Name: Perfuzja mikronaczyniowa monitorowana za pomocą laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym podczas uszkodzenia niedokrwienia nerek i reperfuzji u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-02-27T14:55:00.000+00:00
Duration: 6 min 58 s
Description: Poznaj metodę laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym do monitorowania mikroperfuzji nerek podczas uszkodzenia niedokrwiennego i reperfuzji u myszy. Technika umożliwia nieinwazyjną, półilościową ocenę przepływu krwi w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te zostały sfinansowane przez Program Badawczy Innowacyjnych Zespołów dla Uniwersytetów Prowincji Guangdong (2022KCXTD009).

Wszystkie procedury zwierzęce były zgodne z Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych oraz Przewodnikiem dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Shantou. Aby wyeliminować różnice w efektach IRI wynikające ze względu na płeć i szczep, w badaniu wykorzystano wyłącznie samce myszy C57BL/6N. Wszystkie myszy były dopasowane pod względem wieku i wagi, aby uzyskać porównywalne rezultaty. Użyto próby n = 5, zgodnie z wcześniejszymi badaniami metodologicznymi wykorzystującymi LSCI do walidacji technicznej21. Zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę i zostały uśpione po eksperymentach poprzez wdychanieCO2 . Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.
Przed rozpoczęciem zabiegu włącz system laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym. System użyty w tym badaniu działa z laserem o średnicy 785 nm. Ustaw odległość roboczą na około 15-20 cm nad polem operacyjnym. System oblicza przepływ krwi w jednostkach perfuzji laserowej (LSPU) na podstawie algorytmu kontrastu przestrzennego. Upewnij się, że instrument jest rozgrzany i stabilny przed dalszą jazdą.
1. Przygotowanie zwierząt i laparotomia
<ol>
	<li>Przed każdym zabiegiem sterylizuj stół operacyjny. Przygotuj i umieść na stole chirurgicznym wszystkie niezbędne materiały (sterylizowane narzędzia i patyczki kosmetyczne, gazę, wstępnie rozcieńczone środki znieczulające, poduszkę grzewczą, zacisk naczyniowy, roztwór solny fizjologiczny, krem depilacyjny, waciki, szwy, środki antyseptyczne i szwy).</li>
	<li>Podaj myszy meloksykam (0,2 mg/kg masy ciała; zastrzyk podskórny) 30 minut przed podłożem, aby złagodzić ból.</li>
	<li>Wlej odpowiednią ilość sterylizowanej soli fizjologicznej do czystego pojemnika. Następnie weź kawałek gazy i wytnij odpowiednie otwór pośrodku.</li>
	<li>Znieczulenie myszy poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe 2,5% trybrometanolu (400 mg/kg masy ciała; wcześniej rozcieńczone w sterylnej soli fizjologicznej). UWAGA: Tribrometanol był stosowany jako środek znieczulający podczas procesu prawej nefrektomii. A 1% izofluranu stosowano do znieczulenia podczas długotrwałych zabiegów monitorowania przepływu krwi.</li>
	<li>Połóż mysz na termoforze taśmą i użyj kremu depilacyjnego, aby usunąć włosy z okolic odwłoka myszy. Podczas operacji używaj poduszki grzewczej, aby utrzymać temperaturę odbytu na poziomie 37 °C ± 0,5 °C.</li>
	<li>Najpierw dezynfekuj skórę w okolicy operacyjnej 75% alkoholem, a następnie jodoforem za pomocą patyczka kosmetycznego.</li>
	<li>Użyj kleszczy, żeby uszczypnąć palec myszy. Gdy mysz nie wykazuje reakcji bólowej, wykonaj pionowe nacięcie wzdłuż linii środkowej brzucha nożyczkami. Delikatnie oddziel skórę od otrzewnej, następnie rozetnij otrzewną i wejdź do jamy brzusznej.</li>
	<li>Przyłóż retraktor do myszy, aby zoptymalizować widoczność, i przykryj pole operacyjne gazą, jednocześnie wyrównując szczelinę na gazie z jamą brzuszną i zwilż ją solą fizjologiczną.</li>
</ol>
2. Prawy nefrektomia
<ol>
	<li>Użyj patyczka watowego, aby delikatnie przesunąć jelito na jedną stronę gazy, odsłaniając prawą nerkę i otaczające tkanki. Złóż gazę, aby zakryć jelito i zwilż je zwykłą solą fizjologiczną, aby zapobiec wysychaniu jelita.</li>
	<li>Użyj kleszczy pod kątem, aby unieść prawy moczowodu. Przeprowadź dwie nici szwów 6-0 przez moczowód i wykonaj ligację w dwóch pozycjach.</li>
	<li>Przeciąć moczowód między dwoma ligaturami za pomocą mikronożyczek.</li>
	<li>Po zwilżeniu wacików zwykłą solą fizjologiczną, użyj cienkich kleszczy, aby podnieść waciki, delikatnie popchnąć wątrobę do góry i mocować ją wacikami, aby odsłonić nerki i naczynia krwionośne po ich prawej stronie.</li>
	<li>Użyj ukośnych kleszczy, aby tępo oddzielić tłuszczowe poduszki krocze wzdłuż boku prawej nerki, aż tętnica nerkowa i żyła będą całkowicie odsłonięte. UWAGA: Jednocześnie oddziel masę tkanki nadnerczowej znajdującą się nad nerką.</li>
	<li>Ostrożnie wsuń kleszcze pod kątem pod tętnicę nerkową i żyłę, aby stworzyć kanał. Następnie przełóż wokół naczyń jedwabny szw 6-0, aby je związać.</li>
	<li>Przetnij zatkaną tętnicę nerkową i żyłę blisko nerki. Usuń nerkę wraz z pozostałą przyczepioną tkanką.</li>
	<li>Usuń wacik używany do trzymania wątroby.</li>
</ol>
3. Monitorowanie przepływu krwi nerek za pomocą laserowego obrazowania kontrastowego (LSCI) podczas niedokrwienia i reperfuzji
<ol>
	<li>Włącz system LSCI oraz dedykowane oprogramowanie instrumentu.</li>
	<li>Kliknij na Oryginalny obraz i Podgląd, aby zobaczyć surowy, nieprzetworzony obraz pola operacyjnego.</li>
	<li>Zmień pozycję myszy, utrzymuj znieczulenie przy użyciu 1% izofluranu podawanego z prędkością 600 mL/min przez stożek nosowy oraz reguluj powiększenie aparatu podczas obserwacji oryginalnego obrazu, aby uzyskać wyraźny widok docelowej nerki.</li>
	<li>Kliknij na Jednoczesny wyświetlacz , aby zobaczyć obraz przepływu krwi w czasie rzeczywistym. Ustaw powiększenie na 2,5× i wybierz Automatyczną Regulację Przepływu Krwi, aby zoptymalizować obraz. Następnie zablokuj parametry przepływu krwi. Poza tym, ustawione tak, by nagrywać jedną klatkę obrazu co 5000 ms. UWAGA: Mokre waciki mogą być użyte, aby zapewnić stabilną pozycję nerki i zapobiec oddzielaniu się od niej okolicznych narządów i tkanek, co wzmacnia rozróżnienie między obszarem nerek a tłem.</li>
	<li>Ustaw rozmiar parametrów kwadratowych obszarów na 112 i ułóż 5 kwadratowych obszarów równomiernie w stałej orientacji w widoku nerki. Kliknij na Rejestrację i Rejestrowanie Obrazów w czasie rzeczywistym, aby rozpocząć rejestrowanie danych o przepływie krwi. UWAGA: Urządzenie automatycznie rejestruje laserowe jednostki perfuzji plamkowej (LSPU), które reprezentują jednostki przepływu krwi w czasie rzeczywistym w ROI i mogą być wykorzystywane do analiz. Podczas procesu wykrywania ruch związany z oddychaniem lub zmiany środowiska mogą powodować przesunięcie pola widzenia. Jeśli system wykryje to w obszarze detekcji, bieżące nagranie powinno zostać przerwane. Następnie kliknij Rejestracja obrazu w czasie rzeczywistym i nagrywaj ponownie.</li>
	<li>Po uzyskaniu 30-minutowego poziomu wyjściowego rozdziel tkankę tłuszczową otaczającą naczynia nerkowe po lewej stronie. Użyj kleszczy hemostatycznych, aby chwycić mikroklamrę i umieścić ją na lewej tętnicy nerkowej i żyłie w pobliżu hilum. Kontynuuj monitorowanie w czasie rzeczywistym przez kolejne 30 minut.</li>
	<li>Zwolnij mikro-klamrę, aby rozpocząć reperfuzję. Monitoruj i rejestruj w czasie rzeczywistym odbudowę przepływu krwi w mikronaczyniach nerkowych.</li>
	<li>Po monitorowaniu przepływu krwi przez co najmniej 60 minut przerwij monitorowanie i zszyj nacięcie brzucha szwem 7-0 z jedwabnym warkotem.</li>
</ol>
4. Pooperacyjna rehabilitacja i opieka
<ol>
	<li>Podawaj płyny z intraarteritonealnym zastrzykiem 1 ml soli fizjologicznej, aby zapobiec odwodnieniu po operacji.</li>
	<li>Trzymaj myszy na podkładce grzewczej. Uważnie obserwuj myszy, aż odzyskają przytomność, będą wyglądać na czujne i będą w stanie się wyprostować.</li>
</ol>

<ol><li>Weight, S. C., Bell, P. R., Nicholson, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+ischaemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Renal ischaemia-reperfusion injury.</a> Br J Surg. 83 (2), 162-170 (1996).</li>
<li>Schrier, R. W., Wang, W., Poole, B., Mitra, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+renal+failure%3A+Definitions%2C+diagnosis%2C+pathogenesis%2C+and+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Acute renal failure: Definitions, diagnosis, pathogenesis, and therapy.</a> J Clin Invest. 114 (1), 5-14 (2004).</li>
<li>Kosieradzki, M., Rowiński, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia%2Freperfusion+injury+in+kidney+transplantation%3A+Mechanisms+and+prevention%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Ischemia/reperfusion injury in kidney transplantation: Mechanisms and prevention.</a> Transplant Proc. 40 (10), 3279-3288 (2008).</li>
<li>Legrand, M., Mik, E. G., Johannes, T., Payen, D., Ince, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+hypoxia+and+dysoxia+after+reperfusion+of+the+ischemic+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Renal hypoxia and dysoxia after reperfusion of the ischemic kidney.</a> Mol Med. 14 (7-8), 502-516 (2008).</li>
<li>Zhu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemic+preconditioning+prevents+in+vivo+hyperoxygenation+in+postischemic+myocardium+with+preservation+of+mitochondrial+oxygen+consumption%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Ischemic preconditioning prevents in vivo hyperoxygenation in postischemic myocardium with preservation of mitochondrial oxygen consumption.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293 (3), H1442-H1450 (2007).</li>
<li>Coremans, J. M. C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pretransplantation+assessment+of+renal+viability+with+NADH+fluorimetry%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">Pretransplantation assessment of renal viability with NADH fluorimetry.</a> Kidney Int. 57 (2), 671-683 (2000).</li>
<li>Fitzgerald, J. T., Demos, S., Michalopoulou, A., Pierce, J. L., Troppmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+renal+ischemia+by+optical+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Assessment of renal ischemia by optical spectroscopy.</a> J Surg Res. 122 (1), 21-28 (2004).</li>
<li>Raman, R. N., Pivetti, C. D., Matthews, D. L., Troppmann, C., Demos, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+non-contact+method+and+instrumentation+to+monitor+renal+ischemia+and+reperfusion+with+optical+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Opt+Express%22%5BJournal%5D)">A non-contact method and instrumentation to monitor renal ischemia and reperfusion with optical spectroscopy.</a> Opt Express. 17 (2), 894(2009).</li>
<li>Gorbach, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+critical+renal+ischemia+with+real-time+infrared+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Assessment of critical renal ischemia with real-time infrared imaging.</a> J Surg Res. 149 (2), 310-318 (2008).</li>
<li>Ietto, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indocyanine+green+angiography+for+quality+assessment+of+the+kidney+during+transplantation%3A+An+outcome+predictor+prospective+study%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Indocyanine green angiography for quality assessment of the kidney during transplantation: An outcome predictor prospective study.</a> Transplant Proc. 53 (6), 1892-1896 (2021).</li>
<li>Bezemer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+assessment+of+renal+cortical+microvascular+perfusion+heterogeneities+using+near-infrared+laser+speckle+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Opt+Express%22%5BJournal%5D)">Real-time assessment of renal cortical microvascular perfusion heterogeneities using near-infrared laser speckle imaging.</a> Opt Express. 18 (14), 15054(2010).</li>
<li>Dunn, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+speckle+contrast+imaging+of+cerebral+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Laser speckle contrast imaging of cerebral blood flow.</a> Ann Biomed Eng. 40 (2), 367-377 (2012).</li>
<li>Heeman, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+visualization+of+renal+microperfusion+using+laser+speckle+contrast+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Real-time visualization of renal microperfusion using laser speckle contrast imaging.</a> J Biomed Opt. 26 (05), 056004(2021).</li>
<li>Briers, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+speckle+contrast+analysis+%28LASCA%29%3A+A+nonscanning%2C+full-field+technique+for+monitoring+capillary+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Laser speckle contrast analysis (LASCA): A nonscanning, full-field technique for monitoring capillary blood flow.</a> J Biomed Opt. 1 (2), 174(1996).</li>
<li>Boas, D. A., Dunn, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+speckle+contrast+imaging+in+biomedical+optics%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Laser speckle contrast imaging in biomedical optics.</a> J Biomed Opt. 15 (1), 011109(2010).</li>
<li>Stewart, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+two+laser-based+methods+for+determination+of+burn+scar+perfusion%3A+Laser+Doppler+versus+laser+speckle+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Burns%22%5BJournal%5D)">A comparison of two laser-based methods for determination of burn scar perfusion: Laser Doppler versus laser speckle imaging.</a> Burns. 31 (6), 744-752 (2005).</li>
<li>Tamaki, Y., Araie, M., Kawamoto, E., Eguchi, S., Fujii, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noncontact%2C+two-dimensional+measurement+of+retinal+microcirculation+using+laser+speckle+phenomenon%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Noncontact, two-dimensional measurement of retinal microcirculation using laser speckle phenomenon.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 35 (11), 3825-3834 (1994).</li>
<li>Kazmi, S. S., Richards, L. M., Schrandt, C. J., Davis, M. A., Dunn, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expanding+applications%2C+accuracy%2C+and+interpretation+of+laser+speckle+contrast+imaging+of+cerebral+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Expanding applications, accuracy, and interpretation of laser speckle contrast imaging of cerebral blood flow.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 35 (7), 1076-1084 (2015).</li>
<li>Ambrus, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+gastric+microcirculation+by+laser+speckle+contrast+imaging+during+esophagectomy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Surg%22%5BJournal%5D)">Evaluation of gastric microcirculation by laser speckle contrast imaging during esophagectomy.</a> J Am Coll Surg. 225 (3), 395-402 (2017).</li>
<li>Knudsen, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+speckle+contrast+imaging+to+evaluate+bowel+lesions+in+neonates+with+NEC%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pediatr+Surg+Rep%22%5BJournal%5D)">Laser speckle contrast imaging to evaluate bowel lesions in neonates with NEC.</a> Eur J Pediatr Surg Rep. 5 (1), e43-e46 (2017).</li>
<li>Yin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+speckle+contrast+imaging+for+blood+flow+monitoring+in+predicting+outcomes+after+cerebral+ischemia-reperfusion+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Laser speckle contrast imaging for blood flow monitoring in predicting outcomes after cerebral ischemia-reperfusion injury in mice.</a> BMC Neurosci. 23 (1), 80(2022).</li>
<li>Hren, R., Brezar, S. K., Marhl, U., Sersa, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+speckle+contrast+imaging+of+perfusion+in+oncological+clinical+applications%3A+A+literature+review%5BTitle%5D)+AND+%22Radiol+Oncol%22%5BJournal%5D)">Laser speckle contrast imaging of perfusion in oncological clinical applications: A literature review.</a> Radiol Oncol. 58 (3), 326-334 (2024).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.

Praca ta opisuje zastosowanie systemu LSCI do wizualizacji w czasie rzeczywistym dynamiki mikronaczyniowego przepływu krwi w nerkach podczas IRI u myszy. Protokół ten oferuje znaczącą przewagę nad tradycyjnymi pomiarami końcowymi lub metodami o ograniczonej rozdzielczości przestrzennej, takimi jak LDF, oferując dwuwymiarową mapę perfuzji rejestrującą regionalną heterogeniczność w mikrocyrkulacji nerki. Efektywność i użyteczność LSCI do monitorowania w czasie rzeczywistym wewnątrzoperacyjnym to kluczowe zalety tej metody....

Uszkodzenie niedokrwieniowo-reperfuzyjne (IRI) jest jedną z głównych przyczyn ostrego uszkodzenia nerek (AKI), które wiąże się z wysoką zachorowalnością i wysoką śmiertelnością u pacjentów 1,2. Zmiana hemodynamiki nerek jest jednym z kluczowych czynników wywołanego przez podpołnoc wywołanego AKI1. Dysfunkcja mikrokrążenia wywołana przez IR jest główną przyczyną powstawania urazów, prowadzących do niedotlenienia i dysfunkcji mitochondrialnych komórek 3,4. Dlatego monitorowanie zmian przepływu krwi w czasie rzeczywistym jest skuteczną metodą zapewnienia skutecznej niedokrwienia lub reperfuzji nerki oraz oceny stopnia IRI w modelach zwierzęcych dla tego zaburzenia.
Istnieje wiele technik pomiaru mikronaczyniowej perfuzji tkanek, w tym laserowa flowmetria Dopplera (LDF)5, obrazowanie autofluorescencji nikotynamido-adeninin-dehydrogenazy (NADH) 6,7,8, obrazowanie w podczerwieni9 oraz angiografia indocyjaninowo-zielona (ICG)10. Wśród nich obrazowanie w podczerwieni i autofluorescencja NADH pośrednio mierzą perfuzję mikronaczyniową. LDF, wykorzystując sondę optyczną, monitoruje jedynie przepływ krwi regionalnej5, a skanowanie LDF nie jest wystarczająco szybkie, aby monitorować zmiany w czasie rzeczywistym mikronaczyniowej perfuzji tkanek w warunkach I/R11. Angiografia ICG może również zidentyfikować naczynia zablokowane nerką10, ale wymaga podania środka kontrastowego, co ogranicza jego użycie do ograniczonej liczby pomiarów12. Laserowe obrazowanie z kontrastem plamkowym (LSCI) to wydajna, nieinwazyjna metoda monitorowania mikroperfuzji nerek w czasie rzeczywistym13. Był wykorzystywany do generowania przestrzennie rozdzielonych informacji związanych z dynamiką przepływu krwi. Gdy spójna wiązka jest oświetlana na chropowatą powierzchnię, odbite lub rozproszone fale świetlne interferują ze sobą z powodu drobnych różnic ścieżek, tworząc losowy rozkład jasnych i ciemnych wzorów plam, zwany "plamką". LSCI mapuje prędkość przepływu krwi w tkankach powierzchownych, analizując stopień rozmycia "dynamicznej plamki" powstającej, gdy światło laserowe napromieniuje tkankę 12,14,15. W tym badaniu system LSCI pracował z długością fali laserowej 785 nm z rozdzielczością przestrzenną 3 μm, polem widzenia regulowanym między 6,3 mm × 4,7 mm oraz 42 mm × 31 mm oraz prędkością obrazowania do 120 klatek na sekundę, umożliwiającą wysokorozdzielcze, w czasie rzeczywistym mapowanie mikronaczyniowej perfuzji korowej. W świetle tych zalet LSCI było stosowane w różnych kontekstach eksperymentalnych i klinicznych do monitorowania przepływu krwi, w tym rany oparzeń16, perfuzja siatkówki17, przepływ krwimózgowej 18, przełyk19 oraz jelita20.
Należy zauważyć, że LSCI głównie ocenia perfuzję w tkance powierzchownej, dostarcza wartości przepływu względnego, a nie bezwzględnego, i może być kształtowana przez właściwości optyczne tkanek oraz artefakty ruchu. Te cechy wewnętrzne są brane pod uwagę podczas interpretacji danych obrazowych.
Prace te, wykorzystujące model obejmujący prawą nefrektomię ułatwiającą ekspozycję i obrazowanie nerki przeciwległej, monitorowały zmiany w perfuzji mikronaczyniowej przed, w trakcie i po niedokrwieniu w jednostronnym modelu nerki I/R mysza za pomocą LSCI oraz wykazały przestrzenną heterogeniczność przepływu krwi na powierzchni nerki.

<table><tbody><tr><td>Kanister absorbujący (do znieczulenia)</td><td>Shenzhen Laiyue Biotech Co., Ltd, Chiny</td><td>10-0210</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol, medyczny (75%)</td><td>HENGLIYA, Xinjiang, Chiny</td><td>Nie ma</td><td>Środek dezynfekuujący skórę</td></tr><tr><td>Paporyzator znieczulający</td><td>Środek</td><td>https://www.midmark.com/animal-health/products/anesthesia/detail/matrx-vip-3000-veterinary-vaporizer</td><td></td></tr><tr><td>Patyki watowe</td><td>Qingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd, Chiny</td><td>https://www.hainuocn.com/index/detail/448.html</td><td></td></tr><tr><td>Krem do depilacji</td><td>VEET</td><td>https://www.veet.com.cn/jingchun/whx</td><td></td></tr><tr><td>Opaska gazowa</td><td>Winner Medical Co., Ltd, Shenzhen, Chiny</td><td>https://www.winnermedical.com/gauze-bandage.html</td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Renqiu Dingsheng Heating Equipment Co., Ltd, Chiny</td><td>HD-1902</td><td>Do utrzymania temperatury ciała</td></tr><tr><td>Rozwiązanie jodoforowe</td><td>Taixinkang, Jinxian, Chiny</td><td>https://www.11467.com/nanchang/co/120661.htm</td><td>Środek antyseptyczny do skóry</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>RWD Life Science Co., Ltd, Chiny</td><td>R510-22-10</td><td>Znieczulenie wziewne</td></tr><tr><td>System laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym (LSCI)</td><td>Hubei Xunwei Optoelectronic Technology Co., Ltd, Chiny</td><td>SIM BFI HR PRO</td><td>System równoważny MoorFLPI-2</td></tr><tr><td>Meloksykam</td><td>Qilu Animal Health Products Co., Ltd, Chiny</td><td>https://en.qiludb.com/companion_animal/500.html</td><td>0,2 mg na kg masy ciała; Środek przeciwbólowy</td></tr><tr><td>Mikro-zacisk</td><td>Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd, Chiny</td><td>W40140</td><td>Zacisk naczyniowy</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna (0,9% chlorku sodu)</td><td>Cisen Pharmaceutical Co., Ltd, Chiny</td><td>https://www.cisen-pharma.com/index/shows?catid=42&id=62</td><td></td></tr><tr><td>Szycie z jedwabnym plecionem (6-0)</td><td>Yangzhou Fuda Medical Devices Co., Ltd, Chiny</td><td>http://www.fdma.com.cn/products_detail/12.html</td><td>Dla ligacji naczyń</td></tr><tr><td>Szycie z jedwabnym plecionem (7-0)</td><td>Wego Terumo (Weihai) Medical Products Co., Ltd, Chiny</td><td>https://www.weigaoholding.com/</td><td>Do zamknięcia ran stosuje się niechłanne szwy chirurgiczne za pomocą zakrzywionej igły</td></tr><tr><td>Strzykawka (1 mL)</td><td>Shandong Ande Healthcare Apparatus Co., Ltd, Chiny</td><td>https://www.andehealthcare.com/html/chanpinzhanshi/Medication-Delivery/syringes/131.html</td><td>Z igłą 26 G</td></tr><tr><td>Tribrometanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T48402-100G</td><td>Roztwór 2,5%; Znieczulenie do zastrzyków</td></tr></tbody></table>

perfuzja mikronaczyniowa monitorowana za pomocą laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym podczas uszkodzenia niedokrwienia nerek i reperfuzji u myszy

Microvascular Perfusion Monitored by Laser Speckle Contrast Imaging during Renal Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Laserowe obrazowanie z kontrastem plamkowym (LSCI) to nieinwazyjna technika pomiaru powierzchownego przeciekania krwi na dużych obszarach. Dzięki wysokiej rozdzielczości czasowo-przestrzennej, LSCI częściowo ilościowo określa niejednorodne zmiany przepływu krwi w różnych obszarach w obrębie obrazowanego obszaru. Tutaj demonstrujemy technikę LSCI rejestrującą przepływ krwi podczas jednostronnego uszkodzenia niedokrwiennego nerki i reperfuzji (IRI) u myszy. Po prawej nefrektomii pozycja myszy oraz punkt ogniska obiektywu systemu LSCI zostały dostosowane, aby zapewnić pole widzenia lewej nerki. Badania LSCI wykonywano przed, w trakcie i po niedokrwieniu nerek. Ponadto, wybierając obszary zainteresowania (ROI), jednocześnie monitorowano przepływ krwi w tych obszarach. Metoda LSCI wizualizuje mikronaczyniową perfuzję nerki i umożliwia mapowanie przepływu krwi w czasie rzeczywistym. Może być wykorzystywany do monitorowania przepływu krwi mikronaczyniowej oraz oceny wpływu interwencji na kinetykę reperfuzji i jednorodność przestrzenną podczas IRI nerek myszy lub innych podobnych modeli zwierzęcych.

Celem tego artykułu było wykrycie zmian w przepływie krwi nerkowej podczas AKI wywołanego podczerwienią. Dlatego zastosowaliśmy wspólny model myszy, który obejmuje prawą nefrektomię (rysunek 1A), a następnie procedurę IR na nerce przeciwległej (rysunek 1B). Ponieważ wymagane było monitorowanie przepływu krwi w czasie rzeczywistym podczas IRI, wszystkie manipulacje na myszach wykonywano w rejonie instrumentu przez cały czas trwania (rysunek 1...

Do monitorowania zmian przepływu krwi mikronaczyniowej nerki podczas jednostronnej niedokrwienności nerki po resekcji prawej nerki u myszy zastosowano laserowy system obrazowania z kontrastem plamkowym (plamkowatym).

Perfuzja mikronaczyniowa monitorowana za pomocą laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym podczas uszkodzenia niedokrwienia nerek i reperfuzji u myszy

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a non-invasive technique for measuring superficial blood perfusion over large areas. With its high spatiotemporal ...

W tym badaniu wykorzystujemy laserowe systemy obrazowania z kontrastem plamkowym do monitorowania mikroperfuzji w gwinei podczas reperfuzji niedokrwienia. Technologia ta może być stosowana w badaniach związanych ze zmianami przepływu krwi, takich jak przeszczepy narządów stałych, skuteczność leków czy badania niedokrwienia. Aby zacząć dezynfekować stół operacyjny przed każdym zabiegiem.Ułóż sterylizowane narzędzia, patyczki kosmetyczne, gazę, wstępnie rozcieńczone środki znieczulające i wszystkie inne potrzebne przedmioty starannie na stole. Podawaj meloksykam w dawce 0,2 miligramu na kilogram masy ciała przez zastrzyk podskórny 30 minut przed operacją, aby złagodzić ból. Wlej sterylizowaną sól fizjologiczną do czystego pojemnika.Nożyczkami wytnij odpowiednie otwór na środku kawałka gazy. Połóż znieczuloną mysz na termoforze i zabezpiecz ją taśmą. Stosuj krem depilacyjny, aby usunąć owłosienia na brzuchu.Używając termoforu, utrzymuj temperaturę odbytu na poziomie 37 stopni Celsjusza przez cały zabieg. Za pomocą wacika kosmetycznego najpierw zdezynfekuj obszar operacyjny alkoholem 75%, a następnie jodoforem i powtórz zabieg jeszcze dwa razy. Następnie użyj kleszczy, żeby uszczypnąć palec myszy, aby potwierdzić brak reakcji bólowej.Nożyczkami zrób pionowe nacięcie na linii środkowej brzucha. Delikatnie oddziel skórę od otrzewnej, a następnie naciń otrzewną, aby wejść do jamy brzusznej. Zastosuj kosmok retraktora, aby poprawić widoczność.Okryj pole operacyjne gazą, ustawiając otwór z jamą brzuszną. Zwilż gazę solą fizjologiczną. Za pomocą patyczka kosmetycznego delikatnie przesuń jelito na bok, aby odsłonić prawą nerkę i otaczające tkanki.Złóż gazę, aby zakryła jelito, a następnie zwilż ją solą fizjologiczną, aby zapobiec wysychaniu. Następnie użyj pary ukośnych kleszczy, aby unieść prawy moczowód. Przeprowadź dwie nici szwów 6-0 przez moczowód i podwiązuj w dwóch pozycjach.Za pomocą mikronożyczek przeciń moczowód między dwoma ligaturami. Następnie użyj waty z solą fizjologiczną, trzymanej cienkimi kleszczemi, aby delikatnie popchnąć wątrobę do góry. Napraw wątrobę wacikami, aby odsłonić nerki i naczynia po prawej stronie.Następnie użyj ukośnych kleszczy, aby tępo oddzielić tłuszczowe poduszki krocze, aż tętnica nerkowa i żyła będą całkowicie odsłonięte. Ostrożnie. Przesuń kleszcze pod tętnicę nerkową i żyłę, aby utworzyć kanał. Przełóż 6-0 jedwabny szw pleciony wokół obu naczyń i podwiązuj je razem. Przetnij zatkaną tętnicę nerkową i żyłę w pobliżu nerek.Usuń nerkę z przyczepioną tkanką. Następnie wyjmij wacik używany do trzymania wątroby. Włącz system obrazowania kontrastowego z laserem i plamkowym i uruchom dedykowane oprogramowanie.Kliknij oryginalny obraz, a następnie podgląd, aby wyświetlić surowy obraz pola operacji. Przesuń mysz. Reguluj powiększenie kamery podczas oglądania oryginalnego obrazu, aby uzyskać wyraźny widok na nerkę docelową.Następnie kliknij jednoczesne wyświetlanie, aby zobaczyć obrazowanie przepływu krwi w czasie rzeczywistym. Ustaw powiększenie na 2,5X i wybierz automatyczną regulację przepływu krwi. Następnie zablokuj parametry przepływu krwi.Ustaw nagrywanie na jedną klatkę co 5 000 milisekund. Następnie ustaw parametr rozmiaru powierzchni kwadratowej na 112 i równomiernie umieść pięć obszarów kwadratowych na obrazie nerki. Kliknij rejestrację obrazu w czasie rzeczywistym i nagrywaj, aby rozpocząć rejestrowanie przepływu krwi.Po zarejestrowaniu 30-minutowego poziomu wyjściowego, tępo rozdziel tkankę tłuszczową wokół naczyń lewych nerek. Za pomocą szczypiec hemostatycznych umieść mikroklamr na lewej tętnicy nerkowej i żyłę w pobliżu hilum. Kontynuuj monitorowanie w czasie rzeczywistym przez kolejne 30 minut.Zwolnij mikroklamr, aby rozpocząć reperfuzję. Monitoruj i rejestruj w czasie rzeczywistym odzyskiwanie przepływu krwi w mikronaczyniach nerek. Po monitorowaniu reperfuzji przez co najmniej 60 minut przerwij nagrywanie i zamknij nacięcie brzuszne.Podaj jeden mililitr soli fizjologicznej przez zastrzyk dootrzewnowkowy, aby zapobiec odwodnieniu. Połóż mysz na termoforze i obserwuj, aż odzyska przytomność i będzie mogła się wyprostować. W ciągu pierwszych 30 minut przepływ krwi mikronaczyniowej w nerkach stopniowo stawał się stabilny na poziomie wyjściowym.Heterogeniczność poziomów perfuzji w różnych obszarach zainteresowania była obserwowana przed niedokrwieniem. Po zaciśnięciu tętnicy nerkowej i żyły przepływ krwi gwałtownie spadł, a mikrokrążenie nerek weszło w stan braku perfuzji. Po zwolnieniu zacisku przepływ krwi natychmiast wzrósł do szczytu, a następnie stopniowo zmniejszył się, by stopniowo wrócić do stosunkowo stabilnego poziomu.Perfuzja mikronaczyniowa podczas 60 minut reperfuzji była znacznie krótsza niż przed niedokrwieniem. Możemy uzyskać przepływ krwi z mikroperfuzji nerek za pomocą laserowych systemów obrazowania kontrastowego z plamkami. W ten sposób potwierdza się proces niedokrwienia i jego reperfuzja.Aby uzyskać czystą nerkę o dobrym kontraście, musimy być cierpliwi i poświęcić czas na oddzielenie nerki od otaczającego zasobu i tkanek. W przyszłości można wprowadzić dodatkowe wskaźniki patofizjologii, a technologia ta będzie mogła monitorować wpływ leków na niedokrwienie nerek.

microvascular-perfusion-monitored-laser-speckle-contrast-imaging

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przedstawiono procedurę chirurgiczną indukcji jednostronnego niedokrwienia kończyny tylnej, z potwierdzeniem niedokrwienia za pomocą obrazowania perfuzji metodą laserowego Dopplera.

Mysi model niedokrwienia kończyny dolnej

Mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego nerek opisany tutaj składa się z prawej nefrektomii, która zapewnia tkankę kontrolną i zaciskania lewej szypułki nerki w celu wywołania niedokrwienia, które powoduje ostre uszkodzenie nerek. Model ten wykorzystuje laparotomię w linii środkowej, w której wszystkie kroki są wykonywane przez jedno nacięcie.

Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienia nerek: mysi model urazu i regeneracji

Chirurgiczna indukcja niedokrwienia kończyn tylnych u myszy jest przydatna do badania angiogenezy, jednak jest ona zagrożona u niektórych szczepów myszy wsobnych, które wykazują wyraźną nekrozę tkanek wywołaną niedokrwieniem. Opisano metody wywoływania podostrego niedokrwienia kończyn za pomocą ameroidowych zwężaczy w celu obejścia tego problemu poprzez indukcję stopniowej niedrożności tętnic.

Metody leczenia ostrego i podostrego mysiego niedokrwienia kończyn tylnych

Tutaj opisujemy przedkliniczny model zwierzęcy do badania patofizjologii uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej. Ten model wolnego płata skóry oparty na powierzchownych naczyniach nadbrzusza ogonowego u szczura może również pozwolić na ocenę różnych terapii i związków przeciwdziałających uszkodzeniom związanym z uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym.

Przedkliniczny model szczurzy do badania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w mikrochirurgii rekonstrukcyjnej

Tutaj prezentujemy protokół, który demonstruje technikę i niezbędne kontrole dla laserowego obrazowania perfuzjowego Dopplera do pomiaru przepływu krwi w tylnej kończynie myszy.

Laserowe obrazowanie perfuzji dopplerowskiej w tylnej kończynie myszy

Mikrokrążenie rdzenia kręgowego odgrywa kluczową rolę w uszkodzeniu rdzenia kręgowego. Większość metod nie pozwala na ocenę mikrokrążenia rdzenia kręgowego w czasie rzeczywistym, co jest niezbędne do opracowania terapii ukierunkowanych na mikrokrążenie. W tym miejscu proponujemy protokół z użyciem sond Laser-Doppler-Flow Needle w dużym zwierzęcym modelu niedokrwienia/reperfuzji.

Ocena mikroperfuzji rdzenia kręgowego w czasie rzeczywistym w świńskim modelu niedokrwienia/reperfuzji

Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne nerek wiąże się z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością u hospitalizowanych pacjentów. W tym miejscu przedstawiamy prosty i skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek i zapewniamy sekwencyjny przegląd reprezentatywnych zmian patologicznych obserwowanych w nerkach.

Skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek

To badanie ustaliło protokół skupiający się na technicznym udoskonaleniu mysiego modelu obustronnego niedokrwienia nerek i reperfuzji do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek.

Techniczne udoskonalenie obustronnego mysiego modelu niedokrwienia i reperfuzji nerek do badań nad ostrym uszkodzeniem nerek

W celu oceny nowych terapii komórkami macierzystymi istotne jest nieinwazyjne śledzenie wstrzykniętych komórek in vivo. W tym filmie dowiedzą się Państwo, jak znakować ludzkie mezenchymalne i embrionalne komórki macierzyste za pomocą środków kontrastowych opartych na tlenku żelaza w celu późniejszego obrazowania MR in vivo.

Znakowanie hESC i hMSC nanocząsteczkami tlenku żelaza w celu nieinwazyjnego śledzenia in vivo za pomocą obrazowania MR

W niniejszym filmie przedstawiono techniki znakowania ludzkich embrionalnych komórek macierzystych oraz mezenchymalnych komórek macierzystych barwnikami fluorescencyjnymi. Technika ta może być wykorzystana do śledzenia in vivo przeszczepionych komórek macierzystych za pomocą obrazowania optycznego oraz do korelacji histopatologicznych z wykorzystaniem mikroskopii fluorescencyjnej.

Znakowanie komórek macierzystych barwnikami fluorescencyjnymi do nieinwazyjnego wykrywania za pomocą obrazowania optycznego

Poznaj metodę laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym do monitorowania mikroperfuzji nerek podczas uszkodzenia niedokrwiennego i reperfuzji u myszy. Technika umożliwia nieinwazyjną, półilościową ocenę przepływu krwi w czasie rzeczywistym.

Perfuzja mikronaczyniowa monitorowana za pomocą laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym podczas uszkodzenia niedokrwienia nerek i reperfuzji u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Perfuzja mikronaczyniowa monitorowana za pomocą laserowego obrazowania z kontrastem plamkowym podczas uszkodzenia niedokrwienia nerek i reperfuzji u myszy

Przeglądaj więcej filmów