Name: Pomiar wypływu obiektu i zgodności ocznej u oczu myszy ex vivo za pomocą systemu pompy strzykawkowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-06-02T14:05:00.000+00:00
Duration: 6 min 37 s
Description: Poznaj metodę pomiaru wypływu obiektu i zgodności ocznej u oczu myszy ex vivo za pomocą zoptymalizowanego systemu pompy strzykawkowej. To proste, niskokosztowe narzędzie umożliwia ocenę właściwości biomechanicznych siateczki trabekularnej i kanału Schlemma.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Dziękujemy prof. Haraldowi Staussowi z Uniwersytetu Iowa za opracowanie oprogramowania HemoLab. Badanie to zostało wsparte przez Narodowy Program Kluczowych Badań i Rozwoju (2022YEF0132500), Projekt Technologii i Industrializacji Kluczowej Technologii Qingdao (23-1-4-xxgg-16-nsh), Program Ekspertów Młodzieżowych Stypendysty Taishan (tsqn202103055), Shandong Excellent Youth Science Fund (ZR2022YQ72) oraz wspólny projekt okulistyczny Uniwersytetu Qingdao.

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z oświadczeniem ARVO dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i badaniach nad widzeniem oraz wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych w Medical Center Uniwersytetu w Qingdao (QDU-AEC-2022069).
1. Wybór i postępowanie z zwierzętami
<ol>
	<li>Należy wykorzystać 5-miesięczne myszy o tle genetycznym 50% C57BL/6 i 50% BALB/c. W projekcie doświadczalnym nie należy brać pod uwagę płci.</li>
	<li>Myszy należy utrzymywać w 12 h/12 h cyklu światło–ciemność, w temperaturze 23 ± 2 °C i przy wilgotności 50 ± 5%.</li>
</ol>
2. Pomiar IOP
<ol>
	<li>Zanurzyć myszy w narkozie, stosując 2,5% izofluranu z 80% (vol/vol) tlenem w szczelnej komorze przez 3,5 min. 
	OSTRZEŻENIE: Izofluran jest lotnym środkiem anestetycznym. Znieczulenie należy przeprowadzać w dobrze wentylowanym pomieszczeniu lub w odpowiednim systemie izolacyjnym.</li>
	<li>Przenieść myszy na platformę operacyjną. Podtrzymać znieczulenie za pomocą maski przez kolejne 30 s.</li>
	<li>Wszystkie pomiary wykonać między godziną 9:00 a 12:00. Odnotować trzy pomiary dla każdego oka. Obliczyć wartość średnią dla każdego punktu danych.</li>
</ol>
3. Konfiguracja systemu (Rysunek 1)
<ol>
	<li>Podłącz strzykawkę o pojemności 100 µL do pompy strzykawkowej.</li>
	<li>Podłącz strzykawkę do przepływowego czujnika ciśnienia.</li>
	<li>Podłącz czujnik do systemu akwizycji danych. 
	UWAGA: Należy upewnić się, że czujnik ciśnienia i uchwyt oka znajdują się na tej samej wysokości, aby uniknąć artefaktów ciśnienia.</li>
	<li>Wypełnij układ 1× solą fizjologiczną buforowaną fosforanowo (PBS). Usuń wszystkie pęcherzyki powietrza.</li>
	<li>Umieść oko w uchwycie z okrągłym wgłębieniem (średnica 4–6 mm). Upewnij się, że oko jest stabilne podczas kaniulacji. Ustaw czujnik ciśnienia i uchwyt oka na tej samej wysokości. 
	UWAGA: Niewłaściwe wyrównanie może wprowadzić błędy w pomiarze ciśnienia. Plik projektowy STL dla dostosowanego uchwytu oka znajduje się w Pliku uzupełniającym 1.</li>
</ol>
4. Obsługa oprogramowania
<ol>
	<li>Kalibracja czujnika ciśnienia
	<ol>
		<li>Otwórz oprogramowanie do akwizycji danych. Wczytaj plik konfiguracji kalibracji. Wybierz funkcję kalibracji.</li>
		<li>Podłącz system do zbiornika z wodą na dwóch określonych wysokościach.</li>
		<li>Wprowadź zmierzone i rzeczywiste ciśnienia, korzystając z przelicznika: 
		1 cm H2O = 0.735 mmHg</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konfiguracja pompy
	<ol>
		<li>Otwórz ustawienia modułu. Wczytaj plik konfiguracji regulatora.</li>
		<li>Wybierz urządzenie pompy. Wprowadź maksymalny przepływ oraz średnicę strzykawki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rejestracja danych
	<ol>
		<li>Rozpocznij rejestrację.</li>
		<li>Zatrzymaj rejestrację po każdym skoku ciśnienia.</li>
		<li>Wprowadź kolejną wartość ciśnienia.</li>
		<li>Wznów rejestrację.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Przygotowanie igły
<ol>
	<li>Wytnij szklaną mikropipetę zgodnie z ustalonym protokołem8.</li>
	<li>Zeszlifuj końcówkę do średnicy wewnętrznej 80–100 µm. Wypoleruj końcówkę igły. 
	OSTRZEŻENIE: Należy ostrożnie obchodzić się ze szklanymi igłami, aby uniknąć obrażeń.</li>
	<li>Zamocuj igłę w mikromanipulatorze. Podłącz igłę do przetwornika ciśnienia.</li>
	<li>Wypełnij igłę roztworem PBS.</li>
	<li>Ustaw końcówkę igły na tej samej wysokości co czujnik ciśnienia.</li>
	<li>Pomiar oporu
	<ol>
		<li>Zastosuj ciśnienie 1 mmHg. Zapisz szybkość przepływu.</li>
		<li>Oblicz opór igły: 
		<img alt="Równanie 1" src="/files/ftp_upload/70433/70433eq1v2.jpg" style="margin:auto;" /></li>
		<li>Używaj igieł o oporze od 0,01 do 0,5 mmHg/(µL/min).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Infrastruktura systemu i zgodność
<ol>
	<li>Pomiar przepuszczalności układu
	<ol>
		<li>Przelej układ roztworem PBS. Zamknij układ za pomocą zaworu trójdrożnego.</li>
		<li>Zastosuj skoki ciśnienia wynoszące 6, 8, 10, 12, 14 i 16 mmHg.</li>
		<li>Rejestruj P i Q przez 10 min na każdym etapie. Oblicz wartości średnie z ostatnich 5 min.</li>
		<li>Wykonaj regresję liniową. Przyjmij nachylenie jako wartość przepuszczalności układu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Walidacja
	<ol>
		<li>Powtórz pomiary 3-krotnie.</li>
		<li>Potwierdź, że przepuszczalność układu jest mniejsza niż 0,2 nL/min/mmHg.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pomiar podatności
	<ol>
		<li>Wprowadź do układu 35 cm rurki silikonowej.</li>
		<li>Zmierz podatność z zastosowaniem i bez zastosowania rurek teflonowych.</li>
		<li>Oblicz zmianę objętości, stosując metodę objętości dyskretnej14.</li>
		<li>Wyznacz podatność układu jako 4 nL/mmHg.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kontrola czułości
	<ol>
		<li>Potwierdź, że wykrywalna podatność układu jest większa niż 9,9 nL/mmHg.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Enukleacja
<ol>
	<li>Uśmiercić myszy za pomocą CO2&#160;przy przepływie 0,7 L/min przez 3 min. 
	OSTROŻNIE: Eutanazja za pomocą CO2&#160;musi być przeprowadzona zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi w celu zapewnienia humanitarnych punktów końcowych.</li>
	<li>Wypreparować mięśnie pozagałkowe i nerwy wzrokowe przy użyciu sterylnych narzędzi. Wykonać enukleację gałek ocznych.</li>
	<li>Natychmiast umieścić jedno oko w uchwycie w temperaturze 35,5 °C.</li>
	<li>Przechowywać przeciwległe oko w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Zmierzyć oba oka przy użyciu tego samego systemu.</li>
</ol>
8. Kanulacja
<ol>
	<li>Wprowadzenie igły
	<ol>
		<li>Wprowadzić igłę przez centralną część rogówki pod kątem 45°.</li>
		<li>Przesunąć igłę na głębokość 0,3–0,5 mm do komory przedniej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Walidacja
	<ol>
		<li>Zestabilizować układ. Potwierdzić, że fluktuacja ciśnienia wynosi ≤ 0,4 mmHg w ciągu ostatnich 5 min.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
9. Okularny Cr
<ol>
	<li>Stabilizuj ciśnienie w oku na poziomie 8 mmHg przez 30 min.</li>
	<li>Zastosuj stopnie ciśnienia: 6, 8, 10, 12, 14 i 16 mmHg.</li>
	<li>Zastosuj końcowy stopień przy 8 mmHg.</li>
	<li>Gromadzenie danych
	<ol>
		<li>Ustaw maksymalny przepływ na 4 µL/min.</li>
		<li>Rejestruj P i Q przez 10 min na każdym stopniu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Analiza
	<ol>
		<li>Wykreśl krzywe P–T i Q–T. Oblicz wartości średnie z ostatnich 5 min.</li>
		<li>Dopasuj dane do modelu potęgowego27: 
		<img alt="Równanie 2" src="/files/ftp_upload/70433/70433eq2v2.jpg" style="margin:auto;" /></li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zdefiniuj Cr (po odjęciu wydajności układu) jako wydajność odpływu ocznego.</li>
	<li>Ustaw Pr = 8 mmHg.</li>
	<li>Zdefiniuj β jako współczynnik nieliniowy.</li>
</ol>
10. Okulistyka&#160;&#934;Proszę o dostarczenie tekstu źródłowego do tłumaczenia.
<ol>
	<li>Przeanalizuj krzywe P–T i Q–T podczas przyrostów ciśnienia. Zidentyfikuj wzrost przepływu do&#160;Qmax&#160;oraz następujące po nim spowolnienie.</li>
	<li>Oblicz zmianę objętości między&#160;tp a&#160;tmax&#160;stosując metodę objętości dyskretnej30.</li>
	<li>Dopasuj dane do zmodyfikowanego równania Friedenwalda30: 
	<img alt="Równanie 3" src="/files/ftp_upload/70433/70433eq3v2.jpg" style="margin:auto;" /></li>
	<li>Przyjmij Pr&#160;= 13 mmHg. Zdefiniuj&#160;Φr (po odjęciu podatności systemu) jako podatność gałki ocznej&#160;Φr,eye&#160; oraz γ jako parametr materiałowy.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Singh, K., Shrivastava, A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraocular+pressure+fluctuations:+how+much+do+they+matter?.">Intraocular pressure fluctuations: how much do they matter?.</a> Curr Opin Ophthalmol. 20 (2), 84-87 (2009).</li><li>Kountouras, J., Zavos, C., Deretzi, G. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+open-angle+glaucoma.">Primary open-angle glaucoma.</a> N Engl J Med. 360 (25), 2679 (2009).</li><li>Asrani, S. G., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+intraocular+pressure+and+glaucoma:+an+evolving+concept.">The relationship between intraocular pressure and glaucoma: an evolving concept.</a> Prog Retin Eye Res. 103, 101303 (2024).</li><li>Kim, J. H., Caprioli, J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraocular+pressure+fluctuation:+is+it+important?.">Intraocular pressure fluctuation: is it important?.</a> J Ophthalmic Vis Res. 13 (2), 170-174 (2018).</li><li>Asrani, S., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large+diurnal+fluctuations+in+intraocular+pressure+are+an+independent+risk+factor+in+patients+with+glaucoma.">Large diurnal fluctuations in intraocular pressure are an independent risk factor in patients with glaucoma.</a> J Glaucoma. 9 (2), 134-142 (2000).</li><li>Turner, D. C., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+intraocular+pressure+fluctuations:+source,+magnitude,+frequency,+and+associated+mechanical+energy.">Transient intraocular pressure fluctuations: source, magnitude, frequency, and associated mechanical energy.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 60 (7), 2572-2582 (2019).</li><li>Hage, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EYERUBBICS:+the+eye+rubbing+cycle+study.">EYERUBBICS: the eye rubbing cycle study.</a> J Clin Med. 12 (4), 1529 (2023).</li><li>Pecora, L., Carrasco, M. A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eye-rubbing+optic+neuropathy.">Eye-rubbing optic neuropathy.</a> Am J Ophthalmol. 134 (3), 460-462 (2002).</li><li>Savastano, A., Savastano, M. C., Carlomusto, L., Savastano, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+glaucomatous+optic+neuropathy+caused+by+eye+rubbing.">Bilateral glaucomatous optic neuropathy caused by eye rubbing.</a> Case Rep Ophthalmol. 6 (3), 279-283 (2015).</li><li>Roy Chowdhury, U., Hann, C. R., Stamer, W. D., Fautsch, M. P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aqueous+humor+outflow:+dynamics+and+disease.">Aqueous humor outflow: dynamics and disease.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (5), 2993-3003 (2015).</li><li>Goel, M., Picciani, R. G., Lee, R. K., Bhattacharya, S. K. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aqueous+humor+dynamics:+a+review.">Aqueous humor dynamics: a review.</a> Open Ophthalmol J. 4, 52-59 (2010).</li><li>Stamer, W. D., Acott, T. S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+understanding+of+conventional+outflow+dysfunction+in+glaucoma.">Current understanding of conventional outflow dysfunction in glaucoma.</a> Curr Opin Ophthalmol. 23 (2), 135-143 (2012).</li><li>Stamer, W. D., Clark, A. F. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+many+faces+of+the+trabecular+meshwork+cell.">The many faces of the trabecular meshwork cell.</a> Exp Eye Res. 158, 112-123 (2017).</li><li>Stamer, W. D., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomechanics+of+Schlemm&#x2019;s+canal+endothelium+and+intraocular+pressure+reduction.">Biomechanics of Schlemm&#x2019;s canal endothelium and intraocular pressure reduction.</a> Prog Retin Eye Res. 44, 86-98 (2015).</li><li>Overby, D. R., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+factors+affecting+the+stability+of+IOP+homeostasis.">The factors affecting the stability of IOP homeostasis.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 65 (6), 4 (2024).</li><li>Ethier, C. R., Herberg, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanobiology+in+the+eye.">Mechanobiology in the eye.</a> NPJ Biol Phys Mech. 2 (1), 18 (2025).</li><li>Safa, B. N., Wong, C. A., Ha, J., Ethier, C. R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glaucoma+and+biomechanics.">Glaucoma and biomechanics.</a> Curr Opin Ophthalmol. 33 (2), 80-90 (2022).</li><li>Barany, E. H. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+measurement+of+changing+intraocular+pressure+and+outflow+facility+in+the+vervet+monkey+by+constant+pressure+infusion.">Simultaneous measurement of changing intraocular pressure and outflow facility in the vervet monkey by constant pressure infusion.</a> Invest Ophthalmol. 3, 135-143 (1964).</li><li>Tian, B., Kaufman, P. L. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+the+Rho+kinase+inhibitor+Y-27632+and+the+phosphatase+inhibitor+calyculin+A+on+outflow+facility+in+monkeys.">Effects of the Rho kinase inhibitor Y-27632 and the phosphatase inhibitor calyculin A on outflow facility in monkeys.</a> Exp Eye Res. 80 (2), 215-225 (2005).</li><li>Taniguchi, T., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ocular+hypotensive+mechanism+of+topical+isopropyl+unoprostone,+a+novel+prostaglandin+metabolite-related+drug,+in+rabbits.">Ocular hypotensive mechanism of topical isopropyl unoprostone, a novel prostaglandin metabolite-related drug, in rabbits.</a> J Ocul Pharmacol Ther. 12 (4), 489-498 (1996).</li><li>Becker, H. H., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radial+keratotomy+increases+outflow+facility+in+the+porcine+eye+in+vitro.">Radial keratotomy increases outflow facility in the porcine eye in vitro.</a> Curr Eye Res. 16 (12), 1193-1197 (1997).</li><li>Millar, J. C., Clark, A. F., Pang, I. H. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+aqueous+humor+dynamics+in+the+mouse+by+a+novel+method+of+constant-flow+infusion.">Assessment of aqueous humor dynamics in the mouse by a novel method of constant-flow infusion.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (2), 685-694 (2011).</li><li>Zhu, W., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+iPSC-derived+TM+cells+rescues+glaucoma+phenotypes+in+vivo.">Transplantation of iPSC-derived TM cells rescues glaucoma phenotypes in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (25), E3492-E3500 (2016).</li><li>Mermoud, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aqueous+humor+dynamics+in+rats.">Aqueous humor dynamics in rats.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 234 (Suppl 1), S198-S203 (1996).</li><li>Kazemi, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+aqueous+outflow+facility+measurement+by+pneumatonography+and+digital+Schiotz+tonography.">Comparison of aqueous outflow facility measurement by pneumatonography and digital Schiotz tonography.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 58 (1), 204-210 (2017).</li><li>Hayashi, M., Yablonski, M. E., Novack, G. D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trabecular+outflow+facility+determined+by+fluorophotometry+in+human+subjects.">Trabecular outflow facility determined by fluorophotometry in human subjects.</a> Exp Eye Res. 48 (5), 621-625 (1989).</li><li>Sherwood, J. M., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+outflow+facility+using+iPerfusion.">Measurement of outflow facility using iPerfusion.</a> PLoS One. 11 (3), e0150694 (2016).</li><li>Xin, C., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+pulse-dependent+trabecular+meshwork+motion+in+normal+humans+using+phase-sensitive+OCT.">Quantification of pulse-dependent trabecular meshwork motion in normal humans using phase-sensitive OCT.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 59 (8), 3675-3681 (2018).</li><li>Karimi, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biomechanics+of+the+JCT+and+SC+inner+wall+endothelial+cells+with+their+basement+membrane+using+3D+serial+block-face+scanning+electron+microscopy.">Biomechanics of the JCT and SC inner wall endothelial cells with their basement membrane using 3D serial block-face scanning electron microscopy.</a> Bioengineering (Basel). 10 (9), 1038 (2023).</li><li>Sherwood, J. M., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+ocular+compliance+using+iPerfusion.">Measurement of ocular compliance using iPerfusion.</a> Front Bioeng Biotechnol. 7, 276 (2019).</li><li>Wang, K., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+outflow+resistance+and+trabecular+meshwork+stiffness+in+mice.">The relationship between outflow resistance and trabecular meshwork stiffness in mice.</a> Sci Rep. 8 (1), 5848 (2018).</li><li>Bahranifard, M. R., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Magnetically+steered+cell+therapy+for+reduction+of+intraocular+pressure+as+a+treatment+strategy+for+open-angle+glaucoma.">Magnetically steered cell therapy for reduction of intraocular pressure as a treatment strategy for open-angle glaucoma.</a> Elife. 13, RP103256 (2025).</li><li>Schuman, D. M., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracameral+puncture+lowers+intraocular+pressure+and+triggers+an+immune+response+in+the+conventional+outflow+tract.">Intracameral puncture lowers intraocular pressure and triggers an immune response in the conventional outflow tract.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 66 (14), 54 (2025).</li><li>Tam, L. C. S., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhancement+of+outflow+facility+in+the+murine+eye+by+targeting+selected+tight-junctions+of+Schlemm&#x2019;s+canal+endothelia.">Enhancement of outflow facility in the murine eye by targeting selected tight-junctions of Schlemm&#x2019;s canal endothelia.</a> Sci Rep. 7, 40717 (2017).</li><li>Zhu, W., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+Piezo1+in+conventional+aqueous+humor+outflow+dynamics.">The role of Piezo1 in conventional aqueous humor outflow dynamics.</a> iScience. 24 (2), 102042 (2021).</li><li>Li, G., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aging+and+intraocular+pressure+homeostasis+in+mice.">Aging and intraocular pressure homeostasis in mice.</a> Aging Cell. 23 (7), e14160 (2024).</li><li>Madekurozwa, M., Reina-Torres, E., Overby, D. R., van Batenburg-Sherwood, J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+postmortem+outflow+facility+using+iPerfusion.">Measurement of postmortem outflow facility using iPerfusion.</a> Exp Eye Res. 220, 109103 (2022).</li><li>Ryskamp, D. A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TRPV4+regulates+calcium+homeostasis,+cytoskeletal+remodeling,+conventional+outflow+and+intraocular+pressure+in+the+mammalian+eye.">TRPV4 regulates calcium homeostasis, cytoskeletal remodeling, conventional outflow and intraocular pressure in the mammalian eye.</a> Sci Rep. 6, 30583 (2016).</li><li>Reina-Torres, E., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+vital+role+for+nitric+oxide+in+intraocular+pressure+homeostasis.">The vital role for nitric oxide in intraocular pressure homeostasis.</a> Prog Retin Eye Res. 83, 100922 (2021).</li><li>Reina-Torres, E., Boussommier-Calleja, A., Sherwood, J. M., Overby, D. R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aqueous+humor+outflow+requires+active+cellular+metabolism+in+mice.">Aqueous humor outflow requires active cellular metabolism in mice.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 61 (10), 45 (2020).</li></ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Badanie to przedstawia zoptymalizowany system pompy strzykawkowej do szacowania możliwości wypływu i podatności oczu u myszy, dając wartości zgodne z tymi zgłaszanymi przy użyciu systemów perfuzji oczu kontrolowanej ciśnieniowo. Obecne podejście poprawia dokładność pomiarów za pomocą strzykawki, zachowując jednocześnie prosty i przystępny system eksperymentalny. To połączenie udoskonalenia metodologicznego i dostępności może ułatwić szersze wdrożenie w laboratoriach, gdzie bardziej zaawansowane systemy nie są łatwo dostę...

Utrzymanie odpowiedniego i stabilnego poziomu ciśnienia wewnątrzgałkowego (IOP) jest niezbędne dla zdrowia oczu1. Utrzymujące się podwyższenie IOP jest głównym czynnikiem ryzyka jaskry 2,3. Długoterminowe wahania IOP przez miesiące lub lata również przyczyniają się do utraty wzroku 4,5. Najnowsze badania wykazały inną formę fluktuacji IOP, czyli przejściowe wahania spowodowane codziennymi aktywnościami, które mogą również przyspieszać postęp jaskry 6,7. Na przykład 46-letni mężczyzna z 20-letnią historią pocierań powiek oraz 52-letni mężczyzna, który przez 10 lat pocierał oczy, obaj wykazali przyspieszone uszkodzenia dysku wzrokowego 8,9. Wyniki te podkreślają znaczenie terminowych, odpowiednich reakcji na zmiany w IOP, aby zminimalizować ryzyko utraty wzroku.
IOP jest regulowany przez równowagę między produkcją wody (AH) a jej drenażem10. AH wychodzi z oka głównie przez konwencjonalne i uveoscleralne ścieżki11. Zarówno u oczu normalnego, jak i jaskrowego, konwencjonalny szlak obejmujący siateczkę trawebkową (TM) oraz kanał Schlemma (SC) jest głównym źródłem oporu wypływowego, który wpływa na homeostazę IOP 12,13,14. Dlatego właściwości biomechaniczne TM i SC są niezbędne, aby oko mogło dostosować się do zmian w IOP 15,16,17.
Najnowsze postępy technologiczne umożliwiły dokładniejszą ocenę odpływu AH. Opracowano inwazyjne podejścia, takie jak perfuzja oparta na grawitacji oraz system pompy strzykawkowej, aby obliczyć funkcję wypływu (C), co wskazuje, jak TM i SC regulują ustalony odpływ 18,19,20,21,22,23,24. Metody nieinwazyjne, takie jak tonografia25 i fluorofotometria26, były stosowane klinicznie do określania C u pacjentów z jaskrą. Jednak większość podejść nie jest w stanie ocenić funkcji TM i SC w szczególności. Na przykład w systemie strzykawkowo-pompy dane o przepływie i ciśnieniu w stanie stacjonarnym są dostosowywane za pomocą prostej regresji liniowej, a nachylenie interpretuje się jako zależne od ciśnienia C. Jednak obliczony C u żywych myszy nie jest w stanie dokładnie odzwierciedlić zdolności wypływu AH przez konwencjonalny szlak, ponieważ jest pod wpływem wydzielania AH, odpływu naczyniowego i ciśnienia żylnego w nabłonku, jak opisano w równaniu Goldmanna.
Aby rozwiązać to ograniczenie, Millar i in. obliczyli napływ AH, konwencjonalny i uveoscleralny odpływ w tym samym oku myszy, stosując wiele pomiarów przepływu stałego na podstawie założenia braku napływu AH, braku ciśnienia żylnego w kostce episkleralnej oraz niezmienionego odpływu uveoscleralnego po eutanazji22. W 2016 roku Sherwood i in. poinformowali, że wypływ uveoscleralny wynosi 0 w oczach ex vivo przy 0 mmHg, a następnie odnieśli się do tego samego pytania, wprowadzając model potęgowy wykorzystujący iPerfusion (system perfuzji kontrolowany pod ciśnieniem, dalej zwany systemem perfuzyjnym)27. Postępy metodologiczne wyjaśniły odrębne role TM i SC, poszerzając zrozumienie ich funkcji fizjologicznych w utrzymaniu ustalonego wypływu AH.
Ponadto przejściowa odpowiedź TM i SC na wahania IOP jest niezbędna dla utrzymania homeostazy IOP. Aby śledzić ten ruch, Xin i in. opracowali fazowo czułą optyczną tomografię koherencyjną (OCT), która umożliwia obserwację w skali czasowej28 sekund. Trójwymiarowa szeregowa skaningowa mikroskopia elektronowa z blokową ścianą może badać ten ruch na poziomie ultrastrukturalnym29. Jednak metody oparte na obrazach szacują jedynie właściwości biomechaniczne TM i SC i nie dają rzeczywistych wartości przejściowego drenażu AH. W 2019 roku, po opracowaniu iPerfusion, Sherwood i in. obliczyli zgodność oczu (φ) jako kluczowy wskaźnik zarówno elastyczności rogówkowo-twardowaczki, jak i przejściowej odpowiedzi TM i SC30. Ten postęp stanowi ilościowy parametr do oceny przejściowych zachowań TM i SC w odpowiedzi na wahania IOP.
Na podstawie tych postępów w ocenie funkcji TM i SC, badanie to ulepszyło system strzykawka-pompa, wprowadzając model potęgowy do obliczeń C oraz integrując nowe metody obliczania φ. Pomiary te porównano z opublikowanymi danymi uzyskanymi przy użyciu systemu perfuzji, aby ocenić, czy zoptymalizowany system strzykawka-pompa nadaje się do oceny możliwości wypływu i zgodności ocznej u oczu myszy ex vivo .

<table><tbody><tr><td>Odczynnik</td><td>1&razy; Bufor PBS</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10010023</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Shenzhen Rewoode Life Sciences Co., Ltd., Chiny</td><td>R640</td><td></td></tr><tr><td>Materiał</td><td>100 &mu; Strzykawka L High Precision</td><td>Hamilton</td><td>1710</td></tr><tr><td>Szkło borokrzemowe</td><td>Sutter, Novato, CA</td><td>BF100-50-10</td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowa sterylna strzykawka</td><td>Fenglin Medical Devices Co., Ltd. Jiangxi, Chiny</td><td>10 ml</td><td></td></tr><tr><td>Czujnik ciśnienia</td><td>IcuMedical</td><td>PX26-015G</td><td></td></tr><tr><td>Rurka silikonowa</td><td>Runze Fluid Co., Ltd, Nankin, Chiny i nbsp;</td><td>Nie ma</td><td></td></tr><tr><td>Przezroczysta rurka PTFE</td><td>Runze Fluid Co., Ltd, Nankin, Chiny i nbsp;</td><td>Nie ma</td><td></td></tr><tr><td>Wyposażenie</td><td>Płonący/brązowy wyciągacz pipety</td><td>Sutter, Novato, CA</td><td>P-97&nbsp;</td></tr><tr><td>Mikromanipulator ręczny</td><td>Światowe Precyzyjne Przyrządy (WPI)</td><td>M3301</td><td></td></tr><tr><td>Metalowa kąpiel</td><td>Biologia bobrów, Suzhou, Chiny</td><td>2016C</td><td></td></tr><tr><td>MicroForge</td><td>Laboratorium Instrumentów Naukowych Narishige w Tokio, Japonia</td><td>MF830</td><td></td></tr><tr><td>Młynek mikropipety</td><td>MPInstrument Co., Ltd., Wuhan, Chiny</td><td>KDG-02</td><td></td></tr><tr><td>PZMIII Stereo Zoom Mikroskop Lornetkowy</td><td>Światowe Precyzyjne Przyrządy (WPI)</td><td>PZMIII&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Pompa strzykawkowa</td><td>Światowe Precyzyjne Przyrządy (WPI)</td><td>AL-1000</td><td></td></tr></tbody></table>

pomiar wypływu obiektu i zgodności ocznej u oczu myszy ex vivo za pomocą systemu pompy strzykawkowej

Measuring Outflow Facility And Ocular Compliance In Ex Vivo Mouse Eyes Using A Syringe-pump System

Utrzymanie ciśnienia wewnątrzgałkowego (IOP) na odpowiednim i stabilnym poziomie jest niezbędne dla zdrowia oka. Właściwości biomechaniczne siatki trawebkowej (TM), kanału Schlemma (SC) oraz całej skorupy rogówkowej odgrywają kluczową rolę w homeostazie IOP. Funkcja wypływu (C) jest kluczowym parametrem oceny skuteczności TM i SC w drenżowaniu wodnego humoru, podczas gdy zgodność oczu (φ) odzwierciedla elastyczność skorówki i przejściowy odpływ przez TM i SC. Wcześniej opracowano prosty, opłacalny system pompy strzykawkowej do oceny C. Jednak stosowanie prostej regresji liniowej do analizy danych in vivo ma ograniczenia w charakteryzowaniu funkcji TM i SC. W tym badaniu system strzykawka-pompa został zoptymalizowany poprzez zastosowanie metod analitycznych opracowanych dla ustalonych systemów perfuzji oczu z kontrolowanym ciśnieniem. Zmierzone wartości C i φ w oczach ex vivo porównano z wcześniej opublikowanymi wartościami układu perfuzyjnego i były zgodne z tymi zgłoszonymi zakresami. Podsumowując, ten prosty, niedrogi system pompy strzykawkowej ułatwia ocenę właściwości biomechanicznych TM i SC.

Wydajność zoptymalizowanego systemu pompy strzykawkowej oceniono poprzez porównanie C i ϕ u 5-miesięcznych myszy z wcześniej opublikowanymi wartościami z badań perfuzji oka kontrolowanej ciśnieniem. Normalność zbiorów danych na Rysunku 2F oceniono za pomocą testu Shapiro-Wilka, a porównania statystyczne przeprowadzono z wykorzystaniem obustronnego sparowanego testu t Studenta.
Jak pokazano na Rysunku 2A–C, wartości IO...

Integracja metod analitycznych z ugruntowanych metod perfuzji kontrolowanej ciśnieniem zoptymalizowała prosty, niskokosztowy system pompy strzykawkowej do oceny możliwości wypływu i zgodności oczu u myszy.

Pomiar wypływu obiektu i zgodności ocznej u oczu myszy ex vivo za pomocą systemu pompy strzykawkowej

Maintaining intraocular pressure (IOP) at a suitable and stable level is essential for ocular health. The biomechanical properties of the trabecular ...

W niniejszym badaniu dążymy do wykorzystania systemu pompy strzykawkowej do oceny właściwości biomechanicznych tkanki sitowej, kanału Schlemm’a oraz całej powłoki rogówkowo-twardówkowej. Regresja liniowa posiada ograniczenia w analizie odpływu. System ten nie był dotąd stosowany do obliczania podatności gałki ocznej.W celu rozpoczęcia należy przygotować strzykawkę o pojemności 100 µL. Podłączyć strzykawkę do pompy oraz przepływowego czujnika ciśnienia. Następnie podłączyć czujnik do systemu akwizycji danych. Wypełnić układ 1x PBS i usunąć wszystkie pęcherzyki powietrza. Uruchomić oprogramowanie do akwizycji danych. Wczytać plik konfiguracji kalibracji i wybrać funkcję kalibracji. Podłączyć układ do zbiornika z wodą na dwóch określonych wysokościach, a następnie wprowadzić zmierzone i rzeczywiste wartości ciśnienia. Otworzyć ustawienia regulatora PID i wczytać plik konfiguracyjny. Wybrać urządzenie pompy. Wprowadzić maksymalną prędkość przepływu oraz średnicę strzykawki. Następnie rozpocząć rejestrację. Po zakończeniu wprowadzić kolejną wartość ciśnienia i powtórzyć proces.Oszlifuj końcówkę szklanej mikropipety do średnicy wewnętrznej od 80 do 100 µm i wypoleruj jej wierzchołek. Zam

measuring-outflow-facility-ocular-compliance-ex-vivo-mouse-eyes-using

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Opracowano mikrofluidyczne urządzenie do perifuzji wysepek trzustkowych w celu oceny dynamicznego wydzielania insuliny przez wiele wysepek oraz jednoczesnego obrazowania fluorescencyjnego napływu jonów wapnia i zmian potencjału mitochondrialnego.

Wieloparametryczny system perfuzji wysepek w mikroprzepływowym urządzeniu perfuzyjnym

Łącząc generowanie monodyspersyjnych kropli z inercyjnym porządkowaniem komórek i cząsteczek, opisujemy metodę enkapsulacji pożądanej liczby komórek lub cząsteczek w pojedynczej kropli z częstotliwością rzędu kHz. Wykazujemy wydajność dwukrotnie przekraczającą wydajność enkapsulacji nieuporządkowanej w przypadku kropli z jedną lub dwiema cząsteczkami.

Wysokoprzepustowa mikroenkapsulacja pojedynczych komórek i wielu komórek

W tym filmie pokazujemy procedurę wywoływania choroby suchego oka z niedoborem wody wodnej na modelu królika poprzez wstrzyknięcie Concanavalin A do części powiekowej gruczołu łzowego górnego. Model ten jest przydatny w testach farmakokinetycznych i biodystrybucyjnych leków stosowanych w leczeniu zespołu suchego oka.

Wykonywanie iniekcji do powiekowej części gruczołu łzowego górnego: technika wywoływania zespołu suchego oka w modelu królika

Ten film demonstruje technikę obrazowania in vivo do wykrywania i ilościowego określania stanu zapalnego oka w mysim modelu poinfekcyjnego zapalenia błony naczyniowej oka. Technika ta, znana jako optyczna tomografia koherentna (OCT), generuje obrazy przekroju poprzecznego oka o wysokiej rozdzielczości w celu oceny postępu choroby.

Obrazowanie optycznej koherentnej tomografii do oceny zapalenia błony naczyniowej oka w modelu mysim

Przewlekłe nadciśnienie oczne jest wywoływane przez zastosowanie szwu okołokończynowego u szczurów i myszy, co prowadzi do funkcjonalnego i strukturalnego pogorszenia komórek zwojowych siatkówki zgodnego z jaskrą.

Model jaskry indukowanej szwem okołolimbowym u szczurów i myszy

Tutaj prezentujemy protokół indukowania nadciśnienia ocznego i neurodegeneracji jaskry w oczach myszy poprzez dokomorowe wstrzyknięcie oleju silikonowego oraz procedurę usuwania oleju silikonowego z przedniej komory w celu przywrócenia podwyższonego ciśnienia wewnątrzgałkowego do normy.

Odwracalny model nadciśnienia ocznego wywołanego olejem silikonowym u myszy

Opisujemy tutaj metodę iniekcji doszklistkowej i późniejszej oceny ilościowej bakterii w mysim modelu bakteryjnego zapalenia wnętrza gałki ocznej. Protokół ten można rozszerzyć o pomiar odpowiedzi immunologicznej gospodarza oraz ekspresji genów bakteryjnych i gospodarza.

Iniekcja doszklistkowa i ocena ilościowa parametrów infekcji w mysim modelu bakteryjnego zapalenia wnętrza gałki ocznej

Urazy oczu na otwartej kuli mogą pozostać nieleczone przez wiele dni w scenariuszach związanych z obszarami wiejskimi lub wojskowymi, powodując ślepotę. Potrzebne są środki terapeutyczne, aby zminimalizować utratę wzroku. W tym miejscu szczegółowo opisujemy model uszkodzenia w kształcie otwartej kuli narządowej. Dzięki temu modelowi można właściwie ocenić potencjalne terapie stabilizujące te urazy.

Platforma hodowli narządów w przednim segmencie do śledzenia urazów na otwartej kuli i wyników terapeutycznych

Przedstawiamy protokół użycia światłowodowej konfokalnej laserowej mikroendoskopii (CLM) do nieinwazyjnego badania czasoprzestrzennego rozkładu liposomów w oku po wstrzyknięciu podspojówkowym.

Przestrzenno-czasowe obrazowanie in vivo ocznych systemów dostarczania leków za pomocą światłowodowej konfokalnej laserowej mikroendoskopii

Analiza żywej tkanki w czasie rzeczywistym dostarcza ważnych danych funkcjonalnych i mechanistycznych. W tym artykule opisano protokoły i zmienne krytyczne w celu zapewnienia dokładnego i powtarzalnego generowania danych przez nowatorski i niewymagający pompowania wielokanałowy system fluidyki, który utrzymuje i ocenia szeroką gamę modeli tkanek i komórek.

Utrzymanie i ocena różnych typów tkanek i komórek oka przy użyciu nowatorskiego systemu płynów bez pompy

Tutaj prezentujemy metodę tworzenia mysiego modelu suchego oka z niedoborem wody wodnej poprzez wycięcie gruczołów łzowych zewnątrzoczodołowych i podoczodołowych oraz ocenę zmian na powierzchni oka w suchym oku z niedoborem wodnistości.

Opracowanie mysiego modelu suchego oka z niedoborem wody wodnistej

Poznaj metodę pomiaru wypływu obiektu i zgodności ocznej u oczu myszy ex vivo za pomocą zoptymalizowanego systemu pompy strzykawkowej. To proste, niskokosztowe narzędzie umożliwia ocenę właściwości biomechanicznych siateczki trabekularnej i kanału Schlemma.

Pomiar wypływu obiektu i zgodności ocznej u oczu myszy ex vivo za pomocą systemu pompy strzykawkowej

Przeglądaj więcej filmów