Name: Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-02-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 2 s
Description: Poznaj model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołany niedokrwieniem z uszkodzeniem reperfuzyjnym. Protokół łączy jednostronne IRI z opóźnioną nefrektomią, zapewniając niemal 100% przeżywalność i powtarzalność wyników.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te były wspierane przez NIDDK K01-DK133635; Nagroda UPMC VMI P3HVB; Nagroda Fundacji Samuela i Emmy Wintersów; UPMC CHP RAC Grant start-up; Nagroda dla grantmakerów Children's Trust Fundacji UPMC CHP; George M. O'Brien Kidney Resource Alliance Opportunity Pool Program (OKRA OPP) (do TC), NIDDK R01-DK121758; DK134346; R25-DK119180 (do SSL), NIDDK R01-DK125015; R01-DK137410 (do JH), oraz Carolyn i Mark Snyder i rodzina Snyderów (do JH i SSL). Dziękujemy Laboratorium Histologicznemu CHP UPMC za pomoc w histologii i obrazowaniu skanowanym oraz Kansas State University Veterinary Diagnostic Laboratories za wsparcie w chemii surowice.

Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzone w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych Uniwersytetu w Pittsburghu (IACUC; Protokół nr 23103811), zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Grupa kontrolna poddana fikcyjnej operacji może być uwzględniona w odpowiednim przypadku i zazwyczaj poddawana jest ekspozycji chirurgicznej bez zaciskania naczyń lub nefrektomii przeciwstronnej. Szczegółowe informacje o narzędziach i sprzęcie można znaleźć w sekcji Materiały. Ostre przedmioty, w tym igły, ostrza skalpela i klipsy, muszą być wyrzucane do wyznaczonych pojemników na ostre przedmioty. Odpady biologiczne, w tym tkanki i zwłoki, muszą być traktowane i utylizowane zgodnie z protokołami instytucjonalnych dotyczących odpadów biologicznych. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie zwierząt i montaż chirurgiczny
<ol>
	<li>Przed użyciem autoklawuj wszystkie narzędzia chirurgiczne. Podczas operacji na wielu zwierzętach usuwaj krew i zanieczyszczenia z narzędzi między zabiegami, a następnie sterylizuj je przez 10-15 sekund za pomocą sterylizatora gorących kulek. Pozwól instrumentom ostygnąć przed ponownym użyciem.</li>
	<li>Ustaw termoforem ciewki z cyrkulacją wody i umieść lampę podczerwieni nad polem operacyjnym.</li>
	<li>Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia i indukuj znieczulenie izofluranem (1,5%-2% tlenu, 1-2 L/min) (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi). Gdy mysz wydaje się tracić przytomność, należy potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palca, aby potwierdzić utratę odruchów.</li>
	<li>Przenieś mysz na podgrzewaną podkładkę chirurgiczną i utrzymuj znieczulenie za pomocą stożka nosowego.</li>
	<li>Podawaj Ethiqa XR (buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu; 3,25 mg/kg, s.c.) w leczeniu przeciwoperacyjnym.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej na podkładzie chirurgicznym. Jeśli to konieczne, zabezpiecz kończyny taśmą, aby zminimalizować ruch.</li>
	<li>Ogol włosy grzbietowe wokół miejsca nacięcia za pomocą maszynki.</li>
	<li>Nakładaj maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszaniu podczas zabiegu.</li>
	<li>Włóż sondę odbytniczą, zabezpiecz ją taśmą i podłącz do termometru do ciągłego monitorowania.</li>
	<li>Dezynfekuj obszar operacyjny, naprzemiennie stosując 10% povidon-jod i 70% etanolu, a następnie przykryj obszar sterylną osłoną.</li>
</ol>
2. Jednostronne IRI nerek
<ol>
	<li>Zrób środkowe nacięcie grzbietowe (3-4 cm) na poziomie nerki.</li>
	<li>Oddziel skórę od warstw podskórnych za pomocą nożyczek oddzielających tkanki.</li>
	<li>Zidentyfikować lokalizację nerki poprzez palpację przez skórę.</li>
	<li>Na poziomie, gdzie widoczna jest nerka, około 1 cm bocznie od kręgosłupa po lewej stronie, wykonaj podłużne nacięcie mięśniowe o długości 1-1,5 cm. UWAGA: Jeśli nacięcie jest zbyt długie, nerka może cofnąć się do jamy brzusznej, co utrudnia dalszą manipulację. Minimalne nacięcie skóry może utrzymać nerkę na zewnątrz.</li>
	<li>Delikatnie zespolić nerkę przez nacięcie grzbietowe. Jeśli cienka błona blokuje dostęp, tępo ją rozciąj.</li>
	<li>Podczas stabilizacji nerki nieząbkowatymi kleszczami, tępo rozciąć tłuszcz okołokołowy i tkankę łączną wokół górnej i dolnej szypki nerki, aby stworzyć "kanał" do założenia zacisku naczyniowego.</li>
	<li>Upewnij się, że temperatura ciała rdzenia jest wystarczająco wysoka (36,8-37,2 °C) przed wywołaniem niedokrwienia. Załóż nieurazowy zacisk naczyń przez tętnicę nerkową i żyłę jako pęczek. UWAGA: Upewnij się, że naczynia są wyśrodkowane w szczękach zacisku i ściskane z stałym naciskiem. Zacisk należy umieścić w stałym miejscu na hilum. Ustaw zacisk prostopadle do osi naczynia. Ten konkretny zacisk można ponownie wykorzystać do około 10 zabiegów na zwierzętach.</li>
	<li>Pociągnij skórę, aby zakryć nerkę, aby utrzymać ją jak najbliżej temperatury rdzenia ciała.</li>
	<li>Utrzymuj temperaturę ciała rdzenia na poziomie 36,8-37,2 °C podczas niedokrwienia, ustawiając pompę ciepła na 38-39 °C (dostosowując w razie potrzeby) i włączając/wyłączając lampę podczerwieni, aby utrzymać docelową temperaturę ciała (dostosowując odległość lampy w razie potrzeby). UWAGA: Ten system grzewczy "sandwich", składający się z podkładki grzewczej cyrkulującej w wodzie i lampy podczerwieni, skutecznie utrzymuje temperaturę ciała rdzenia w wąskim zakresie 36,8-37,2 °C. Rejestruj temperaturę ciała rdzenia co minutę, aby zapewnić jej utrzymanie na poziomie 36,8-37,2 °C.</li>
	<li>Po 30 minutach okresu niedokrwiennego usuń klamrę i przenieś nerkę z wacikiem do jamy brzusznej. UWAGA: Upewnij się, że cała nerka wygląda jednolicie blada przed rozcięciem. Po zdjęciu zacisku potwierdz pomyślne ponowne przeszczepienie. Jeśli reperfuzja jest znacznie opóźniona, na przykład o 30 sekund lub dłużej, może to wskazywać na niepełną reperfuzję i należy rozważyć wykluczenie zwierzęcia z kolejnych analiz. Podatność na IRI nerek oraz późniejsze nasilenie PCG są istotnie zależne od wieku, płci i napięcia tła. Przeprowadzenie eksperymentu pilotażowego w celu określenia optymalnego czasu trwania niedokrwienia jest niezbędne dla każdego projektu badania.</li>
	<li>Warstwę mięśniową zamykam szwami 5-0, a skórę zaciskamy na ranę (np. 9 mm). UWAGA: Usuń klipsy do rany 10 dni po operacji.</li>
	<li>Odłóż znieczulenie izofluranem i pozwól myszy na regenerację w czystej klatce. Jeśli zwierzę wyzdrowiało po znieczuleniu i nie wykazuje oznak stresu ani hipotermii, należy zwrócić klatkę do pokoju konserwacji zwierząt. Zwierzęta są monitorowane pod kątem bólu lub dyskomfortu po operacji, a dodatkowe dawki Ethiqa XR podaje się w razie potrzeby. Humanitarne cele końcowe ustalane są zgodnie z wytycznymi instytucjonalnych IACUC, aby zminimalizować stres zwierząt. UWAGA: Ethiqa XR zapewnia środki przeciwbólowe do 3 dni. Podawaj dodatkową dawkę, jeśli zwierzęta wykazują objawy bólu lub dyskomfortu 72 godziny po przyjęciu pierwszej dawki.</li>
</ol>
3. Nefrektomia przeciwległa
<ol>
	<li>Postępuj zgodnie z krokiem 1, czyli krokami przygotowania zwierząt.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie skóry zgodnie z krokami 2.1 i 2.2.</li>
	<li>Na poziomie, gdzie widoczna jest prawa nerka, około 1 cm bocznie od kręgosłupa po prawej stronie, wykonaj podłużne nacięcie mięśniowe o długości 1-1,5 cm.</li>
	<li>Trzymając nerkę nieząbkowanymi, tępo rozciń tłuszcz okołokościowy i tkankę łączną, aby odsłonić szypkę nerkową.</li>
	<li>Ostrożnie oddziel nadnercza od nerki, pozostawiając nadnercza nienaruszone i unikając uszkodzenia naczyń.</li>
	<li>Podwiązuj szypkę nerki za pomocą klipsa podwiązującego (rozmiar klipsa: mały) i szwów jedwabnych 4-0, a następnie przeciąż naczynia po stronie nerki. Następnie przeciąć moczowód i usunąć nerkę.</li>
	<li>Zamknąć nacięcie zgodnie z krokiem 2.11.</li>
</ol>
4. Pobieranie krwi i tkanki nerkowej
<ol>
	<li>Indukować znieczulenie u myszy izofluranem (1,5%-2% tlenu, 1-2 L/min) i potwierdzić głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca, aby potwierdzić utratę odruchów.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej, następnie wykonaj nacięcie na środku i usuń membranę.</li>
	<li>Ostrożnie odsłonić serce i włożyć igłę 23 G podłączoną do strzykawki 3 mL do lewej komory.</li>
	<li>Pobieraj krew powoli (600-1000 μL).</li>
	<li>Usuń igłę, aby zapobiec hemolizie i przelej krew do probówki pobierającej.</li>
	<li>Wyciąć lewą nerkę i przeciąć ją skalpelem (ostrzem zamontowanym na rękojeści) zgodnie z wymaganiami badania.</li>
	<li>Przeprowadz eutanazję poprzez usunięcie serca w znieczuleniu (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).</li>
	<li>Przetworz przecięte tkanki zgodnie z wymaganiami badania (np. fiksacja, zamrażanie na szybko).</li>
</ol>

<ol><li>Susantitaphong, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((World+incidence+of+AKI%3A+A+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+J+Am+Soc+Nephrol%22%5BJournal%5D)">World incidence of AKI: A meta-analysis.</a> Clin J Am Soc Nephrol. 8, 1482-1493 (2013).</li>
<li>Pickkers, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+kidney+injury+in+the+critically+ill%3A+an+updated+review+on+pathophysiology+and+management%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Acute kidney injury in the critically ill: an updated review on pathophysiology and management.</a> Intensive Care Med. 47, 835-850 (2021).</li>
<li>Varrier, M., Forni, L. G., Ostermann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+sequelae+from+acute+kidney+injury%3A+potential+mechanisms+for+the+observed+poor+renal+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care%22%5BJournal%5D)">Long-term sequelae from acute kidney injury: potential mechanisms for the observed poor renal outcomes.</a> Crit Care. 19, 102(2015).</li>
<li>Coca, S. G., Singanamala, S., Parikh, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+kidney+disease+after+acute+kidney+injury%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">Chronic kidney disease after acute kidney injury: a systematic review and meta-analysis.</a> Kidney Int. 81, 442-448 (2012).</li>
<li>Chawla, L. S., Eggers, P. W., Star, R. A., Kimmel, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+kidney+injury+and+chronic+kidney+disease+as+interconnected+syndromes%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Acute kidney injury and chronic kidney disease as interconnected syndromes.</a> N Engl J Med. 371, 58-66 (2014).</li>
<li>Venkatachalam, M. A., Weinberg, J. M., Kriz, W., Bidani, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failed+Tubule+Recovery%2C+AKI-CKD+transition%2C+and+kidney+disease+progression%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Failed Tubule Recovery, AKI-CKD transition, and kidney disease progression.</a> J Am Soc Nephrol. 26, 1765-1776 (2015).</li>
<li>Hesketh, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+ischaemia+reperfusion+injury%3A+a+mouse+model+of+injury+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration.</a> J Vis Exp. (88), e51816(2014).</li>
<li>Malek, M., Nematbakhsh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+ischemia%2Freperfusion+injury%3B+from+pathophysiology+to+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Renal+Inj+Prev%22%5BJournal%5D)">Renal ischemia/reperfusion injury; from pathophysiology to treatment.</a> J Renal Inj Prev. 4, 20-27 (2015).</li>
<li>Le Clef, N., Verhulst, A., D'Haese, P. C., Vervaet, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unilateral+renal+ischemia-reperfusion+as+a+robust+model+for+acute+to+chronic+kidney+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Unilateral renal ischemia-reperfusion as a robust model for acute to chronic kidney injury in mice.</a> PLoS One. 11, e0152153(2016).</li>
<li>Smith, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Robust+rat+and+mouse+models+of+bilateral+renal+ischemia+reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22In+Vivo%22%5BJournal%5D)">Robust rat and mouse models of bilateral renal ischemia reperfusion injury.</a> In Vivo. 38, 1049-1057 (2024).</li>
<li>Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia-reperfusion+model+of+acute+kidney+injury+and+post-injury+fibrosis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post-injury fibrosis in mice.</a> J Vis Exp. (78), e50495(2013).</li>
<li>Chiba, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sirtuin+5+regulates+proximal+tubule+fatty+acid+oxidation+to+protect+against+AKI%5BTitle%5D)+AND+%22JASN%22%5BJournal%5D)">Sirtuin 5 regulates proximal tubule fatty acid oxidation to protect against AKI.</a> JASN. 37 (1), 0163(2019).</li>
<li>Chiba, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial-derived+miR-17%7E92+promotes+angiogenesis+to+protect+against+renal+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22JASN%22%5BJournal%5D)">Endothelial-derived miR-17~92 promotes angiogenesis to protect against renal ischemia-reperfusion injury.</a> JASN. 32 (3), 552-563 (2021).</li>
<li>Silva Barbosa, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dicarboxylic+acid+dietary+supplementation+protects+against+AKI%5BTitle%5D)+AND+%22JASN%22%5BJournal%5D)">Dicarboxylic acid dietary supplementation protects against AKI.</a> JASN. 35, 135-148 (2024).</li>
<li>Chiba, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+long-chain+acyl-CoA+dehydrogenase+protects+against+acute+kidney+injury%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Loss of long-chain acyl-CoA dehydrogenase protects against acute kidney injury.</a> JCI Insight. 10, (2025).</li>
<li>Chiba, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinoic+Acid+signaling+coordinates+macrophage-dependent+injury+and+repair+after+AKI%5BTitle%5D)+AND+%22JASN%22%5BJournal%5D)">Retinoic Acid signaling coordinates macrophage-dependent injury and repair after AKI.</a> JASN. 27, 495-508 (2016).</li>
<li>Webster, A. C., Nagler, E. V., Morton, R. L., Masson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Chronic kidney disease.</a> Lancet. 389, 1238-1252 (2017).</li>
<li>Martínez-Klimova, E., Aparicio-Trejo, O. E., Tapia, E., Pedraza-Chaverri, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unilateral+ureteral+obstruction+as+a+model+to+investigate+fibrosis-attenuating+treatments%5BTitle%5D)+AND+%22Biomolecules%22%5BJournal%5D)">Unilateral ureteral obstruction as a model to investigate fibrosis-attenuating treatments.</a> Biomolecules. 9 (4), 141(2019).</li>
<li>Chevalier, R. L., Forbes, M. S., Thornhill, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ureteral+obstruction+as+a+model+of+renal+interstitial+fibrosis+and+obstructive+nephropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">Ureteral obstruction as a model of renal interstitial fibrosis and obstructive nephropathy.</a> Kidney Int. 75, 1145-1152 (2009).</li>
<li>Bonventre, J. V., Yang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+pathophysiology+of+ischemic+acute+kidney+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Cellular pathophysiology of ischemic acute kidney injury.</a> J Clin Invest. 121, 4210-4221 (2011).</li>
<li>Wei, Q., Dong, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+ischemic+acute+kidney+injury%3A+technical+notes+and+tricks%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mouse model of ischemic acute kidney injury: technical notes and tricks.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 303, F1487-F1494 (2012).</li>
<li>Lu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C57BL%2F6+and+129%2FSv+mice%3A+Genetic+difference+to+renal+ischemia-reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nephrol%22%5BJournal%5D)">C57BL/6 and 129/Sv mice: Genetic difference to renal ischemia-reperfusion.</a> J Nephrol. 25, 738-743 (2012).</li>
<li>Scarfe, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+outcomes+in+mouse+models+of+ischemia-reperfusion-induced+acute+kidney+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Long-term outcomes in mouse models of ischemia-reperfusion-induced acute kidney injury.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 317, F1068-F1080 (2019).</li>
<li>Jordan, C. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+kidney+transplant+outcome+is+best+measured+by+transdermal+glomerular+filtration+rate%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Murine kidney transplant outcome is best measured by transdermal glomerular filtration rate.</a> Am J Transplant. 24, 2150-2156 (2024).</li>
<li>Scarfe, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measures+of+kidney+function+by+minimally+invasive+techniques+correlate+with+histological+glomerular+damage+in+SCID+mice+with+adriamycin-induced+nephropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy.</a> Sci Rep. 5, 13601(2015).</li>
</ol>

Protokół ten zapewnia powtarzalny model indukowany nerkowo IRI przejścia z AKI do CKD, który charakteryzuje się długotrwałą dysfunkcją nerek oraz postępującym włóknieniem śródmiąższowym, które są powszechnie uznawane za cechy charakterystyczne CKD17,18. Jednostronna niedrożność cewki moczowodzie moczowej (UUO) to szeroko stosowany model CKD, który wywołuje obturacyjną nefropatię i głównie powoduje włóknienie poprzez utrzymującą się niedrożność rurówkowan...

AKI jest częstym powikłaniem u pacjentów hospitalizowanych i pozostaje poważnym globalnym problemem zdrowotnym. Badania epidemiologiczne wskazują, że AKI występuje u nawet 20% hospitalizowanych osób oraz 30-60% pacjentów w stanie krytycznym 1,2. Chociaż niektórzy pacjenci odzyskują funkcję nerek, inni wykazują niepełne wyzdrowienie, co predysponuje ich do CKD3. Przejście z AKI do CKD jest coraz częściej uznawane za główny czynnik determinujący długoterminowe wyniki i stało się tematem badań mechanistycznych i terapeutycznych 4,5,6. Aby zbadać mechanizmy molekularne i przetestować potencjalne terapie, niezbędne są powtarzalne modele zwierzęce.
Chirurgiczne, przejściowe zatkanie szypułku nerkowego (tętnica i żyła) indukuje indukcję nerkowego IRI, będącą jednym z najczęściej stosowanych modeli do badania AKI u myszy. Zabieg ten powoduje ostre uszkodzenie nabłonka rurówkowego oraz reakcję zapalną, która może przeprowadzić się do przewlekłego włóknienia śródmiąższowego 7,8. Jednak konwencjonalne protokoły IRI nerek stawiają przed sobą kilka wyzwań. Jednostronne IRI nerek wiąże się z minimalną śmiertelnością i jest szeroko stosowane w długoterminowych badaniach9; Jednak ocena funkcji nerek (np. chemia surowicy, analiza moczu lub szybkość filtracji kłębuszkowej) nie jest wykonalna. Obustronne IRI nerek lub modele łączące jednostronne IRI nerkowe z jednoczesną lub wczesną nefrektomią przeciwległą wiąże się ze zwiększoną śmiertelnością, co ogranicza ich zastosowanie w badaniach przewlekłych. Chociażniedawno badane są solidne warianty tych modeli, ich zastosowanie w przewlekłych badaniach wymaga dokładnego rozważenia. Ponadto niektóre protokoły wykorzystują laparotomię środkową brzuszną, która wymaga manipulacji narządami wewnątrzbrzusznymi w celu odsłonięcia szypułka nerkowego. Może to zwiększyć inwazję chirurgiczną i złożoność techniczną. Skrypnyk i in. poinformowali, że nefrektomia przeciwległa wykonana 8 dni po jednostronnej niedokrwieniu umożliwia serologiczną ocenę funkcji nerek po urazie, przy jednoczesnym utrzymaniu wysokiego wskaźnika przeżywalności11. Protokół ten zapewnia systematyczny zestaw procedur zoptymalizowanych do oceny postępu od AKI do CKD w ciągu do 42 dni.
Badanie to demonstruje model niedokrwienny AKI-CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki, po którym następuje opóźniona nefrektomia przeciwstronna wykonana dzień przed pobraniem próbek nerek i krwi. Wcześniej stosowaliśmy podobne procedury jako model AKI w wielu publikacjach12, 13, 14, 15. Udało nam się rozszerzyć to podejście na badanie przejścia z AKI do CKD, w którym w dniach 28 i 42 widoczne są wyraźne oznaki CKD (rysunek 1 na schemacie). Takie podejście zapewnia doskonałe przetrwanie, indukuje silnie włóknisty fenotyp u uszkodzonych nerek oraz umożliwia ocenę funkcji nerek na podstawie pobranej krwi. Dlatego to podejście jest szczególnie przydatne w badaniach wymagających oceny serologicznej (w przeciwieństwie do jedynie jednostronnego IRI nerek) oraz poprawy wskaźnika przeżycia (w porównaniu z obustronnym IRI nerek). Do bezpośredniego dostępu do nerki zastosowano podejście grzbietowe na boku. W porównaniu z brzuszną laparotomią linii środkowej, to podejście minimalizuje manipulacje wewnątrzbrzuszne i ogranicza manipulacje chirurgiczne do nerek i tkanek okołodzielnych, poprawiając tym samym spójność procedur.

<table><tbody><tr><td>Filtr gazowy znieczulony</td><td>A.M. Bickford&nbsp;</td><td>F-AIR</td><td></td></tr><tr><td>Komora indukcyjna znieczulenia, ogrzewanie</td><td>Produkty AIMS Lab</td><td>WCS8</td><td></td></tr><tr><td>Probówka pobierająca krew</td><td>BD Microtainer</td><td>365967</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Decon Labs</td><td>2701</td><td></td></tr><tr><td>Ethiqa XR (buprenorfina o przedłużonym uwalnianiu)</td><td>Fidelis Animal Health</td><td>NDC 86084-100-30</td><td></td></tr><tr><td>Maść do oczu</td><td>AKORN</td><td>NDC 17478-062-35</td><td></td></tr><tr><td>Gazy, sterylne&nbsp;</td><td>Dynarex</td><td>3353</td><td></td></tr><tr><td>Maszynka do cięcia do włosów dla małych zwierząt</td><td>WAHL</td><td>CLP-9868</td><td></td></tr><tr><td>Lampa grzewcza, podczerwień</td><td>Instrumenty Physitemp</td><td>HL-1</td><td></td></tr><tr><td>Pompa ciepła do cyrkulacji ciepłej wody</td><td>BrainTree Scientific</td><td>HTP-1500</td><td></td></tr><tr><td>System ciepła/znieczulenia dla małych zwierząt, Versaflex&nbsp;</td><td>BrainTree Scientific</td><td>EZ-7150</td><td></td></tr><tr><td>Zasłony chirurgiczne zatrzymujące ciepło</td><td>Braintree Scientific</td><td>SPDR-MPS</td><td></td></tr><tr><td>Sterylizator gorących kulek</td><td>Simon Keller</td><td>Steri 250</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór izofluranowy</td><td>Covetrus</td><td>29405</td><td></td></tr><tr><td>Stosujący klips ligacyjny</td><td>WECK</td><td>533140</td><td></td></tr><tr><td>Klipsy ligacyjne</td><td>WECK</td><td>533837</td><td></td></tr><tr><td>Mikrosonda do pomiaru temperatury odbytu;</td><td>Physitemp</td><td>RET-3</td><td></td></tr><tr><td>Termometr mikrosondowy</td><td>Physitemp</td><td>BAT-12</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop, optyczny</td><td>Leica</td><td>DM2500</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop, skaner suwakowy</td><td>Leica</td><td>Skaner slajdów Aperio CS2</td><td></td></tr><tr><td>Mysz (FVB/NJ)</td><td>Laboratorium Jacksona</td><td>001800</td><td></td></tr><tr><td>Igła (23G)</td><td>BD</td><td>305145</td><td></td></tr><tr><td>Povidone z jodem wymazy&nbsp;</td><td>Dynarex</td><td>1201</td><td></td></tr><tr><td>Ostrza skalpela</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>10020-00</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt skalpela</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>10060-13</td><td></td></tr><tr><td>Szczyszcze chirurgiczne, nieząbkowane</td><td>Instrument chirurgiczny Roboz</td><td>RS-5228</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgiczne szczyszcze, ząbkowane</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>11051-10</td><td></td></tr><tr><td>Szczypce chirurgiczne, zębate</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>11019-12</td><td></td></tr><tr><td>Rękawice chirurgiczne</td><td>CTI</td><td>SPGF750</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do oddzielania tkanek chirurgicznych</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>14072-10</td><td></td></tr><tr><td>Szew, kwas poliglikolowy (PGA)/wchłanialny&nbsp; (5-0)</td><td>Dynarex</td><td>9131</td><td></td></tr><tr><td>Szew, jedwab (4-0)</td><td>Oaza</td><td>MV-683-V</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka (3ml)</td><td>BD</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>Zasłony na ręczniki, sterylne&nbsp;</td><td>Dynarex</td><td>4410</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk naczyniowy z kleszczami aplikującymi kleszcze</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>15057-14</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk naczyniowy, nieurazowy&nbsp;</td><td>Narzędzia Nauki Fine&nbsp;</td><td>18055-03</td><td></td></tr><tr><td>Zastosowanie klipsa do rany</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>12020-09</td><td></td></tr><tr><td>Klipsy na rany</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>12022-09</td><td></td></tr></tbody></table>

model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Mouse Model of Acute to Chronic Kidney Disease Transition Induced by Renal Ischemia/Reperfusion Injury

Chirurgiczne przejściowe zatkanie szypułka nerkowego wywołuje uraz niedokrwienny nerki i uraz reperfuzji (IRI), szeroko stosowany model do badania ostrego uszkodzenia nerek (AKI) oraz jego postępu do przewlekłej choroby nerek (CKD) u myszy. Jednak konwencjonalne protokoły często wykluczają ocenę funkcjonalną opartą na surowicy lub prowadzą do wysokiej śmiertelności. Chociaż istniejące jednostronne i obustronne modele IRI nerek kładą nacisk na powtarzalność, pozostają wyzwania w osiągnięciu zarówno stałej ciężkości urazu, jak i długoterminowego przeżycia odpowiedniego do badania postępu CKD. Przedstawiamy tutaj protokół podejścia grzbietowego, który zapewnia solidny i powtarzalny model przejścia niedokrwiennego AKI do CKD. Podejście grzbietowe ułatwia łatwy dostęp do nerek i minimalizuje manipulacje wewnątrzbrzuszne. Stosujemy jednostronne IRI nerek w połączeniu z nefrektomią przeciwległą wykonaną dzień przed pobraniem krwi i tkanek. Takie podejście oferuje dwie główne zalety: (1) minimalizuje zmienność poprzez unikanie niespójności związanych z obustronnymi urazami oraz (2) pozwala osiągnąć niemal 100% przeżywalności przy zachowaniu stałego urazu, w przeciwieństwie do protokołów, w których nefrektomia jest wykonywana wcześniej i wiąże się z wyższą śmiertelnością. Funkcjonalna ocena przeprowadza się za pomocą surowicy BUN i kreatyniny, a włóknienie śródmiąższowe jest ilościowo określane przez geny masona kolagenowego oparte na trójchromie i markery CKD 28 i 42 dni po IRI nerek. Razem te odczyty dostarczają uzupełniających wglądów w zaburzenia funkcjonalne oraz rozwój patologii tkanek. Protokół ten ustanawia wiarygodny i wszechstronny model niedokrwiennej CKD u myszy do badań mechanistycznych.

Charakterystyczna zmiana koloru nerek zaobserwowana podczas operacji potwierdziła wywołanie jednorodnego niedokrwienia nerek, po którym następowało skuteczne reperfuzowanie. Udana niedokrwienie objawia się zmianą koloru nerki z czarnego na ciemnofioletowy, a następnie poprawą po usunięciu zacisku naczyniowego, co potwierdza reperfuzję. Jeśli niedokrwienie nerek nie zostanie skutecznie wywołane, nerka wykazuje jedynie minimalną zmianę koloru, a późniejsze uszkodzenie może nie być stałe. W tym badaniu samce myszy FVB/NJ zo...

W tym artykule przedstawiono model niedokrwiennej CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki z kontralateralną nefrektomią wykonaną dzień przed pobraniem próbki; protokół ten umożliwia ocenę funkcjonalną opartą na surowicy, wysoką przeżywalność oraz powtarzalną patologię PREWKinek w ciągu 28 i 42 dni, zapewniając wszechstronną platformę do badań mechanistycznych i interwencyjnych.

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Surgical transient occlusion of the renal pedicle induces renal ischemia&#8211;reperfusion injury (IRI), a widely used model for studying acute kidney ...

Nasze badania koncentrują się na uszkodzeniu niedokrwienia nerek i reperfuzji (IRI), badając, jak wpływa on na rozwój i postęp przewlekłej choroby nerek. Stosujemy model niedokrwiennej CKD u myszy, indukujący jednostronne IRI nerki, a następnie opóźnioną nefrektomię przeciwległą do badania postępu choroby. Na początek przed użyciem zautoklawuj wszystkie narzędzia chirurgiczne.Podczas operacji na wielu zwierzętach usuwaj krew i zanieczyszczenia z narzędzi między zabiegami, a następnie sterylizuj je przez 10 do 15 sekund za pomocą sterylizatora z gorącymi kulkami. Ustaw na stole chirurgicznym termofor cyrkulujący wodę i umieść lampę podczerwień nad polem operacyjnym. Przenieś znieczuloną mysz na podgrzewaną podkładkę chirurgiczną.Podaj buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu w dawce 3,25 miligrama na kilogram podskórnie jako środek przeciwbólowy. Ustaw mysz w pozycji leżącej i zabezpiecz kończyny taśmą, aby zminimalizować ruch. Następnie usuń futro z miejsca operacji.Nakładaj maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszaniu podczas zabiegu. Włóż sondę odbytniczą, zabezpiecz ją taśmą i podłącz do termometru do ciągłego monitorowania. Dezynfekuj obszar operacyjny, naprzemiennie podawając 10% povidonu/jod i 70% etanolu trzy razy.Następnie przykryj ten obszar sterylną zasłoną. Wykonaj nacięcie środkowe na powierzchni skóry o długości od trzech do czterech centymetrów na poziomie nerek i oddziel skórę od warstw podskórnych. Delikatnie włóż sterylny, w rękawiczki palec między ścianę brzucha a stół operacyjny i przesuwaj wzdłuż ściany brzucha, aby przesunąć nerkę grzbietowo, aż stanie się widoczna przez tkankę podskórną.Na poziomie, gdzie nerka jest widoczna, około jednego centymetra bocznego od kręgosłupa po lewej stronie, wykonaj podłużne nacięcie mięśniowe o długości 1 do 1,5 centymetra. Następnie delikatnie zewnętrznie przeprowadzić nerkę przez nacięcie grzbietowe. Jeśli cienka błona blokuje dostęp, tępo ją rozciąj.Podczas stabilizacji nerki nieząbkowatymi kleszczami, tępo rozciń tłuszcz okołokościowy i tkankę łączną wokół górnej i dolnej szypki nerki, aby stworzyć kanał do umieszczenia zacisku naczyniowego. Potwierdź, że temperatura ciała rdzenia wynosi od 36,8 do 37,2 stopnia Celsjusza. Następnie założyłem nieurazowy zacisk naczyniowy przez tętnicę nerkową i żyłę jako pęczek.Pociągnij skórę, aby zakryć nerkę, aby utrzymać ją blisko temperatury ciała. Utrzymuj temperaturę ciała rdzenia w zakresie od 36,8 do 37,2 stopnia Celsjusza, regulując pompę ciepła i lampę na podczerwień w razie potrzeby. Po 30 minutach niedokrwienia usuń zacisk naczyniowy.Po usunięciu zacisku potwierdź skuteczną reperfuzję i zwróć nerkę do jamy brzusznej za pomocą patyczka kosmetycznego. Zamknij warstwę mięśniową szwami 5-0 i zamknij skórę klipsami do rany. Po odstawieniu znieczulenia pozwól myszy dojść do siebie w czystej klatce.Wykonaj nefrektomię przeciwległą dzień przed pobraniem tkanek, czyli 27 lub 41 dni po urazie niedokrwienno-reperfuzyjnym. Po przygotowaniu zwierzęcia do operacji, jak wcześniej pokazano, wykonaj skórę grzbietową i nacięcie podskórne, aby odsłonić prawą nerkę. Wykonaj nacięcie mięśniowe podłużne o długości od 1 do 1,5 centymetra, około jednego centymetra bocznego od kręgosłupa po prawej stronie.Trzymając nerkę nieząbkowanymi, tępo rozciń tłuszcz okołokościowy i tkankę łączną, aby odsłonić szypkę nerkową. Ostrożnie oddziel nadnercza od nerki, pozostawiając nadnercza nienaruszone. Następnie podwiązuj pupek nerkowy małym klamrem podwiązującym i szwami 4-0 z jedwabiu.Przeciąć naczynia po stronie nerki. Następnie przecinam moczowód i usuwam nerkę. Zamknij nacięcie, zszywając mięsień i przecinając skórę.Zdjęcia o niskim powiększeniu trójbarwnych przekrojów nerek Massona wykazały postępujący zanik nerek w 28 i 42 dniach po uszkodzeniu nerek spowodowanym niedokrwieniem i reperfuzją. Ponadto barwienie trójchromowe Massona wykazało rozległą miąższową fibrozę kory mózgowej i rdzenia przedkołowego 28 i 42 dni po uszkodzeniu niedokrwiennym nerek i reperfuzji. Poziomy mocznika we krwi w surowicy oraz kreatyniny w surowicy były istotnie podwyższone w 28 i 42 dniach po urazie.Ekspresja genów markerowych CKD Acta 2 i Col1a1 była istotnie zwiększona w dniach 28 i 42 po urazie. Protokół ten umożliwia badaczom ocenę wyników operacji nerek, wykazując wysokie wskaźniki przeżycia i poprawę powtarzalności dzięki podejściu chirurgii grzbietowej. Głównym wyzwaniem w nefrologii jest brak ugruntowanych terapii zdolnych zapobiegać lub zatrzymać przebieg od ostrego uszkodzenia nerek do przewlekłej choroby nerek.Przyszłe badania mogą wykorzystać ten model niedokrwiennej CKD do oceny nowych terapii oraz badania funkcji genów przy użyciu ukierunkowanych myszy nokautowych.

mouse-model-acute-to-chronic-kidney-disease-transition-induced-renal

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przedstawiono wydajny model ostrej niewydolności nerek związanej z okresem okołoperacyjnym i opieką krytyczną. Wykorzystując hipoperfuzję całego organizmu wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal całkowite odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych charakterystycznych dla klinicznego AKI.

Normotermiczne zatrzymanie krążenia i reanimacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego wynikającego z niedokrwienia

Opisujemy modele umiarkowanego i ciężkiego uszkodzenia nerek wywołanego niedokrwieniem i reperfuzją, w których myszy przechodzą jednostronne zaciskanie szypułki nerki, po którym następuje równoczesna lub opóźniona nefrektomia przeciwległa. Modele te konsekwentnie powodują dysfunkcję nerek i zwłóknienie pourazowe, ale ciężkość urazu i przeżycie zależą od pochodzenia myszy, wieku i sprzętu chirurgicznego.

Model niedokrwienno-reperfuzyjny ostrego uszkodzenia nerek i zwłóknienia pourazowego u myszy

Mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego nerek opisany tutaj składa się z prawej nefrektomii, która zapewnia tkankę kontrolną i zaciskania lewej szypułki nerki w celu wywołania niedokrwienia, które powoduje ostre uszkodzenie nerek. Model ten wykorzystuje laparotomię w linii środkowej, w której wszystkie kroki są wykonywane przez jedno nacięcie.

Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienia nerek: mysi model urazu i regeneracji

To badanie przedstawia wysoce powtarzalny duży model zwierzęcy uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek u świń przy użyciu tymczasowego przezskórnego obustronnego niedrożności tętnic nerkowych za pomocą cewnika balonowego na 60 minut i reperfuzji przez 24 godziny.

Duży model zwierzęcy ostrego uszkodzenia nerek przez tymczasowe obustronne zamknięcie tętnicy nerkowej

Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne nerek wiąże się z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością u hospitalizowanych pacjentów. W tym miejscu przedstawiamy prosty i skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek i zapewniamy sekwencyjny przegląd reprezentatywnych zmian patologicznych obserwowanych w nerkach.

Skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek

To badanie ustaliło protokół skupiający się na technicznym udoskonaleniu mysiego modelu obustronnego niedokrwienia nerek i reperfuzji do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek.

Techniczne udoskonalenie obustronnego mysiego modelu niedokrwienia i reperfuzji nerek do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek

Stopień dysfunkcji naczyń krwionośnych i przyczyniających się do nich mechanizmów fizjologicznych można ocenić u pacjentów z przewlekłą chorobą nerek, mierząc rozszerzenie zależne od przepływu tętnicy ramiennej, prędkość fali tętna aorty i ekspresję białka w komórkach śródbłonka naczyniowego.

Ocena funkcji naczyń krwionośnych u pacjentów z przewlekłą chorobą nerek

Tutaj opisujemy szczegółową procedurę niedokrwienia jelit u myszy, która prowadzi do powtarzalnego uszkodzenia bez śmiertelności, aby zachęcić do standaryzacji tej techniki w całej dziedzinie. Ten model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit może być wykorzystany do badania komórkowych i molekularnych mechanizmów uszkodzenia i regeneracji.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit

Ten artykuł opisuje procedurę wywoływania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe u myszy. Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym służy do modelowania ludzkich patologii charakteryzujących się upośledzonym dostarczaniem tlenu i składników odżywczych do siatkówki, umożliwiając naukowcom zbadanie potencjalnych mechanizmów komórkowych i metod leczenia chorób układu...

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego

Ten protokół opisuje pełne badanie nerek, które powinno być przeprowadzone na mysich modelach choroby kłębuszków nerkowych. Metody te pozwalają na szczegółową analizę funkcjonalną, strukturalną i mechanistyczną funkcji kłębuszków nerkowych, którą można zastosować do wszystkich mysich modeli choroby kłębuszków nerkowych.

Ocena czynności nerek w mysich modelach choroby kłębuszków nerkowych

Poznaj model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołany niedokrwieniem z uszkodzeniem reperfuzyjnym. Protokół łączy jednostronne IRI z opóźnioną nefrektomią, zapewniając niemal 100% przeżywalność i powtarzalność wyników.

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Przeglądaj więcej filmów