Name: In Vivo Obrazowanie wapnia mikroskopem miniaturowym w podwzgórzu w celu zrozumienia zachowań społecznych u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-03-20T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 13 s
Description: Poznaj obrazowanie wapnia in vivo w podwzgórzu myszy przy użyciu miniaturowego mikroskopu. Ta metoda umożliwia badanie dynamiki aktywności neuronów podczas izolacji społecznej i ponownego zjednoczenia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować profesor Catherine Dulac za wsparcie podczas początkowego szkolenia eksperymentów z miniskopom oraz Yang Sunowi za pomoc w przeprowadzeniu operacji. Prace te były wspierane przez początkowe fundusze Westlake University oraz fundusze NOMIS Foundation, Tan-Yang Center for Autism Research na Uniwersytecie Harvarda, nagrodę Jane Coffin Childs Medical Research Award dla D.L. oraz Charles A. King Trust Postdoctoral Fellowship dla D.L. Dziękujemy wszystkim członkom laboratorium Liu za komentarze dotyczące manuskryptu.

<ol><li>Beery, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frank+Beach+award+winner%3A+Neuroendocrinology+of+group+living%5BTitle%5D)+AND+%22Horm+Behav%22%5BJournal%5D)">Frank Beach award winner: Neuroendocrinology of group living.</a> Horm Behav. 107, 67-75 (2019).</li>
<li>Krause, J., Ruxton, G. D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKrause%2C+J+%22Living+in+groups%22">Living in groups</a>. , Oxford University Press. (2002).</li>
<li>Riters, L. V., Kelm Nelson, C. A., Spool, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Why+do+birds+flock%3F+A+role+for+opioids+in+the+reinforcement+of+gregarious+social+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Physiol%22%5BJournal%5D)">Why do birds flock? A role for opioids in the reinforcement of gregarious social interactions.</a> Front Physiol. 10, 421(2019).</li>
<li>Panksepp, J. B., Lahvis, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Social+reward+among+juvenile+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Brain+Behav%22%5BJournal%5D)">Social reward among juvenile mice.</a> Genes Brain Behav. 6 (7), 661-671 (2007).</li>
<li>Matthews, G. A., Tye, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+mechanisms+of+social+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Neural mechanisms of social homeostasis.</a> Ann N Y Acad Sci. 1457 (1), 5-25 (2019).</li>
<li>Lee, C. R., Chen, A., Tye, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neural+circuitry+of+social+homeostasis%3A+Consequences+of+acute+versus+chronic+social+isolation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The neural circuitry of social homeostasis: Consequences of acute versus chronic social isolation.</a> Cell. 184 (6), 1500-1516 (2021).</li>
<li>Liu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hypothalamic+circuit+underlying+the+dynamic+control+of+social+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A hypothalamic circuit underlying the dynamic control of social homeostasis.</a> Nature. 640 (8060), 1000-1010 (2025).</li>
<li>Luquet, S., Perez, F. A., Hnasko, T. S., Palmiter, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NPY%2FAgRP+neurons+are+essential+for+feeding+in+adult+mice+but+can+be+ablated+in+neonates%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">NPY/AgRP neurons are essential for feeding in adult mice but can be ablated in neonates.</a> Science. 310 (5748), 683-685 (2005).</li>
<li>Balthasar, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leptin+receptor+signaling+in+POMC+neurons+is+required+for+normal+body+weight+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Leptin receptor signaling in POMC neurons is required for normal body weight homeostasis.</a> Neuron. 42 (6), 983-991 (2004).</li>
<li>Zimmerman, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thirst+neurons+anticipate+the+homeostatic+consequences+of+eating+and+drinking%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Thirst neurons anticipate the homeostatic consequences of eating and drinking.</a> Nature. 537 (7622), 680-684 (2016).</li>
<li>Augustine, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hierarchical+neural+architecture+underlying+thirst+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Hierarchical neural architecture underlying thirst regulation.</a> Nature. 555 (7695), 204-209 (2018).</li>
<li>Allen, W. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thirst-associated+preoptic+neurons+encode+an+aversive+motivational+drive%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Thirst-associated preoptic neurons encode an aversive motivational drive.</a> Science. 357 (6356), 1149-1155 (2017).</li>
<li>Ghosh, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniaturized+integration+of+a+fluorescence+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Miniaturized integration of a fluorescence microscope.</a> Nat Methods. 8 (10), 871-878 (2011).</li>
<li>Gulati, S., Cao, V. Y., Otte, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-layer+cortical+Ca2%2B+imaging+in+freely+moving+mice+with+prism+probes+and+miniaturized+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Multi-layer cortical Ca2+ imaging in freely moving mice with prism probes and miniaturized fluorescence microscopy.</a> J Vis Exp. (124), (2017).</li>
<li>Lee, H. S., Han, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+in+vivo+calcium+imaging+with+a+head-mount+miniaturized+microscope+in+the+amygdala+of+freely+behaving+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Successful in vivo calcium imaging with a head-mount miniaturized microscope in the amygdala of freely behaving mouse.</a> J Vis Exp. (162), (2020).</li>
<li>Burrows, R., Ma, C. H., Sun, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+imaging+of+identified+neural+populations+using+microprisms+in+freely+moving+and+head-fixed+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Long-term imaging of identified neural populations using microprisms in freely moving and head-fixed animals.</a> J Vis Exp. (203), (2024).</li>
<li>Zhou, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+and+accurate+extraction+of+in+vivo+calcium+signals+from+microendoscopic+video+data%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Efficient and accurate extraction of in vivo calcium signals from microendoscopic video data.</a> eLife. 7, e28728(2018).</li>
<li>Britten, K. H., Shadlen, M. N., Newsome, W. T., Movshon, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+analysis+of+visual+motion%3A+a+comparison+of+neuronal+and+psychophysical+performance%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The analysis of visual motion: a comparison of neuronal and psychophysical performance.</a> J Neurosci. 12 (12), 4745-4765 (1992).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów finansowych ani konfliktu interesów. ChatGPT był wykorzystywany w procesie redakcji rękopisów, przy dokładnej i szczegółowej korektie przez wszystkich autorów.

Protokół ten opisuje zintegrowane podejście łączące obrazowanie wapnia in vivo z paradygmatami zachowań społecznych w celu oceny profilu aktywności neuronów podwzgórza. Umożliwia długoterminowe, komórkowe obrazowanie wapnia z głębokich struktur mózgu podczas naturalnych interakcji społecznych. Poniższe sekcje omawiają kluczowe kroki, znaczenie metodologiczne, ograniczenia oraz przyszły potencjał tego podejścia.
Sukces tego protokołu zależy od serii skrupulatnych i powiązanych ze sobą ...

Zdolność do utrzymywania więzi społecznych jest podstawowa dla przetrwania zwierząt 1,2,3. Długotrwała izolacja społeczna wywołuje lęk, deficyty poznawcze i zmiany metaboliczne, podczas gdy spotkania przywracają zaangażowanie społeczne i potrzeby społeczne 4,5,6. Zaobserwowane odbicie zachowań społecznych po krótkotrwałej izolacji społecznej sugeruje obecność mechanizmu homeostatycznego7, analogicznego do regulacji głodu 8,9 lub pragnienia 10,11,12. Jednak podłoża nerwowe pośredniczące w homeostazie społecznej pozostają słabo poznane.
Najnowsze badania wykazały, że odrębne populacje neuronów podwzgórza kodują odpowiednio potrzeby społeczne i nasycenie społeczne. Obrazowanie wapnia in vivo wykazało, że populacja genetycznie zdefiniowanych neuronów glutamatergicznych w jądrze przedwzrokowym przyśrodkowego (MPN) aktywuje się podczas izolacji (neuronyizolacyjne MPN), podczas gdy inna populacja neuronów GABAergicznych aktywuje się po ponownym połączeniu (neurony MPNReunion). Aktywacja optogenetyczna neuronówizolacyjnych MPN naśladuje stan izolacji społecznej, a optogenetyczna aktywacja neuronówMPN Reunion tłumi odbicie społeczne, sugerując ich przeciwstawne role w regulowaniu potrzeb społecznych. Te populacje wzajemnie oddziałują i łączą się z obwodami nerwowymi obejmującymi cały mózg, tworząc pętlę sprzężenia zwrotnego, która dynamicznie moduluje potrzeby społeczne.
Przedstawiamy tutaj szczegółowy protokół mający na celu umożliwienie badaczom rejestrowania dynamiki wapnia w głębokim mózgu w rozdzielczości pojedynczych neuronów u swobodnie poruszających się myszy podczas etologicznie istotnych zachowań społecznych, takich jak izolacja społeczna i spotkanie13. Połączenie tej techniki obrazowania z etologicznie istotnymi paradygmatami społecznymi daje bezprecedensową możliwość zbadania neuronalnej reprezentacji odrębnych stanów społecznych. Uzasadnienie opracowania tej zaadaptowanej metody wynika z potrzeby wizualizacji, jak potrzeby społeczne i sytość są dynamicznie reprezentowane w głębokich strukturach mózgu, takich jak MPN. Chociaż użycie miniskopu było wcześniej opisanew punktach 14, 15, 16, jego użycie podczas nieograniczonych interakcji społecznych, szczególnie tych związanych z przejściami między izolacją a ponownym spotkaniem, wymaga specyficznych adaptacji technicznych i behawioralnych, aby utrzymać stabilność optyczną, zminimalizować artefakty ruchu oraz zapewnić naturalistyczną ekspresję zachowań.
W porównaniu z fotometrią światłowodową, podejście oparte na miniskopie oferuje rozdzielczość komórkową, umożliwiając rozróżnienie różnych typów neuronów funkcjonalnych w tym samym obszarze. Pozwala na długoterminowe rejestrowanie swobodnie oddziałujących zwierząt, co jest niezbędne do badania społecznie napędzanej dynamiki neuronalnej. Poprzednie badania z wykorzystaniem mikroendoskopii jednofotonowej koncentrowały się głównie na korze lub hipokampie grzbietowym podczas zadań przestrzennych lub sensorycznych 14,15,16. Nasz protokół rozszerza te postępy na głębsze obszary podkorowe podczas złożonych zachowań społecznych, stanowiąc wzór do badania obwodów stanów afektywnych w warunkach naturalistycznych.
Protokół jest zoptymalizowany pod kątem obszarów mózgu do głębokości ~5 mm, wykorzystując implantację soczewek GRIN oraz genetycznie kodowane wskaźniki wapnia. Kluczowe kwestie to precyzja chirurgiczna, umieszczanie soczewek, projektowanie paradygmatów behawioralnych oraz powiązana analiza danych. Metoda ta może być dostosowana do innych obszarów głębokiego mózgu i kontekstów behawioralnych. Protokół ten prowadzi użytkowników przez wszystkie kluczowe etapy: przygotowanie do operacji, podanie wirusa, implantację soczewki, projektowanie behawioralne, mocowanie mikroskopu, obrazowanie oraz analizę danych (Rysunek 1A-E). Przewidujemy, że ten przystępny, szczegółowy workflow umożliwi badanie populacji neuronalnych głębokich mózgów w szerokim zakresie zachowań naturalistycznych.

<table><tbody><tr><td>AAV2/9-hSyn-jGCaMP7f-WPRE-pA</td><td>Taitool</td><td>S0587-9</td><td>Wektory wirusowe, chirurgia</td></tr><tr><td>Bezpieczna gąbka żelatynowa do zapuszczania</td><td>FUKANGSEN</td><td>FKS-A</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Roztwór betadyny (10% jodowanyPovidon) 500mL</td><td>HYNAUT</td><td>Q13702855HNW002</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Kamera do wideo behawioralnego</td><td>DAHENG</td><td>MER2-160-227-U3C</td><td>Zachowanie</td></tr><tr><td>Karprofen</td><td>MCE</td><td>HY-B1227</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Cyfrowe Instrumenty Stereotaksyjne</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>68803</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Etanol (75%)</td><td>Sinopharm chemical reagent co., LD</td><td>801769610</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Maść do oczu</td><td>FODU</td><td>H37022025</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do przetwarzania danych Inscopix (IDPS)</td><td>Inscopix</td><td>1000-006551</td><td>Analiza danych</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>R510-22-10</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Pakiet kleju Kwik-Sil po 2</td><td>Światowe Precyzyjne Instrumenty</td><td>KWIK-SIL</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Mikrowiertło</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>78001</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Mikropipeta MP-1000</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>MP-1000</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Wielofunkcyjne rozwiązania do znieczulenia zwierzęcego</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>TAIJI-IE</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Pompa mikrowtryskowa nanolitrów</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>R-480</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Miniscope nVista 3.0</td><td>Inscopix</td><td>1000-004323</td><td>Obrazowanie</td></tr><tr><td>Kleszcz okulistyczny</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>F12006-10</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Obsługa nożyczek</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>S14001-15</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Zestaw implantów ProView</td><td>Inscopix</td><td>1000-004238</td><td>Chirurgia i obrazowanie</td></tr><tr><td>Cement żywiczny (Super-bond)</td><td>Sun Medical</td><td>Super bond C& B</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Zestaw 5 pokryw na bazę</td><td>Inscopix</td><td>1050-004639</td><td>Obrazowanie</td></tr><tr><td>Zestaw 5 płyt bazowych</td><td>Inscopix</td><td>1050-004638</td><td>Obrazowanie</td></tr><tr><td>Zestaw 5 obiektywów GRIN, średnica 0,6 mm, długość 7,3 mm</td><td>Inscopix</td><td>1050-004626</td><td>Chirurgia i obrazowanie</td></tr><tr><td>Mikroskop stereotaksowy</td><td>Murzider</td><td>MSD205A</td><td>Chirurgia</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna sterylna</td><td>QIDUKELIN</td><td>R1B25071902</td><td>Chirurgia</td></tr></tbody></table>

in vivo obrazowanie wapnia mikroskopem miniaturowym w podwzgórzu w celu zrozumienia zachowań społecznych u myszy

In Vivo Calcium Imaging with a Miniaturized Microscope in the Hypothalamus for Understanding Social Behaviors in Mice

Zachowania społeczne kręgowców są ściśle regulowane przez obwody podwzgórza. Niedawno zidentyfikowano molekularnie zdefiniowane typy neuronów podwzgórza, które kodują potrzeby społeczne w sposób homeostatyczny. Tutaj opisujemy krok po kroku protokół przeprowadzania obrazowania wapnia in vivo w przyśrodkowym jądrze przedwzgórza (MPN) za pomocą mikroskopu miniaturowego zamontowanego na głowie u wolnie zachowujących się myszy. Metoda ta umożliwia podłużne rejestrowanie dynamiki populacji neuronów podczas izolacji społecznej i ponownego zjednoczenia, co umożliwia mechanistyczne badania potrzeb społecznych i nasycenia społecznego w rozdzielczości pojedynczych neuronów. Konkretnie, dorosłe myszy otrzymują stereotaktyczne zastrzyki wirusa adenomo-asociowanego (AAV) z genetycznie zakodowanym wskaźnikiem wapnia do MPN, a następnie wszczepiane są soczewki gradientowego indeksu (GRIN) oraz podstawy mikroskopu. Po rekonwalescencji myszy przyzwyczajają się do aparatu do obrazowania z miniskopom i poddawane są zaplanowanej izolacji społecznej oraz spotkaniom, podczas których wykonywane są czynności neuronalne. Sygnały wapnia są synchronizowane z zachowaniami zwierząt do dalszej analizy. Protokół ten zapewnia kompleksowe wskazówki dotyczące obrazowania wapnia in vivo z miniskopem w podwzgórzu myszy podczas zachowań społecznych. Można go łatwo dostosować do obrazowania w innych głębokich obszarach mózgu oraz w różnych kontekstach behawioralnych. To podejście łączy aktywność neuronalną na poziomie komórkowym z zachowaniami społecznymi, poszerzając nasze zrozumienie neuronalnych podstaw złożonych zachowań u swobodnie poruszających się zwierząt.

Identyfikacja populacji neuronalnych Ekspresyjnie wyrażaliśmy wirusa GCaMP i wszczepiliśmy soczewkę GRIN w MPN myszy C57BL/6J. Po operacji mysz wyzdrowiała indywidualnie i była ponownie połączona ze swoimi towarzyszami klatki na co najmniej tydzień. Następnie mysz była trzymana indywidualnie przez 3 dni przed sesją obrazowania wapnia. Podczas obrazowania najpierw zarejestrowano 10-minutowy poziom izolacji, a następnie 10-minutowe spotkanie społeczne z byłym współlokatorem z klatki. Aktywność wapnia ...

Protokół ten opisuje obrazowanie wapnia in vivo neuronów podwzgórza za pomocą miniaturyzowanego mikroskopu (miniscope) u swobodnie zachowujących się myszy podczas manipulacji stanem społecznym (izolacja społeczna i spotkanie społeczne). Metoda ta umożliwia obrazowanie aktywności podwzgórza w rozdzielczości pojedynczych neuronów, reprezentując potrzeby społeczne i nasycenie, umożliwiając mechanistyczne badania homeostazy społecznej.

In Vivo Obrazowanie wapnia mikroskopem miniaturowym w podwzgórzu w celu zrozumienia zachowań społecznych u myszy

Social behavior in vertebrates is tightly regulated through hypothalamic circuits. Molecularly defined hypothalamic neuron types were recently identified ...

Badamy, jak neurony podwzgórza kodują samotność i potrzeby społeczne podczas izolacji społecznej oraz ponownego spotkania u myszy. Protokół ten można stosować do badania głębokich obszarów mózgu podczas zachowań takich jak społeczne karmienie czy zachowania związane ze strachem. Dwa do trzech tygodni po operacji zastrzyku wirusowego wskaźnika wapnia GCaMP znieczuli mysz i ułożyli na stole operacyjnym.Po ponownym otwarciu kraniotomii użyj skalpela, aby porysować powierzchnię czaszki, aby poprawić przyczepność cementu stomatologicznego w kolejnym etapie. Wiercenie ponownie otwiera kraniotomię o średnicy nieco większej niż soczewka gradientowa lub soczewka GRIN, zazwyczaj około jednego milimetra, aby umożliwić płynne wszczepienie. Dokładnie usuń wszystkie zanieczyszczenia kości po wierceniu, włóż szklaną pipetę do docelowego obszaru mózgu i powoli przesuwaj pipetę, aby zminimalizować ucisk tkanek podczas implantacji soczewki GRIN, powoli przesuwaj ośrodek pipety na boki, aby stworzyć nacięcie i wykonaj mikrocięcie o długości około jednego milimetra, aby zrobić miejsce na wszczepienie soczewki GRIN.Następnie wyczyść sterylną soczewkę GRIN 75% etanolem i umyj ją sterylną solą fizjologiczną. Używając chusteczki soczewki, delikatnie ją wytrzyj. Następnie trzymaj soczewkę GRIN za pomocą uchwytu.Przymocuj mikroskop do górnej części obiektywu. Ustaw dolną powierzchnię soczewki w miejscu bregmy, ustaw współrzędne X, Y i Z na zera. Przesuń soczewkę GRIN na docelowe współrzędne X i Y powyżej kraniotomii.Następnie zwilż powierzchnię czaszki sterylną solą fizjologiczną. Bardzo powoli obniżaj soczewkę GRIN do tkanki mózgowej z prędkością około 100 mikrometrów na minutę, aż dotrze do celu. Po wszczepieniu soczewki wchłanij resztki płynu z powierzchni czaszki i dmuchaj sterylnie sprężone powietrze, aby dokładnie ją wysuszyć.Ostrożnie nałóż cement dentystyczny, aby zakotwiczyć podstawę soczewki GRIN do czaszki i zbuduj pełną głowę, która zakrywa odsłoniętą czaszkę. Ostrożnie poluzuj uchwyt na obiektyw i zdejmij uchwyt razem z mini-teleskopem. Przygotuj dwuskładnikowy klej silikonowy, mieszając oba płyny.Naklej klej na górną część soczewki GRIN, aby uzyskać ochronną szczelność przed kurzem i zarysowaniami podczas okresu rekonwalescencji. Znieczulaj zwierzę, aby przeprowadzić montaż płyty podstawowej dwa do trzech tygodni po wszczepieniu soczewki GRIN. Mocuj mysz w przyrządzie stereotaksyjnym i nałóż maść na oczy.Usuń silikonową uszczelkę z górnej części soczewki GRIN. Delikatnie oczyść powierzchnię soczewki za pomocą chusteczki soczewki. Następnie przymocuj płytkę podstawową do mikroskopu miniaturowego i zamontuj płytkę podstawową na ramieniu manipulatora stereotaksyjnego za pomocą uchwytu.Podłącz mini teleskop do skrzyni do akwizycji danych i włącz obrazowanie na żywo. Na koniec dostosuj manipulator tak, aby obiektyw mini teleskopu został wyrównany z wszczepioną soczewką GRIN i uzyskaj precyzyjne optyczne wyrównanie współosiowe. Użyj cementu dentystycznego, aby połączyć płytę podstawową z istniejącą cementową pokrywką i otoczyć ją cementem dentystycznym, aby ją umocnić.Gdy cement dentystyczny jest w pełni zastygły, poluzuj uchwyt. Ostrożnie odłącz mini lunetę od podstawy i natychmiast przykręć nasadkę na podstawę, aby chronić interfejs optyczny, izoluj podstawę wszczepioną mysz na jeden, trzy lub pięć dni przed wykonaniem obrazowania wapniowego. Podłącz mysz do mini teleskopu i nagrywaj przez 10 minut, podczas gdy mysz pozostaje odizolowana.W fazie ciemności zaleca się rejestrowanie zachowania pod czerwonym światłem. Następnie dodaj byłego towarzysza z klatki do komory nagraniowej i nagrywaj przez 10 minut podczas okresu reunion. Na koniec usuń towarzysza w klatce po upływie 10 minut i nagrywaj przez dodatkowe 10 minut, podczas gdy mysz jest ponownie izolowana.Reprezentatywny neuron izolacyjny MPN wykazywał wyraźne rozkłady aktywności podczas izolacji społecznej i ponownego połączenia, a obszar pod charakterystyką operacyjną odbiornika wynosił 0,07. Neuron reunion MPN wykazywał różne rozkłady aktywności podczas izolacji społecznej i ponownego spotkania, a obszar pod krzywą charakterystyki operacyjnej odbiornika wynosił 0,91. Mapy aktywności z przykładowej myszy pokazały wszystkie zidentyfikowane neurony, które są istotnie dostrojone przez izolację społeczną i ponowne połączenie.Protokół ten pozwala mierzyć aktywność pojedynczych neuronów w mózgu w czasie rzeczywistym podczas naturalnych oraz społecznych zachowań myszy. Najważniejsze kwestie to delikatna implantacja soczewek GRIN, aby zapobiec uszkodzeniu tkanki mózgowej, a także projekty testów behawioralnych, aby zapobiec wybielaniu sygnałów. Protokół ten można łączyć z optogenetyką lub analizą dynamiki populacji w celu testowania przyczynowego.

in-vivo-calcium-imaging-with-miniaturized-microscope-hypothalamus-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Aby zrozumieć dynamikę sieci mikroukładów w neocortex, niezbędne jest jednoczesne rejestrowanie aktywności dużej liczby neuronów. Dwufotonowy obrazowanie wapnia in-vivo jest jedyną metodą pozwalającą na rejestrację aktywności gęstej populacji neuronów z rozdzielczością pojedynczych komórek.

Obrazowanie wapnia metodą dwufotonową in vivo w warstwie 2/3 kory mózgowej myszy

Źródło: Lee, H. et. al., Udane obrazowanie wapnia in vivo za pomocą zminiaturyzowanego mikroskopu montowanego na głowie w ciele migdałowatym swobodnie zachowującej się myszy. J. Vis. Exp. (2020)Ten film pokazuje obrazowanie wapnia in vivo u myszy przy użyciu gradientowego współczynnika załamania światła lub soczewki GRIN i zminiaturyzowanego mikroskopu. Konfiguracja łączy mocowanie głowy w beztarciowym mobilnym systemie klatek, stymulując neurony i wyzwalając napływ jonów wapnia. Soczewka GRIN...

Mikroendoskopowe obrazowanie wapnia w czasie rzeczywistym u swobodnie poruszającej się myszy

Źródło: Thapa, R., et. al., Stereotaktyczne wstrzyknięcie wirusa i implantacja soczewki o indeksie gradientowym dla głębokiego mózgu In vivo Obrazowanie wapnia.  J. Vis. Exp. (2021)Film demonstruje obrazowanie wapnia w czasie rzeczywistym za pomocą miniskopu u transdukowanej myszy, korelując aktywność neuronów z zachowaniem.

Obrazowanie wapnia w czasie rzeczywistym przyśrodkowej kory przedczołowej myszy za pomocą miniskopu

Tutaj opisujemy procedury eksperymentalne związane z dwufotonowym obrazowaniem kory myszy podczas zachowania w środowisku wirtualnej rzeczywistości.

Dwufotonowe obrazowanie wapnia u myszy poruszających się w środowisku rzeczywistości wirtualnej

Tutaj prezentujemy procedurę wykonywania wielkoskalowego obrazowania Ca2+ z rozdzielczością komórkową w wielu warstwach kory mózgowej u swobodnie poruszających się myszy. Setki aktywnych komórek można obserwować jednocześnie za pomocą miniaturowego mikroskopu montowanego na głowie w połączeniu z wszczepioną sondą pryzmatyczną.

Wielowarstwowe obrazowanie kory Ca2+ u swobodnie poruszających się myszy z sondami pryzmatycznymi i zminiaturyzowaną mikroskopią fluorescencyjną

Mikroendoskopowe obrazowanie wapnia in vivo jest nieocenionym narzędziem, które umożliwia monitorowanie w czasie rzeczywistym aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się zwierząt. Jednak zastosowanie tej techniki do ciała migdałowatego było trudne. Protokół ten ma na celu dostarczenie użytecznych wskazówek do skutecznego celowania w komórki ciała migdałowatego za pomocą zminiaturyzowanego mikroskopu u myszy.

Udane obrazowanie wapnia in vivo za pomocą zminiaturyzowanego mikroskopu do montażu na głowie w ciele migdałowatym swobodnie zachowującej się myszy

Przedstawiamy protokół odsłaniania pnia mózgu dorosłej myszy od strony brzusznej. Dzięki zastosowaniu soczewki o indeksie gradientowo-refrakcyjnym z miniaturowym mikroskopem, obrazowanie wapnia można wykorzystać do zbadania aktywności somatów nerwowych dolnych oliwek in vivo.

In vivo (in vivo) Obrazowanie wapnia u myszy z oliwek dolnych

Ten artykuł demonstruje przygotowanie specjalnego okna obrazowania uzupełnionego o kaniulę infuzyjną i jej implantację w regionie CA1 hipokampa u myszy.

Procedura kraniotomii do wizualizacji aktywności neuronalnej w hipokampie zachowujących się myszy

Miniskopowe obrazowanie wapnia in vivo to potężna technika do badania dynamiki neuronów i mikroobwodów u swobodnie zachowujących się myszy. Protokół ten opisuje wykonywanie operacji mózgu w celu uzyskania dobrego obrazowania wapnia in vivo za pomocą miniskopu.

Stereotaktyczne wstrzyknięcie wirusa i implantacja soczewek o indeksie gradientowym w celu obrazowania głębokiego mózgu in vivo wapnia

Zakręt zębaty hipokampa pełni podstawowe i odrębne funkcje w uczeniu się i pamięci. Protokół ten opisuje zestaw solidnych i skutecznych procedur obrazowania in vivo wapnia komórek ziarnistych w zakręcie zębatym u swobodnie poruszających się myszy.

Obrazowanie in vivo wapnia komórek ziarnistych w zakręcie zębatym hipokampa u myszy

Ten protokół bada zależność między mózgiem a zachowaniem w hipokampie CA1 u myszy poruszających się po smugach zapachu. Zapewniamy protokół krok po kroku, w tym operację w celu uzyskania dostępu do obrazowania hipokampa, trening behawioralny, rejestrację i przetwarzanie mózgu w miniskopie GCaMP6f oraz dane behawioralne w celu dekodowania pozycji myszy na podstawie aktywności neuronalnej ROI.

Miniskop rejestrujący sygnały wapnia w hipokampie myszy poruszających się po pióropuszu zapachowym

Poznaj obrazowanie wapnia in vivo w podwzgórzu myszy przy użyciu miniaturowego mikroskopu. Ta metoda umożliwia badanie dynamiki aktywności neuronów podczas izolacji społecznej i ponownego zjednoczenia.

In Vivo Obrazowanie wapnia mikroskopem miniaturowym w podwzgórzu w celu zrozumienia zachowań społecznych u myszy

Przeglądaj więcej filmów