Name: Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-04-10T12:33:00.000+00:00
Duration: 6 min 53 s
Description: Poznaj technikę supermikrochirurgicznej transplantacji kończyny tylnej do szyi u myszy. Ten protokół umożliwia badanie mechanizmów odpornościowych, urazu niedokrwiennego i przeżycia przeszczepu w modelu VCA.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy uznają wykorzystanie zwierząt w tym badaniu i wyrażają szacunek dla ich roli w rozwijaniu wiedzy naukowej i medycznej, zgodnie z wytycznymi etycznymi oraz zasadą 3R (Zastępowanie, Redukcja, Udoskonalanie). Autorzy dziękują również laboratorium zwierzęckiemu w NYU Langone Health (Nowy Jork, USA) za zapewnienie zwierząt i obiektów wykorzystywanych do tego badania.

Wszystkie zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych18. Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeanalizowane i zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użycia Zwierząt Instytucjonalnych (numer protokołu: 202300058) oraz Biuro ds. Przeglądu Opieki i Użytkowania Zwierząt.
Samice myszy BALB/c były wykorzystywane jako dawcy, natomiast samice myszy C57BL/6J pełniły funkcję odbiorców allograftów VCA. W momencie przeszczepu myszy miały od 8 do 30 tygodni, ważyły około 20-30 g i były utrzymywane w standardowych warunkach mieszkaniowych. Wszystkie dane przedstawione w tym badaniu zostały opracowane przez jednego chirurga.
1. Ogólne rozważania chirurgiczne
UWAGA: Używaj sterylnych, autoklawowanych instrumentów i materiałów eksploatacyjnych (autoklawowanych) oraz utrzymuj aseptyczne pole operacyjne. Zapoznaj się z Tabelą Materiałów dla wymaganych instrumentów.
<ol>
	<li>Znieczulaj myszy za pomocą komory wdechowej izofluranem i utrzymuj znieczulenie za pomocą stożka oddechowego. Szczegóły można znaleźć w sekcjach 2 i 3. UWAGA: Chociaż myszy dawcy i biorcy miały porównywalną masę ciała, zastosowano różne stężenia izofluranów ze względu na różnice w inwazjności chirurgicznej i obciążeniu nocyceptywnym między procedurami. Operacja dawcy obejmuje bardziej rozległy i inwazyjny proces operacyjny, w tym szeroką sekcję tkanek i pobieranie przeszczepów, co generuje silniejsze bodźce chirurgiczne i nocyceptywne, a zatem wymaga wyższych stężeń izofluranów zarówno do indukcji, jak i utrzymania, aby utrzymać stabilną głębokość znieczulenia. Natomiast operacja biorcza jest stosunkowo mniej inwazyjna, głównie polega na ekspozycji naczyń szyjnych i zespoleniu naczyniowym; W związku z tym niższe stężenia izofluranów były wystarczające, aby zapewnić odpowiednią znieczulenie chirurgiczne, jednocześnie minimalizując ryzyko nadmiernej depresji sercowo-naczyniowej lub oddechowej.</li>
	<li>Przed przygotowaniem skóry lecz pole operacyjne kremem depilacyjnym.</li>
	<li>Przez cały zabieg dokładnie monitoruj tętno i oddech (tętno około 350-450 uderzeń na minutę, a oddech około 60-100 oddechów/min).</li>
	<li>Wszystkie etapy chirurgiczne wykonuj pod mikroskopem, z powiększeniem dostosowanym do wymagań supermikrochirurgii. UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne wykonywano pod mikroskopem operacyjnym wyposażonym w obiektyw o średnicy 0,5× i okulary 10×, zapewniając łączny zakres powiększenia od około 4× do 31,5×. Niższe powiększenie (około 4×) stosowano do nacięcia skóry i rozwarstwiania grubego, natomiast większe powiększenie (do około 31,5×) stosowano do sekcji naczyniowej, zakładania mankietów oraz zespolenia mikronaczyniowego.</li>
	<li>Wybierz kautery dwubiegunowe (6 W), kautery monopolarne (Bovie; najwyższe ustawienie mocy) lub ligację szwów dla hemostazy w zależności od etapu operacyjnego i kontekstu anatomicznego, jak opisano w poniższych sekcjach.</li>
</ol>
2. Częściowe pozyskiwanie lewej kończyny tylnej dawcy
UWAGA: To jest procedura nieprzeżywalna.
<ol>
	<li>Upewnij się, że poduszka grzewcza (100 °F) działa prawidłowo.</li>
	<li>Indukować znieczulenie przy użyciu izofluranu 3,5% podanego w komorze indukcyjnej z przepływem tlenu 1 L/min, a następnie utrzymywać znieczulenie na poziomie 3% za pomocą stożka oddechowego z przepływem tlenu ustawionym na 0,8-1 L/min. UWAGA: Przedoperacyjne znieczulenie nie było stosowane w tym protokole, ponieważ wszystkie procedury wykonywano w głębokiej, stabilnej strefie znieczulenia w warunkach nieprzeżywalnych.</li>
	<li>Usuń włosy z brzucha do kostki myszy dawcy za pomocą kremu depilacyjnego.</li>
	<li>Zaznacz czworokątne nacięcie skórne od bliższego miejsca do sutków do bliższego do stawu kolanowego (Rysunek 1). UWAGA: Jeśli to możliwe, wolę lewą kończynę tylną, ponieważ łatwiej ją przeciąć.</li>
	<li>Unieś płat skórny, zaczynając od jego perforatora (powierzchowna dolna tętnica nadbrzuszkowa i żyła), i w razie potrzeby zrób szkieletyzację.</li>
	<li>Przecinam więzadło pachwinowe czaszkowo i przechodź z rozwarstwieniem oddowym od głowy. Na tym etapie upewnij się, że odsłonięte gałęzie są skrzepnięte kauterią dwubiegunową.</li>
	<li>Koaguluj i rozcinaj otaczającą tkankę tłuszczową za pomocą większego kauteru monopolarnego, aby zapewnić pełną ekspozycję zewnętrznych naczyń biodrowych sięgających do poziomu wspólnych naczyń biodrowych. Rozcinają otaczające tkanki tętnic biodrowych zewnętrznych i wspólnych, stosując mniejszą kauterię monopolarną.</li>
	<li>Zgiń staw kolanowy, aby określić jego położenie, i otwórz je za pomocą kauterii dwubiegunowej.</li>
	<li>Ponownie wyprostuj staw kolanowy i przeciąż biceps femoris, quadriceps femoris oraz inne powiązane mięśnie z kauterem dwubiegunowym podczas koagulacji. UWAGA: Na tym etapie ilość mięśni zawartych w przeszczepie powinna być zminimalizowana w zakresie, który nie utrudnia tętnicy udowej. Środki te są stosowane w celu zapobiegania odchyleniu tchawicy myszy biorce lub utrudnieniu ruchomości kończyn przednich spowodowanych obrzękiem przeszczepionych mięśni w okolicy szyjki.</li>
	<li>Użyj kauteru dwubiegunowego, aby uwolnić główkę kości udowej.</li>
	<li>Ostrożnie skrzepnij pozostałe gałęzie wychodzące z naczyń biodrowych zewnętrznych i wspólnych, a także otaczających tkanek mięśniowych, a następnie rozcinaj za pomocą kauteru dwubiegunowego, utrzymując hemostazę. UWAGA: W tym momencie przeszczep pozostaje połączony z myszą dawcą wyłącznie w miejscu, gdzie wspólne naczynia biodrowe odgałęziają się od aorty brzusznej i żyły głównej dolnej.</li>
	<li>Przebij błonę między tętnicą a żyłą w miejscu oddalonym od przeszczepu, a następnie podłącz retraktor okulistyczny do tętnicy. UWAGA: Zawsze umieszczaj tętnicę w retraktorze, nigdy w żyłę, ponieważ żyła jest zbyt delikatna.</li>
	<li>Ostrożnie oddziel żyłę i tętnicę jak najbardziej dystanscyjnie, używając zakrzywionych nożyczek Pottsa. UWAGA: Ten etap wymaga szczególnej ostrożności i precyzji. Chociaż czasochłonne, skrupulatne rozdzielenie zapobiega późniejszym komplikacjom.</li>
	<li>Powiązanie kolateralnych gałęzi z Prolene 10-0. UWAGA: Unikaj kauterowania na tym etapie. Przed podwiązaniem przecień obie strony gałęzi, aby zapobiec uszkodzeniom.</li>
	<li>Związać tętnicę z 8-0 Prolene. Załóż na tętnicę szew utrzymujący się jako marker, aby zapobiec skręcaniu podczas zespolenia naczyniowego. UWAGA: Poluzuj szew wstrzymowy, aby nie uszkodzić oczka.</li>
	<li>Związać żyłę z 8-0 Prolene. Umieść szwy na dwa miejsca na żyłce, aby ułatwić jej przejście przez mankiet. Ponieważ żyła jest bardzo cienka, a ściana naczynia czasami trudna do odróżnienia, należy włożyć nylon 4-0 do lumenu, aby ułatwić umieszczenie szwów wstrzymowych.</li>
	<li>Przeprowadź żyłę przez mankiet za pomocą szwów i zaciskaj mankiet klipsem naczyniowym.</li>
	<li>Zwiąż ścianę naczynia i przymocuj ją do mankietu nylonem 9-0.</li>
	<li>Przywróć mankiet do pierwotnego kształtu, zwalniając deformację za pomocą klipsa naczyniowego po zafiksowaniu (Rysunek 2).</li>
	<li>Przepłukaj przeszczep 2 mL heparynizowanej soli fizjologicznej przygotowanej w końcowym stężeniu 50 IU/mL przez tętnicę (Rysunek 3).</li>
	<li>Po pobraniu przeszczepu należy uśpić zwierzę dawcę pod głęboką anestezją przed rekonwalescencją, stosując zwichnięcie szyjki macicy.</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig1v2.jpg" /> 
Rysunek 1: Mysz dawca z przedoperacyjnymi znakami skóry wyznaczającymi planowane nacięcia na lewej kończynie tylnej. Kierunek czaszki jest wskazany u góry obrazu. Nacięcie jest skierowane od bliższego do sutków do bliższego od stawu kolanowego (Krok 2.4). To oznaczenie zapewnia odpowiednią ekspozycję powierzchownego, dolnego perforatora nadbrzuszka. Drukowane za zgodą; prawa autorskie zachowane przez Eduardo D. Rodrigueza, MD, DDS. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig1largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig2v2.jpg" /> 
Rysunek 2: Umieszczenie mankietu żylnego na żyłce przeszczepu. Zewnętrzna żyła biodrowa jest przesuwana na mankiet polietylenowy i zabezpieczana nylonem 9-0 (Krok 2.18). Ten etap zapewnia przejrzystość lumenów i zapewnia szybkie, niezawodne połączenie dla kolejnej anastomozy od końca do mankietu z żyłą szyjną biorcą. (A) Użyj klipsa naczyniowego, aby unieść żyłę, umożliwiając wyraźną wizualizację zarówno światła żylnego, jak i wewnętrznego mankietu. (B) Po przymocowaniu żyły do mankietu przerwanymi nylonowymi szwami 9-0, potwierdź obwodowe umocowanie ściany żyły do mankietu (niebieska strzałka). (C) Po zafiksowaniu przywraca mankiet do pierwotnego kształtu, zwalniając deformację za pomocą klipsa naczyniowego (zielony grot strzałki). Drukowane za zgodą; prawa autorskie zachowane przez Eduardo D. Rodrigueza, MD, DDS. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig2largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig3v2.jpg" /> 
Rysunek 3: Pobrany przeszczep pokazujący częściowy allotransplantt kończyny tylnej i szypułkę naczyniową. Lewa strona obrazu odpowiada bliższej stronie przeszczepu, a prawa strona stronie dystalnej. Zewnętrzne i wspólne naczynia biodrowe są zachowane w ciągłości z mankietem mięśniowym i kością udową. Tętnica i żyła pozostają oddzielone na kilka milimetrów, aby zapobiec skręcaniu i umożliwić optymalną orientację podczas wstawienia. Drukowane za zgodą; prawa autorskie zachowane przez Eduardo D. Rodrigueza, MD, DDS. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig3largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
3. Operacja biorcy
<ol>
	<li>Upewnij się, że poduszka grzewcza (100 °F) działa prawidłowo.</li>
	<li>Indukuj znieczulenie z 2,5% izofluranem i utrzymuj znieczulenie przy 2%. UWAGA: W tym protokole nie podano przedoperacyjnego znieczulenia, ponieważ przez cały zabieg utrzymywano stabilną, wystarczającą głębię znieczulenia. Analgezja jest podawana dośródoperacyjnie i kontynuowana po operacji, aby zapewnić skuteczną kontrolę bólu okołooperacyjnego przy jednoczesnym minimalizowaniu potencjalnych skutków dla stabilności hemodynamicznej podczas krytycznych etapów mikrochirurgicznych.</li>
	<li>Ustaw prawą kończynę górną w dół, a nie poziomo, aby ułatwić odsłonięcie pola chirurgicznego.</li>
	<li>Podaj 0,5 mL soli fizjologicznej podskórnie dla nawodnienia.</li>
	<li>Przed operacją nałóż smar okulistyczny (Okulistyczny), ponieważ jest to zabieg przeżycia.</li>
	<li>Usuń włosy w okolicy szyjki za pomocą kremu depilacyjnego, co najmniej 1 cm wokół zamierzonego miejsca nacięcia.</li>
	<li>Wykonaj małe, okrągłe nacięcie skórne (około 10 mm). Wsuń nożyczki spod kaudy przez nacięcie i delikatnie je otworz, aby rozciąć tkankę podskórną klatki piersiowej, tworząc tym samym kieszeń do umieszczenia przeszczepu.</li>
	<li>Odsłonić żyłę szyjną zewnętrzną, kauteryzując i dzieląc jej gałęzie większą kauterią monopolarną.</li>
	<li>Kauteryzuj mięsień mostkowo-naczyniowo-dumastyczny za pomocą kauterii dwubiegunowej, a następnie go podziel.</li>
	<li>Zidentyfikuj i dokładnie przeanalizuj wspólną tętnicę szyjną.</li>
	<li>Wykonuj anastomozy naczyniowe:<ol>
		<li>Zespolenie tętniczne: Zaciskaj tętnicę szyjną jak najbliższą za pomocą klipsa naczyniowego, następnie podwiązuj i dziel ją metodą 8-0 Prolene w miejscu tuż blisko rozgałęzienia tętnic szyjnych zewnętrznych i wewnętrznych.</li>
		<li>Zespolenie tętniczne: Wykonaj zespolenie od końca do końca z nylonem 11-0 lub 12-0, używając sześciu przerywanych szwów (najpierw cztery ściegi przednie, obróć tętnicę, a następnie zakończyć tylną ścianę). Wkładaj nylon 5-0 do obu naczyń i używaj go jako stentu (rysunek 4). UWAGA: Podczas ostatnich etapów anastomozy należy przeprowadzić dwa ostatnie szwy, ale pozostawić je niewiązane. Następnie 5-0 nylon jest usuwany przed związaniem tych szwów, aby zakończyć zamknięcie.</li>
		<li>Zespolenie żylne: Zaciskaj żyłę szyjną zewnętrzną tak blisko, jak to możliwe, za pomocą klipsa naczyniowego, podwiązuj ją jak najbardziej dystalnie za pomocą 8-0 Prolene, a potem podział.</li>
		<li>Zniespołość żylna: Wkładaj mankiet do żyły szyjnej zewnętrznej i zabezpieczaj go nylonem 9-0, uważając, aby nie skręcić szypki. UWAGA: Zakończ rozłożenie żylne przed declampingiem tętniczym, ponieważ wczesna reperfuzja może predysponować do zakrzepicy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podaj 0,5 mL soli fizjologicznej podskórnie dla nawodnienia i umieść alginat wokół zwędzenia tętnictwa, aby zminimalizować krwawienie z tego miejsca.</li>
	<li>Najpierw odłóż żyłę, potem tętnicę (rysunek 5).</li>
	<li>Umieść przeszczep ostrożnie w podskórnej kieszeni klatki piersiowej, unikając przemieszczenia tchawicy lub ograniczenia ruchu kończyny przedniej. Upewnij się, że perforator jest rozkręcony.</li>
	<li>Podawaj w tym czasie środki przeciwbólowe (meloksykam 5 mg/mL, 100 μL podskórnie; Buprenorfina 0,3 mg/mL, 80 μL podskórnie iniekcjonujące).</li>
	<li>Zamknij skórę szwami Ethilon 6-0, mocno założonymi, aby zapobiec poluzowaniu podczas ruchów pooperacyjnych (rysunek 6).</li>
</ol>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig4v2.jpg" /> 
Rysunek 4: Zespolenie tętnic. Kierunek czaszki jest wskazany u góry obrazu. Nylonowe monofilamenty są wkładane do lumenu naczynia. Szew tętnicowy umieszczony podczas pobierania przeszczepu służy jako wskaźnik orientacji podczas anastomozy, aby zapobiec skrętowi tętniczym. Anastomozę wykonuje się przy użyciu nylonu 11-0 i kleszczy nr 5 (Krok 3.11.2). Drukowane za zgodą; prawa autorskie zachowane przez Eduardo D. Rodrigueza, MD, DDS. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig4largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig5v2.jpg" /> 
Rysunek 5: Reperfuzja przeszczepu po rozcięciu tętnic i żylnych. Kierunek czaszki jest wskazany u góry obrazu. Po zakończeniu anastomoz tętniczo-żylnych (tętnica: od końca do końca; żyła: w mankietach) należy potwierdzić prawidłową orientację tętniczą i żylną bez skrętu, a zaciski są zwalniane – najpierw na żyłę, potem na tętnicę – aby przywrócić przepływ krwi. Natychmiastowa zmiana koloru wiosła skórnego potwierdza skuteczną perfuzję (Krok 3.13). Drukowane za zgodą; prawa autorskie zachowane przez Eduardo D. Rodrigueza, MD, DDS. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig5largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig6.jpg" /> 
Rysunek 6: Ostateczny natychmiastowy wygląd pooperacyjny. Przeszczep jest umieszczony heterotopowo w okolicy szyjnej, bez napięcia lub odchylenia tchawicy (Krok 3.14). Nacięcie skórne zamyka się przerwanymi szwami Ethilon 6-0, po natychmiastowym potwierdzeniu odpowiedniej pulsacji tętnicy i odwrotu żylnego (Krok 3.16). Ta konfiguracja minimalizuje samookaleczenia i ułatwia codzienną inspekcję szczepów. Drukowane za zgodą; prawa autorskie zachowane przez Eduardo D. Rodrigueza, MD, DDS. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig6large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
4. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Monitoruj mysz raz dziennie. UWAGA: Dostosuj monitorowanie do stanu zwierzęcia i przeszczepu w konsultacji z weterynarzem. Myszy przyjmujące indywidualnie, aby zapobiec uszkodzeniom przeszczepu.</li>
	<li>Podawaj środki przeciwbólowe (Meloksykam 5 mg/mL, 100 μL podskórnie; Buprenorfina 0,3 mg/mL, 80 μL podskórnie iniekcjonujące). Dodatkowo, jeśli zauważą się oznaki odwodnienia, podaj prawidłową sól fizjologiczną podskórnie w celu uzupełnienia płynów.</li>
	<li>Oceń przeszczep i codzienne badania fizykalne, dokumentując wyniki za pomocą zdjęć wykonanych tym samym urządzeniem (Rysunek 7).</li>
</ol>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70216/70216fig7.jpg" /> 
Rysunek 7: Przebieg kliniczny przeszczepu na przestrzeni czasu po skórze. Zdjęcia seryjne z przodu ilustrują ewolucję pooperacyjną. (A) Dzień operacji, pokazując dobrą przelew przeszczepu. (B) POD 7, pokazująca ustąpienie rumieni i stabilizację koloru skóry. (C) POD14, łopatka skórna pozostaje żywotna, z widocznym odrostem włosów do 14. dnia pooperacyjnego. Badanie koncentruje się na technice chirurgicznej, a schematy immunosupresyjne różniły się w zależności od przypadku. W przypadku pokazanym na Rysunku 7, CTLA-4-Ig (500 μg) był podawany dootrzewnowkowo na DOS oraz POD 2, 4, 7 i 9, a następnie Lag3 BiTS wewnątrzotrzewnkowe na POD 11, 13, 16, 18 i 21 (50 μg na POD 11; następnie 100 μg). Drukowane za zgodą; prawa autorskie zachowane przez Eduardo D. Rodrigueza, MD, DDS. Skróty: DOS = dzień operacji; POD = dzień pooperacyjny; BiTS = dwufunkcyjne supresory ograniczone tkankowo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70216/70216fig7large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>

<ol><li>Lupon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+allografts+in+France%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Chir+Plast+Esthet%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite allografts in France: an update.</a> Ann Chir Plast Esthet. 70 (2), 140-147 (2025).</li>
<li>Rifkin, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+immunosuppression+regimens+in+hand%2C+face%2C+and+kidney+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">A comparison of immunosuppression regimens in hand, face, and kidney transplantation.</a> J Surg Res. 258, 17-22 (2021).</li>
<li>Sosin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+face%2C+eyelids%2C+ears%2C+scalp%2C+and+skeletal+subunit+transplant+research+procurement%3A+a+translational+simulation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Total face, eyelids, ears, scalp, and skeletal subunit transplant research procurement: a translational simulation model.</a> Plast Reconstr Surg. 137 (5), 845e-854e (2016).</li>
<li>Brydges, H. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+face+and+whole+eye+transplantation%3A+cadaveric+rehearsals+and+feasibility+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg+Glob+Open%22%5BJournal%5D)">Combined face and whole eye transplantation: cadaveric rehearsals and feasibility assessment.</a> Plast Reconstr Surg Glob Open. 11 (11), e5409(2023).</li>
<li>Perraudin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+upper+limb+allograft+harvesting+for+proximal+arm+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite upper limb allograft harvesting for proximal arm allotransplantation.</a> J Vis Exp. (220), e68170(2025).</li>
<li>Perraudin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+composite+hand+allograft+procurement+and+preparation+for+distal+and+proximal+forearm+allotransplantation%3A+a+stepwise+approach%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Vascularized composite hand allograft procurement and preparation for distal and proximal forearm allotransplantation: a stepwise approach.</a> J Vis Exp. (219), e67767(2025).</li>
<li>Barbat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procurement+for+a+vascularized+and+reinnervated+abdominal+wall+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Procurement for a vascularized and reinnervated abdominal wall allotransplantation.</a> J Vis Exp. (221), e68418(2025).</li>
<li>Lupon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+Approach+to+Full+Soft+Tissue+Face+Allograft+Procurement+for+Vascularized+Composite+Allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Surgical Approach to Full Soft Tissue Face Allograft Procurement for Vascularized Composite Allotransplantation.</a> J Vis Exp. (226), e69607(2025).</li>
<li>Barré-Sinoussi, F., Montagutelli, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+are+essential+to+biological+research%3A+issues+and+perspectives%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Sci+OA%22%5BJournal%5D)">Animal models are essential to biological research: issues and perspectives.</a> Future Sci OA. 1 (4), FSO63(2015).</li>
<li>Lewis, D. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+experimentation%3A+implementation+and+application+of+the+3Rs%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg+Top+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Animal experimentation: implementation and application of the 3Rs.</a> Emerg Top Life Sci. 3 (6), 675-679 (2019).</li>
<li>Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humanized+mice+in+translational+biomedical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Humanized mice in translational biomedical research.</a> Nat Rev Immunol. 7 (2), 118-130 (2007).</li>
<li>Kenney, L. L., Shultz, L. D., Greiner, D. L., Brehm, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humanized+mouse+models+for+transplant+immunology%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Humanized mouse models for transplant immunology.</a> Am J Transplant. 16 (2), 389-397 (2016).</li>
<li>Lin, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neck+as+a+preferred+recipient+site+for+vascularized+composite+allotransplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse.</a> Plast Reconstr Surg. 133 (2), 133e-141e (2014).</li>
<li>Bas, S., Sızmaz, M., Aydın, A. C., Karsıdag, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+basic+training+laboratory+model+on+live+subjects+for+supermicrosurgery%3A+mouse+femoral+artery%2C+vein+and+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">A novel basic training laboratory model on live subjects for supermicrosurgery: mouse femoral artery, vein and nerve.</a> World J Plast Surg. 11 (1), 44-50 (2022).</li>
<li>Pafitanis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+an+evidence-based+supermicrosurgery+simulation+training+curriculum%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Plast+Reconstr+Aesthet+Surg%22%5BJournal%5D)">Evolution of an evidence-based supermicrosurgery simulation training curriculum: a systematic review.</a> J Plast Reconstr Aesthet Surg. 71 (7), 976-988 (2018).</li>
<li>Tran, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+osteomyocutaneous+flap+model+for+vascularized+composite+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22JPRAS+Open%22%5BJournal%5D)">Novel osteomyocutaneous flap model for vascularized composite allotransplantation.</a> JPRAS Open. 41, 244-251 (2024).</li>
<li>Goutard, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+heterotopic+hindlimb+transplantation+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Partial heterotopic hindlimb transplantation model in rats.</a> J Vis Exp. (172), e62586(2021).</li>
<li>National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+care+and+use+of+laboratory+animals%22">Guide for the care and use of laboratory animals</a>. 8th ed, National Research Council. (2011).</li>
<li>Li, Z., Le Moine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+experimental+vascularized+composite+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Transplant+Rep%22%5BJournal%5D)">Mouse models of experimental vascularized composite allotransplantation.</a> Curr Transplant Rep. 1 (3), 183-189 (2014).</li>
<li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+limb+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse limb transplantation model.</a> Microsurgery. 19 (5), 209-213 (1999).</li>
<li>Narushima, M., Koshima, I., Mihara, M., Uchida, G., Gonda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+stenting+%28IVaS%29+for+safe+and+precise+supermicrosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Intravascular stenting (IVaS) for safe and precise supermicrosurgery.</a> Ann Plast Surg. 60 (1), 41-44 (2008).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+hind+limb+transplantation%3A+a+new+composite+tissue+allotransplantation+model+using+nonsuture+supermicrosurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery.</a> Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).</li>
<li>Berkane, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+and+perspectives+in+vascularized+composite+allotransplantation+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Bull+Acad+Natl+Med%22%5BJournal%5D)">Advances and perspectives in vascularized composite allotransplantation preservation.</a> Bull Acad Natl Med. 208 (9), 1299-1308 (2024).</li>
<li>Njessi, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preservation+strategies+for+vascularized+composite+allotransplantation%3A+an+updated+systematic+review+of+a+rapidly+expanding+field%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Preservation strategies for vascularized composite allotransplantation: an updated systematic review of a rapidly expanding field.</a> bioRxiv. , (2025).</li>
<li>Lupon, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+vascularized+composite+allografts+using+natural+scaffolds%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Engineering vascularized composite allografts using natural scaffolds: a systematic review.</a> Tissue Eng Part B Rev. 28 (3), 677-693 (2022).</li>
<li>Baker, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pretreatments+of+ex+vivo+vascularized+composite+allografts%3A+a+scoping+review%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Pretreatments of ex vivo vascularized composite allografts: a scoping review.</a> Ann Plast Surg. 95 (3), 318-326 (2025).</li>
<li>Tu, W., Zheng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+humanized+mice+in+immunological+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Application of humanized mice in immunological research.</a> Methods Mol Biol. 1371, 157-176 (2016).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Użycie nylonowych końcówek do manipulacji naczyniami zostało po raz pierwszy opisane przez Narushimę i in. w 2008 roku w kontekście supermikrochirurgii21. W takich warunkach praca z naczyniami o bardzo małej średnicy (≤0,5 mm) wiąże się ze specyficznymi wyzwaniami technicznymi, takimi jak trudności z wprowadzaniem kleszczy do lumenu naczynia oraz potencjalne ryzyko niezamierzonego włączenia tylnej ściany podczas anastomozy. Wprowadzenie monofilamentów nylonowych do lumenu naczynia wykazało skutecz...

W ciągu ostatnich dwóch dekad naczynowo unaczyniona allotransplantacja kompozytowa (VCA) stała się przełomowym podejściem rekonstrukcyjnym dla pacjentów z poważną utratą tkanek, w tym urazami dłoni, twarzy i innych złożonych tkanek złożonych1. Poza potencjałem klinicznym, VCA pozostaje technicznie wymagająca i ograniczona przez dożywotnią immunosupresję, co wymaga ciągłych badań translacyjnych2.
Odpowiednie szkolenie jest kluczowe dla opanowania chirurgicznych aspektów VCA3. Próby na zwłokach okazały się przydatne do nauczania sekcji złożonych jednostek anatomicznych 4,5,6,7,8, ale modele eksperymentalne są niezbędne do rozwiązywania fundamentalnych pytań biologicznych9. W tym względzie gryzonie oferują znaczące przewagi w porównaniu z modelami dużych zwierząt: są tańsze, bardziej dostępne i zgodne z zasadami 3R (Zastępstwo, Redukcja, Udoskonalenie)10.
Mysz oferuje kilka zalet dla badań nad transplantacjami, w tym dostępność szczepów modyfikowanych genetycznie i humanizowanych, szerokie spektrum dobrze scharakteryzowanych przeciwciał i testów immunologicznych oraz możliwość łączenia VCA z innymi platformami przedklinicznymi w medycynie regeneracyjnej11,12. Te konkretne zalety czynią mysz idealnym gatunkiem do badania odporności immunologicznej, urazów niedokrwiennych/reperfuzji oraz innowacyjnych strategii terapeutycznych w VCA.
Użycie gryfu jako miejsca odbiorcy oferuje kilka zalet, które zwiększają powtarzalność i niezawodność tego modelu. Naczynia szyjne są długie, o odpowiedniej średnicy i posiadają grubsze ściany naczyniowe, co ułatwia bezpieczne zniesienie naczyniowe. Ponadto tętnica szjna o wysokim przepływie wspólna sprzyja przechodzeniu rozłożenia, podczas gdy ssanie rozkurczowe serca zmniejsza ryzyko zatkania i zakrzepicy żylnej. Co istotne, anatomiczne położenie przeszczepu zapobiega samookaleczeniom, co jest częstym powikłaniem w modelach przeszczepu kończyn tylnych. Ponadto, w porównaniu z ortotopowym przeszczepem kończyny tylnej, to heterotopowe podejście powoduje mniejsze uszkodzenia tkanek i wiąże się z niższą zachorowalnością i śmiertelnością pooperacyjną, szczególnie w delikatnych warunkach eksperymentalnych13.
Jednak ten niefunkcjonalny model nie ma na celu oceny regeneracji sensoryczno-motorycznej ani integracji funkcjonalnej; Zamiast tego priorytetem jest badanie mechanizmów immunologicznych, w tym odrzucenia, tolerancji oraz urazów niedokrwieniowo-reperfuzji.
Technicznie rzecz biorąc, VCA u myszy wymaga wykonania anastomoz naczyniowych na naczyniach o średnicy około 0,3-0,5 mm14. Ten poziom precyzji mieści się w dziedzinie supermikrochirurgii, która wymaga znacznego szkolenia i wiedzy15. Chociaż modele VCA szczurów zostały szczegółowo opisane 16,17, raporty o protokołach krok po kroku dla myszy pozostają rzadkie.
W tym artykule przedstawiamy szczegółowy protokół wideo-prowadzony dotyczący heterotopowej transplantacji kończyn tylnych na szyję u myszy. Ten niefunkcjonalny model zmniejsza zachorowalność pooperacyjną, jednocześnie zapewniając solidną i powtarzalną platformę do badań nad VCA.

<table><tbody><tr><td>Zastrzyk NaCl 0,9%, USP (Strzykawka z 10 mL)</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>E0103-01</td><td></td></tr><tr><td>30 G x 1/2 cala. BD PrecisionGlide Needle</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna 3M Durapore</td><td>3M Healthcare</td><td>1538-2</td><td>Używany do zabezpieczania kończyn myszy</td></tr><tr><td>4-0 ETHILON Black 18" (45 cm) FS-2 Needle, nylonowy szew monofilamentowy</td><td>Ethicon</td><td>662G</td><td>Używany jako stent poprzez wprowadzenie go do wspólnej żyły biodrowej, aby ułatwić zakładanie szwów do przepuszczenia żyły przeszczepu przez mankiet</td></tr><tr><td>5-0 ETHILON Black 18" (45 cm) igła PS-3, nylonowy szew monofilamentowy</td><td>Ethicon</td><td>1668G</td><td>Używany jako stent podczas anastomozy tętniczej</td></tr><tr><td>6-0 ETHILON Black 18" (45 cm) P-1 Needle, nylonowy szew monofilamentowy</td><td>Ethicon</td><td>697G</td><td>Stosowane do zamykania skóry</td></tr><tr><td>8-0 PROLENE Blue 24" (60 cm) BV130-5 Igła, szew monofilamentowy z polipropylenu</td><td>Ethicon</td><td>EPM8739</td><td>Wykorzystywany do podwiązywania tętnicy szyjnej wspólnej, żyły szyjnej zewnętrznej oraz naczyń biodrowych</td></tr><tr><td>9-0 ETHILON Black 12" (30 cm) CS140-6 Igła, nylonowy szew monofilamentowy</td><td>Ethicon</td><td>9013G</td><td>Używany do przymocowania mankietu do naczynia</td></tr><tr><td>10-0 PROLENE Blue 12" (30 cm) CS160-6 Igła, szew monofilamentowy z polipropylenu</td><td>Ethicon</td><td>7761G</td><td>Wykorzystywany do podwiązywania bocznych gałęzi między tętnicą a żyłą w przeszczepie</td></tr><tr><td>Opatrunek ran alginatowych (4 cale i razy; 4 cale)</td><td>Dimora</td><td>DM201417</td><td>Stosowany do uzyskania hemostazy przy wycieku zespolenia tętnic po rozcięciu</td></tr><tr><td>Kautery, wysoka temperatura z regulacją temperatury – drobna końcówka</td><td>Światowy Instrument Precyzyjny</td><td>AA11</td><td></td></tr><tr><td>Kauteryczna cienka końcówka z niską regulacją temperatury</td><td>Światowy Instrument Precyzyjny</td><td>AA02</td><td></td></tr><tr><td>Klasyczne kleszcze 18 cm długości, okrągła rączka 8 mm; Zakrzywiona szczęka, średnica czubka 0,3 mm, z platformą wiązającą</td><td>Dokładne chirurgiczne i chirurgiczne Korporacja Instrumentów Naukowych</td><td>ASSI231</td><td></td></tr><tr><td>Gąbki nietkane z Dealmed, 2"x2", 4-warstwowe, niesterylne, 200 sztuki</td><td>Rozdany</td><td>783222</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont #5/45</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Uniwersalny dynarex&reg z drape; Ręcznik podszyty poliesterem 18 W x 26 cali sterylny</td><td>Dynarex Corporation</td><td>4410</td><td></td></tr><tr><td>Grieshaber Elastyczne Retraktory Irysowe</td><td>Alcon</td><td>611.74</td><td>Stosowany na tętnicy podczas rozdzielania tętnicy i żyły szypułku</td></tr><tr><td>Uchwyt na igły Halsey, standardowy</td><td>Światowy Instrument Precyzyjny</td><td>14110</td><td></td></tr><tr><td>Sól sodowa heparyny z śluzów jelit świńskich</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3393-100KU</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran, USP Inhalacyjny Środek Znieczulejący</td><td>Pivetal</td><td>46066-115-04</td><td></td></tr><tr><td>Kimtech Science Kimwipes Delikatne Wycieraczki Zadaniowe</td><td>Kimberly-Clark Professional</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Światłowodowodny mikroskop oświetleniowy KL 1600 LED</td><td>Schott</td><td>150.600</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki McPherson-Vannas, 7 cm, proste, ostrza 3 mm</td><td>Światowe Precyzyjne Instrumenty</td><td>14177</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Micro Jewelers nr 3LX (15,5 cm)</td><td>KLS-Martin L.P.</td><td>12-418-04-07</td><td></td></tr><tr><td>Igły mikrochirurgiczne z przymocowaną nicią do szwów</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>12052-11</td><td>Stosowane jako szwy do anastomozy tętnic oraz jako szwy usztywniający kikuty naczyniowe szypki</td></tr><tr><td>Krem do włosów Nair Body Cream</td><td>Nair (przez Church & Dwight Co., Inc.)</td><td>UPC 022600255232</td><td></td></tr><tr><td>Rurka poliimidowa</td><td>Professional Plastics&nbsp;</td><td>302761</td><td>Używany jako kajdanka</td></tr><tr><td>Bezpłodna sól fizjologiczna 0,9% normalna, USP (500 mL)</td><td>Medline Industries, Inc.</td><td>DYND500MLS</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne bawełniane aplikatory z końcówkami</td><td>Puritańskie Produkty Medyczne</td><td>25-806 10WC</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Student Dumont #5</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki szwajcarskie, 9 cm, zakrzywione, cienkie ostrze</td><td>Światowe Precyzyjne Instrumenty</td><td>504520</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop stereo SZX10</td><td>Evident (dawniej Olympus)</td><td>SZX10</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Ultra Vannas, 8 cm, pod kątem krawędzi, ostrze 4 mm</td><td>Dokładne chirurgiczne i chirurgiczne Korporacja Instrumentów Naukowych</td><td>ASIM163</td><td></td></tr></tbody></table>

heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej

Heterotopic Hindlimb-to-Neck Transplantation in the Mouse: A Supermicrosurgical Model of Vascularized Composite Allotransplantation

Naczyniowa allotransplantacja kompozytowa (VCA) jest coraz częściej uznawana za opcję rekonstrukcyjną, która przynosi znaczące korzyści pacjentom z poważną utratą tkanek, w tym urazami twarzy i dłoni. Pomimo obietnic klinicznych, VCA pozostaje ograniczone przez złożoność chirurgiczną, potrzebę długoterminowej immunosupresji oraz związaną z tym chorobowość. Modele przedkliniczne są zatem niezbędne do udoskonalania technik chirurgicznych, testowania nowych metod immunomodulacyjnych oraz badania niedokrwienia/urazów reperfuzji.
W porównaniu z modelami dużych zwierząt, modele gryzoni oferują przewagę pod względem dostępności i kosztów, jednocześnie ściślej trzymając się zasad 3R: zastępowania, redukcji i udoskonalenia. Wśród nich mysz oferuje unikalne zalety, w tym dostępność humanizowanych szczepów, szeroki zestaw dobrze scharakteryzowanych przeciwciał oraz kompatybilność z zaawansowanymi testami immunologicznymi. Te cechy czynią mysz szczególnie cenną w badaniach translacyjnych VCA.
Grzybicza VCA u mysich wymaga jednak wymagających umiejętności supermikrochirurgicznych, ponieważ anastomozy naczyniowe wykonuje się na naczyniach o średnicy około 0,3-0,5 mm. Aby zwiększyć powtarzalność, dostarczamy techniczne wskazówki, które okazały się kluczowe dla powodzenia tych procedur. Należą do nich włączenie nylonowego filamentu do lumenu naczynia w celu stabilizacji anastomozy, ostrożne rozdzielenie tętnicy i żyły na odpowiedniej odległości wzdłuż szypułki, precyzyjne dawkowanie znieczulenia oraz precyzyjne działania zapobiegające skręcaniu szypułki. Podkreślamy także typowe pułapki i błędy, oferując praktyczne wskazówki w celu poprawy rezultatów.
Tutaj opisujemy kompleksowy, stopniowy protokół heterotopowej transplantacji kończyny tylnej na szyję myszy, wraz z materiałem wideo instruktażowym. Ten niefunkcjonalny model minimalizuje zachorowalność pooperacyjną w porównaniu z przeszczepem ortotopowym, jednocześnie zapewniając solidne i powtarzalne wyniki. Jest idealnie przystosowany do szkoleń w supermikrochirurgii oraz do rozwiązywania kluczowych zagadnień eksperymentalnych w VCA, w tym tolerancji immunologicznej, konserwacji przeszczepów oraz mechanizmów niedokrwienia/reperfuzji. Ta metodologia zapewnia badaczom niezawodną platformę na myszy do rozwoju badań translacyjnych nad VCA oraz opracowywania innowacyjnych strategii mających na celu poprawę wyników w przeszczepach rekonstrukcyjnych.

Główne wyniki podsumowano w Tabeli 1.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Wartość</td>
			<td>Komentarze/Opis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ogromne wyniki badań zakończyły całkowite badanie</td>
			<td>13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powikłania</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zakażenie przeszczepem</td>
			<td>1 (7....

Przedstawiamy powtarzalny model myszy heterotopowej allotransplantacji naczyń tylnych kończyn do szyi, unaczynionej allotransplantacji. Ten protokół supermikrochirurgiczny, obejmujący anastomozę naczyń o średnicy 0,3-0,5 mm, integruje naprowadzanie z włókna nylonowego oraz mankietowanie żylne. Stanowi wiarygodną platformę do badań translacyjnych nad tolerancją, uszkodzeniem niedokrwienia i reperfuzją oraz mechanizmami immunologicznymi w naczyniowej allotransplantacji złożonej.

Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is increasingly recognized as a reconstructive option that offers substantial benefits for patients with ...

Badanie to przedstawia supermikrochirurgiczny model kompozytowej allotransplantacji myszy z tylnej kończyny na szyję w celu badania mechanizmów odpornościowych i urazów przeszczepu. Obecnie protokoły VCA na mysłach są rzadkie i trudne do powtórzenia. Ten szczegółowy protokół wideo zwiększa spójność i ogranicza awarie techniczne.Na początek wykonaj czworokątne nacięcie skóry u znieczulonej myszy tuż blisko stawu kolana. Unieście płat skórny zaczynający od perforatora, w tym powierzchowną dolną tętnicę nadbrzuszną i żyłę, i w razie potrzeby szkieletyzujcie. Przecinam więzadło pachwinowe czaszkowo i przechodź z rozwarstwieniem oddowym od głowy.Upewnij się, że odsłonięte gałęzie są koagulowane przez kauterię dwubiegunową. Rozciąć otaczającą tkankę tłuszczową, aby uzyskać pełne odsłonięcie naczyń biodrowych zewnętrznych sięgających poziomu naczyń biodrowych wspólnych. Rozcinają otaczające tkanki tętnic biodrowych zewnętrznych i wspólnych, stosując mniejszą kauterię monopolarną.Zgiń staw kolanowy, aby określić jego położenie i otwórz je za pomocą kauterii dwubiegunowej. Ponownie wyprostuj staw kolanowy i przeciąż biceps femoris, quadriceps femoris oraz inne powiązane mięśnie z kauterem d

heterotopic-hindlimb-to-neck-transplantation-mouse-supermicrosurgical

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Unaczynione allotransplantacje kompozytowe (VCA) stały się kliniczną rzeczywistością. Jednak szerokie zastosowanie kliniczne VCA jest ograniczone przez przewlekłą wielolekową immunosupresję. Autorzy prezentują wiarygodny i powtarzalny duży model zwierzęcy do tłumaczenia nowych strategii immunomodulacyjnych, które mogą zminimalizować lub potencjalnie wyeliminować potrzebę immunosupresji w VCA.

Zmodyfikowany heterotopowy model przeszczepu kończyn tylnych świń do badań nad translacyjną unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA)

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Aby zbadać łączoną allotransplantację narządów litych i unaczynionych kompozytów, opisujemy nowy heterotopowy model przeszczepu en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i serca u myszy przy użyciu techniki mankietu szyjki macicy bez szwów.

Nowatorski model mikrochirurgiczny do heterotopowego, en bloc ściany klatki piersiowej, grasicy i przeszczepu serca u myszy

Ten nowatorski model do ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy, wykorzystujący technikę mankietu bez szwów do zespolenia supermikronaczyniowego, stanowi potężne narzędzie do mechanistycznych badań immunologicznych in vivo związanych z unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA).

Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

Unaczyniony kompozytowy przeszczep allogeniczny oferuje korzyści zmieniające życie biorcom przeszczepów, ale biologiczne przyczyny odrzucenia przeszczepu i waskulopatii pozostają słabo poznane. Przedstawiony tutaj model chirurgiczny gryzoni oferuje powtarzalny, klinicznie istotny model przeszczepu, umożliwiając naukowcom ocenę zdarzeń odrzucenia przeszczepu i potencjalnych strategii terapeutycznych zapobiegających ich wystąpieniu.

Zmodyfikowany heterotopowy model płata kostno-skórnego kończyn tylnych u szczura do translacyjnych badań nad allotransplantacją unaczynionych kompozytów

Ten protokół przedstawia solidny, powtarzalny model unaczynionego kompozytowego allotransplantu (VCA) nastawiony na jednoczesne badanie immunologii i funkcjonalnego odzyskiwania. Czas zainwestowany w skrupulatną technikę przeszczepu ortotopowego prawej kończyny tylnej w połowie uda z ręcznie szytymi zespoleniami naczyniowymi i koaaptacją neuronalną daje możliwość badania funkcjonalnej regeneracji.

Kolejny krok: ortotopowy model przeszczepu kończyn tylnych z koaaptacją neuronalną w celu maksymalizacji powrotu do sprawności u szczura

Ten artykuł przedstawia częściowy protokół heterotopowego przeszczepu płata kostno-skórnego u szczurów i jego potencjalne wyniki w obserwacji średnioterminowej.

Częściowy heterotopowy model przeszczepu kończyn tylnych u szczurów

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

Celem tego manuskryptu jest opisanie mikrochirurgicznych kroków wymaganych do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu krtani u myszy. Zaletami tego mysiego modelu w porównaniu z innymi zwierzęcymi modelami przeszczepu krtani są jego opłacalność oraz dostępność testów i danych immunologicznych.

Heterotopowy model myszy do badania przeszczepu krtani

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

Poznaj technikę supermikrochirurgicznej transplantacji kończyny tylnej do szyi u myszy. Ten protokół umożliwia badanie mechanizmów odpornościowych, urazu niedokrwiennego i przeżycia przeszczepu w modelu VCA.

Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej (Wideo) | JoVE Journal

Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej

Przeglądaj więcej filmów