieś wyekstrahowane DRG do rurki wirówki o pojemności 1,5 mL z medium ekstrakcyjnym.Postaw na lodzie. Powoli zasysaj i wyrzucaj podłoże ekstrakcyjne. Dodaj 1 ml mieszanego roztworu trawiennego i enzymatycznego.Trawić w kąpieli wodnej o temperaturze 37 °C przez 60 do 70 minut. Pipetą należy podać odpowiednią ilość roztworu roboczego fibronektyny do szalki Petriego i obtoczyć ją w inkubatorze 37°C na godzinę. Po trawieniu zawsypaj i wyrzuć mieszany roztwór enzymów trawiennych.Zbierz filtrat, wiruj w 70 x g przez 8,5 minuty. Po wirowaniu zasysaj i wyrzuć supernatant do rurki wirówki. Dodaj 1 mL kompletnego medium, aby ponownie zawiesić osad.Wyjmij szalkę Petriego. Wyrzuć roztwór działający fibronektyny i przepłucz PBS dwukrotnie. Zaszczep komórki do szalki Petriego, dodaj 1 ml kompletnego medium.Umieść je w inkubatorze o stałej temperaturze 37°C z 5% dwutlenku węgla na 8-12 godzin. Obrazowanie mikro-CT potwierdziło pomyślne opracowanie modeli szczurów z złamaniem promieniowym oraz modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów. 20 dni po modelowaniu analiza mikro-tomografii u szczurów SD w grupie modelowanej złamania wykazała korzystne rokowanie.Zaobserwowano powstawanie odcisków na końcach złamania, z postępującym zespoleniem i stopniowym zatarciem linii złamania, co jest zgodne z wczesną fazą zrośnięcia kości. Zdjęcia pokazały rozmytą linię złamania w modelowanym obszarze, co sugeruje, że tkanka kostna w miejscu złamania była w dużej mierze zagojona. W 5. do 6. dniu po izolacji DRG komórki neuronalne wykazują intensywną ekspozycję cytoplazmatyczną.Na tym etapie całe ciała komórek neuronalnych i otaczające je synapsy są wyraźnie rozróżnialne. Mikroskopia immunofluorescencyjna została użyta do fotografowania komórek neuronalnych szóstego dnia hodowli. Jak pokazano na Rysunku 9, beta-III-tubulina została pokazana jako zielona fluorescencja.Komórki pozytywne na Beta III-tubulinę, w tym zarówno ciała komórek DRG, jak i aksony, zostały zabarwione na zielono, a niebieska fluorescencja reprezentuje jądra neuronów barwionych przez DAPI. Szczury są klasycznym modelem do badania mechanizmu gojenia złamań dzięki wyraźnemu tłu genetycznemu i krótkiemu cyklowi rozrodczemu. Jednak niewielka średnica promienia, około 1-1,5 mm, uniemożliwia dopasowanie do klinicznego wewnętrznego urządzenia do utrwalania, co poważnie ogranicza jego zastosowanie w badaniach nad gojeniem kości nerwowych.W odpowiedzi na ten problem badanie innowacyjne zaproponowało metodę wewnętrznego utrwalania igły tytanowej z połączonym szwem. Podstawowa logika polega na zastąpieniu sztywnego mocowania śrub elastycznym podwiązywaniem szwów, co mogłoby zmniejszyć uszkodzenie nerwu iatrogenicznego i zapewnić stabilne środowisko mechaniczne. Protokół ten zapewniał powtarzalność i standaryzację konstrukcji modelu.Szwy i tytanowe igły są używane do wewnętrznego fiksowania w modelach złamań promieniowych szczurów. Gojenje złamań ocenia się za pomocą mikro-CT. Pierwotne neurony DRG są izolowane i hodowlowane po badaniach gojących złamania.W protokole innowacyjnie łączymy szwy i tytanowe igły dla stabilnej wewnętrznej fiksacji w modelu złamania promieniowego szczura. Gojenje złamań oceniano za pomocą mikro-CT, a pierwotne neurony DRG zostały wyizolowane i wyhodowane do dalszych badań.

development-novel-internal-fixation-model-for-rat-radial-fractures

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Niniejszy artykuł opisuje metodę stabilizacji złamań kości długich opartą na zastosowaniu zmodyfikowanych zewnętrznych stabilizatorów Ilizarova 1-3. Po zastosowaniu stabilizatorów i wywołaniu urazu kostnego można oceniać proces gojenia, przeprowadzać osteogenezę dystrakcyjną lub tworzyć staw rzekomy bądź defekt o rozmiarze krytycznym w celu badania interwencji terapeutycznych.

Tworzenie sztywno stabilizowanych złamań do oceny kostnienia błonowego, osteogenezy dystrakcyjnej lub gojenia ubytków o rozmiarze krytycznym

Źródło: Cheah, M., et al. Iniekcja ganglionu korzenia grzbietowego i uraz zmiażdżenia korzenia grzbietowego jako model regeneracji aksonów czuciowych. J. Vis. Exp. (2017). Ten film pokazuje krok po kroku procedurę wstrzykiwania zawiesiny wirusa do zwojów korzenia grzbietowego (DRG) i wywoływania kontrolowanego uszkodzenia aksonów poprzez zmiażdżenie korzenia grzbietowego u znieczulonego szczura. Protokół obejmuje odsłonięcie DRG, dostarczenie wektora wirusowego stymulującego wzrost w celu...

Modelowanie regeneracji aksonów czuciowych u szczura za pomocą iniekcji zwoju korzenia grzbietowego i uszkodzenia zmiażdżenia korzenia grzbietowego

Jednym z ograniczeń badań przedklinicznych w dziedzinie naprawy kości jest brak eksperymentalnej kontroli nad lokalnym środowiskiem mechanicznym w obrębie gojącej się zmiany kostnej. Przedstawiamy projekt i zastosowanie stabilizatora zewnętrznego do naprawy kości z możliwością zmiany sztywności stabilizatora in vivo.

Regulowana sztywność, stabilizator zewnętrzny do osteotomii kości udowej szczura i modele segmentalnych ubytków kostnych

Ten protokół opisuje technikę osteosyntezy wykorzystującą gwóźdź blokujący śródszpikowy do standaryzacji osteotomii kości udowej, która może być używana do analizy prawidłowego i wadliwego gojenia kości u myszy.

Śródszpikowy gwóźdź blokujący do standaryzowanego mocowania osteotomii kości udowej w celu analizy prawidłowego i wadliwego gojenia kości u myszy

To badanie opisuje powtarzalny i szczegółowy protokół wykorzystujący nowo opracowany zewnętrzny stabilizator do osteogenezy dywersyjnej (DO) w modelu szczura kości udowej, który pozwala na fizjologiczne obciążanie zwierzęcia po usunięciu zewnętrznego stabilizatora.

Skuteczny i powtarzalny protokół osteogenezy dyfuzyjnej w modelu szczurzym prowadzący do funkcjonalnej regeneracji kości udowej

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy wykorzystującą śródszpikową do standaryzowanej stabilizacji złamań kości udowej, która może być wykorzystana do analizy endochrzęstnego gojenia kości u myszy.

Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

Model mysiego zamkniętego złamania kości udowej jest potężną platformą do badania gojenia złamań i nowatorskich strategii terapeutycznych przyspieszających regenerację kości. Celem tego protokołu chirurgicznego jest wygenerowanie jednostronnie zamkniętych złamań kości udowej u myszy za pomocą śródszpikowego pręta stalowego do stabilizacji kości udowej.

Generowanie zamkniętych złamań kości udowej u myszy: model do badania gojenia kości

Modele in vivo krytycznych wymiarów kości u ssaków są niezbędne dla badaczy badających mechanizmy leczenia i terapie ortopedyczne. W tym miejscu wprowadzamy protokół tworzenia powtarzalnych, segmentowych ubytków kości udowej u szczurów stabilizowanych za pomocą stabilizacji zewnętrznej.

Wiarygodny i powtarzalny model segmentalnej wady kości udowej o krytycznej wielkości u szczurów stabilizowany za pomocą niestandardowego stabilizatora zewnętrznego

Tutaj prezentujemy protokół jatrogennego złamania trzonu kości udowej szczurów albinosów Wistar i śledzenia rozwoju modzela. Ten model osteotomii kości udowej może pomóc naukowcom ocenić proces gojenia się złamań i zbadać, w jaki sposób lek może wpływać na gojenie złamań.

Protokół opracowania modelu osteotomii kości udowej u szczurów albinosów Wistar

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu wykrycie złamania trzonu w kości udowej myszy, która jest stabilizowana drutem śródszpikowym, do badań nad gojeniem złamań.

Ustalenie modelu złamania kości udowej trzonu u myszy

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia defektu w tkance trzonu kości udowej szczura. Model ten może oceniać wydajność biomateriału pod wpływem stresu biomechanicznego i badać mechanizmy regeneracji kości związane z osteogenezą błoniastą.

Tworzenie modelu ubytku ubytku ubytku w kości korowej kości udowej szczura

Poznaj innowacyjną metodę wewnętrznej fiksacji złamań promieniowych szczurów łączącą szwy z igłami tytanowymi. Oceń gojenie kostne za pomocą mikro-CT i izoluj neurony gangliów korzenia grzbietowego do badań nad mechanizmami regeneracji nerwowo-kostnej.

Opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego (Wideo) | JoVE Journal

Opracowanie nowego modelu wewnętrznego fiksacji dla złamań promieniowych szczurów: ocena gojenia złamań i izolacja gangliów korzenia grzbietowego

Przeglądaj więcej filmów