Name: Określanie wskaźnika śmiertelności embrionalnej u Caenorhabditis elegans (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-06-12T15:15:00.000+00:00
Duration: 11 min 35 s
Description: Poznaj prosty, niskokosztowy test do określania wskaźnika śmiertelności embrionalnej u Caenorhabditis elegans bez specjalistycznego sprzętu. Ta metoda umożliwia dokładną ocenę defektów rozwojowych wywołanych czynnikami genetycznymi lub środowiskowymi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Wszystkie szczepy dostarczył CGC, który jest finansowany przez NIH Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440). Rysunek 1 został stworzony za pomocą BioRender.com. Ta praca była wspierana przez grant Narodowych Instytutów Zdrowia R35GM162174.

1. C. elegans utrzymanie
UWAGA: Szczegółowe wytyczne dotyczące hodowli C. elegans można znaleźć w WormBook11.
<ol>
	<li>Przygotuj płytki z pożywką Nematode Growth Medium (NGM) do utrzymania.
	<ol>
		<li>Aby przygotować 1 L NGM, połącz 3 g NaCl, 2,5 g peptonu bakteriologicznego i 17 g agaru w butelce na 2 L. Dodaj 975 mL wody destylowanej i sztywnik mieszający, następnie autoklawuj przez 20 min w 121 °C.</li>
		<li>Pozwól pożywce ostygnąć do 55 °C w kąpieli wodnej. Umieść butelkę na płycie mieszającej i, stosując technikę aseptyczną, dodaj 25 mL 1 M buforu fosforanowego potasu i 1 mL z każdego z następujących: 1 M MgSO4, 1 M CaCl2 oraz 5 mg/mL cholesterolu. Wylej około 25 mL do każdej 100 mm płytki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj kultury E. coli OP50 na noc.
	<ol>
		<li>Stosując technikę aseptyczną, napełnij kolbę Erlenmeyera o pojemności 1 L do jednej piątej objętości (200 mL) pożywką LB. Zakaż środowisko pojedynczą kolonią E. coli OP50 za pomocą sterylnej pętli inokulatora. Inkubuj na noc w 37 °C na mieszadle orbitalnym z prędkością 200 rpm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zasiej płytki NGM do utrzymania E. coli OP50 (Rysunek 1A).
	<ol>
		<li>Przenieś kulturę E. coli OP50 do sterylnych butelek do wirówki i wiruj przez 30 min przy 3500 x g w temperaturze pokojowej. Zawiesz osiadłość bakteryjną w jednej dwudziestej pierwotnego objętości. Użyj 1–1,5 mL skoncentrowanej kultury do zasiewu każdej 100 mm płytki NGM.</li>
		<li>Inkubujej płytki na noc w temperaturze pokojowej, aby bakterie mogły się rozwijać. 
		UWAGA: Te płytki do utrzymania mają wysoką gęstość bakterii, aby wspierać do 4000 robaków na płytkę, co jest pożądane podczas przeprowadzania dużej liczby badań lub pracy z powoli rosnącym szczepem C. elegans. Zasiane płytki do utrzymania można przechowywać w lodówce w 4 °C przez maksymalnie 1 miesiąc.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustaw pierwotną kulturę C. elegans (Rysunek 1A).
	<ol>
		<li>Użyj sterylnej końcówki pipetowej, aby wyciąć mały kawałek agaru zawierający około 1000 robaków z wygłodniałej płytki do utrzymania. Umieść kawałek agaru na zasianej płytce NGM.</li>
		<li>Umieść nową płytkę w plastikowym pojemniku i inkubujej w 20 °C przez 3 dni, aż robaki będą ciężarne i składają jaja. Upewnij się, że warstwa bakterii jest wystarczająca, a populacja robaków nie głoduje. W tym momencie populacja robaków jest gotowa do eksperymentu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie pożywek eksperymentalnych i kultur bakteryjnych
UWAGA: Na tym etapie przejdź do Metody 1, aby przetestować efekt RNAi-mediated gene knockdown, lub Metody 2, aby zbadać suplementy pokarmowe.
<ol>
	<li>Metoda 1: Przygotuj eksperymentalne płytki NGM do RNAi przez karmienie.
	<ol>
		<li>Przygotuj 1 L NGM zgodnie z opisem w kroku 1.1, a następnie, stosując technikę aseptyczną, dodaj 1 mL 1 M IPTG i 1 mL 50 mg/mL ampicyliny. Wylej około 5 mL do każdej 35 mm płytki.</li>
		<li>Zasiej pożądaną liczbę bakterii E. coli HT115 RNAi feeding clones zawierających plazmidy L4440 ukierunkowane na geny C. elegans o zainteresowaniu, razem z kontrolą wektora pustego. Wybierz pojedynczą kolonię za pomocą pętli inokulatora i przenieś ją do 1,5 mL LB zawierającego 50 µg/mL ampicyliny. Inkubuj przez 18 h w 37 °C na mieszadle orbitalnym z prędkością 200 rpm.</li>
		<li>Zasej 35 mm płytki NGM zawierające ampicylinę i IPTG z 100 μL nocnej kultury E. coli HT115, przygotowując dwie repliki techniczne na każdą warunkę. Inkubuj płytki na noc w temperaturze pokojowej, aby umożliwić wzrost bakterii i indukować produkcję dwuniciowego RNA. Przechowuj równą liczbę niezasianych płytek w 4 °C na późniejsze użycie w przenoszeniu jaj.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Metoda 2: Przygotuj eksperymentalne płytki NGM z suplementem pokarmowym lub lekiem.
	<ol>
		<li>Przygotuj 1,5x skoncentrowaną NGM zgodnie z instrukcjami w kroku 1.1, ale dodaj 642 mL wody destylowanej zamiast 975 mL. Trzymaj przygotowaną pożywkę w kąpieli wodnej w 55 °C.</li>
		<li>Przygotuj wodny stok suplemenu o zainteresowaniu w 3x wyższym stężeniu docelowym (na przykład, aby przygotować płyt

<ol>
	<li>Corsi A. K., Wightman B., Chalfie M. A Transparent window into biology: A primer on Caenorhabditis elegans. WormBook Online Rev C Elegans. Biol. 2015; doi/10.1895/wormbook.1.177.1.</li>
	<li>Kwah J. K., Jaramillo-Lambert A. Measuring Embryonic viability and brood size in Caenorhabditis elegans. J Vis Exp. 2023;192:e65064.</li>
	<li>Harlow P. H. et al. The nematode Caenorhabditis elegans. as a tool to predict chemical activity on mammalian development and identify mechanisms influencing toxicological outcome. Sci Rep. 2016;6:22965.</li>
	<li>Wang S. et al. A high-content imaging approach to profile C. elegans. embryonic development. Development. 2019;146(7):dev174029.</li>
	<li>Mendoza A. D., Woodruff T. K., Wignall S. M., O&#8217;Halloran T. V. Zinc availability during germline development impacts embryo viability in Caenorhabditis elegans. Comp Biochem Physiol Toxicol Pharmacol CBP. 2017;191:194&#8211;202.</li>
	<li>Baris Atakan H., Alkanat T., Cornaglia M., Trouillon R., Gijs M. A. M. Automated phenotyping of Caenorhabditis elegans. embryos with a high-throughput-screening microfluidic platform. Microsyst Nanoeng. 2020;6:24.</li>
	<li>Guan G., Zhao Z., Tang C. Delineating the mechanisms and design principles of Caenorhabditis elegans. embryogenesis using in toto high-resolution imaging data and computational modeling. Comput Struct Biotechnol J. 2022;20:5500&#8211;15.</li>
	<li>Zipperlen P., Fraser A. G., Kamath R. S., Martinez-Campos M., Ahringer J. Roles for 147 embryonic lethal genes on C. elegans. chromosome I identified by RNA interference and video microscopy. EMBO J. 2001;20(15):3984&#8211;92.</li>
	<li>Kamath R. S. et al. Systematic functional analysis of the Caenorhabditis elegans. genome using RNAi. Nature. 2003;421(6920):231&#8211;7.</li>
	<li>Bergwell M. et al. A primary microcephaly-associated sas-6 mutation perturbs centrosome duplication, dendrite morphogenesis, and ciliogenesis in Caenorhabditis elegans. Genetics. 2023;224(4):iyad105.</li>
	<li>Stiernagle T. Maintenance of C. elegans. WormBook Online Rev C Elegans. Biol. 2006;1&#8211;1.</li>
	<li>S&#246;nnichsen B. et al. Full-genome RNAi profiling of early embryogenesis in Caenorhabditis elegans. Nature. 2005;434(7032):462&#8211;9.</li>
	<li>Bolker, B. M. Ecological models and data in R. Princeton University Press. Princeton, NJ (2008); ISBN9780691125220.</li>
	<li>Sulston J. E., Schierenberg E., White J. G., Thomson J. N. The embryonic cell lineage of the nematode Caenorhabditis elegans. Dev Biol. 1983;100(1):64&#8211;119.</li>
	<li>Giunti S., Blanco M. G., De Rosa M. J., Rayes D. The ketone body &#946;-hydroxybutyrate ameliorates neurodevelopmental deficits in the GABAergic system of daf-18/PTEN Caenorhabditis elegans. mutants. eLife. 2024;13:RP94520.</li>
	<li>Choi B., Kang J., Park Y. S., Lee J., Cho N. J. A possible role for FRM-1, a C. elegans. FERM family protein, in embryonic development. Mol Cells. 2011;31(5):455&#8211;9.</li>
	<li>Wong A., Boutis P., Hekimi S. Mutations in the clk-1 gene of Caenorhabditis elegans. affect developmental and behavioral timing. Genetics. 1995;139(3):1247&#8211;59.</li>
	<li>Libina N., Berman J. R., Kenyon C. Tissue-specific activities of C. elegans. DAF-16 in the regulation of lifespan. Cell. 2003 Nov;115(4):489&#8211;502.</li>
	<li>Bayer E. A. et al. Insulin signaling and osmotic stress response regulate arousal and developmental progression of C. elegans. at hatching. Genetics. 2022;220(1):iyab202.</li>
	<li>Muschiol D., Schroeder F., Traunspurger W. Life cycle and population growth rate of Caenorhabditis elegans. studied by a new method. BMC Ecol. 2009;9:14.</li>
	<li>Geens E. et al. Yolk-deprived Caenorhabditis elegans. secure brood size at the expense of competitive fitness. Life Sci Alliance. 2023 Jun;6(6):e202201675.</li>
	<li>Ponomarova O. et al. A D-2-hydroxyglutarate dehydrogenase mutant reveals a critical role for ketone body metabolism in Caenorhabditis elegans. development. PLoS Biol. 2023;21(4):e3002057.</li>
	<li>Ponomarova O. et al. idh-1 neomorphic mutation confers sensitivity to vitamin B12 in Caenorhabditis elegans. Life Sci Alliance. 2024;7(10):e202402924.</li>
	<li>Kamath R. S., Ahringer J. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods. 2003;30(4):313&#8211;21.</li>
	<li>Zhou X. et al. Nuclear RNAi contributes to the silencing of off-target genes and repetitive sequences in Caenorhabditis elegans. Genetics. 2014;197(1):121&#8211;32.</li>
	<li>De-Souza E. A. et al. RNA interference may result in unexpected phenotypes in Caenorhabditis elegans. Nucleic Acids Res. 2019;47(8):3957&#8211;69.</li>
	<li>Perez M. F., Francesconi M., Hidalgo-Carcedo C., Lehner B. Maternal age generates phenotypic variation in Caenorhabditis elegans. Nature. 2017;552(7683):106&#8211;9.</li>
	<li>Lanier V. J., White A. M., Faumont S., Lockery S. R. Theory and practice of using cell strainers to sort Caenorhabditis elegans. by size. PloS One. 2023;18(2):e0280999.</li>
	<li>Bai X. et al. Loss of the seipin gene perturbs eggshell formation in Caenorhabditis elegans. Development. 2020;147(20):dev192997.</li>
	<li>Green R. A. et al. Automated profiling of gene function during embryonic development. Cell. 2024;187(12):3141-3160.e23.</li>
</ol>

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów.

Kilka kroków jest kluczowych dla reprodukowalności i dokładności testu. Po pierwsze, krok blanszowania musi być starannie czasomierzony, aby rozpuścić dorosłe robaki bez uszkodzenia zarodków. Kolejnym ważnym punktem jest przeniesienie wystarczającej liczby zarodków do liczenia: zbyt mało zmniejszy precyzję, podczas gdy zbyt wiele sprawią, że liczenie będzie niepotrzebnie żmudne. Następnie przeniesienie zarodków powinno być przeprowadzone przed początkiem ich wylęgania. W przeciwnym razie wylęgające się robaczki zostaną z...

Lethality embrionalna jest krytycznym fenotypem do oceny ról genów i czynników środowiskowych we wczesnym rozwoju. C. elegans jest potężnym modelem do badania procesów rozwojowych ze względu na jego niezmienny ród komórkowy, przezroczyste ciało i szybki cykl życia1. Lethality embrionalna C. elegans może być wykorzystana do oceny integralności rozwoju pod wpływem perturbacji chemicznych, farmakologicznych, żywieniowych i genetycznych2,3,4,5. Dlatego dostępne i wszechstronne metody do dokładnego ilościowego określania wskaźnika lethality embrionalnej przyniosą korzyści dla społeczności naukowej.
Zaawansowane metody o wysokiej wydajności i wysokim udziale, które badają embriogenezę, polegają na specjalistycznych systemach obrazowania i oprogramowaniu, często wymagając substancjalnych inwestycji finansowych4,6,7, podczas gdy prostsze podejścia o wysokiej wydajności zapewniają przede wszystkim jakościowe odczyty8,9. Metody klasyczne, w przeciwieństwie do nich, wykorzystują manualne, nisko-kosztowe podejście, które zazwyczaj obejmuje wielokrotne przenoszenie pojedynczych hermafrodytów za pomocą szpilki do robaków w celu oceny lethality embrionalnej całej potomstwa2,10. Jednak metoda ta może być technicznie wymagająca dla początkujących i ma ograniczoną skalowalność. Ponadto klasyczne testy oparte na wielkości potomstwa oceniają żywotność embrionalną w potomstwie pojedynczej matki, co może wprowadzać niezamierzoną tendencję.
Głównym celem tej metody jest zapewnienie alternatywnego, prostego, nisko-kosztowego i wszechstronnego podejścia do ilościowego określania żywotności embrionalnej o średniej wydajności. Ta metoda mierzy wskaźniki lethality embrionalnej w potomstwie wielu zwierząt na replikę, nie wymaga użycia szpilki do robaków i unika wszelkiego specjalistycznego lub kosztownego sprzętu. Badanie pokazuje również, jak metoda może być zastosowana do typowych perturbacji, takich jak interferencja RNA i testowanie leków lub składników odżywczych.

<table><tbody><tr><td>Ampicillin sodium salt</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9518</td><td></td></tr><tr><td>Bacteriological peptone</td><td>Fischer Scientific</td><td>DF0118-17-0</td><td></td></tr><tr><td>C. elegans N2</td><td>Caenorhabditis Genetics Center</td><td>N2</td><td>wild type</td></tr><tr><td>C. elegans NL2099</td><td>Caenorhabditis Genetics Center</td><td>NL2099</td><td>rrf-3(pk1426) II. RNAi hypersensitive</td></tr><tr><td>Calcium chloride, anhydrous</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>746495</td><td></td></tr><tr><td>Cholesterol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3045</td><td></td></tr><tr><td>Conical tubes, 15 mL</td><td>VWR</td><td>60818-725</td><td></td></tr><tr><td>Culture tubes, 14 mL</td><td>VWR</td><td>470150-966</td><td></td></tr><tr><td>Diaphragm vacuum pump</td><td>Amazon</td><td>TC-100</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td>AmScope&nbsp;</td><td>SM-2</td><td></td></tr><tr><td>Escherichia coli HT115</td><td>Caenorhabditis Genetics Center</td><td></td><td>RNAse III-deficient, used for RNAi by feeding experiments</td></tr><tr><td>Escherichia coli OP50</td><td>Caenorhabditis Genetics Center</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Granulated agar</td><td>Fischer Scientific</td><td>BP97445</td><td></td></tr><tr><td>Handheld tally counter</td><td>LabDepot</td><td>HTCP01</td><td></td></tr><tr><td>IPTG, dioxane free (Isopropyl-b-D-thiogalactoside)</td><td>US Biological</td><td>I8500</td><td></td></tr><tr><td>LB Broth (Miller)</td><td>US Biological</td><td>L1520</td><td>To make LB medium dissolve 25 g of LB powder in 1 L of distilled water. Autoclave for 20 min at 121.1 &deg;C.</td></tr><tr><td>Luer Lok disposable syringe</td><td>BH Supplies</td><td>BH20LL</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium sulfate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2643</td><td></td></tr><tr><td>Microscopy slides</td><td>Sail Brand</td><td>7101</td><td></td></tr><tr><td>Petri dishes, 100 mm</td><td>Tritech Research</td><td>T3371</td><td></td></tr><tr><td>Petri dishes, 35 mm</td><td>Tritech Research</td><td>T3501</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Phosphate Buffer (PPB)</td><td></td><td></td><td>To make potassium phosphate buffer (1 M), dissolve 98 g of potassium phosphate monobasic and 48 g of potassium phosphate dibasic in 1 L of distilled water. Adjust the pH to 6. Autoclave for 20 min at 121 &deg;C.</td></tr><tr><td>Potassium phosphate dibasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>795496</td><td></td></tr><tr><td>Potassium phosphate monobasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>529568</td><td></td></tr><tr><td>Rocker (nutating mixer)</td><td>Corning LSE</td><td>6720</td><td></td></tr><tr><td>Serological pipettes, 25 mL&nbsp;</td><td>Corning</td><td>4489</td><td></td></tr><tr><td>Serological pipettes, 5 mL&nbsp;</td><td>Celltreat</td><td>229235</td><td></td></tr><tr><td>Shaking incubator Infors Multitron</td><td>INFORS HT</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9888</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxide solution, 5 N</td><td>Fisher Scientific</td><td>&nbsp;SS256-500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hypochlorite, 5%</td><td>LabDepot</td><td>LC246302</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate dibasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9763</td><td></td></tr><tr><td>Sorvall ST1 Plus Centrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>75016030</td><td></td></tr><tr><td>Stir plate</td><td>&nbsp;ONilab</td><td>ONi28-S</td><td></td></tr><tr><td>Syringe filters</td><td>Semmerfeld</td><td>JQP033022QE1</td><td></td></tr><tr><td>Water bath</td><td>FOUR E's Scientific</td><td>WB401</td><td></td></tr></tbody></table>

określanie wskaźnika śmiertelności embrionalnej u caenorhabditis elegans

Quantifying Embryonic Lethality Rate in Caenorhabditis elegans

Letalność embrionalna jest kluczowy fenotypem stosowanym w badaniach nad Caenorhabditis elegans w celu scharakteryzowania defektów rozwojowych wynikających z czynników takich jak ekspozycja na toksyny i mutacje genetyczne. Dlatego dokładne ilościowe określenie penetracji letalności embrionalnej jest kluczowe dla zrozumienia mechanizmów i wpływu tych zakłóceń na rozwój zwierząt. Chociaż istnieją zautomatyzowane platformy do oceny, podejścia te często wymagają znacznych inwestycji finansowych oraz specjalistycznego sprzętu lub oprogramowania. W artykule tym opisano tanią i prostą metodę, która ilościowo określa letalność embrionalną poprzez pomiar odsetka zarodków, które z powodzeniem nie wykluwają się. Warto zauważyć, że ta wersja testu eliminuje potrzebę szczypc do robaków, co sprawia, że jest on szczególnie odpowiedni dla początkujących. Dodatkową zaletą tej metody jest to, że każdy powtórzenie techniczne bada potomstwo z wielu zwierząt, unikając potencjalnych stronniczości testów na pojedynczym robaku. Protokół ten zawiera dyskusję na temat kluczowych parametrów, takich jak minimalna liczba potomstwa wymagana do dokładnego uchwycenia penetracji fenotypu oraz uzasadnienie metodologii. Wreszcie, zapewniamy wskazówki dotyczące dostosowania testu do oceny efektów wyciszenia genów poprzez interferencję RNA, leczenie farmakologiczne lub suplementację żywieniową, dodając wszechstronne i dostępne narzędzie do zestawu narzędzi badaczy C. elegans.

Test śmiertelności embrionalnej przeprowadzono na dwóch szczepach: dzikiego typu N2 i nadwrażliwej na RNAi odmiany rrf-3(pk1426). Stosując RNAi przez karmienie, tłumiliśmy geny, o których wcześniej donoszono, że powodują śmiertelność embrionalną w wysokowydajnych badaniach przesiewowych9,12. Rysunek 2 przedstawia przykładowe wyniki testu. T04G9.4 tłumienie wywołało prawie w pełni penetrującą śmiertelność embrionalną zarówno ...

Ten protokół zapewnia prostą, niedrogą procedurę ilościowego określania wskaźnika śmiertelności zarodkowej u Caenorhabditis elegans. Umożliwia bezpośrednie wykrywanie zaburzeń zarodkowych w populacjach bez specjalistycznego sprzętu lub doświadczenia w wybieraniu dżdżownic. Protokół może być stosowany do ilościowego określania wpływu mutacji genetycznych, wyciszenia genów za pośrednictwem interferencji RNA i diety.

Określanie wskaźnika śmiertelności embrionalnej u Caenorhabditis elegans

Embryonic lethality is a cornerstone phenotype used in Caenorhabditis elegans research to characterize developmental defects arising from factors such as ...

Our research focuses on measuring embryonic lethality in Caenorhabditis elegans and determining how strongly a perturbation affects development. This protocol can be applied to assess embryonic lethality caused by genetic mutations, RNAi knockdowns, drug treatment, nutritional supplementation, or environmental perturbations.To begin, gather the required reagents. Prepare 1 liter of nematode growth medium or NGM in a 2-liter bottle. Allow the medium to cool to 55 degrees Celsius in a water bath. After placing the bottle on a stir plate, aseptically add the required reagents. Pour approximately 25 milliliters of medium into each 100-milliliter plate. Inoculate 200 milliliters of LB medium with a single E. coli OP50 colony using a sterile inoculation loop. Place the flask on an orbital shaker at 200 revolutions per minute, and incubate overnight at 37 degrees Celsius. Transfer the E. coli OP50 culture into autoclaved centrifuge bottles. After centrifugation, resuspend the bacterial pellet in 1/20th of the original volume. Seed each 100-millimeter NGM plate with one to 1.5 milliliters of the concentrated culture, and incubate overnight at room temperature to allow the bacteria to grow.

quantifying-embryonic-lethality-rate-in-caenorhabditis-elegans

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Ten film opisuje tradycyjną, opartą na płytkach metodę pomiaru długości życia C. elegans. Przykładowy protokół mierzy długość życia robaków poddanych działaniu RNAi.

Analiza długości życia: pomiar długowieczności C. elegans

C. elegans podczas składania jaj może dostarczyć ważnych informacji w badaniach rozwojowych, reprodukcyjnych i anatomicznych. Ten film przedstawia ważne etapy testu składania jaj i pokazuje próbkę eksperymentu, w którym lek jest testowany pod kątem toksyczności reprodukcyjnej.

Test składania jaj: metoda ilościowego określania zachowania C. elegans podczas składania jaj

Źródło: Anderson, Q. L., et al. Wysokoprzepustowy, o wysokiej zawartości, płynny system C. elegans Pathosystem. J. Vis. Exp. (2018)Film przedstawia test na bazie cieczy, w którym genetycznie zmodyfikowane larwy C. elegans są narażone na działanie bakterii chorobotwórczych na mikropłytce. Toksyny bakteryjne wydzielane do pożywki wywołują stres i śmierć gospodarza. Barwnik fluorescencyjny barwi martwe robaki, umożliwiając ilościowe określenie śmiertelności na podstawie obrazowania w celu oceny...

Ocena śmiertelności larw C. elegans wywołanej przez bakterie chorobotwórcze

Test EIW (egg-in-worm) jest użyteczną metodą do ilościowego określenia zachowania podczas składania jaj. Zmiany w składaniu jaj mogą być reakcją behawioralną organizmu modelowego Caenorhabditis elegans na potencjalnie szkodliwe substancje środowiskowe, takie jak te wytwarzane przez bakterie chorobotwórcze.

Pomiar wpływu bakterii na zachowanie C. elegans za pomocą testu retencji jaj

Opisujemy szczegółowe etapy wysokoprzepustowego testu chemicznego u nicieni Caenorhabditis elegans używanych do oceny toksyczności linii zarodkowej. W tym teście zaburzenie funkcji linii zarodkowej po narażeniu na działanie substancji chemicznych jest monitorowane za pomocą fluorescencyjnego reportera specyficznego dla zarodków aneuploidalnych.

Kompleksowa ocena toksyczności chemicznej linii rozrodczej z wykorzystaniem nicienia Caenorhabditis elegans

Tutaj szczegółowo opisujemy protokoły specjalnie zaprojektowane do monitorowania wad morfogenicznych, które występują podczas wczesnych i późnych faz wydłużania się embrionalnego nicienia Caenorhabditis elegans. Ostatecznie protokoły te mają na celu identyfikację genów, które regulują te fazy i scharakteryzowanie ich zróżnicowanych wymagań wzdłuż przednio-tylnej osi zarodka.

Nowe wskaźniki charakteryzujące wydłużenie embrionalne nicieni Caenorhabditis elegans

Tutaj opisujemy metodę Replica Set, podejście do ilościowego pomiaru długości życia/przeżycia i zdrowia C. elegans w sposób wysoce wydajny i solidny, umożliwiając w ten sposób badanie wielu schorzeń bez poświęcania jakości danych. Protokół ten szczegółowo opisuje strategię i udostępnia narzędzie programowe do analizy danych zestawu replik.

Metoda zestawu replik: wysokoprzepustowe podejście do ilościowego pomiaru długości życia Caenorhabditis elegans

Ta praca opisuje protokół o średniej przepustowości, który umożliwia jednoczesne obrazowanie 3D poklatkowe embriogenezy u zarodków 80-100 C. elegans w ciągu jednej nocy. Dodatkowo dołączone są narzędzia do przetwarzania i wizualizacji obrazu, które usprawniają analizę danych. Połączenie tych metod z niestandardowymi szczepami reporterowymi umożliwia szczegółowe monitorowanie embriogenezy.

Metoda obrazowania półwysokoprzepustowego i zestaw narzędzi do wizualizacji danych do analizy rozwoju embrionalnego C. elegans

Aby zbadać interakcje chaperon-chaperon i chaperon-substrate, przeprowadzamy syntetyczne badania przesiewowe interakcji w Caenorhabditis elegans za pomocą interferencji RNA w połączeniu z łagodnymi mutacjami lub nadmierną ekspresją białek opiekuńczych i monitorujemy dysfunkcję białek specyficznych dla tkanek na poziomie organizmu.

Wykorzystanie Caenorhabditis elegans do badań przesiewowych pod kątem interakcji opiekuńczych specyficznych dla tkanek

Tutaj prezentujemy ogólną metodę określania żywotności embrionalnej i całkowitej liczby wyprodukowanych zarodków (czerwiu) za pomocą organizmu modelowego C. elegans.

Pomiar żywotności zarodka i wielkości lęgu u Caenorhabditis elegans

Poznaj prosty, niskokosztowy test do określania wskaźnika śmiertelności embrionalnej u Caenorhabditis elegans bez specjalistycznego sprzętu. Ta metoda umożliwia dokładną ocenę defektów rozwojowych wywołanych czynnikami genetycznymi lub środowiskowymi.

Określanie wskaźnika śmiertelności embrionalnej u Caenorhabditis elegans

Przeglądaj więcej filmów