Name: Intubacja dotchętnicza z pomocą wideo u szczurów przy użyciu niedrogiego otoskopu podłączonego do smartfona (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-07-14T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 13 s
Description: Naucz się intubacji dotchętniczej u szczurów z użyciem niedrogiego wideo otoskopu podłączonego do smartfona. Ta prosta metoda zapewnia ciągłą wizualizację dróg oddechowych, umożliwiając szybką i bezpieczną intubację w badaniach eksperymentalnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują członkom laboratorium INSERM U1096 oraz personelowi centrum badań na zwierzętach Wydziału Medycznego za wsparcie i pomoc w realizacji tej pracy.

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet Etyczny ds. Eksperymentów na Zwierzętach Normand (CENOMEXA; numer autoryzacji projektu 46008). Zwierzęta były przyzwyczajane przez 9 dni w instytucjonalnym obiekcie dla zwierząt laboratoryjnych przed eksperymentem, z ad libitum dostępem do jedzenia i wody.
1. Zwierzęta i anestezja
<ol>
	<li>Użyj samców szczurów Wistar (>12 tygodni; 450–460 g). Zmierz wagę ciała, a następnie podaj ksylazynę (5 mg/kg, dootrzewnowo) w celu anestezji i buprenorfinę (0,05 mg/kg, podskórnie) w celu przeciwbólu.</li>
	<li>Umieść zwierzęta w komorze inhalacyjnej i podtrzymuj znieczulenie przez 15 min, używając mieszaniny powietrza i izofluranu w stężeniu 2% (2 l/min) oraz tlenu (0,4 l/min).</li>
	<li>Potwierdź głębokość znieczulenia brakiem spontanicznego ruchu i brakiem odruchów wycofania kończyn przednich, tylnych i ogona w odpowiedzi na stymulację bolesną.
	<ol>
		<li>Jeśli osaczenie jest niewystarczające, umieść zwierzę z powrotem w komorze indukcyjnej izofluranu na kilka dodatkowych minut, aż osiągnie się odpowiedni poziom sedacji.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Intubacja doustna
<ol>
	<li>Umieść szczura w pozycji na plecach na platformie intubacyjnej pochylonej pod kątem 45° i podtrzymuj maskę wentylacyjną nad drogami oddechowymi przez cały czas trwania zabiegu w celu zachowania utlenowania (tlenu 0,4 l/min) i znieczulenia (powietrza 0,4 l/min i izofluranu 2%) (Rysunek 1A-C). Umocuj zwierzę za górne siekacze za pomocą bandażu Velpeau (Rysunek 1B). Wychwyć nadmiar izofluranu za pomocą wkładu filtra odsysającego.</li>
	<li>Delikatnie wydłuż język i wprowadź videoendoskop (Rysunek 2) do jamy ustnej, aby przesunąć język z podniebienia w stronę podłoża jamy ustnej (Rysunek 3A). Przesuń endoskop, aż zobaczysz miękkie podniebienie (Rysunek 3B), a następnie delikatnie naciągnij, aby odsłonić krtani (Rysunek 3C).
	<ol>
		<li>Jeśli nie widzisz krtani, ponownie ustaw język, delikatnie naciągając i przesuwając go w stronę podłoża jamy ustnej.</li>
		<li>Jeśli nastąpi intubacja przełyku, usuń prowadnicę i rurkę endotrachealną. Ponownie ustaw zwierzę i upewnij się, że krtań jest dobrze widoczna, delikatnie naciągając język. Upewnij się, że krzywizna elastycznej prowadnicy jest skierowana w stronę krtani przed ponownym podjęciem próby intubacji.</li>
		<li>Jeśli wystąpi odsycenie tlenu (np. język ma niebieski lub fioletowy kolor), wstrzymaj zabieg i założyć na muszlę nosową nad pyskiem zwierzęcia, aby przywrócić utlenowanie.</li>
		<li>Jeśli próby intubacji są nieudane (np. po dwóch próbach) i wystąpi odsycenie, umieść zwierzę z powrotem w komorze indukcyjnej i zwiększ dostarczanie tlenu, aby przywrócić odpowiednie utlenowanie, utrzymując izofuran na odpowiednim poziomie znieczulenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wsuń elastyczną prowadnicę między krtań używając jej przedniej krzywizny (Rysunek 3D).</li>
	<li>Delikatnie przesuń rurkę endotrachealną za pomocą prowadnicy do tchawicy, aż poczujesz opor dotykowy odpowiadający pierścieniom tchawicy (Rysunek 3E). 
	UWAGA: W tym protokole autorzy użyli metalowej rurki o średnicy około 2,8 mm, zgodnie z Tablicą materiałów.</li>
	<li>Uwolnij szczura z bandażu Velpeau, usuń prowadnicę, podłącz rurkę endotrachealną do wentylatora i zamocuj ją taśmą klejącą (Rysunek 4A).</li>
</ol>
3. Weryfikacja umiejscowienia rurki i wentylacji
<ol>
	<li>Przed intubacją ustaw objętość skurczowo-rozkurczową na 7,5 ml/kg.</li>
	<li>Potwierdź brak selektywnej intubacji, obserwując dwustronne rozszerzenie klatki piersiowej, stabilną falę kapnografii i adekwatne nasycenie tlenem (Rysunek 4B,C).</li>
	<li>Wentilację mechaniczną zwierzęcia.</li>
	<li>Dostosuj częstotliwość oddechów, aby utrzymać wartości CO₂ na końcu wydechu między 50 a 60 mmHg.
	<ol>
		<li>Jeśli kapnografia (CO₂ na końcu wydechu) przekracza 60 mmHg, zwiększ częstotliwość oddechów, aby wartości powróciły do zakresu docelowego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Warunki monitorowania zwierząt w trakcie zabiegu
<ol>
	<li>Monitoruj nieprzerwanie nasycenie tlenem za pomocą pulsooksymetru. Utrzymuj nasycenie tlenowe obwodowe (SpO₂) powyżej 95%. Jeśli SpO₂ spadnie p

Autorzy nie mają konfliktów interesów do zadeklarowania.

To studium opisuje technikę wideo-wspomaganej bezpośredniej laryngoskopii do intubacji orotrachealnej u szczurów z wykorzystaniem komercyjnego vidootoskopu bezprzewodowo podłączonego do smartfona. W tej kohorcie metoda umożliwiła pomyślną intubację we wszystkich zwierzętach z niskim wskaźnikiem powikłań okołoproceduralnych, w warunkach, które zostały przetestowane.
Kilka cech technicznych przyczyniło się do obserwowanego działania procedury. Zakrzywiona kształt ostrza otoskopu ułatwiał przemie...

Świnki morskie są szeroko stosowane w badaniach eksperymentalnych i translacyjnych, a intubacja tchawicy może być wymagana w procedurach wymagających kontrolowanej wentylacji1,2. Jednakże, niezawodna intubacja u szczurów pozostaje nadal technicznie trudnym wyzwaniem z powodu ich małego gardła, wąskiego otworu krtani i anatomicznego ukształtowania dróg oddechowych3,4,5.
Zaproponowano kilka podejść, aby przeciwdziałać tym ograniczeniom6,7,8. Wśród nich, techniki ślepej intubacji zostały udoskonalane w ostatnich latach i mogą poprawić wskaźniki sukcesu, gdy stosuje się określone strategie pozycjonowania; niemniej jednak, te metody nadal są wysoce uzależnione od operatora i nadal wiążą się z ryzykiem niepowodzenia lub skutków ubocznych, takich jak błędne umieszczenie w przełyku lub uszkodzenie dróg oddechowych3. Opracowano techniki wspomaganie wideo, aby poprawić wizualizacje krtani i zwiększyć bezpieczeństwo procedury. Podczas gdy te podejścia zapewniają efektywną wizualizacje dróg oddechowych, często wymagają specjalistycznego sprzętu endoskopicznego, zewnętrznych monitorów, systemów znieczulenia przez inhalację lub niestandardowych urządzeń, co może ograniczać dostępność i rutynowe wdrożenie7,9,10.
Mimo tych postępów, wiele metod nadal jest ograniczone przez złożoność techniczną, inwazyjność lub uzależnienie od drogiego lub zmodyfikowanego sprzętu, który jest trudny do odtworzenia w różnych laboratoriach. Główną zaletą obecnego podejścia jest zapewnienie nisko kosztowej wizualizacji dróg oddechowych bez potrzeby modyfikacji urządzeń. Ten protokół jest przeznaczony dla laboratoriów, które wymagają taniego, wspomaganego wizualizacja intubacji bez dostępu do specjalistycznych systemów endoskopicznych.
Obecny protokół opisuje prostą, powtarzalną i nisko kosztową metodę intubacji orotrachealnej u szczurów przy użyciu komercyjnie dostępnego wideo otoskopu wyposażonego w zintegrowane źródło światła i bezprzewodowe połączenie ze smartfonem. W przeciwieństwie do wcześniej opisanych podejść wspomaganych wideo, ta technika nie wymaga modyfikacji urządzenia (np. dodanie tępego, plastikowego ostrza z wykonanego z zmodyfikowanej 1 mL nakrętki strzykawki)11 i unika potrzeby zewnętrznych systemów obrazowania (np. wyświetlaczy komputerowych)9,12, zapewniając jednocześnie jasną, w czasie rzeczywistym wizualizacje otworu krtani. To podejście, w związku z tym, reprezentuje dostępną alternatywę dla droższych systemów wizualizacji i może ułatwić zarządzanie drogami oddechowymi w ustawieniach, gdzie dedykowane wyposażenie endoskopiczne nie jest dostępne.

<table><tbody><tr><td>0.1 mL strzykawka do znieczulenia</td><td>Fischer</td><td>Nie dotyczy</td><td>Podskórne wstrzyknięcie buprenorfiny</td></tr><tr><td>1 mL strzykawka do znieczulenia</td><td>Fischer</td><td>Nie dotyczy</td><td>Wstrzyknięcie dootrzewnowe ksylazyny</td></tr><tr><td>Igła 22G do znieczulenia</td><td>TERUMO</td><td>Nie dotyczy</td><td>Wstrzyknięcie dootrzewnowe ksylazyny</td></tr><tr><td>Regulowana podstawka pod laptopa&nbsp;</td><td>Amazon</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Izba indukcyjna</td><td>Temsega</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Szmacianka</td><td>Physiosuite</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Przewód do cewnika tętniczego</td><td>Vygon</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>VIRBAC</td><td>Nie dotyczy</td><td>0.05 mg/kg</td></tr><tr><td>Kapnograf</td><td>Physiosuite</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Rura endotrachealna&nbsp;</td><td>INSTECH</td><td>FTSS-16S-76</td><td>Rura do nakarmiania o średnicy 2,8 mm</td></tr><tr><td>Podgrzewana podkładka</td><td>Physiosuite</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Izba indukcyjna</td><td>Temsega</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>IsoVet</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Parowniczek isofluranowy&nbsp;</td><td>Temsega</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Otoskop Vitococo</td><td>Amazon</td><td>Otoskop Oreille 1920P Camera</td><td></td></tr><tr><td>Oksymetr saturacji&nbsp;</td><td>Physiosuite</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>System odsysania</td><td>F/air evacuation filter cartrigde</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Smartfon&nbsp;</td><td>Samsung</td><td>Galaxy A52S</td><td></td></tr><tr><td>Czujnik temperatury</td><td>Physiosuite</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Bandaż Velpeau&nbsp;</td><td>Velpeau</td><td>Nie dotyczy</td><td>Bandaż bawełniany krepowy, 10 cm &times; 4 m (około 120 cm używane)</td></tr><tr><td>Maseczka wentylacyjna&nbsp;</td><td>Temsega</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>VIRBAC</td><td>Nie dotyczy</td><td>5 mg/kg</td></tr></tbody></table>

intubacja orotrachealna wspomaganą wideo u szczurów z wykorzystaniem taniego otoskopu połączonego ze smartfonem

Video-Assisted Orotracheal Intubation in Rats Using a Low-Cost Smartphone-Connected Otoscope

Niezawodne intubacja endotrachealna jest niezbędna w procedurach eksperymentalnych na szczurach, które wymagają kontrolowanej wentylacji, szczególnie podczas zabiegów klatki piersiowej i układu krążenia. Jednak zarządzanie drogami oddechowymi u szczurów pozostaje technicznie wymagające z powodu ograniczeń anatomicznych i ograniczonej dostępności dostępnych technik intubacji. Celem tego protokołu jest opisanie prostej, nisko kosztowej metody intubacji orotrachealnej u szczurów z wykorzystaniem wideo-asystowanego bezpośredniego laryngoskopu, z powodzeniem zastosowanej w grupie 50 szczurów.
Ten protokół wykorzystuje komercyjnie dostępny wideo otoskop ze zintegrowanym źródłem światła i bezprzewodowym łączem ze smartfonem, aby zapewnić wizualizację w czasie rzeczywistym górnych dróg oddechowych. Metoda ta nie wymaga modyfikacji urządzenia ani wyspecjalizowanych systemów obrazowania. Dorosłe szczury są znieczulone ksylazyną i izofluaranem, umieszczane na pochylonej platformie do intubacji i inkubowane pod ciągłym wizualnym sterowaniem z wykorzystaniem elastycznego przewodnika i rurki endotrachealnej. Prawidłowe umieszczenie rurki jest określone przez dwustronne rozszerzenie klatki piersiowej, stabilną nasyconą tlenem (SpO₂) i jednolitą falistość końcowego CO₂ (kapnografia). Po intubacji rozpoczyna się wentylacja mechaniczna bez dodatkowego ciśnienia końcowo-wydechowego, a objętość tyadalna została ustawiona na 7,5 ml/kg. W tej grupie technika umożliwiała szybkie intubowanie z wysokim odsetkiem powodzenia przy pierwszej próbie i była związana z niskim wystąpieniem powikłań okołoproceduralnych. Ciągła wizualizację może zmniejszyć ryzyko intubacji przełyku i urazów dróg oddechowych. Te ustalenia potwierdzają wykonalność tej metody w badanych warunkach, bez ekstrapolacji poza to eksperymentalne otoczenie.

Sukces intubacji określono jako poprawne umieszczenie rurki endotrachealnej potwierdzone po podłączeniu do wentylatora przez dwustronne rozdęcie klatki piersiowej, stabilne nasycenie tlenu (SpO₂) i jednolite kształtowanie fali stężenia CO₂ na wydech.
Intubację orotrachealną przeprowadzano przez 3 miesiące przez jednego operatora na kolejnej kohorcie 50 dorosłych szczurów. Pięć dodatkowych zwierząt użyto w fazie wstępnej w celu ustalenia i uszczegółowienia protokołu i nie zostało uwzględnionych...

Ten protokół opisuje prostą, niedrogą metodę intubacji doustnej wspomaganą wideo, umożliwiającą szybką i wizualizacyjnie sterowaną intubację u dorosłych szczurów pod znieczuleniem izofluranem.

Intubacja orotrachealna wspomaganą wideo u szczurów z wykorzystaniem taniego otoskopu połączonego ze smartfonem

Reliable endotracheal intubation is essential for experimental procedures in rats that require controlled ventilation, particularly during thoracic and ...

Świnki morskie są szeroko stosowane w badaniach eksperymentalnych i translacyjnych, szczególnie w modelach chirurgicznych wymagających kontroli i wentylacji mechanicznej. Zarządzanie drogami oddechowymi u szczurów nadal jest technicznie trudne ze względu na małą i wąską jamę, otwarcie krtani na anatomicznym kącie dróg oddechowych. Opisano kilka technik intubacji, w tym metody ślepe i system asystowany wideo.Mimo że są skuteczne, podejścia te często wymagają doświadczenia operatora, specjalistycznego sprzętu lub modyfikacji urządzenia. W tym filmie przedstawiamy prostą, nisko kosztową i możliwą do powtórzenia metodę intubacji doustnej u szczurów za pomocą komercyjnie dostępnego otoskopu wideo pod znieczuleniem izofluanem. Wymagany sprzęt do tej procedury obejmuje nachyloną platformę do intubacji ustawioną pod kątem 45 stopni, która pozwala na stabilne pozycjonowanie podczas procedury, otoskop wideo z zintegrowanym źródłem światła i bezprzewodowym wyświetlaczem, pasek rzepowy, elastyczną przewodnicę i odpowiedniej wielkości kaniulę do tchawicy.I wreszcie wentylator dla małych zwierząt. Po podaniem dootrzewnowym 5 miligramów ksylazyny na kilogram masy ciała w celu znieczulenia i podskórnie 0,05 miligrama buprenorfiny na kilogram masy ciała, zwierzęta umieszczano w komorze indukcyjnej z izofluranem na 15 minut. Dociśnij pasek rzepowy wokół platformy do intubacji.Następnie, wsuń maskę wentylacyjną pod pasek rzepowy, aby zapewnić utlenowanie zwierzęcia podczas procedury intubacji. Umieść szczura w pozycji leżącej na plecach na nachylonej platformie do intubacji pod kątem 45 stopni, a następnie zabezpiecz górne siekacze, aby ustabilizować przedłużenie głowy za pomocą paska rzepowego. Potwierdź wystarczającą głębokość znieczulenia, sprawdzając brak odruchów wycofania kończyn przednich, tylnych i ogona w reakcji na naturalną stymulację.Delikatnie wysuń język i wprowadź otoskop wideo do jamy ustnej. Naciśnij język do podłoża jamy ustnej i posuń się aż do podniesienia miękkiego podniebienia. Zastosuj delikatne pociągnięcie, aby odsłonić struny głosowe.Wprowadź elastyczną przewodnicę przez strunę głosową i posuń kaniulę do tchawicy nad przewodnicą do tchawicy, aż do wyczucia charakterystycznego dotyku odpowiadającego pierścieniom tchawicy. Usuń przewodnicę i podłącz kaniulę do wentylatora. Po intubacji potwierdź prawidłowe umieszczenie kaniuli do tchawicy poprzez obserwację dwustronnej ekspansji klatki piersiowej, stabilnej fali kapnografii i odpowiedniej saturacji tlenu.Intubacja doustna została pomyślnie przeprowadzona u wszystkich 50 zwierząt. Czas trwania procedury był konsekwentnie poniżej jednej minuty, ze 100% szansą na powodzenie przy pierwszym podejściu. Częstość akcji serca pozostaje stabilna przez całą procedurę.Również saturacji tlenu pozostaje stabilna przez całą procedurę, ze wartościami konsekwentnie powyżej 95%. Kapnografia wykazuje regularne fale, z końcowym CO2 utrzymywanym w zakresie od 50 do 60 milimetrów rtęci. Objętość tchańska pozostaje stabilna podczas wentylacji mechanicznej. Mikroskopowe badanie tchawicy po ekstubację nie wykazuje żadnych obrażeń.Również badanie histologiczne tchawicy po ekstubację nie wykazuje widocznych uszkodzeń nabłonka przypisywanych procedurze intubacji. Ten protokół zapewnia prosty i dostępny sposób intubacji doustnej u szczura za pomocą otoskopu wideo bez modyfikacji urządzenia. Ciągła wizualizacja zmniejsza zależność od operatora i minimalizuje ryzyko intubacji przełyku.Technika ta jest szczególnie odpowiednia dla modeli eksperymentalnych wymagających kontrolnej wentylacji. Jedną z ograniczeń tej metody jest wymóg odpowiedniego pozycjonowania języka, co jest kluczowe dla optymalnej wizualizacji. Ponadto, walidacja została przeprowadzona na dorosłych szczurach.Moga być konieczne adaptacje dla małych zwierząt. Ogólnie rzecz biorąc, ta nisko kosztowa, minimalnie inwazyjna technika stanowi niezawodną metodę zarządzania drogami oddechowymi u szczurów w badaniach eksperymentalnych.

video-assisted-orotracheal-intubation-rats-using-low-cost-smartphone

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Opracowaliśmy prostą, niezawodną i stosunkowo tanią metodę intubacji dotchawiczej u myszy za pomocą bezpośredniej laryngoskopii przy użyciu otoskopu z wziernikiem 2,0 mm. Technika ta jest atraumatyczna i może być stosowana do powtarzania pomiarów w przewlekłych eksperymentach. Uważamy, że jest lepsza od tracheostomii lub wcześniej opisanych technik niechirurgicznych.

Intubacja dotchawicza u myszy za pomocą laryngoskopii bezpośredniej przy użyciu otoskopu

Intubacja dotchawicza u królików jest trudna ze względu na ich nietypową anatomię. Tutaj przedstawiamy technikę bezpośredniej intubacji tchawicy przy użyciu cewnika polipropylenowego jako przewodnika. Ta metoda wykorzystuje stosunkowo niedrogie materiały eksploatacyjne, wymaga minimalnego szkolenia i może być łatwo wykonana w dowolnym środowisku klinicznym.

Intubacja dotchawicza królików za pomocą polipropylenowego cewnika prowadzącego

Celem tego artykułu jest opisanie wyrafinowanej metody intubacji myszy laboratoryjnej. Metoda jest nieinwazyjna i dlatego idealnie nadaje się do badań, które wymagają seryjnego monitorowania funkcji oddechowych i/lub wkraplania leków do płuc.

Wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy

Prezentowany tutaj jest protokół intubacji tchawicy za pomocą rurki intubacyjnej wprowadzającej przy użyciu sztywnej rurki do laryngoskopii z dołączonym źródłem światła. Głównymi cechami tego manewru są podejście zatrzonowe i wykorzystanie chrząstki tarczycy jako punktu orientacyjnego podczas przesuwania sztywnej rurki.

Sztywna rurka jako alternatywa w kontrolowaniu problematycznych dróg oddechowych

Wykorzystanie świń w badaniach naukowych wzrosło w ostatnich latach. Niemniej jednak świnie charakteryzują się trudną anatomią dróg oddechowych. Poprzez pokazanie, jak przeprowadzić endoskopową intubację dotchawiczą, niniejszy protokół ma na celu dalsze zwiększenie bezpieczeństwa zwierząt laboratoryjnych, aby uniknąć cierpienia i niepotrzebnej śmierci zwierząt.

Intubacja dotchawicza z wykorzystaniem elastycznego endoskopu intubacyjnego jako ustandaryzowany model bezpiecznego udrażniania dróg oddechowych u świń

Protokół ten opisuje seryjne podejście transoralnej laryngoskopii u myszy i szczurów, które umożliwia bliskie, niezakłócone obrazowanie krtani podczas oddychania i połykania, z wykorzystaniem zoptymalizowanego schematu znieczulenia oraz precyzyjnie dopracowanych technik manipulacji endoskopowej.

Małoinwazyjna laryngoskopia mysia do obrazowania z bliska ruchu krtani podczas oddychania i połykania

Tutaj wprowadzamy ustandaryzowaną procedurę intubacji dotchawiczej poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię u szczurów, mającą na celu zwiększenie precyzji i powtarzalności aplikacji nieprzeżywalnych, wymagających inwazyjnej wentylacji i ekspozycji narządów klatki piersiowej w modelach szczurów in vivo.

Intubacja dotchawicza przez tracheotomię, a następnie torakotomia u szczurów w zastosowaniach nieprzeżywalnych

Prezentowany tutaj jest protokół intubacji nosotchawicy przy użyciu elastycznego nosolaryngoskopu o długości roboczej 300 mm. Ponieważ narzędzie to jest mało inwazyjne i łatwe w obsłudze, intubacja na jawie wykonywana za pomocą elastycznego laryngoskopu nosowego jest dobrze tolerowana, szybka i bezpieczna dla pacjentów z trudnymi drogami oddechowymi.

Elastyczny nosorolaryngoskop do intubacji nosotchawicy w stanie czuwania

Ten protokół pokazuje, jak optymalne ustawienie myszy i transoralne wprowadzenie otoskopu opartego na kamerze umożliwia wizualizację głośni, szybką intubację przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i stałe dostarczanie płynu do płuc.

Ulepszona metodologia dostarczania płynu do płuc myszy: intubacja przy użyciu otoskopu konsumenckiego

W niniejszym badaniu zaproponowano ustrukturyzowane podejście do ekstubacji dostosowane do szczurzych modeli wentylacji mechanicznej (MV). Podejście to ułatwia płynne przejście od oddychania MV do oddychania spontanicznego, jednocześnie minimalizując powikłania związane z ekstubacją. Standaryzacja odzwyczajania, udrażniania dróg oddechowych i opieki po ekstubacji zwiększa wiarygodność i odtwarzalność badań eksperymentalnych.

Usystematyzowane podejście do ekstubacji u szczurów wentylowanych mechanicznie

Naucz się intubacji dotchętniczej u szczurów z użyciem niedrogiego wideo otoskopu podłączonego do smartfona. Ta prosta metoda zapewnia ciągłą wizualizację dróg oddechowych, umożliwiając szybką i bezpieczną intubację w badaniach eksperymentalnych.

Intubacja orotrachealna wspomaganą wideo u szczurów z wykorzystaniem taniego otoskopu połączonego ze smartfonem

Przeglądaj więcej filmów