Name: Kompleksowy model szczura do oceny wątrobowych szlaków transportowych poprzez jednoczesne pobieranie próbek limfatycznych i krwionośnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-05-15T13:20:00.000+00:00
Duration: 7 min 56 s
Description: Poznaj model chirurgiczny szczura do jednoczesnego pobierania limfy wątrobowej i krwi tętniczej oraz żylnej. Ta metoda umożliwia ocenę transportu, metabolizmu i klirensu substancji w wątrobie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Preeti Yadav i Enyuan Cao za ich wkład w prace dotyczące kolekcjonowania limfy wątrobowej i mezenterycznej, wykorzystanej w badaniach Yadav i wsp. (2018) oraz Gracia i wsp. (2020), które dostarczyły danych podstawowych cytowanych w niniejszej pracy. Praca ta została wsparta przez Nagrodę Programu LIGHT (Advanced Research Projects Agency for Health - ARPA-H). Poglądy i wnioski zawarte w tym dokumencie są poglądami autorów i nie powinny być interpretowane jako reprezentujące oficjalne polityki, wyrażone lub dorozumiane, Rządu Stanów Zjednoczonych.

<ol>
	<li>Barrowman, J., McIntyre, N., Benhamou, J., Bircher, J., Rizzetto, M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Oxford textbook of clinical hepatology. , (1991).</li><li>Tanaka, M., Iwakiri, Y. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatics+in+the+liver.">Lymphatics in the liver.</a> Curr Opin Immunol. 53, 137-142 (2018).</li><li>Gracia, G., Cao, E., Johnston, A. P. R., Porter, C. J. H., Trevaskis, N. L. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ-specific+lymphatics+play+distinct+roles+in+regulating+HDL+trafficking+and+composition.">Organ-specific lymphatics play distinct roles in regulating HDL trafficking and composition.</a> Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 318 (4), G725-G735 (2020).</li><li>Yadav, P., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+of+therapeutic+proteins+into+thoracic+lymph+after+intravenous+administration+is+protein+size-dependent+and+primarily+occurs+within+the+liver+and+mesentery.">Distribution of therapeutic proteins into thoracic lymph after intravenous administration is protein size-dependent and primarily occurs within the liver and mesentery.</a> J Control Release. 272, 17-28 (2018).</li><li>Bobe, S., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Volumetric+imaging+reveals+VEGF-C-dependent+formation+of+hepatic+lymph+vessels+in+mice.">Volumetric imaging reveals VEGF-C-dependent formation of hepatic lymph vessels in mice.</a> Front Cell Dev Biol. 10, 949896 (2022).</li><li>Ohtani, O., Ohtani, Y. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymph+circulation+in+the+liver.">Lymph circulation in the liver.</a> Anat Rec (Hoboken). 291 (6), 643-652 (2008).</li><li>Magari, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+lymphatic+system:+structure+and+function.">Hepatic lymphatic system: structure and function.</a> J Gastroenterol Hepatol. 5 (1), 82-93 (1990).</li><li>Umemura, K., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microanatomical+organization+of+hepatic+venous+lymphatic+system+in+humans.">Microanatomical organization of hepatic venous lymphatic system in humans.</a> PLoS One. 18 (5), e0286316 (2023).</li><li>Iwakiri, Y. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+lymphatic+system:+A+new+frontier+in+hepatology.">The lymphatic system: A new frontier in hepatology.</a> Hepatology. 64 (3), 706-707 (2016).</li><li>Hansen, K. C., D'Alessandro, A., Clement, C. C., Santambrogio, L. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymph+formation,+composition+and+circulation:+a+proteomics+perspective.">Lymph formation, composition and circulation: a proteomics perspective.</a> Int Immunol. 27 (5), 219-227 (2015).</li><li>Tso, P., Ragland, J. B., Sabesin, S. M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+characterization+of+lipoprotein+of+density+less+than+1.006+g/ml+from+rat+hepatic+lymph.">Isolation and characterization of lipoprotein of density less than 1.006 g/ml from rat hepatic lymph.</a> J Lipid Res. 24 (7), 810-820 (1983).</li><li>Jeong, J., Tanaka, M., Iwakiri, Y. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+lymphatic+vascular+system+in+health+and+disease.">Hepatic lymphatic vascular system in health and disease.</a> J Hepatol. 77 (1), 206-218 (2022).</li><li>Tamburini, B. A. J., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+liver+disease+in+humans+causes+expansion+and+differentiation+of+liver+lymphatic+endothelial+cells.">Chronic liver disease in humans causes expansion and differentiation of liver lymphatic endothelial cells.</a> Front Immunol. 10, 1036 (2019).</li><li>Burchill, M. A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxidized+low-density+lipoprotein+drives+dysfunction+of+the+liver+lymphatic+system.">Oxidized low-density lipoprotein drives dysfunction of the liver lymphatic system.</a> Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 11 (2), 573-595 (2021).</li><li>Gogineni, A., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+VEGF-C+modulates+distal+lymphatic+remodeling+and+secondary+metastasis.">Inhibition of VEGF-C modulates distal lymphatic remodeling and secondary metastasis.</a> PLoS One. 8 (7), e68755 (2013).</li><li>Trevaskis, N. L., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+intestinal+lymphatics+in+the+absorption+of+two+highly+lipophilic+cholesterol+ester+transfer+protein+inhibitors.">The role of the intestinal lymphatics in the absorption of two highly lipophilic cholesterol ester transfer protein inhibitors.</a> Pharm Res. 27 (5), 878-893 (2010).</li><li>Trevaskis, N. L., Hu, L., Caliph, S. M., Han, S., Porter, C. J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mesenteric+lymph+duct+cannulated+rat+model:+application+to+the+assessment+of+intestinal+lymphatic+drug+transport.">The mesenteric lymph duct cannulated rat model: application to the assessment of intestinal lymphatic drug transport.</a> J Vis Exp. (97), e52389 (2015).</li><li>Dahan, A., Mendelman, A., Amsili, S., Ezov, N., Hoffman, A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+general+anesthesia+on+the+intestinal+lymphatic+transport+of+lipophilic+drugs.">The effect of general anesthesia on the intestinal lymphatic transport of lipophilic drugs.</a> Eur J Pharm Sci. 32 (4-5), 367-374 (2007).</li><li>Tanaka, M., Iwakiri, Y. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hepatic+lymphatic+vascular+system:+structure,+function,+markers,+and+lymphangiogenesis.">The hepatic lymphatic vascular system: structure, function, markers, and lymphangiogenesis.</a> Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 2 (6), 733-749 (2016).</li></ol>

Autorzy deklarują, że nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych ani osobistych relacji, które mogłyby mieć wpływ na prace opisane w tym artykule.

Kanulowanie przewodu limfatycznego wątroby jest zabiegiem technicznie trudnym, nawet dla doświadczonych mikochiruргów. Kilka kluczowych kroków może poprawić prawdopodobieństwo zachowania integralności przewodu limfatycznego i osiągnięcia stabilnego przepływu limfy. Podczas identyfikacji i izolowania przewodu limfatycznego wątroby (kroki protokołu 5.7-5.10), początkowym krokiem jest usunięcie tkanki łącznej i tłuszczu pokrywającego przewód limfatyczny trzewny i żyłę główną dolną w pobliżu przewodu limfatycznego wątroby. Przewód limfatyczny wątroby jest przezroczysty i kruchy w porównaniu z grubszym i mniej przejrzystym przewodem limfatycznym trzewnym i może łatwo pęknąć, jeśli jest bezpośrednio manipulowany. Przewód limfatyczny trzewny służy jako użyteczny punkt odniesienia anatomicznego, ponieważ oczyszczenie jego pokrywającej tkanki ujawnia przewód limfatyczny wątroby zlokalizowany powyżej. Ponieważ przewód limfatyczny wątroby często wykazuje zginanie lub krzywiznę, operator powinien wybrać punkt kanulacji wzdłuż prostego odcinka i ustawiać kanilę równolegle do naturalnego przebiegu przewodu, aby zminimalizować ryzyko zablokowania lub rozerwania (kroki 5.11-5.14).
Kanulowanie same w sobie jest najważniejszym czynnikiem decydującym o sukcesie. Po przebiciu przewodu (krok 5.13), dostęp intraluminalny można potwierdzić wizualnie wprowadzając końcówkę kleszczy do otworu i upewniając się, że tylko jedna ściana naczynia pokrywa instrument. Pojawienie się dwóch przeciwnych ścian wskazuje na przebicie przez cały przewód. Po potwierdzeniu dostępu intraluminalnego, kanilę można płynnie przesuwać wzdłuż przewodu pod tym samym kątem. Należy zachować ostrożność, aby nie uszkodzić sąsiednich naczyń krwionośnych, ponieważ krwotok na pole może wprowadzić krew do kanili zbierającej limfę, zanieczyszczając próbkę i znacznie zwiększając ryzyko powstawania skrzepów. Po ustanowieniu przepływu limfy (krok 5.15), końcówka zbierająca kanili powinna być zamknięta, a należy ostrożnie nałożyć klej weterynaryjny, aby zapobiec jej wejściu do światła. Kanilę należy również sprawdzić pod kątem pęcherzyków powietrza, ponieważ uwięzione powietrze zwiększa ciśnienie zwrotne i może utrudniać przepływ limfy. Ponieważ limfa wątrobowa jest generowana pod niskim ciśnieniem napędzającym, końcówka zbierająca kanili powinna być zawsze umieszczona poniżej poziomu miejsca zabiegu, aby ułatwić drenaż siłą grawitacji.
Udanej kanulacji przewodu limfatycznego wątroby towarzyszy natychmiastowe rozpoczęcie przepływu limfy. Po ustanowieniu, limfa wątrobowa zazwyczaj płynie z prędkością około 0,1 mL/h, z stabilnym wyjściem przez kilka godzin. Szybkość przepływu może się różnić w zależności od anatomii zwierzęcia, fizjologii i warunków eksperymentalnych. Na przykład, limfa była zbierana w znieczuleniu izofluanem w tym protokole. Znieczulenie izofluanem może wpływać na parametry fizjologiczne istotne dla funkcji układu limfatycznego, dlatego warunki eksperymentalne z użyciem znieczulenia powinny być brane pod uwagę przy interpretacji szybkości tworzenia limfy16. Kanulacja przewodu limfatycznego wątroby wymaga laparotomii i delikatnej manipulacji mikrochirurgicznej naczyń limfatycznych brzucha, dlatego pobieranie limfy od świadomych szczurów nie jest możliwe w tym modelu. Poprzednie badania porównujące transport limfy w warunkach znieczulenia i świadomości lub stosujące różne schematy znieczulenia wykazały, że znieczulenie może umiarkowanie wpływać na bezwzględne szybkości przepływu limfy, ale nie znacząco zmienia ogólne wzorce transportu limfatycznego4. Dlatego wartości przepływu limfy uzyskane w tym modelu powinny być interpretowane w kontekście warunków eksperymentalnych znieczulenia.
Stopniowe zmniejszenie lub zaprzestanie przepływu podczas pobierania jest najczęściej spowodowane tworzeniem skrzepu w kanili, wynikającym z zanieczyszczenia krwią lub osadzenia fibryny. Przepływ można czasem przywrócić, lokalizaując i delikatnie ściskając kanilę za pomocą drobnych kleszczy, aby mechanicznie złamać skrzep, lub delikatnie aspirując przez końcówkę zbierającą kanili, aby usunąć przeszkodę. Jeśli blokada jest ograniczona do zewnętrznej części, kanila może być przecięta powyżej skrzepu i ponownie połączona ze świeżą rurką za pomocą sterylnego złącza silikonowego. Jeśli skrzep powstaje w miejscu kanulacji, zwykle wymagana jest ponowna kanulacja. W takich przypadkach, usunięcie kleju można spróbować z dużą ostrożnością, aby uniknąć pęknięcia przewodu lub sąsiednich naczyń krwionośnych. Przed ponowną próbą kanulacji należy osiągnąć hemostazę, ponieważ nawet niewielkie wycieki krwi do kanili znacząco wspierają krzepnięcie w układzie limfatycznym wątroby o niskim ciśnieniu.
Czynniki fizjologiczne również wpływają na przepływ limfy i przepuszczalność. Przepływ limfy wątrobowej u szczurów jest z natury wolniejszy niż przepływ limfy trzewnej lub prze

Wątroba jest kluczowym organem metabolicznym i immunologicznym, odpowiedzialnym za przetwarzanie składników odżywczych, detoksykację ksenobiotyków oraz nadzór immunologiczny. Wątroba jest największym organem produkującym chłonkę w organizmie. Badania przeprowadzone na dużych ssakach sugerują, że odpowiada ona za 25%–50% całkowitego przepływu chłonki1,2. U gryzoni badania z wykorzystaniem kaniulacji wskazują, że około 10%–20% całkowitego przepływu chłonki w klatce piersiowej pochodzi z wątroby3,4. Chłonka wątrobowa powstaje z osocza filtrowanego przez okienkowate śródbłonie kapilar zatokowych w miąższu wątroby. Filtrat ten gromadzi się w przestrzeni Dissego, która jest przedziałem śródmiąższowym między hepatocytami a komórkami śródbłonka zatokowego. Następnie filtrat przechodzi przez przestrzeń Malla do wrotnych naczyń limfatycznych, które zbiegają się w naczyniach zbiorczych odprowadzających chłonkę w kierunku wrota wątroby i cysterny chłonnej5,6.
Wątrobowy układ limfatyczny jest anatomicznie podzielony na sieci wrotne, podtorebkowe i podpłacikowe6,7. Niedawne badania obrazowe w volumetric imaging wykazują, że limfatyka wątrobowa tworzy silnie rozgałęzioną sieć zależną od czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego C (VEGF-C), ograniczoną w znacznym stopniu do dróg wrotnych. Sieć ta składa się głównie z naczyń limfatycznych, które odprowadzają chłonkę wstecznie w kierunku żyły wrotnej. Z kolei naczynia limfatyczne podtorebkowe i podpłacikowe, rozmieszczone odpowiednio wzdłuż powierzchni wątroby oraz w obszarach żył centralnych, stanowią dodatkowe drogi drenażu. Obrazowanie pośmiertne u ludzi ujawniło ponadto gęstą sieć naczyń limfatycznych wzdłuż żył wątrobowych, co wskazuje, że limfatyka okołowrotna i żył wątrobowych wspólnie regulują odpływ chłonki z wątroby8.
Chłonka wątrobowa stanowi ultrafiltrat pochodzący z osocza, który odzwierciedla zarówno procesy metaboliczne, jak i immunologiczne9,10. Analizy biochemiczne wykazują, że chłonka wątrobowa zawiera albuminy, lipoproteinami, cytokiny oraz metabolity pochodzące z aktywności miąższu wątroby3,4,6, co jest zgodne z ogólnym profilem proteomicznym chłonki raportowanym dla innych tkanek10. Wczesne badania wykazały, że chłonka wątrobowa zawiera odrębne klasy lipoprotein, w których frakcja lipoprotein o wysokiej gęstości (HDL) dominuje, co koreluje z centralną rolą wątroby w syntezie i przebudowie HDL11. Co istotne, nowsze prace wykazały, że chłonka wątrobowa jest bogatsza w HDL i estry cholesterolu w porównaniu z chłonką krezkową, co podkreśla jej odrębny wkład w transport lipidów i odwrotny transport cholesterolu3. Ponadto chłonka wątrobowa pełni funkcję kanału immunologicznego, przenosząc mediatory odpornościowe, komórki prezentujące antygen oraz pęcherzyki zewnątrzkomórkowe, które łączą mikrośrodowisko wątroby z odpornością systemową9.
Zmiany w tworzeniu i drenażu limfy wątrobowej są kluczowymi cechami chorób wątroby. W marskości i nadciśnieniu wrotnym podwyższone ciśnienie zatokowe powoduje kilkukrotny wzrost produkcji limfy, co prowadzi do limfangektazji, włóknienia i wodobrzusza po przekroczeniu wydolności drenażu. Przewlekłe uszkodzenie wątroby sprzyja również limfangiogenezie zależnej od VEGF-C/VEGFR-3, przy czym nadmierne lub aberracyjne przebudowy naczyniowe układu limfatycznego przyczyniają się do stanu zapalnego wątroby, obrzęków i gromadzenia lipidów9,12. Ponadto w stłuszczeniowej chorobie wątroby związanej z dysfunkcją metaboliczną (MASLD) oraz w raku hepatokomórkowym wykazano, że zwiększona gęstość naczyń limfatycznych wątroby koreluje z progresją choroby i przerzutami13,14.
Pomimo centralnej roli fizjologicznej i klinicznej limfy wątrobowej, pozostaje ona słabo zbadaną i mało zgłębioną w badaniach eksperymentalnych, głównie ze względu na trudności techniczne w izolacji czystej limfy wątrobowej. Modele pobierania limfy klatki piersiowej i krezkowej były opisywane szerzej, jednak dostarczają one jedynie pośredniego wglądu w mechanizmy transportu w wątrobie. Ograniczenie w tej dziedzinie zostało rozwiązane poprzez opracowanie modelu kaniulacji limfy wątrobowej u szczura, który umożliwił bezpośrednie pobieranie limfy wątrobowej4. Zastosowanie tego podejścia wykazało, że większość chłonnego wchłaniania dożylnie podawanych białek terapeutycznych zachodzi w wątrobie i krezce. Wyniki te wskazują na limfę wątrobową jako kluczową drogę wymiany makromolekularnej między układem krwi i limfatycznym, co ma istotne znaczenie dla farmakokinetyki i dystrybucji leków biologicznych4.
Aby uzupełnić istniejące luki w wiedzy, niniejsze badanie opisuje kompleksowy model szczura umożliwiający jednoczesne pobieranie limfy wątrobowej i krwi systemowej poprzez kanulację przewodu limfatycznego wątroby, tętnicy szyjnej oraz żyły szyjnej. Podejście to pozwala na ocenę w czasie rzeczywistym transportu substancji oraz wymiany między przedziałem śródmiąższowym wątroby a przedziałem systemowym, zapewniając solidną platformę eksperymentalną do badania transportu wątrobowego, metabolizmu, sygnalizacji immunologicznej oraz dystrybucji leków w warunkach fizjologicznych i patologicznych. Model obejmuje również opcjonalne końcowe pobranie próbek z tętnicy wątrobowej i żyły wrotnej, co umożliwia bezpośrednie porównanie dopływu do wątroby, odpływu z niej oraz drenażu limfatycznego.
<img alt="Schemat anatomii układu sercowo-naczyniowego gryzoni; miejsca pobierania krwi i limfy do infuzji eksperymentalnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70986/70986fig1v2.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1. Schemat modelu wielokrotnej kanulacji do jednoczesnego pobierania limfy i krwi. Kompleksowy model kanulacji ilustrujący jednoczesne pobieranie próbek z tętnicy szyjnej, żyły szyjnej, tętnicy wątrobowej, przewodu limfatycznego wątroby i żyły wrotnej. (A) Tętnica szyjna jest kanulowana w celu okresowego pobierania krwi. (B) Zewnętrzna żyła szyjna jest kanulowana w celu ciągłego wlewu soli fizjologicznej w celu utrzymania nawodnienia i rekompensaty utraty płynów podczas pobierania próbek. (C) Wspólna tętnica wątrobowa, przebiegająca równolegle do przewodu limfatycznego wątroby, jest kanulowana w celu końcowego pobrania krwi. (D) Przewód limfatyczny wątroby jest kanulowany w celu ciągłego pobierania limfy. (E) Dostęp do żyły wrotnej uzyskuje się poprzez nakłucie igłą w celu końcowego pobrania krwi. Procedury przedstawione w punktach (A), (B) i (D) są wykonywane przed pobieraniem końcowym, po których następuje (C) pobranie krwi z tętnicy wątrobowej, a następnie (E) pobranie z żyły wrotnej. Skróty: EJV, zewnętrzna żyła szyjna; CA, tętnica szyjna; SVC, górna żyła główna; IVC, dolna żyła główna; Ao, aorta; CHA, wspólna tętnica wątrobowa; HL, przewód limfatyczny wątroby; ML, przewód limfatyczny krezkowy; SMA, górna tętnica krezkowa; PV, żyła wrotna. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70986/70986fig1largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

<table><tbody><tr><td>Anticoagulant solution (EDTA 0.1%)</td><td>Invitrogen</td><td>AM9261</td><td>Zapobiega tworzeniu się skrzeplin w kaniulach i pobranej próbce</td></tr><tr><td>Anticoagulant solution (Heparin 20 IU/mL)</td><td>Pfizer</td><td>00409-2723-01</td><td>Zapobiega tworzeniu się skrzeplin w kaniulach i pobranej próbce</td></tr><tr><td>Chlorhexidine (0.5%)</td><td>McFarlane Medical</td><td>12120-OR</td><td>Stosowany do dezynfekcji miejsca operacji</td></tr><tr><td>Collection tubes (microcentrifuge)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>616201</td><td>Stosowany do pobierania limfy i krwi</td></tr><tr><td>Cotton gauze</td><td>Winc Australia</td><td>18874125</td><td>Stosowany do manipulacji narządami i utrzymania wilgotności</td></tr><tr><td>Cotton swabs</td><td>Pacific Laboratory</td><td>1005199</td><td>Stosowany do przemieszczania narządów podczas operacji</td></tr><tr><td>Curved iris forceps</td><td>Macquarie Medical Systems</td><td>TTP5002-5</td><td>Stosowany do izolowywania naczyń i manipulacji tkankami</td></tr><tr><td>Dumont forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>Stosowany do otwierania i stabilizowania światła światła tętnicy wątrobowej do włożenia kaniulek</td></tr><tr><td>Ethanol (70%)</td><td>Ajax</td><td>AJA214-2.5PL</td><td>Stosowany do dezynfekcji miejsca operacji</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito hemostat forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td>Stosowany do wygięcia igły 25G do punkcji wątrobowego przewodu limfatycznego</td></tr><tr><td>Heated surgical pad (37 &deg;C)</td><td>Ratek</td><td>IC-WT1</td><td>Utrzymuje temperaturę ciała podczas operacji</td></tr><tr><td>Induction chamber</td><td>Darvall</td><td>1859</td><td>Stosowany do początkowego znieczulenia</td></tr><tr><td>Infusion pump</td><td>Adelab Scientific</td><td>NE-300</td><td>Dostarcza kontrolowanego wlewu soli fizjologicznej przez kaniulek</td></tr><tr><td>Iris scissors</td><td>Stark Medical</td><td>E-AC985-11</td><td>Stosowany do nacięć skóry i mięśni</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Provet Pty Ltd</td><td>ISOF07</td><td>Anestezja inhalacyjna stosowana do indukcji i podtrzymania znieczulenia</td></tr><tr><td>Kelman-McPherson lens forceps</td><td>ProSciTech</td><td>TY-1301</td><td>Stosowany do otwierania i stabilizowania światła światła żyły szyjnej i tętnicy szyjnej do włożenia kaniulek</td></tr><tr><td>Needle (23G &times; 1")</td><td>Livingstone</td><td>DN23GX1.0LV</td><td>Stosowany do punkcji żyły wrotnej i pobierania krwi</td></tr><tr><td>Needle (25G &times; 1")</td><td>Livingstone</td><td>DN25GX1.0LV</td><td>Stosowany do płukania kaniulek i punkcji wątrobowego przewodu limfatycznego</td></tr><tr><td>Nose cone anesthesia system</td><td>Darvall</td><td>7885</td><td>Utrzymuje znieczulenie podczas operacji</td></tr><tr><td>Oxygen supply with flowmeter</td><td>BOC</td><td>400NE</td><td>Gaz nośny do znieczulenia izofluranem</td></tr><tr><td>Polyethylene cannula (0.8 mm O.D., 0.5 mm I.D.)</td><td>Microtube Extrusions</td><td>PE8050</td><td>Stosowany do kanulacji tętnicy szyjnej, żyły szyjnej i przewodu limfatycznego wątroby</td></tr><tr><td>Polyvinyl cannula (0.61 mm O.D., 0.28 mm I.D.)</td><td>Microtube Extrusions</td><td>PIV6128</td><td>Stosowany do kanulacji tętnicy wątrobowej</td></tr><tr><td>Silk sutures (4-0)</td><td>SMI AG</td><td>SM8015</td><td>Stosowany do mocowania naczyń i kaniulek</td></tr><tr><td>Sodium pentobarbitone</td><td>Lyppard Australia Pty Ltd</td><td>LETH250</td><td>Stosowany do eutanazji (>100 mg/kg)</td></tr><tr><td>Sterile saline (0.9% NaCl)</td><td>FreeFlex</td><td>K690531</td><td>Stosowany do nawadniania i płukania</td></tr><tr><td>Straight Graefe forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11150-10</td><td>Stosowany do delikatnego izolowywania naczyń</td></tr><tr><td>Surgical microscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-CS</td><td>Stosowany do wizualizacji podczas kanulacji wątrobowego przewodu limfatycznego</td></tr><tr><td>Surgical sterile blades (for scalpel use)</td><td>Livingstone</td><td>SBLDCL15</td><td>Stosowany do stoczania końcówek kaniulek podczas przygotowania</td></tr><tr><td>Syringe (1 mL)</td><td>Terumo</td><td>19032-TE</td><td>Stosowany do płukania kaniulek</td></tr><tr><td>Syringe (3 mL)</td><td>Terumo</td><td>19048-TE</td><td>Stosowany do pobierania krwi</td></tr><tr><td>Syringe (30 mL)</td><td>Terumo</td><td>19034-TE</td><td>Stosowany do wlewu soli fizjologicznej</td></tr><tr><td>Vannas scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>91500-09</td><td>Stosowany do nacięć naczyń</td></tr><tr><td>Veterinary tissue adhesive</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td>Stosowany do mocowania kaniulek przewodu limfatycznego wątroby</td></tr></tbody></table>

kompleksowy model szczura do oceny dróg transportu wątrobowego poprzez jednoczesne pobieranie próbek limfatycznych i krwionośnych

A Comprehensive Rat Model For Assessing Hepatic Transport Pathways Through Simultaneous Lymphatic And Blood Vascular Sampling

Wątroba jest centralnym metabolizującym i immunologicznym centrum, które przetwarza składniki odżywcze, substancje obce i krążące mediatory immunologiczne. Substancje dostają się do hepatocytów i innych komórek wątroby poprzez kapilary sinusoidalne, które otrzymują krew z jelit poprzez żyłę wrotną i z krążenia ogólnego poprzez tętnicę wątrobową. Filtrat osocza z kapilar sinusoidalnych spływa do przestrzeni Dissego, gdzie może podlegać przemianie metabolicznej, uczestniczyć w nadzorze immunologicznym lub spływać do naczyń limfatycznych, tworząc limfę wątrobową. Pobieranie próbek limfy wątrobowej i krwi może pomóc w szczegółowej analizie transportu wątrobowego, procesów metabolicznych i aktywności immunologicznej. Opisano chirurgiczny model szczura umożliwiający jednoczesne pobieranie próbek limfy wątrobowej i krwi obwodowej przez trzy odrębne miejsca wkłucia: przewód limfatyczny wątroby, tętnicę szyjną i żyłę szyjną. Wkłucia do limfy wątrobowej i tętnicy umożliwiają ciągłe pobieranie próbek, podczas gdy wkłucie do żyły szyjnej może służyć do ciągłego nawadniania i wsparcia płynowego lub pobierania krwi żylnej, umożliwiając porównanie między krwią tętniczą a żylną. Udana punkcja daje przepływ limfy wątrobowej około 0,1 mL/h u znieczulonych szczurów, umożliwiając ciągłe pobieranie limfy przez do 8 godzin, podczas gdy jednocześnie wykonuje się pobieranie krwi tętniczej i żylnej. To ustawienie pozwala na bezpośrednie porównanie krwi tętniczej układowej i wypływu limfy wątrobowej, umożliwiając kompleksowe zbadanie transportu wątrobowego i czyszczenia, a także procesów sygnałowych metabolicznych i immunologicznych. Aby dalsze rozszerzyć model, terminalne pobieranie próbek z tętnicy wątrobowej i żyły wrotnej można wykonać pod koniec procedury, aby umożliwić bezpośrednie porównanie napływu, odpływu i drenażu limfatycznego wątroby. Ostatecznie, te techniki zapewniają wszechstrenną platformę do oceny procesów wątrobowych, w tym farmakokinetyki leków, przepływu i metabolizmu składników odżywczych oraz reakcji specyficznych dla wątroby, w różnych warunkach patofizjologicznych.

Opisane w sekcji Protokół podejście chirurgiczne umożliwia wyraźną identyfikację przewodu limfatycznego wątroby, znajdującego się przyśrodkowo od prawej nerki i przebiegającego równolegle do tętnicy trzewnej oraz tętnicy wątrobowej, zgodnie z wcześniejszymi doniesieniami4. Reprezentacyjna anatomia oraz kanulacja przedstawione są na Rysunku 5. Prawidłową kanulację potwierdza natychmiastowe pojawienie się przejrzystej lub lekko mętnej limfy, pozbawionej mlecznego zanieczyszczenia chylomikronami, co sugeruje minimalne mieszanie z limfą krezkową. Obserwacja ta jest zgodna z opisaną charakterystyką limfy wątrobowej3. Identyfikacja limfy wątrobowej opierała się na jej położeniu anatomicznym względem tętnicy wątrobowej i żyły głównej dolnej, a także na charakterystycznym przejrzystym wyglądzie, w przeciwieństwie do typowo mętnego lub mlecznego wyglądu limfy krezkowej.
Przepływ limfy wątrobowej powinien pozostać stabilny przez cały okres pobierania, przy średnim tempie wynoszącym około 0,1 mL/h3,4,11. Przepływ limfy wątrobowej zazwyczaj pozostaje najbardziej stabilny przez około 2–3 h po kaniulacji w warunkach znieczulenia, choć w optymalnych warunkach eksperymentalnych możliwe jest uzyskanie dłuższych okresów pobierania (do ~6–8 h). Reprezentatywne wartości przepływu limfy zgłoszone w poprzednich badaniach4 podsumowano w Tabeli 1. Przepływ limfy wątrobowej jest zazwyczaj niższy niż wartości raportowane dla prędkości przepływu w przewodach limfatycznych krezkowych i piersiowych u znieczulonych szczurów.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Miejsca poboru chłonki (stan świadomości)</td>
			<td>Średni przepływ chłonki (mL/h)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chłonka piersiowa (budząca się/przytomna)</td>
			<td>1.74 ± 0.33</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chłonka piersiowa (znieczulona)</td>
			<td>0.65 ± 0.10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chłonka krezkowa (znieczulona)</td>
			<td>0.45 ± 0.11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chłonka wątrobowa (znieczulona)</td>
			<td>0.12 ± 0.02</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Średnie prędkości przepływu chłonki (mL/h) przez kanulacje przewodu piersiowego, krezkowego i wątrobowego u szczurów świadomych i znieczulonych. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM dla n = 3–5 szczurów. Dostosowano na podstawie Tabeli 3 w pracy Yadav i wsp. (2018)4.
Reprezentatywne wyniki ilustrujące transport limfatyczny makrocząsteczek przedstawiono na Rysunku 8. Przykłady te pokazują, w jaki sposób model może być wykorzystany do oceny regeneracji układu limfatycznego po dożylnym podaniu terapeutycznych makrocząsteczek, w tym pegylowanego interferonu α2a o masie około 60 kDa (IFN-PEG40), pegylowanego interferonu α2b o masie około 31 kDa (IFN-PEG12) oraz przeciwciała monoklonalnego trastuzumabu, co sugeruje, że wątroba jest głównym miejscem ekstrawazacji i dostępu limfatycznego dla terapeutycznych makrocząsteczek4.
<img alt="Wykres słupkowy; odzysk dawki Trastuzumabu, IFN-PEG40 i IFN-PEG12 w obszarach klatki piersiowej, wątroby i krezki." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70986/70986fig8.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rysunek 8"> 
Rysunek 8: Odzysk limfatyczny dożylnie podanych terapeutyków makromolekularnych w limfie klatki piersiowej, krezki i wątroby.Całkowity procent dawki odzyskanej w limfie klatki piersiowej, krezki i wątroby po dożylnym podaniu pegylowanych interferonów o różnej wielkości cząsteczkowej (IFN-PEG12 i IFN-PEG40) oraz przeciwciała monoklonalnego (trastuzumab). Dane przedstawiają średnią ± SEM odzysku dawki w ciągu 8 godzin. Adaptowano z Yadav et al. (2018)4. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70986/70986fig8large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Model ten umożliwia również szczegółowe profilowanie lipoprotein chłonki wątrobowej3. Reprezentatywne analizy składu lipidowego chłonki przedstawiono na Rysunku 9. W porównaniu z chłonką klatki piersiowej i krezową, chłonka wątrobowa wykazuje wyraźnie niższą całkowitą zawartość lipidów, lecz stężenia białek porównywalne z innymi źródłami chłonki. Analiza lipoprotein chłonki wątrobowej podkreśla wyjątkową rolę wątroby w transporcie lipidów i odwrotnym transporcie cholesterolu. Reprezentatywne dane dotyczące składu lipidowego podsumowano w Tabeli 2. HDL chłonki wątrobowej jest wzbogacony w estry cholesterolu, HDL chłonki krezowej jest w przeważającej mierze bogaty w trójglicerydy, a HDL chłonki klatki piersiowej zawiera względnie wyższą zawartość fosfolipidów. Te różnice w składzie wskazują na odmienne role każdego źródła limfatycznego w metabolizmie i transporcie lipidów.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody >
		<tr >
			<td></td>
			<td colspan="4">% w/w</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>Frakcje</td>
			<td>Fosfolipid</td>
			<td>Wolny cholesterol</td>
			<td>Ester cholesterylu</td>
			<td>Trigliceryd</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>Chłopka krezkowa</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr >
		<tr >
			<td>D-HDL</td>
			<td>20 ± 3</td>
			<td>1 ± 0</td>
			<td>5 ± 1</td>
			<td>16 ± 1</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>L-HDL</td>
			<td>21 ± 4</td>
			<td>2 ± 0</td>
			<td>8 ± 2</td>
			<td>23 ± 5</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>Chłopka wątrobowa</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr >
		<tr >
			<td>D-HDL</td>
			<td>24 ± 1</td>
			<td>3 ± 0</td>
			<td>12 ± 3</td>
			<td>8 ± 1</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>L-HDL</td>
			<td>23 ± 1</td>
			<td>6 ± 1</td>
			<td>13 ± 2</td>
			<td>14 ± 2</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>Chłopka piersiowa</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr >
		<tr >
			<td>D-HDL</td>
			<td>25 ± 1</td>
			<td>1 ± 0</td>
			<td>7 ± 0</td>
			<td>11 ± 3</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>L-HDL</td>
			<td>29 ± 1</td>
			<td>2 ± 0</td>
			<td>11 ± 1</td>
			<td>11 ± 0</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>Osocze</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr >
		<tr >
			<td>D-HDL</td>
			<td>29 ± 2</td>
			<td>2 ± 0</td>
			<td>20 ± 3</td>
			<td>2 ± 0</td>
		</tr >
		<tr >
			<td>L-HDL</td>
			<td>36 ± 6</td>
			<td>2 ± 0</td>
			<td>18 ± 3</td>
			<td>4 ± 1</td>
		</tr >
	</tbody >
</table>
Tabela 2: Skład lipidowy frakcji lipoprotein o wysokiej gęstości gęstych (D-HDL) i lekkich (L-HDL) wyizolowanych z limfy krezkowej, wątrobowej i klatki piersiowej oraz z osocza. Wartości przedstawiają procentową zawagę (% wt/wt) fosfolipidów, wolnego cholesterolu, estrów cholesterolu i triglicerydów w stosunku do całkowitej frakcji lipidowej. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM. Adaptacja z Tabeli 1 w Gracia et al. (2020)3.
<img alt="Proporcje białek i lipidów w limfie; trzy wykresy kołowe przedstawiające limfę krezkową, wątrobową i piersiową." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70986/70986fig9.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rysunek 9"> 
Rysunek 9: Skład białkowy i lipidowy limfy krezkowej, wątrobowej i piersiowej. Proporcje zawartości białka i całkowitego lipidu w limfie krezkowej, wątrobowej i piersiowej. Zawartość lipidów obejmuje fosfolipidy (PL), triglicerydy (TG), estry cholesterolu (CE) i wolny cholesterol (FC), wyrażone jako procent masy lipidów w stosunku do całkowitej masy białek i lipidów. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM. Adaptacja z Gracia et al. (2020)3. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70986/70986fig9large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Ten protokół eksperymentalny opisuje model szczura z kanalikiem limfatycznym wątroby, który umożliwia bezpośrednią i ilościową ocenę limfatycznego i naczyniowego drenażu wątroby. Model pozwala na jednoczesne pobieranie limfy wątrobowej i krwi ogólnoustrojowej w celu zbadania transportu, metabolizmu i sygnalizacji odpornościowej wątroby, wspierając badania farmakokinetyki leków i biologii specyficznej dla wątroby.

Kompleksowy model szczura do oceny dróg transportu wątrobowego poprzez jednoczesne pobieranie próbek limfatycznych i krwionośnych

The liver is a central metabolic and immunologic hub that processes nutrients, xenobiotics, and circulating immune mediators. Substances reach the ...

Nasze laboratorium bada rolę układu limfatycznego w chorobach zapalnych i kardiometabolicznych oraz opracowuje strategie dostarczania leków do układu limfatycznego w celu leczenia tych chorób. Ten protokół umożliwia ocenę procesów wątrobowych, w tym metabolizm leków, przepływ składników odżywczych, sygnały odpornościowe i reakcję wątroby w różnych warunkach. Aby rozpocząć, umieść znieczulonego samca szczura Sprague-Dawley o wadze około 250-300 gramów, który został pomyślnie kanulowany przez tętnicę szyjną i żyłę szyjną, w pozycji leżącej na grzbiecie pod mikroskopem chirurgicznym.Wykonaj 4-5 centymetrowy poziomy nacięcie skóry od linii środkowej do prawej flanki, około 1,5-2 centymetry poniżej klatki piersiowej. Odetnij skórę i wykonaj odpowiednie nacięcia w mięśniach skośnych zewnętrznych i wewnętrznych. Kauteryzuj lub związuj większe naczynia krwionośne, które napotkasz podczas zabiegu.Użyj bawełnianych wacików zwilżonych roztworem fizjologicznym, aby przesunąć wątrobę w kierunku przepony, żołądek na lewą stronę, a jelito cienkie w dół. Utrzymuj narządy w stanie uciągu za pomocą gazy nasączonej roztworem fizjologicznym. Zidentyfikuj przewód limfatyczny wątroby biegnący równolegle i nieco bardziej do tyłu od tętnicy wątrobowej, przyśrodkowo do prawej nerki i sąsiadujący z dolną żyłą główną.Użyj większego, nieprzezroczystego lub białego przewodu limfatycznego krezkowego jako punktu odniesienia anatomicznego, aby zidentyfikować przezroczysty i wąski przewód limfatyczny wątroby zlokalizowany bardziej do tyłu. Użyj prostych kleszczy Graefe, aby usunąć tkankę łączną pokrywającą przewód limfatyczny i żyłę główną dolną. Wsuń kleszcze przez łóżko tłuszczowe pod prawą nerką, aby stworzyć tunel pod żyłą główną dolną.Przesuń kleszcze, aż końcówki pojawią się równolegle do przewodu limfatycznego wątroby po przeciwnej stronie żyły głównej dolnej. Użyj kleszczy, aby chwycić zewnętrzny koniec wstępnie przygotowanej kaniuły i wyciągnąć kaniułę przez tunel, aż jej końcówka pojawi się po przeciwnej stronie. Użyj kleszczy Halsted Mosquito Hemostat, aby zgiąć końcówkę igły 25-g do około 90 stopni.Za pomocą wygiętej igły ostrożnie przekłuj przewód limfatyczny wątroby po prawej stronie, najbliżej operatora. Sprawdź kaniułę napełnioną roztworem przeciwkrzepliwym i usuń ewentualne bąbelki powietrza. Wsuń zaostrzony koniec około 2 milimetrów w przewód.Potwierdź przepływ limfy na zewnętrznym końcu kaniuły na poziomie około 100 mikrolitrów na godzinę. Wyreguluj lub ponownie wsuń kaniułę, jeśli nie zaobserwuje się przepływu. Zakorkuj kaniułę na końcu zbierającym, a następnie nałóż niewielką kroplę weterynaryjnego kleju, aby zabezpieczyć miejsce wkłucia.Gdy klej wyschnie, potwierdź przepływ limfy przez przewód. Następnie usuń gazę i przywróć narządy do pierwotnych pozycji. Umieść probówkę z roztworem przeciwkrzepliwym poniżej wylotu kaniuły i upewnij się, że limfa spływa do probówki kroplami.Następnie zamknij ścianę brzucha, szyjąc warstwy mięśnia skośnego wewnętrznego, skośnego zewnętrznego i skóry kolejno. Natychmiast po punkcji przewodu limfatycznego wątroby, rozpocznij rehydratację poprzez wlew sterylnego roztworu fizjologicznego w ilości 1,5-3,0 mililitrów na godzinę przez kaniułę w żyle szyjnej. Monitoruj oddychanie i odruchy podczas utrzymywania znieczulenia przez kołnierz nosowy.Po podaniu terapeutycznej dawki przez kaniułę w żyle szyjnej zbieraj limfę wątrobową ciągle do probówek zawierających roztwór przeciwkrzepliwy. Wymieniaj probówki zbiorcze co godzinę lub w razie potrzeby. Pobierz próbki krwi z tętnicy szyjnej w wyznaczonych punktach czasowych, utrzymując całkowitą objętość poniżej 10% szacowanej objętości krążącej przed pobieraniem próbek końcowych.Ponownie otwórz nacięcie brzuszne, aby odsłonić górną jamę brzuszną, utrzymując głębokie znieczulenie i stabilną oddychanie. Użyj gazy zwilżonej roztworem fizjologicznym, aby delikatnie przesunąć wątrobę w kierunku przepony, żołądek na lewą stronę, a jelito cienkie w dół. Zidentyfikuj tętnicę wątrobową biegnąca równolegle do przewodu limfatycznego wątroby, znajdującą się sąsiadującą z przewodem limfatycznym krezkowym.Uzyskaj kaniułę poliwinilową o średnicy zewnętrznej 0,61 milimetrów i średnicy wewnętrznej 0,28 milimetrów napełnioną roztworem przeciwkrzepliwym i usuń ewentualne bąbelki powietrza. Za pomocą zakrzywionych kleszczy Iris wyizoluj krótki odcinek tętnicy wątrobowa. Umieść szylk 4-0 pod tętnicą.Delikatnie podnieś tętnicę i umieść drugą szylkę w odległości od pierwsz

a-comprehensive-rat-model-for-assessing-hepatic-transport-pathways

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Wszechstronny model na szczurze do oceny dróg transportu wątrobowego poprzez jednoczesne pobieranie próbek z układu limfatycznego i naczyń krwionośnych

Ten film demonstruje technikę kanniulacji krezkowego przewodu chłonnego u szczurów. Metoda ta umożliwia bezpośredni dostęp do całej objętości składników obecnych w płynie limfatycznym.

Kaniulacja krezki limfatycznej w modelu szczura w celu pobrania płynu limfatycznego

Tutaj opisujemy technikę kannuacji krezkowego przewodu chłonnego u szczurów, która umożliwia ilościowe określenie transportu lipidów i leków przez układ limfatyczny po porodzie jelitowym. Technika ta może być dostosowana do oceny stężenia limfy krezkowej i/lub transportu płynu, komórek odpornościowych, peptydów, białek i cząsteczek lipofilowych.

Model szczura kaniulowanego kaniulowanego w krezkowym przewodzie chłonnym: zastosowanie do oceny transportu leków limfatycznych w jelitach

Wirusoterapie onkolityczne są w trakcie opracowywania jako nowe terapie w leczeniu raka wątrobowokomórkowego (HCC).  W tym artykule opisano metodę lokoregionalnej terapii HCC poprzez wątrobowe podawanie wirusa onkolitycznego do tętnic.

Przeztętnicze podawanie wirusów onkolitycznych w lokoregionalnej terapii ortotopowego HCC u szczurów

Recellularna macierz zewnątrzkomórkowa zdecelularizowanej wątroby szczura może być używana jako humanizowany, trójwymiarowy model ex vivo do badania dystrybucji i ekspresji transgenu wirusa lub wektora wirusowego.

Badanie wektorów wirusowych w trójwymiarowym modelu wątroby wypełnionym ludzką linią komórkową raka wątrobowokomórkowego HepG2

Unikalny model zacisku wnękowego wątroby szczura został opracowany do badania wpływu cząsteczek farmakologicznych na łagodzenie uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego. Model ten obejmuje bezpośrednią kaniulację dopływu wrotnego do niedokrwionego segmentu wątroby przez odgałęzienie żyły wrotnej, co pozwala na bezpośrednie dostarczenie wątrobowe.

Metoda bezpośredniego segmentalnego dostarczania dowątrobowego przy użyciu modelu klamry Hilar wątroby szczura

Wywołanie szybkiego przerostu wątroby za pomocą Kojarzenia Partycji Wątroby i Podwiązania Żyły Wrotnej dla etapowej hepatektomii (ALPPS) zostało zaproponowane do resekcji granicznych resekcyjnych guzów wątroby. Model ten może wyjaśnić mechanizmy związane z szybką hipertrofią i umożliwia testowanie leków, które promują lub blokują przyspieszenie regeneracji.

Szczurzy model skojarzenia partycji wątroby i podwiązania żyły wrotnej do etapowej procedury hepatektomii (ALPPS)

Tutaj opisujemy szczegółowy protokół inwazyjnych pomiarów parametrów hemodynamicznych, w tym ciśnienia wrotnego, splanchnicznego przepływu krwi i hemodynamiki ogólnoustrojowej, aby scharakteryzować zespół nadciśnienia wrotnego u szczurów.

Inwazyjna charakterystyka hemodynamiczna zespołu wrotno-nadciśnieniowego u szczurów z marskością wątroby

Ultraszybkie ultrasonografie dopplerowskie (UFUS) o wysokiej rozdzielczości przestrzennej (100 μm) i czułości stanowi odpowiednią nieinwazyjną metodę obrazowania w celu uzyskania kompleksowego jakościowego przeglądu naczyń wątrobowych. UFUS ułatwia również ilościowe pomiary mikrokrążenia, mając na celu pogłębienie naszej wiedzy na temat mechanizmów chorób naczyniowych.

Obrazowanie i kwantyfikacja unaczynienia wątroby myszy za pomocą ultraszybkich ultradźwięków dopplerowskich

Ten eksperymentalny protokół demonstruje głęboki model szczura z kaniulowaniem przewodów wędrowych szyjnych, który umożliwia bezpośrednią i ilościową ocenę drenażu limfatycznego z okolic głowy. Model umożliwia szczegółową analizę substancji rozpuszczonych pochodzących z ośrodkowego układu nerwowego (OUN), populacji komórek odpornościowych oraz dystrybucję i oczyszczanie terapii ukierunkowanych na OUN.

Model szczura z kanulacją przewodu limfatycznego szyjnego do oceny transportu limfatycznego z głowy i mózgu

Wysiłek fizyczny może indukować apoptozę w komórkach odpornościowych. Istnieją różne ograniczenia pomiarowe, szczególnie w odniesieniu do czasu wymaganego na izolację i przygotowanie próbki krwi przed przeprowadzeniem oceny. Przedstawiono szybką i małoinwazyjną procedurę analizy apoptozy limfocytów indukowanej wysiłkiem fizycznym.

Metodyka pobierania krwi z palca w celu oznaczenia apoptozy limfocytów indukowanej wysiłkiem fizycznym

Poznaj model chirurgiczny szczura do jednoczesnego pobierania limfy wątrobowej i krwi tętniczej oraz żylnej. Ta metoda umożliwia ocenę transportu, metabolizmu i klirensu substancji w wątrobie.

Kompleksowy model szczura do oceny wątrobowych szlaków transportowych poprzez jednoczesne pobieranie próbek limfatycznych i krwionośnych (Wideo) | JoVE Journal

Kompleksowy model szczura do oceny dróg transportu wątrobowego poprzez jednoczesne pobieranie próbek limfatycznych i krwionośnych

Przeglądaj więcej filmów