Name: Izolacja i Walidacja Podpopulacji Komórek Macierzystych Mezenchymalnych Pozytywnych na Podoplaniny za Pomocą Pośredniej Strategii Używającej Magnesycznych Cząstek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-06-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Poznaj metodę izolacji podpopulacji komórek macierzystych mezenchymalnych pozytywnych na podoplaninę przy użyciu magnetycznych cząstek. Protokół zapewnia wysoką czystość i zachowanie aktywności metabolicznej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy wyrazić naszą wdzięczność Profesorowi Bian Limowi i Profesorowi Zhang Kunyu z Wydziału Nauk i Inżynierii Biomedycznych, Międzynarodowego Kampusu, Południowego Uniwersytetu Nauki i Techniki w Chinach, za zapewnienie platformy eksperymentalnej i wskazówek. Praca ta była wspierana przez Chińską Fundację Nauki Postdoktoralnej (2023M734022), Fundację Badań Podstawowych i Stosowanej Badań Podstawowych GuangDong (2023A1515111162) oraz Narodową Fundację Nauki Przyrodniczej Chin (82502983).

Pozyskiwane komórki MSC pochodzenia ludzkiego z rdzenia kostnego były dostępne w sprzedaży komercyjnej (zobacz Tabela Materiałów). Dostawca potwierdził tożsamość MSC przez dodatnie występowanie CD73, CD90 i CD105; ujemne występowanie CD34, CD45 i HLA-DR; oraz potencjał różnicowania się w trzech liniach. Komórki były rozmnażane w hodowli i używane na przedziale przepływów 3–5. Wszystkie prace z komórkami pochodzenia ludzkiego były wykonywane w klasie II biosafety cabinet w sterylnych warunkach. Ponieważ komórki były pozyskane komercyjnie i nie były bezpośrednio rekrutowane ani pobrane od osób, nie wymagano bezpośredniej aprobaty IRB.
1. Przygotowanie zawiesiny pojedynczych komórek
UWAGA: Jakość zawiesiny pojedynczych komórek ma bezpośredni wpływ na wydajność sortowania. Upewnij się, że komórki są dobrze rozproszone, wysoce żywotne i wolne od skupień. Widoczne skupienia powinny być rozproszone przez wielokrotne łagodne pipetowanie, aż skupienia już nie będą widoczne.
<ol>
	<li>Wybierz MSC (przedziały przepływów 3–5), które osiągnęły 80–90% konfluencji. Odłóż medium kulturowe.</li>
	<li>Przepłucz komórki 2 razy po 10 mL przegrzanego PBS. Lekkie potrząśnij naczyniem i odłóż PBS.</li>
	<li>Dodaj 2 mL 0,25% Trypsyny-EDTA i inkubatoruj w 37 °C przez 3–5 min. Obserwuj komórki pod mikroskopem, aż zaokrąglą się i zaczynają się odczepiać.</li>
	<li>Dodaj 4 mL medium kulturowego zawierającego 16,5% FBS (zobacz Tabela Materiałów), aby zneutralizować trypsynę. Lekkie pipetowanie komórek, aby zapewnić całkowite oderwanie. Przenieś zawiesinę komórek do 15 mL rurkę do wirowania. 
	UWAGA: Sprawdź pod mikroskopem, aby potwierdzić, że wszystkie komórki zostały zebrane.</li>
	<li>Wiruj przez 300 xg przez 3 min i odłóż nadstan.</li>
	<li>Zawieś ponownie pellet komórek w 1 mL Buforu (zobacz Tabela Materiałów). Przejdź do liczenia komórek.</li>
</ol>
2. Liczenie komórek i regulacja stężenia
UWAGA: Jeśli łączna liczba komórek jest mniejsza niż 1 x 107, nadal dodaj przeciwciała i reaktywów magnetycznych na podstawie standardowej objętości dla 1 x 107 komórek, aby zapewnić wydajność oznaczania.
<ol>
	<li>Wiruj zawiesinę komórek ponownie przez 300 xg przez 3 min i odłóż nadstan.</li>
	<li>Zawieś komórki w Buforze, aby osiągnąć gęstość 1 x 108 komórek/mL. 
	UWAGA: Na przykład, aby przetworzyć 1 x 107 komórek, zawieś pellet w 100 μL buforu.</li>
	<li>Przenieś zawiesinę komórek do 5 mL rurkę z dnem zaokrąglonym z polistyrenu.</li>
</ol>
3. Oznakowanie przeciwciałami
<ol>
	<li>Dodaj 10 μL Blokującego Fc gamma RII (zobacz Tabela Materiałów) na 1 x 107 komórek. Lekkie mieszanie i inkubacja w temperaturze pokojowej przez 10 min.</li>
	<li>Dodaj 5 μL PE-konjugowanego przeciwciała przeciwko ludzkiemu PDPN (zobacz Tabela Materiałów) na 1 x 107 komórek, zgodnie z zaleceniami producenta dotyczącymi stężenia. Lekkie mieszanie i inkubacja w temperaturze pokojowej przez 15–20 min, chronione przed światłem. 
	UWAGA: Objętość przeciwciała powinna być dostosowana zgodnie z kartą danych konkretnego przeciwciała cytometrii przepływowej, ponieważ stężenia mogą się różnić między produktami.</li>
</ol>
4. Oznakowanie kulkami magnetycznymi
UWAGA: Przed użyciem wszystkie reagenty powinny być trzymane na lodzie i natychmiast zwrócone na lód po każdym dodaniu, aby zachować aktywność i spójność.
<ol>
	<li>Dodaj 10 μL Koktajlu Selekcyjnego na 1 x 107 komórek (zobacz Tabela Materiałów). Lekkie mieszanie i inkubacja w temperaturze pokojowej przez 15 min.</li>
	<li>Dodaj 5 μL kulek magnetycznych na 1 x 107 komórek (zobacz Tabela Materiałów). Lekkie mieszanie i inkubacja w temperaturze pokojowej przez 10 min. 
	UWAGA: Silnie wstrząśnij fiolkę z kulkami magnetycznymi przez 30 s przed użyciem, aby zapewnić równomierne rozproszenie.</li>
</ol>
5. Separacja magnetyczna
<ol>
	<li>Umieść rurkę z 5 mL polistyrenowym dnem zaokrąglonym zawierającą próbkę oznakowaną komórką w stojaku do separacji magnetycznej (zobacz Tabela Materiałów).</li>
	<li>Dodaj bufor do rurki, aby uzyskać łączną objętość 2,5–3 mL. Inkubacja przez 5 min w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Przeprowadź separację: Trzymaj magnes i rurkę razem jako jedną jednostkę, odwróć je, aby wylać nadstan do nowej rurki do zbioru. Ta odzyskana frakcja zawiera komórki PDPN-negatywne; trzymaj

Autorzy nie mają konfliktów interesów do zadeklarowania.

W niniejszym badaniu opracowałeśmy protokół oparty na magnetycznych kulkach do izolowywania komórek PDPN+ z komórek mezenchymalnych pochodzenia rdzennego. Podejście to umożliwia efektywne wzbogacanie subpopulacji PDPN-dodatnich przy zachowaniu proliferacji/aktywności metabolicznej opartej na CCK-8 w badanych warunkach.
W porównaniu z konwencjonalnymi metodami bezpośredniego immunomagnetycznego sortowania, największą zaletą tej strategii jest jej wszechstronność. Tradycyjne podejścia wymagają o...

W dziedzinie ortopedii urazy, takie jak uszkodzenie chrząstki i zmiany w strefie bezkręgowca (strefa biała) łąkotki, często prowadzą do nieodwracalnej destrukcji stawu i utraty jego funkcji, ostatecznie prowadząc do artrozy. Jest to w dużej mierze spowodowane słabymi zdolnościami regeneracyjnymi tych tkanek, które wynikają z braku bezpośredniego unaczynienia krążenia krwi i limfy, a także obecności wysoce zróżnicowanych komórek o ograniczonych zdolnościach do proliferacji i migracji1,2,3,4. Aby zapanować nad tym wyzwaniem, zbadano różne strategiczne podejścia kliniczne, w tym stosowanie egzosomów5,6, autologiczna lub allogeniczna transplantacja chondrocytów7,8 oraz podejścia inżynierii tkankowej9,10,11,12. W ostatnich latach komórki macierzyste mezenchymalne (MSC) stały się obiecującym źródłem komórek dla regeneracyjnej naprawy, dzięki ich potencjałowi wielokierunkowego różnicowania i właściwościom immunomodulującym, oferując nowe nadzieje dla regeneracji chrząstki13,14,15,16.
Mimo swojego terapeutycznego potencjału, MSC wykazują znaczną heterogeniczność. Nawet w obrębie pojedynczego źródła tkankowego, takiego jak szpik kostny czy pępowina, odrębne subpopulacje MSC mogą wykazywać znaczne różnice w zdolnościach proliferacyjnych, potencjale wielokierunkowego różnicowania (szczególnie różnicowania chondrogenicznego) oraz funkcji regeneracyjnych in vivo17,18,19. Dlatego dokładna identyfikacja i izolacja funkcjonalnie zdefiniowanych subpopulacji MSC—takich jak te o zwiększonej zdolności chondrogenicznej—jest istotna dla poszerzenia naszego rozumienia ich biologicznych właściwości i poprawy skuteczności naprawy chrząstki. Stanowi to krytyczny krok w naszych badaniach.
W miarę postępu badań, coraz więcej nowych białek membranowych zostało zidentyfikowanych jako markery funkcjonalnie odrębnych subpopulacji MSC. Jednak przełożenie tych odkryć na skuteczne strategie sortowania komórek pozostaje technicznie trudne. Konwencjonalne sortowanie komórek oparte na aktywacji fluorescencji (FACS), choć potężne, wymaga specjalistycznego sprzętu i znajomości technik, co ogranicza dostępność w wielu laboratoriach. Z drugiej strony, sortowanie immunomagnetyczne komórek—choć częściej stosowane—jest ograniczone przez ograniczoną dostępność komercyjnych reagentów, które są przede wszystkim zaprojektowane dla kilku dobrze uznanych celów membranowych. W konsekwencji, dla wielu nowo odkrytych markerów o potencjalnym znaczeniu biologicznym, nie ma komercyjnie dostępnych magnetycznych perełek, co utrudnia specyficzne wzbogacanie tych cennych subpopulacji MSC.
Aby pokonać tę ograniczność, niniejsze badanie ma na celu ustanowienie i standaryzację elastycznego, niedrogiego i efektywnego protokołu pozytywnej selekcji komórek. Podejście to opiera się na pośrednim sprzęganiu komercyjnie dostępnych przeciwciał sprzężonych z fykoerytryną (PE) z immunomagnetycznymi perłami przeciwko PE. Poprzednie raporty wykazały, że MSC dodatnie na podopłaninę (PDPN+) posiadają lepsze utrzymanie właściwości macierzystych i zdolności różnicowania w porównaniu z ich odpowiednikami PDPN-20. Ponadto, zaangażowanie PDPN+ MSC w regeneracji chrząstki i progresję osteoartrozę (OA) zostało udokumentowane w literaturze21,22. Wykorzystując podopłaninę (PDPN)—niedawno zidentyfikowany kandydat do markera funkcjonalnych subpopulacji MSC—jako modelowy cel, przeprowadziliśmy sortowanie komórek dodatnich na PDPN z pochodzących z szpiku kostnego MSC. Przedstawiamy szczegółowy, krokowy protokół obejmujący przygotowanie pojedynczej suspensji komórkowej, oznaczanie przeciwciałami i perłami magnetycznymi oraz separację magnetyczną. Ponadto oceniamy wydajność, dodatniość PDPN po sortowaniu i proliferację/aktywność metaboliczną opartą na CCK-8 posortowanych komórek. Standaryzując ten protokół, dążymy do zapewnienia badaczom wszechstronnej, dostępnej metody izolacji subpopulacji docelowych komórek za pomocą zgodnych przeciwciał przeciwko dostępnym markerom powierzchni komórkowych, ułatwiając w ten sposób fundamentalne badania nad komórkami macierzystymi i przyszłe zastosowania translacyjne w medycynie regeneracyjnej.

<table><tbody><tr><td>7-AAD Cell Viability Assay Kit</td><td>KeyGEN</td><td>KGD1202-50</td><td></td></tr><tr><td>Anti-human CD32 Blocker (Fc gamma RII Blocker)</td><td>STEMCELL Technologies</td><td>18520</td><td></td></tr><tr><td>Buffer</td><td>STEMCELL Technologies</td><td>20104</td><td>Bufor</td></tr><tr><td>CCK-8</td><td>Meilunbio</td><td>MA0218-5</td><td></td></tr><tr><td>Dextran Magnetic Particles</td><td>STEMCELL Technologies</td><td>50100</td><td>Magnetyczne cząstki</td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>Gibco</td><td>16050-122</td><td></td></tr><tr><td>Magnet</td><td>STEMCELL Technologies</td><td>18000</td><td>Stojak do separacji magnetycznej</td></tr><tr><td>MEM Alpha Medium</td><td>Gibco</td><td>C12571500BT</td><td>MEM Alpha Medium (82,5%) + FBS (16,5%) + Penicylina-Streptomycyna (1,0%)</td></tr><tr><td>MSCs</td><td>KeyGEN</td><td>KGG5575-1</td><td>Ludzkie komórki macierzyste mezenchymalne pochodzenia szpiku kostnego</td></tr><tr><td>PE-conjugated Anti-Human PDPN Antibody</td><td>ABclonal</td><td>A26770</td><td>PDPN-PE</td></tr><tr><td>PE Selection Cocktail</td><td>STEMCELL Technologies</td><td>18151</td><td>Koktajl do selekcji</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Gibco</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Gibco</td><td>25200-072</td><td></td></tr></tbody></table>

izolacja i walidacja podpopulacji komórek macierzystych mezenchymalnych pozytywnych na podoplaniny za pomocą pośredniej strategii używającej magnesycznych cząstek

Isolation and Validation of Podoplanin-positive Mesenchymal Stem Cell Subpopulations Using an Indirect Magnetic Bead Strategy

Badanie różnorodności funkcjonalnej w komórkach mezenchymalnych opiera się na skutecznym izolowaniu określonych subpopulacji (np. komórek pozytywnych na podoplaninę (PDPN)). Jednak dla większości dostępnych komercyjnych cząstek magnetycznych do sortowania, dostępne są ograniczone bezpośrednie markery białek membranowych. Aby temu zaradzić, nasze laboratorium opracowało i przetestowało standaryzowany protokół sortowania cząstek magnetycznych oparty na zasadzie pośredniego łączenia "fluoroforem (PE) oznaczonych przeciwciał do cytometrii przepływowej/przeciwciał anty-PE do cząstek magnetycznych." Wykorzystując komórki PDPN-pozytywne jako modelową populację docelową, ten protokół wzbogaca frakcję docelową komórek bez konieczności korzystania z drogich sorterów do cytometrii przepływowej.
Badacze mogą używać zgodnych przeciwciał do cytometrii przepływowej oznaczonych fluoroforem PE, które celowają w dostępne białka powierzchni komórkowych, i łączyć je z dostępnymi komercyjnie przeciwciałami anty-PE, aby utworzyć proces sortowania dla wybranych celów po optymalizacji specyficznej dla celu. Takie podejście pozwala uniknąć długich czasów realizacji i wysokich kosztów związanych z dostosowywaniem lub zamawianiem specyficznych dla celu cząstek magnetycznych dla każdego nowego celu, co sprawia, że jest to szczególnie odpowiednie dla rzadkich lub słabo przebadanych markerów powierzchniowych. W przetestowanym tutaj systemie modelowym PDPN, protokół umożliwił wzbogacenie subpopulacji docelowej o wysokie pozytywne PDPN po posortowaniu oraz zachowanie proliferacji/aktywności metabolicznej opartej na CCK-8 w porównaniu z nieposortowanymi MSC.

Ogólna zasada i przebieg eksperymentu przedstawiono na Rysunku 1. Wszystkie kolejne dane eksperymentalne są oparte na komórkach przejścia 5. Po separacji magnetycznej, uzyskane komórki PDPN+ były kultywowane przez 24–48 h. Po wymianie pożywki kulturalnej w celu usunięcia nieadherentnych komórek i potencjalnych pozostałych kulek magnetycznych (Rysunek 2A), oceniliśmy efektywność sortowania i wydajność komórek. Rozpoczynając od początkowej populacji<str...

Ten protokół opisuje metodę sortowania opartą na magnesowych kulkach z wykorzystaniem przeciwciał cytometrii przepływowej oznaczonych fykoerytryną (PE) i przeciwciał anty-PE w celu izolacji określonych subpopulacji komórek macierzystych mezenchymalnych o wysokiej dodatniości markera posortowania i zachowanej proliferacji/aktywności metabolicznej opartej na CCK-8 w badanych warunkach, bez konieczności stosowania drogich sorterów komórkowych lub specyficznych dla celu niestandardowych kulek.

Izolacja i Walidacja Podpopulacji Komórek Macierzystych Mezenchymalnych Pozytywnych na Podoplaniny za Pomocą Pośredniej Strategii Używającej Magnesycznych Cząstek

The study of functional heterogeneity in mesenchymal stem cells relies on the efficient isolation of specific subpopulations (e.g., podoplanin ...

Nasze badania koncentrowały się na izolowaniu określonego podzbioru komórek macierzystych mezenchymalnych dla opłacalnego zmiękczania magnetycznych perełek o wysokiej czystości i czytelności. Ten protokół może być stosowany do dowolnego białka błonowego przy użyciu standardowych przeciwciał sprzężonych z PE. Aby rozpocząć, zbierz wymagane reagenty.Wybierz komórki macierzyste mezenchymalne, lub MSC, z przelewów od trzech do pięciu, które osiągnęły 80 do 90%konfluencji. Wymieć środowisko kulturowe. Wypłucz komórki dwa razy z 10 mililitrami podgrzanego PBS.Delikatnie kołysz naczynie i wymieć PBS. Dodaj dwa mililitry 0,25%trypsyny-EDTA i inkubować w 37 stopniach Celsjusza przez trzy do pięciu minut. Pod mikroskopem obserwuj komórki, aż się zaokrąglą i zaczną się odczepiać.Dodaj cztery mililitry środowiska kulturowego zawierającego 16,5%FBS, aby zneutralizować trypsynę. Delikatnie pipetuj komórki, aby zapewnić całkowite oderwanie i przenieś zawiesinę komórek do 15-mililitrowej epruwetki do wirowania. Wiruj zawiesinę komórek przy 300 g przez trzy minuty i wymieć nadstan.Ponownie zawieś pellet komórek w jednym mililitru buforu. Policz komórki, aby określić całkowitą liczbę komórek. Wiruj i wymiej nadstan jak wcześniej pokazano.Ponownie zawieś komórki z buforem, aby osiągnąć gęstość 100 milionów komórek na mililitr. Przenieś zawiesinę komórek do pięciomililitrowej polistyrenowej epruwetki z zaokrąglonym dnem. Dodaj 10 mikrolitrów blokera Fc gamma RII na 10 milionów komórek.Delikatnie mieszaj i inkubujej w temperaturze pokojowej przez 10 minut. Dodaj pięć mikrolitrów sprzężonego z fykoerytryną lub PE przeciwciała przeciwko ludzkiemu podoplaninowi lub PDPN na 10 milionów komórek. Delikatnie mieszaj i inkubujej w temperaturze pokojowej przez 15 do 20 minut, chroniąc przed światłem.Dodaj 10 mikrolitrów koktajlu selekcyjnego na 10 milionów komórek. Delikatnie mieszaj i inkubujej w temperaturze pokojowej przez 15 minut. Użyj mieszadła wirtualnego, aby energicznie mieszać fiolkę z perłami magnetycznymi przez 30 sekund.Dodaj pięć mikrolitrów perełek magnetycznych na 10 milionów komórek. Delikatnie mieszaj i inkubujej w temperaturze pokojowej przez 10 minut. Umieść pięciomililitorową polistyrenową epruwetkę z zaokrąglonym dnem zawierającą oznakowane próbki komórek w stojaku do separacji magnetycznej.Dodaj bufor do epruwetki, aby uzyskać całkowity objętość 2,5 do trzech mililitrów. I inkubujej w temperaturze pokojowej przez pięć minut. Trzymając magnes i epruwetkę razem jako jedną jednostkę, odwróć je, aby wylać nadstan do nowej epruwetki do zbierania.Umieść zebraną frakcję komórek PDPN ujemnych na lodzie. Powtórz procedurę separacji magnetycznej trzy razy jak wcześniej pokazano, wylewając nadstan do tej samej epruwetki do zbierania frakcji PDPN ujemnych po każdej separacji. Po ostatnim płukaniu, usuń epruwetkę zawierającą magnetycznie związaną frakcję komórek PDPN dodatnich ze stojaka do separacji magnetycznej.Dodaj trzy mililitry buforu, aby ponownie zawieś dodatnie komórki. Przenieś zawiesinę dodatnich komórek do świeżo oznakowanej epruwetki. Policz komórki z dodatnich i ujemnych epruwetek.Zapisz wydajność komórek dla każdej frakcji. Wiruj zawiesinę dodatnich komórek przy 300 g przez trzy minuty i wymiej nadstan. Ponownie zawieś pellet komórek w środowisku kulturowym MEM alpha zawierającym 16,5%FBS.Dostosuj gęstość komórek według potrzeb i wysiej komórki do płytek kulturowych lub kolb. Inkubowaj komórki w 37 stopniach Celsjusza w inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla. Po zliczeniu komórek, wysiej je na 100-milimetrowej płytce kulturowej w gęstości trzech milionów komórek na płytkę w 12 mililitrach środowiska kulturowego.24 godziny po wysiewie, obserwuj przyleganie komórek. Wymień środowisko kulturowe na świeże, aby usunąć pozostałe perły magnetyczne i komórki nieprzylegające. Zbierz komórki przez trypsynizację.Delikatnie pipetuj zawiesinę komórek w górę i w dół 10 do 15 razy, aby oderwać i usunąć perły magnetyczne i pozostałości przeciwciał. Oceń procent komórek PDPN PE-dodatnich za pomocą cytometrii przepływowej. Zbieraj komórki podczas fazy wzrostu logarytmicznego.Wysiej komórki do płytki 96-dołkowej. W różnych punktach czasowych, dodaj zestaw do liczenia komórek Kit-8m lub CCK-8, reagent i zmierz absorpcję zgodnie z instrukcjami producenta. Tabulując dane przed sortowaniem i po sortowaniu dla różnych punktów czasowych w oprogramowaniu GraphPad Prism, a następnie kliknij na dane, aby wykreślić krzywą proliferacji.Po blokowaniu receptorów FC, oznakowaniu przeciwciał i separacji magnetycznej, końcowa liczba komórek wynosiła około 3,5 miliona komórek dla frakcji PDPN dodatnich i 6,4 miliona komórek dla frakcji PDPN ujemnych. Przed sortowaniem magnetycznym, częstotliwość komórek PDPN dodatnich w początkowej populacji komórek wynosiła 38,7% Po sortowaniu, frakcja dodatnia zawierała 97,

isolation-validation-podoplanin-positive-mesenchymal-stem-cell

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) szczura wyizolowano z kości udowych i piszczeli, a następnie wzbogacono za pomocą magnetycznej separacji komórek. Ekspresję markerów powierzchniowych w posortowanych komórkach potwierdzono metodą cytometrii przepływowej. Komórki te hodowano również w gęstości klonalnej w celu utworzenia pojedynczych kolonii, które następnie oddzielono za pomocą cylindrów do klonowania.

Izolacja i namnażanie mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) szczura oraz separacja MSC pochodzących z pojedynczych kolonii

Opisano metodę analizy rozkładu progenitorów krwiotwórczych szpiku kostnego w cytometrii przepływowej, a także efektywnej izolacji wysoko oczyszczonych komórek macierzystych krwiotwórczych (HSCs). Procedura izolacji opiera się przede wszystkim na magnetycznym wzbogaceniu komórek c-Kit+ oraz sortowaniu komórek w celu oczyszczenia HSCs do badań komórkowych i molekularnych.

Analiza fenotypowa i izolacja mysich hematopoetycznych komórek macierzystych oraz progenitorów zadeklarowanych do określonej linii

Ten artykuł opisuje przygotowanie świeżo uzyskanej tkanki czerniaka do pierwotnych hodowli komórkowych oraz sposób usuwania zanieczyszczeń erytrocytów i fibroblastów z komórek nowotworowych. Na koniec opisujemy, w jaki sposób domniemane komórki macierzyste czerniaka CD133 + są sortowane od masy CD133 za pomocą sortowania komórek aktywowanych magnetycznie (MACS).

Hodowla komórkowa pochodząca od pacjenta i izolacja domniemanych komórek macierzystych raka CD133+ z czerniaka

Właściwości immunomodulacyjne ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) wydają się coraz bardziej istotne dla zastosowań klinicznych. Korzystając z systemu kohodowli MSC i leukocytów krwi obwodowej wstępnie wybarwionych estrem sukcynimidylu barwnika fluorescencyjnego karboksyfluoresceiny sukcynimidylu (CFSE), opisano ocenę in vitro immunomodulacji MSC na proliferację leukocytów efektorowych i określone subpopulacje.

Ocena właściwości immunomodulacyjnych ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC)

Ludzka tkanka serca zawiera multipotencjalne okołonaczyniowe populacje komórek prekursorowych, które mogą być odpowiednie do regeneracji mięśnia sercowego. Opisana technika pozwala na jednoczesną izolację i oczyszczenie dwóch multipotencjalnych populacji komórek zrębu związanych z natywnymi naczyniami krwionośnymi, tj. perycytów CD146+CD34- i komórek przybyszowych CD34+CD146-, z ludzkiego mięśnia sercowego.

Izolacja okołonaczyniowych multipotencjalnych populacji komórek prekursorowych z ludzkiej tkanki serca

Ten artykuł przedstawia prosty i ekonomiczny protokół prostej izolacji i oczyszczania mezenchymalnych komórek macierzystych z płynu maziowego białego królika z Nowej Zelandii.

Strategie sortowania komórek aktywowanych magnetycznie w celu izolacji i oczyszczenia mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących z płynu maziowego z modelu królika

Ten protokół ilustruje bezpieczną i skuteczną procedurę modyfikacji krwiotwórczych komórek macierzystych CD133+. Zaprezentowane niewirusowe, oparte na polipleksie magnetycznym podejście może stanowić podstawę do optymalizacji efektów terapeutycznych komórek macierzystych, a także do monitorowania podawanego produktu komórkowego za pomocą rezonansu magnetycznego.

Protokół transferu mikroRNA do dorosłych hematopoetycznych komórek macierzystych pochodzących ze szpiku kostnego w celu umożliwienia inżynierii komórkowej w połączeniu z celowaniem magnetycznym

Pokazujemy, jak zidentyfikować i wyizolować 6 podzbiorów komórek progenitorowych szpiku myszy za pomocą kombinacji sortowania magnetycznego i fluorescencyjnego (MACS i FACS). Protokół ten może być stosowany do testów hodowli in vitro (hodowle metylocelulozy lub płynów), eksperymentów z transferem adoptywnym in vivo oraz analiz RNA/białka.

Identyfikacja i izolacja oligopotencjalnych i zaangażowanych w linię przodków szpiku szpiku

Ten protokół opisuje zastosowanie aktywowanego fluorescencją sortowania komórek ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych przy użyciu metody sortowania pojedynczych komórek. W szczególności zastosowanie sortowania pojedynczych komórek może osiągnąć 99% czystość komórek immunofenotypowanych z niejednorodnej populacji w połączeniu z podejściem opartym na wieloparametrycznej cytometrii przepływowej.

Sortowanie jednokomórkowe immunofenotypowanych mezenchymalnych komórek macierzystych z ludzkich złuszczonych zębów mlecznych

To badanie ustaliło stabilną i efektywną metodę izolacji, hodowli i funkcjonalnego określania komórek macierzystych CD34+ rezydujących w ścianie naczyń krwionośnych (CD34+ VW-SCs). Ta łatwa do naśladowania i efektywna czasowo metoda izolacji może być wykorzystana przez innych badaczy do badania potencjalnych mechanizmów związanych z chorobami sercowo-naczyniowymi.

Izolacja immunomagnetyczna komórek macierzystych CD34 + rezydujących w ścianie naczyń krwionośnych od myszy

Poznaj metodę izolacji podpopulacji komórek macierzystych mezenchymalnych pozytywnych na podoplaninę przy użyciu magnetycznych cząstek. Protokół zapewnia wysoką czystość i zachowanie aktywności metabolicznej.

Izolacja i Walidacja Podpopulacji Komórek Macierzystych Mezenchymalnych Pozytywnych na Podoplaniny za Pomocą Pośredniej Strategii Używającej Magnesycznych Cząstek (Wideo) | JoVE Journal

Izolacja i Walidacja Podpopulacji Komórek Macierzystych Mezenchymalnych Pozytywnych na Podoplaniny za Pomocą Pośredniej Strategii Używającej Magnesycznych Cząstek

Przeglądaj więcej filmów