Name: Elicytacja pokarmu przedwidziała wzmożenie apetytowych ultradźwiękowych wokalizacji u szczurów laboratoryjnych i myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-07-03T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 5 s
Description: Poznaj metodę elicytacji pokarmowej ultradźwiękowych wokalizacji u szczurów i myszy laboratoryjnych. Ten protokół umożliwia kontrolowane badanie afektywnych stanów motywacyjnych oraz funkcji sensoromotorycznych bez zakłóceń hormonalnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Praca zamieszczona w niniejszym artykule była częściowo wspierana przez Narodowy Instytut Głuchoty i Innych Zaburzeń Komunikacyjnych (NIDCD) Narodowych Instytutów Zdrowia (NIH) w ramach grantu nr R01DC0020179, grantu American Speech-Language Hearing Foundation dla nowych badaczy (A.J.S.), grantów Collins Medical Trust (A.J.S.) oraz funduszy startowych przyznanych A.J.S. przez Uniwersytet Purdue.

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt przestrzegają wytycznych Komitetu Opieki nad Zwierzętami Instytucjonalnymi i ich Zastosowania (IACUC) na Uniwersytecie Purdue oraz są zgodne z krajowymi standardami opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi. Zatwierdzono następujące protokoły IACUC z Purdue: 2008002069 (mysz A53TSynGFP), 0722002290 (szczur Sprague-Dawley), 2111002220 (szczur Long-Evans).
1. Przygotowanie zwierząt i zakwaterowanie
<ol>
	<li>Wybór zwierząt
	<ol>
		<li>Wybierz dorosłe szczury lub myszy w wieku co najmniej 3 miesięcy lub starsze, z żądanej rasy, płci i warunków eksperymentalnych. Upewnij się, że zwierzęta są dopasowane pod względem wieku i płci w grupach, jeśli to możliwe.</li>
		<li>Zakwateruj zwierzęta w standardowych klatkach w warunkach odwróconego 12-godzinnego cyklu światło/ciemność przy kontrolowanej temperaturze i wilgotności. 
		​UWAGA: Zaleca się odwrócony cykl światła, aby dostosować testy behawioralne do aktywnej (ciemnej) fazy zwierząt, promując spójne zaangażowanie i wokalizację. Jednak nagrywanie można przeprowadzić również w standardowym cyklu światło/ciemność, jeśli testy są przeprowadzane konsekwentnie, a czas jest utrzymywany we wszystkich sesjach.</li>
		<li>Udzielaj dostępu ad libitum do żywności i wody, chyba że określono inaczej dla warunków kondycjonowania i manipulacji eksperymentalnych.</li>
		<li>Zakwateruj zwierzęta w grupach, jeśli to możliwe. Jeśli społeczne zakwaterowanie nie jest możliwe, zapewnij dodatkowe wzbogacenie w klatce i/lub zaplanuj czas socjalizacji, aby zmniejszyć stres u zwierząt zakwaterowanych pojedynczo35. 
		​UWAGA: W przedstawicielskim zestawie danych użyto dorosłych zwierząt, aby zapewnić stabilne reakcje behawioralne i spójne wzorce USV. Ten protokół można zaadaptować dla młodszych lub starszych zwierząt; jednak różnice związane z wiekiem w zachowaniu wokalnym i reakcji kondycjonowania należy wziąć pod uwagę i zweryfikować w ramach konkretnego projektu badawczego. Ten protokół nie jest zalecany dla myszy i szczurów przed odstawieniem od piersi w wieku przed-odstawieniowym.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obsługa zwierząt i socjalizacja
	<ol>
		<li>Obsługuj zwierzęta codziennie przez 5–7 kolejnych dni w pomieszczeniu zakwaterowania pod stacją transferu zwierząt. Przeprowadzaj całą obsługę z wykorzystaniem odpowiedniego wyposażenia ochronnego (np. fartuch i rękawiczki).</li>
		<li>Przyzwyczaj zwierzęta do interakcji z badaczami za pomocą standaryzowanych procedur obsługi. Metody o niskiej stresowości (np. obsługa przez tunel lub rurkę) mogą być stosowane, aby zminimalizować stres, szczególnie u myszy, pod warunkiem, że wybrana metoda jest zastosowywana konsekwentnie na wszystkie zwierzęta i sesje. Jeśli stosuje się bezpośrednią obsługę, delikatnie podnoś i trzymaj każde zwierzę przez kilka minut, aby przyzwyczaić je do badacza i rutynowej manipulacji.</li>
		<li>Skorzystaj ze standaryzowanej procedury obsługi dla wszystkich zwierząt, aby zapewnić spójność (np. wprowadź ręce do klatki i pozwól zwierzęciu poczuć zapach przez 30 s, delikatnie podnoś i trzymaj zwierzę przez 10 s, powtórz trzymanie trzykrotnie).</li>
		<li>Włącz do procedury socjalizacji wszystkie specyficzne dla eksperymentu techniki obsługi stosowanej w eksperymencie, takie jak podnoszenie zwierzęcia do klatki testowej lub trzymanie zwierzęcia w pozycji leżącej do iniekcji, aby przyzwyczaić zwierzęta do pełnego przepływu eksperymentu i zminimalizować zmienność związaną ze stresem podczas sesji nagrywania.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przyzwyczajenie do środowiska testowego i kondycjonowanie behawioralne
<ol>
	<li>Przygotowanie do sesji przyzwyczajających
	<ol>
		<li>Włącz wszystkie komory rejestracji i sprzęt przed użyciem. Wyczyść klatkę behawioralną z poliwęglanu 70% alkoholem etylowym i dokładnie wytrzyj, upewniając się, że wszystkie powierzchnie są suche przed użyciem.</li>
		<li>Przenieś zwierzęta z pomieszczenia zakwaterowania do pomieszczenia rejestracji za pomocą wózka pokrytego zaciemniającą kurtyną lub płachtą, aby zachować warunki oświetlenia i zminimalizować stres środowiskowy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przyzwyczajenie do komory
	<ol>
		<li>Umieść czystą klatkę z poliwęglanu bez podłoża w komorze rejestracji. Przenieś każde zwierzę do klatki, z tylko jednym zwierzęciem na klatkę na komorę rejestracji. Zamknij drzwi komory bezpiecznie.</li>
		<li>Zostaw zwierzę w komorze na 10 min, aby dopasować czas do przyszłych sesji rejestracji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kojarzenie z pokarmowym wzmocnieniem
	<ol>
		<li>Wyjmij zwierzę z komory po 10-minutowej sesji i zwróć je do jego domowej klatki.</li>
		<li>Podaj nową smakowity nagrodę pokarmową o wadze około 0,1–0,4 g natychmiast po powrocie do domowej klatki

<ol>
	<li>Brudzynski SM. Principles of rat communication: Quantitative parameters of ultrasonic calls in rats. Behav Genet. 2005;35(1):85-92.</li>
	<li>Johnson AM et al. Ultrasonic output from the excised rat larynx. J Acoust Soc Am. 2010;128(2):EL75-EL79.</li>
	<li>Kelm-Nelson CA, Lenell C, Johnson AM, Ciucci MR. Laryngeal activity for production of ultrasonic vocalizations in rats. In: Brudzynski SM, ed. Handbook of Behavioral Neuroscience. Vol 25. Elsevier; Amsterdam, Netherlands; 2018:37-43.</li>
	<li>Lenell C, Broadfoot CK, Schaen-Heacock NE, Ciucci MR. Biological and acoustic sex differences in rat ultrasonic vocalization. Brain Sci. 2021;11(4):4.</li>
	<li>Shembel AC et al. The role of ultrasonic vocalizations in rat laryngological investigations. Physiol Behav. 2025;294:114887.</li>
	<li>Brenes JC, Schwarting RKW. Individual differences in anticipatory activity to food rewards predict cue-induced appetitive 50-kHz calls in rats. Physiol Behav. 2015;149:107-118.</li>
	<li>McGinnis MY, Vakulenko M. Characterization of 50-kHz ultrasonic vocalizations in male and female rats. Physiol Behav. 2003;80(1):81-88.</li>
	<li>Chabout J et al. Adult male mice emit context-specific ultrasonic vocalizations that are modulated by prior isolation or group rearing environment. PLoS One. 2012;7(1):e29401.</li>
	<li>Mun HS, Lipina TV, Roder JC. Ultrasonic vocalizations in mice during exploratory behavior are context-dependent. Front Behav Neurosci. 2015;9.</li>
	<li>Simola N, Granon S. Ultrasonic vocalizations as a tool in studying emotional states in rodent models of social behavior and brain disease. Neuropharmacology. 2019;159:107420.</li>
	<li>Premoli M et al. Mouse and rat ultrasonic vocalizations in neuroscience and neuropharmacology: State of the art and future applications. Eur J Neurosci. 2023;57(12):2062-2096.</li>
	<li>Scattoni ML, Crawley J, Ricceri L. Ultrasonic vocalizations: A tool for behavioural phenotyping of mouse models of neurodevelopmental disorders. Neurosci Biobehav Rev. 2009;33(4):508-515.</li>
	<li>Venkatraman A et al. Stress-induced ultrasonic vocalization in laboratory rats and mice: A scoping review. Brain Sci. 2024;14(11):1109.</li>
	<li>Johnson AM, Ciucci MR, Connor NP. Vocal training mitigates age-related changes within the vocal mechanism in old rats. J Gerontol Ser A. 2013;68(12):1458-1468.</li>
	<li>Lenell C, Newkirk B, Johnson AM. Laryngeal neuromuscular response to short- and long-term vocalization training in young male rats. J Speech Lang Hear Res. 2019;62(2):247-256.</li>
	<li>Shembel AC, Lenell C, Chen S, Johnson AM. Effects of vocal training on thyroarytenoid muscle neuromuscular junctions and myofibers in young and older rats. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 2021;76(2):244-252.</li>
	<li>Brudzynski SM. Pharmacology of ultrasonic vocalizations in adult rats: Significance, call classification and neural substrate. Curr Neuropharmacol. 2015;13(2):180-192.</li>
	<li>Kelm-Nelson CA, Brauer AFL, Ciucci MR. Vocal training, levodopa, and environment effects on ultrasonic vocalizations in a rat neurotoxin model of Parkinson disease. Behav Brain Res. 2016;307:54-64.</li>
	<li>Grant LM et al. Noradrenergic receptor modulation influences the acoustic parameters of pro-social rat ultrasonic vocalizations. Behav Neurosci. 2018;132(4):269-283.</li>
	<li>Rudisch DM et al. Early ultrasonic vocalization deficits and related thyroarytenoid muscle pathology in the transgenic TgF344-AD rat model of Alzheimer&#8217;s disease. Front Behav Neurosci. 2024;17:1294648.</li>
	<li>Rodgers B, Schaser A. Alpha-synuclein overexpression does not cause vocalization deficits in a mouse model of Parkinsonism. Biol Open. 2025;14(9):bio062120.</li>
	<li>Caruso A, Ricceri L, Scattoni ML. Ultrasonic vocalizations as a fundamental tool for early and adult behavioral phenotyping of Autism Spectrum Disorder rodent models. Neurosci Biobehav Rev. 2020;116:31-43.</li>
	<li>Riede T. Subglottal pressure, tracheal airflow, and intrinsic laryngeal muscle activity during rat ultrasound vocalization. J Neurophysiol. 2011;106(5):2580-2592.</li>
	<li>Riede T. Stereotypic laryngeal and respiratory motor patterns generate different call types in rat ultrasound vocalization. J Exp Zool A Ecol Genet Physiol. 2013;319(4):213-224.</li>
	<li>Riede T, Borgard HL, Pasch B. Laryngeal airway reconstruction indicates that rodent ultrasonic vocalizations are produced by an edge-tone mechanism. R Soc Open Sci. 2017;4(11):170976.</li>
	<li>Inagi K, Schultz E, Ford CN. An anatomic study of the rat larynx: Establishing the rat model for neuromuscular function. Otolaryngol Head Neck Surg. 1998;118(1):74-81.</li>
	<li>H&#229;kansson J et al. Aerodynamics and motor control of ultrasonic vocalizations for social communication in mice and rats. BMC Biol. 2022;20(1):3.</li>
	<li>Lenell C, Johnson AM. The effects of the estrous cycle, menopause, and recording condition on female rat ultrasonic vocalizations. Physiol Behav. 2021;228:113248.</li>
	<li>Lenell C, Sandage MJ, Johnson AM. A tutorial of the effects of sex hormones on laryngeal senescence and neuromuscular response to exercise. J Speech Lang Hear Res. 2019;62(3):602-610.</li>
	<li>Garcia AN et al. The effects of long-term estradiol treatment on social behavior and gene expression in adult female rats. Horm Behav. 2017;87:145-154.</li>
	<li>Matochik JA, White NR, Barfield RJ. Variations in scent marking and ultrasonic vocalizations by Long-Evans rats across the estrous cycle. Physiol Behav. 1992;51(4):783-786.</li>
	<li>Thomas DA, Barfield RJ. Ultrasonic vocalization of the female rat (Rattus norvegicus.) during mating. Anim Behav. 1985;33(3):720-725.</li>
	<li>Hanson JL, Hurley LM. Female presence and estrous state influence mouse ultrasonic courtship vocalizations. PLoS One. 2012;7(7):e40782.</li>
	<li>Opiol H, Pavlovski I, Michalik M, Mistlberger RE. Ultrasonic vocalizations in rats anticipating circadian feeding schedules. Behav Brain Res. 2015;284:42-50.</li>
	<li>Hinchcliffe JK, Jackson MG, Robinson ES. The use of ball pits and playpens in laboratory Lister Hooded male rats induces ultrasonic vocalisations indicating a more positive affective state and can reduce the welfare impacts of aversive procedures. Lab Anim. 2022;56(4):370-379.</li>
	<li>Wright JM, Gourdon JC, Clarke PBS. Identification of multiple call categories within the rich repertoire of adult rat 50-kHz ultrasonic vocalizations: Effects of amphetamine and social context. Psychopharmacology (Berl). 2010;211(1):1-13.</li>
	<li>&#160;Dwenger K et al. Impact of circulating estrogen and dehydration on ultrasonic vocalization in female rats. J Speech Lang Hear Res. 2026;1-21</li>
</ol>

Nie ma żadnych istotnych konfliktów interesów.

Niniejszy protokół zapewnia reprodukowalne podejście do wywoływania apetycyjnych 50 kHz ultradźwiękowych wokalizacji (USV) przy użyciu paradygmatu nagradzania pokarmem, z kilkoma kluczowymi krokami wymaganymi do zapewnienia konsekwentnych i możliwych do zinterpretowania wyników. Przede wszystkim, obsługa zwierząt i aklimatyzacja są niezbędne do zmniejszenia zmienności wynikającej ze stresu w wydaniu wokalizacji13. Codzienna obsługa w kontrolowanych warunkach i systematyczne przyzwyczajanie do komory testowej promują wiarygodne zachowanie antycypacyjne i stabilną produkcję USV w różnych sesjach. Uwarunkowanie behawioralne do nagrody pokarmowej jest kolejnym kluczowym krokiem; niekonsekwentne lub niewystarczające uwarunkowanie może skutkować niskimi wskaźnikami wokalizacji lub wysoką zmiennością między zwierzętami6,34. Utrzymanie spójnego personelu i warunków testowych, w tym nagrywanie w czasie cyklu ciemnego lub w warunkach czerwonego światła, eliminowanie źródeł hałasu środowiskowego i standaryzacja konfiguracji komory, jest równie ważne dla optymalizacji jakości sygnału i minimalizowania artefaktów5. Bez tych kontroli trudno jest ustalić, czy zmiany w USV odzwierciedlają zachowanie czy po prostu hałas wprowadzony przez środowisko nagrywania.
Ten protokół jest zaprojektowany z elastycznością, aby dostosować się do modyfikacji opartych na szczególnych potrzebach eksperymentalnych. Na przykład rodzaj i nowość przyjemnych nagród pokarmowych można dostosować, aby utrzymać motywację w wielu sesjach, szczególnie w badaniach podłużnych lub modelach chorobowych. Czas aklimatyzacji i sesji nagrywania można również zmodyfikować w zależności od gatunku, odmiany lub ograniczeń eksperymentalnych. Rozwiązywanie typowych problemów polega przede wszystkim na rozwiązaniu niskiego wyjścia USV lub nadmiernego hałasu. Niskie wskaźniki wokalizacji można często poprawić poprzez wydłużenie okresów uwarunkowania, zwiększenie znaczenia nagrody lub potwierdzenie, że zwierzęta są testowane w czasie ich aktywnej fazy. Artefakty akustyczne można zminimalizować poprzez zapewnienie właściwej czyszczenia komory między zwierzętami, eliminowanie pokrycia łożeniowego i materiałów obcych oraz weryfikację spójnego pozycjonowania mikrofonu i parametrów nagrywania. Ponadto losowe rozmieszczenie zwierząt w różnych komorach nagrywania pomaga zmniejszyć potencjalną zmienność specyficzną dla komory i zwiększa rygor eksperymentu.
Główną zaletą tej metody jest jej zgodność z ostatnimi wysiłkami na rzecz standaryzacji metodologii USV u szczurów laboratoryjnych i myszy, jak podkreślono przez Shembel i wsp. (2025)5. Standaryzacja w różnych paradygmatach wywoływania, środowiskach nagrywania i procesach analizy jest niezbędna do poprawy reprodukowalności i umożliwienia porównań międzybadawczych. Ten protokół bezpośrednio uwzględnia te priorytety poprzez wdrożenie strukturalnych procedur aklimatyzacji, kontrolowanej prezentacji stymulacji i spójnych warunków nagrywania. Zastosowanie paradygmatu nagradzania pokarmem wspiera wiarygodne i powtarzalne wywoływanie USV i zmniejsza zmienność behawioralną związaną z paradygmatami społecznymi lub opartymi na szukaniu partnera5,28. Nagrywanie podczas aktywnej fazy zwierząt i minimalizowanie hałasu środowiskowego są również zgodne z najlepszymi praktykami w celu optymalizacji jakości sygnału i istotności biologicznej5. Ponadto, zastosowanie zdefiniowanych akustycznych wskaźników wyników, w tym liczby USV, wskaźnika, zakresu częstotliwości, czasu trwania, maksymalnej mocy i współczynnika złożoności, wspiera przejrzyste i standaryzowane praktyki analityczne, które są kluczowe ze względu na zmienność podejść do klasyfikacji w całym polu5.
Interpretacja USV różni się również istotnie między szczurami i myszami i należy wziąć to pod uwagę przy stosowaniu tego protokołu dla różnych gatunków. U szczurów, 50 kHz ultradźwiękowe wokalizacje są dobrze uznanym markerem pozytywnego uczucia i stanów związanych z nagrodą. W przeciwieństwie do tego, wokalizacje USV u myszy są bardziej heterogeniczne zarówno pod względem struktury akustycznej, jak i kontekstu behawioralnego, a wokalizacje USV o podobnych zakresach wysokich częstotliwości nie mapują tak bezpośrednio na wartość emocjonalną. Zamiast tego, wokalizacje USV u myszy mogą odzwierciedlać kombinację komunikacji społecznej, pobudzenia i kontekstowo zależnych stanów behawioralnych. W związku z tym, niniejszy protokół traktuje USV jako gatunkowo specyficzne odczyty behawioralne, a nie jednolity marker emocjonalny u szczurów i myszy laboratoryjnych. Pomimo tych zalet, należy wziąć pod uwagę kilka ograniczeń przy stosowaniu tej metody. Chociaż paradygmat nagradzania pokarmem zmniejsza hormonalne i społeczne czynniki zakłócające, specyficznie rejestruje wokalizacje apetycyjne, spowodowane nagrodą i może nie generalizować się na inne konteksty behawioralne, takie jak dystres lub komunikacja społeczna. Motywacja do nagrody pokarmowej może również różnić się między zwierzętami, warun

Ultradźwiękowe wokalizacje (USV) u szczurów i myszy laboratoryjnych są szeroko stosowane jako eksperymentalne miary zachowania głosowego i stanu afektywnego oraz stanowią wartościowy model do badań nad komunikacją głosową w kontrolowanych warunkach. Szczury i myszy wytwarzają ultradźwiękowe sygnały głosowe w różnorodnych biologicznie istotnych kontekstach, w tym w czasie kopulacji, sygnalizowania niepokoju, zabawy i komunikacji społecznej1,2,3,4,5. Ponieważ USV odzwierciedlają zarówno stany fizjologiczne, jak i behawioralne, stanowią wrażliwą i ilościową miarę wyników w badaniach nad emocjami, zachowaniami społecznymi i związkami między mózgiem a zachowaniem5. Szczury i myszy laboratoryjne wytwarzają komunikacyjne USV na wysokich częstotliwościach, w zakresie 30–90 kHz u szczurów i 40–120 kHz u myszy, często określane jako "50 kHz USV". U szczurów 50 kHz USV są zwykle związane z pozytywnymi stanami afektywnymi, oczekiwaniem nagrody i zachowaniami społecznymi2,5,6,7. Myszy wytwarzają 50 kHz USV w porównywalnych kontekstach społecznych i afektywnych, ale wykazują większą zmienność w strukturze i są silnie zależne od kontekstu behawioralnego i wskaźników społecznych8,9,10,11,12. Dlatego też USV były szeroko stosowane w badaniach psychospołecznych i psychobiologicznych w celu badania przetwarzania emocjonalnego, interakcji społecznych, paradygmatów uczenia się oraz wpływu manipulacji farmakologicznych na układ nerwowy5,11,13,14,15,16,17. Ostatnio USV zostały również przyjęte jako miary wyników w badaniach nad chorobami neurologicznymi, neurodegeneracją, zaburzeniami rozwoju oraz dysfunkcją czuciowo-ruchową czaszki, istotną dla zaburzeń komunikacji u ludzi5,18,19,20,21,22.
Produkcja USV odbywa się w obrębie krtani i wymaga precyzyjnej neuromięśniowej koordynacji mięśni wewnętrznych krtani osadzonych w chrzęstnym szkielecie23,24,25. Wzorce motoryczne kontrolujące mięśnie takie jak tarczowo-krtaniowy i krtaniowo-tarczowcowy regulują pozycję fałdów głosowych i konfigurację krtani podczas produkcji dźwięku26. W przeciwieństwie do ludzkiej fonacji, która opiera się na oscylacjach fałdów głosowych indukowanych przepływem, USV są wytwarzane przez aerodynamiczny mechanizm gwizdu, w którym wysokoprężne powietrze opuszcza krtań i oddziałuje z strukturami krtaniowymi, generując dźwięk ultradźwiękowy23,24,25,27. W konsekwencji cechy akustyczne USV odzwierciedlają skoordynowaną neuromięśniową kontrolę krtani, konfigurację przewodu głosowego i dopływ ciśnienia podkrtaniowego, a nie wibracyjną mechanikę fałdów głosowych. W celach eksperymentalnego pomiaru USV są głównie definiowane i analizowane na podstawie cech akustycznych zarejestrowanych podczas nagrań. Te cechy akustyczne USV, w tym częstotliwość, czas trwania i intensywność, mogą być wyodrębniane za pomocą zautomatyzowanego lub półzautomatyzowanego potoku analitycznego, który stanowi podstawę porównań ilościowych w różnych warunkach eksperymentalnych5.
Znaczna liczba publikacji wykorzystała USV do badania wpływu hormonów na zachowanie głosowe u szczurów i myszy laboratoryjnych. Wiele badań wykazało, że hormony rozrodcze (np. estrogen i progesteron) modulują produkcję USV i ich cechy akustyczne, szczególnie w kontekście kopulacji4,28,29. Na przykład faza cyklu estrowego, owariektomia i zastępcza terapia hormonalna okazały się modyfikować częstotliwość i cechy akustyczne USV zarówno u szczurów, jak i myszy żeńskich, w tym modulacja stanu estrowego i wskaźników hormonalnych w myszy28,30,31,32,33. Jednakże te badania w dużej mierze opierały się na paradygmatach opartych na kopulacji, takich jak prezentacja szczurowej lub mysiej samicy w estrusie samcowi, co skutecznie

<table><tbody><tr><td>70% etanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP28184</td><td>Używany do czyszczenia komory między zwierzętami</td></tr><tr><td>Dodatkowe smaczne słodycze (np. orzeszki ziemne w skorupkach)</td><td>Bio-Serv</td><td>F6711</td><td>Opcjonalna zmiana nagród w celu utrzymania zaangażowania</td></tr><tr><td>Stacja przenoszenia zwierząt (jeśli jest używana)</td><td>NUAIRE</td><td>AllerGard NU-621</td><td>Zapewnia kontrolowane środowisko obsługi podczas socjalizacji eksperymentatora (jeśli dotyczy Twojego protokołu)</td></tr><tr><td>Zasłona blokująca światło/prześcieradło</td><td>Mainstays (Walmart)</td><td>https://www.walmart.com/ip/Mainstays-Super-Soft-Brushed-Microfiber-Bed-Sheet-Set-Rich-Black-King-4-Piece/12946065251</td><td>Używany do eliminowania oświetlenia otoczenia i zewnętrznych zakłóceń dźwiękowych podczas przenoszenia</td></tr><tr><td>Wózek (transport)</td><td>Metro</td><td>13-460-126</td><td>Wspiera klatki podczas transportu</td></tr><tr><td>Interfejs komputera/nabycia</td><td>Windows</td><td>10 Professional 64bit</td><td>Musi spełniać wymagania oprogramowania Sonotrack; używane do nagrywania i przechowywania danych</td></tr><tr><td>Urządzenie do przechowywania danych (zewnętrzny dysk twardy/serwer)</td><td>Glyph</td><td>BBPR4000</td><td>Do bezpiecznego przechowywania dużych plików akustycznych</td></tr><tr><td>Fruit Loops</td><td>Kellogg's</td><td>4119210032</td><td>Smaczne nagrody pokarmowe, aby utrzymać nowość i motywację</td></tr><tr><td>Garden Veggie Straws</td><td>Sensible Portions</td><td>829515300494</td><td>Smaczne nagrody pokarmowe, aby utrzymać nowość i motywację</td></tr><tr><td>Detergent laboratoryjny (delikatne mydło)</td><td>Dawn</td><td>91064</td><td>Używany do czyszczenia klatek i wkładek po sesji</td></tr><tr><td>Ręcznik papierowy</td><td>ToolBox</td><td>5520208</td><td>Używany z etanolem do czyszczenia</td></tr><tr><td>Klatki do nagrywania z poliwęglanu (bez podłoża)</td><td>UNO Life Science Solutions</td><td>31200260</td><td>Używane w komorze nagrywającej w celu zminimalizowania artefaktów dźwiękowych</td></tr><tr><td>PPE: jednorazowa fartucha laboratoryjna</td><td>Fisherbrand</td><td>12-893-005XXL</td><td>Zapobiega skażeniu i przenoszeniu zapachu</td></tr><tr><td>PPE: rękawice nitrylowe</td><td>Ansell</td><td>19-168-967D</td><td>Zapobiega skażeniu i przenoszeniu zapachu</td></tr><tr><td>System oświetlenia czerwonego</td><td>Kenall</td><td>https://kenall.com/Animal-Research-Lab-Lighting#:~:text=Red%20LED%20lighting%20is%20ideal%20for%20animal%20research,for%20nocturnal%20animals%20such%20as%20mice%20and%20rats.</td><td>Oświetlenie o niskiej widoczności, aby utrzymać odwrócony cykl świetlny, umożliwiając widoczność eksperymentatorowi</td></tr><tr><td>Reese's Puffs</td><td>General Mills</td><td>10016000275666</td><td>Smaczne nagrody pokarmowe, aby utrzymać nowość i motywację</td></tr><tr><td>SmartChamber dla myszy i szczurów</td><td>Metris</td><td>SC-B100</td><td>Komora tłumiąca dźwięk do nagrywania ultradźwięków</td></tr><tr><td>Oprogramowanie Sonotrack do automatycznej klasyfikacji połączeń (v1.4)</td><td>Metris</td><td>ST-S400</td><td>Używany do wykrywania, klasyfikacji i eksportu parametrów akustycznych USV</td></tr><tr><td>Konfiguracja bazowa Sonotrack</td><td>Metris</td><td>ST-R2P0-M</td><td>Sprzęt do nabywania danych do nagrywania ultradźwięków</td></tr><tr><td>Mikrofon ultradźwiękowy Sonotrack High-end</td><td>Metris</td><td>ST-B200</td><td>Zakres częstotliwości ~15-125 kHz do wykrywania USV gryzoni</td></tr><tr><td>Standardowe klatki domowe</td><td>Innovive</td><td>M-BTM (Mysz); R-BTM-H (Szczur)</td><td>Standardowe klatki do przechowywania/przenoszenia</td></tr><tr><td>Timer</td><td>Fisherbrand</td><td>06-664-251</td><td>Gwarantuje standaryzowane 10-minutowe sesje nagrywania</td></tr></tbody></table>

elicytacja pokarmu przedwidziała wzmożenie apetytowych ultradźwiękowych wokalizacji u szczurów laboratoryjnych i myszy

Anticipatory Food-Reward Elicitation of Appetitive Ultrasonic Vocalizations in Laboratory Rats and Mice

Ultrasoniczne wokalizacje (USV) u szczurów i myszy laboratoryjnych stanowią wartościowy model do badania funkcji wokalnych, zachowania afektywnego oraz podstawowych mechanizmów nerwowych, które napędzają wokalizację. Wiele powszechnie stosowanych paradygmatów wywoływania USV opiera się na kopulacji lub interakcji społecznej, co może wprowadzać hormonalne i behawioralne czynniki komplikujące interpretację w badaniach nad starzeniem się, neurodegeneracją i modulacją hormonalną. Aby przeciwdziałać tym ograniczeniom, w tym artykule opisano paradygmat wywoływania USV z wykorzystaniem nagrody pokarmowej, który niezawodnie wywołuje apetycyjne wokalizacje 50 kHz w oczekiwaniu na smakowite jedzenie. Obejmuje on standaryzowane procedury dotyczące postępowania z zwierzętami, aklimatyzacji i kondycjonowania behawioralnego w celu ustanowienia spójnych antycypacyjnych reakcji na smakowite nagrody. Zwierzęta poddaje się wielokrotnej ekspozycji na środowisko nagraniowe, po której następuje dostarczenie nagrody, aby promować stabilne wyjście dźwiękowe przez całe sesje. USV są nagrywane w komorach o tłumionym dźwięku w kontrolowanych warunkach środowiskowych, aby zapewnić wysoki stosunek sygnału do szumu i reproduktywalność. Podano zstrukturyzowany przepływ pracy do automatycznego wykrywania i klasyfikacji, co umożliwia ekstrakcję kluczowych parametrów akustycznych, w tym łącznej liczby USV, częstotliwości, zakresu częstotliwości, czasu trwania, maksymalnej mocy i złożoności. Protokół obejmuje kroki kontroli jakości w celu zweryfikowania dokładności wykrywania i zminimalizowania artefaktów. Eliminując zmienne związane z kopulacją i standaryzując warunki nagrywania, ta metoda zapewnia kontrolowane podejście do wywoływania i ilościowego określania apetycyjnych wokalizacji 50 kHz przez wiele sesji. Paradygmat nadaje się do badania procesów afektywno-motywacyjnych i funkcji czuciowo-ruchową czaszki, a można go dostosować do różnorodnych kontekstów eksperymentalnych, w tym badań nad chorobami neurologicznymi, neurodegeneracją i manipulacją hormonami, z odpowiednią weryfikacją specyficzną dla danego badania.

Pomyślna implementacja niniejszego protokołu nagrywania i analizy USV pozwala na uzyskanie wysokiej jakości nagrań z minimalnym poziomem szumów tła oraz zoptymalizowanych warunków eksperymentalnych, co umożliwia niezawodną wizualizację i ekstrakcję poszczególnych USV. W tych warunkach zwierzęta emitują mierzalne USV podczas 10 min okresu nagrywania, które są wyraźnie widoczne na spektrogramach i mogą zostać wykryte oraz sklasyfikowane przy użyciu oprogramowania Call Classification Software. Reprezentatywne nagrania wykazują wyraźne kontury USV z dobrze zdefiniowanymi profilami akustycznymi, w tym struktury USV płaskie i modulowane częstotliwościowo, co umożliwia dokładną ekstrakcję parametrów akustycznych (Rycina 1).
Ilościowe wyniki z udanych eksperymentów obejmują całkowitą liczbę USV, częstość USV (USVs/min), zakres częstotliwości, czas trwania, moc maksymalną oraz współczynnik złożoności USV (proste vs złożone). U zwierząt w dobrym stanie całkowita liczba USV jest spójna w poszczególnych dniach rejestracji, a częstość USV pozostaje stabilna u poszczególnych osobników. Parametry zakresu częstotliwości i czasu trwania mieszczą się w oczekiwanych zakresach specyficznych dla gatunku (np. pasmo 30–90 kHz dla USV szczura i pasmo 40–120 kHz dla USV myszy) oraz paradygmatu, z wyraźnym oddzieleniem wokalizacji prostych od złożonych. Współczynnik złożoności stanowi dodatkową miarę zachowań wokalnych, gdzie przesunięcia w stronę USV prostych lub złożonych mogą odzwierciedlać efekty manipulacji eksperymentalnych. Rysunek 2 przedstawia reprezentatywne wyniki z pojedynczej sesji rejestracyjnej, aby zilustrować klasyfikację i rozkład USV w podziale na typy proste i złożone, wzorce modulacji częstotliwości oraz przedziały czasu trwania, a także aby wykazać skuteczną detekcję i analizę zachowań wokalnych przy użyciu tej metody wywoływania. Konkretnie, Rysunek 2A przedstawia całkowitą liczbę zidentyfikowanych USV skategoryzowanych na różne typy proste i złożone; Rysunek 2B pokazuje rozkład USV w zależności od wzorców modulacji częstotliwości (profile płaskie, wznoszące, opadające i złożone); a Rysunek 2C prezentuje rozkład USV pogrupowanych według całkowitego czasu trwania.
Reprezentatywne zestawy danych z pomyślnych eksperymentów wykazują zmienność między zwierzętami w punkcie wyjściowym oraz pomiędzy grupami eksperymentalnymi lub punktami czasowymi. Dane przedstawione na Rysunku 3 pochodzą z niezależnego, opublikowanego zestawu danych z wykorzystaniem szczurów Long-Evans w wieku 5–7 miesięcy i pokazują, w jaki sposób stan fizjologiczny (np. manipulacje hormonalne lub stopień nawodnienia) może być odzwierciedlony w mierzalnych cechach akustycznych USV, takich jak czas trwania, moc lub zakres częstotliwości37. Wyniki te przedstawiono jako przykłady tego, jak protokół umożliwia ekstrakcję i analizę wyeksportowanych zestawów danych USV z oprogramowania, a nie jako definitywny dowód na efekty biologiczne. Z kolei Rysunek 4 przedstawia niepublikowane dane pilotażowe z jednej linii myszy (myszy z nadekspresją alfa-synukleiny A53T) i przedziału wiekowego (3–5 miesięcy), poddanych paradygmatowi treningu wokalnego, w którym nie zaobserwowano istotnych różnic między grupą kontrolną a trenowaną. Przykład ten demonstruje zdolność protokołu do rejestrowania zarówno wyników zmiennych, jak i zerowych, co podkreśla znaczenie optymalizacji i walidacji specyficznej dla danego badania. Wspólnie zestawy danych te ilustrują wyniki analityczne generowane przez protokół u laboratoryjnych szczurów i myszy.
W przeciwieństwie do nich, nagrania suboptimalne charakteryzują się nadmiernym szumem tła, zmniejszoną przejrzystością spektrogramu lub niespójnym wykrywaniem USV. W ramach niniejszego protokołu nagrania uznaje się za suboptimalne, gdy inspekcja wizualna spektrogramu wykazuje szum tła, który znacząco zaciera strukturę USV w zakresie 20–100 kHz, lub gdy artefakty szumowe (np. szum szerokopasmowy lub sygnały związane z ruchem) prowadzą do wyników fałszywie dodatnich przekraczających ~10% całkowitej liczby wykrytych zdarzeń podczas przeglądu manualnego. Nagrania uznaje się również za suboptimalne, gdy warunki stosunku sygnału do szumu uniemożliwiają wyraźne rozróżnienie wizualne USV od aktywności tła (tj. brak możliwości wiarygodnego odróżnienia konturów USV od szumu bazowego w większości nagrania). W takich przypadkach sesje są wykluczane lub poddawane ponownej analizie po dostosowaniu parametrów detekcji. Suboptimalne warunkowanie behawioralne może skutkować niską lub bardzo zmienną liczbą USV pomiędzy sesjami. Nagrania wykazujące wyraźnie zredukowaną emisję USV (np. o &gt;50% niższą całkowitą liczbę USV w stosunku do mediany kohorty w punkcie wyjściowym dla danej warunki eksperymentalnej) są weryfikowane pod kątem potencjalnych problemów z aklimatyzacją lub odchyleń proceduralnych. W takich przypadkach całkowita liczba USV oraz tempo emisji USV są często obniżone, a wyekstrahowane parametry akustyczne mogą wykraczać poza oczekiwane zakresy lub wykazywać wysoką zmienność. Dodatkowe wskaźniki suboptimalnych wyników obejmują niepełną lub błędną klasyfikację USV, często wynikającą z niewłaściwych ustawień detekcji lub słabej jakości nagrania. Błędna klasyfikacja może objawiać się nadreprezentacją prostych/krótkich typów USV lub brakiem wykrywania wokalizacji wieloelementowych (złożonych). Nagrania są oznaczane do ponownej analizy, gdy automatyczna klasyfikacja wykazuje &lt;85% zgodności z inspekcją manualną w sprawdzonych podzbiorach. Problemy te można zidentyfikować podczas kontroli jakości poprzez porównanie cech spektrogramu z przypisanymi klasyfikacjami oraz poprzez analizę wyników zbiorczych pod kątem nietypowych rozkładów w wzorcach na poziomie kohorty.
Prawidłowe zastosowanie niniejszego protokołu potwierdza (1) wyraźna wizualizacja USVs na spektrogramach, (2) spójna detekcja i klasyfikacja pomiędzy sesjami oraz (3) stabilna lub biologicznie interpretowalna zmienność ilościowych miar wyników. W przypadku spełnienia tych kryteriów metoda ta stanowi czułe i powtarzalne podejście do oceny zmian w zachowaniu wokalnym i funkcji krtani w różnych warunkach eksperymentalnych.
<img alt="Analiza spektrograficzna USV; surowe i przetworzone wykresy częstotliwości w funkcji czasu do badań akustycznych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71661/71661fig1.jpg" data-altupdatedat="1790049645000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rycina 1: Przykładowe surowe i przetworzone spektrogramy reprezentatywnych USV wykorzystanych do analizy akustycznej. Rysunek ten przedstawia niepublikowane dane pilotażowe z badania starzenia się szczurów. Surowe i przetworzone spektrogramy obrazują prosty (góra) oraz złożony (dół) USV emitowany przez 15-miesięczną samicę szczura rasy Sprague-Dawley po owariektomii, wygenerowane przy użyciu oprogramowania Call Classification. Oś X = czas (ms); oś Y = częstotliwość (kHz); gradient kolorów = moc (dB), gdzie kolor żółty/zielony wskazuje wyższą moc. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/71661fig1large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Analiza wokalizacji ultradźwiękowych; wykresy słupkowe przedstawiające typy USV i rozkład częstotliwości." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71661/71661fig2.jpg" data-altupdatedat="1790049645000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Przykład podsumowania wyników USV z jednej sesji nagraniowej. Rycina przedstawia niepublikowane dane pilotażowe z badania wykonalności treningu wokalnego. Reprezentatywne wyniki klasyfikacji z 10-minutowego nagrania bazowego 3-miesięcznego transgenicznego samca myszy z nadekspresją alfa-synukleiny z pilotażowego zbioru danych treningu wokalnego. (A) Całkowita liczba zidentyfikowanych USV podzielona według typu klasyfikacji, wykazująca rozkład prostych i złożonych USV w obrębie sesji (całkowita liczba USV = 42). (B) Rozkład USV pogrupowanych według modulacji częstotliwości (ΔF, kHz), w tym wzorców modulacji płaskiej (ΔF ~0), wznoszącej, opadającej oraz złożonej. (C) Rozkład USV pogrupowanych według całkowitego czasu trwania (Td, ms). Detekcja i klasyfikacja USV zostały przeprowadzone przy użyciu oprogramowania z parametrami (w tym progami detekcji i regułami klasyfikacji) określonymi w sekcji Metody/Protokół. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/71661fig2large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Wykres przedstawiający analizę statystyczną parametrów zachowania w grupach przed i po leczeniu, modele OVX." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71661/71661fig3.jpg" data-altupdatedat="1790049645000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Reprezentatywne wyniki USV w zależności od manipulacji hormonalnych i nawodnienia u szczurów rasy Long-Evans. Ta rycina została powielona z danych opublikowanych w Journal of Speech, Language, and Hearing Research37. Pomiary USV przedstawiono przed i po próbie nawodnienia w trzech grupach hormonalnych (Kontrolna; OVX + Estradiol [OVX + E2]; OVX + Placebo [OVX + PL]) oraz w dwóch stanach nawodnienia (euhydracja [EUHY]; dehydracja [DEHY]) przy N = 8 zwierząt na grupę (wiek: 5–7 miesięcy). Przedstawiono proste (lewa kolumna) i złożone (prawa kolumna) wskaźniki USV: całkowitą liczbę USV (A,B), czas trwania (C,D), zakres częstotliwości (E,F) oraz moc maksymalną (G,H). Wykresy słupkowe reprezentują średnie grupowe ± SEM, a poszczególne punkty przedstawiają wartości dla każdego zwierzęcia. Wypełnienia słupków określają grupę hormonalną: jednolity = Kontrolna, ukośne kreski = OVX + E2, kratka = OVX + PL. Analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu uogólnionych liniowych modeli mieszanych (GLMM) z testami chi-kwadrat Walda typu III w celu oceny wpływu grupy hormonalnej, stanu nawodnienia oraz ich interakcji. Porównania post hoc przeprowadzono przy użyciu szacowanych średnich marginalnych (emmeans) z korektą Tukeya dla wielokrotnych porównań. Gwiazdki oznaczają różnice istotne statystycznie (*p &lt; .05, **p &lt; .01, ***p &lt; .001). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/71661fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres analizy wokalizacji; USV, grupa treningowa vs kontrolna; pokazuje % zmian parametrów wokalnych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/71661/71661fig4.jpg" data-altupdatedat="1790049645000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Reprezentatywne wyniki USV u myszy z nadekspresją alfa-synukleiny A53T po pilotażowym paradygmacie treningu wokalnego. Rycina ta przedstawia niepublikowany pilotażowy zestaw danych wygenerowany na potrzeby badania wykonalności treningu wokalnego. Dane pochodzą od łącznie 8 myszy (wiek: 3–5 miesięcy), równomiernie rozdzielonych na grupy (Kontrolna: n = 4; Treningowa: n = 4) z zrównoważoną reprezentacją płci (dwie samice i dwa samce w grupie) oraz rozkładem genotypów (Kontrolna: TG+ = 3, TG− = 1; Treningowa: TG+ = 2, TG− = 2). Wskaźniki USV przedstawiono jako procentową zmianę od etapu przed treningiem do etapu po treningu dla każdego genotypu, połączone dla obu płci. Proste (górny rząd) i złożone (dolny rząd) USV zostały naniesione oddzielnie dla całkowitej liczby USV, czasu trwania, zakresu częstotliwości i maksymalnej intensywności. Wykresy słupkowe reprezentują średnie grupowe ± SEM, a poszczególne punkty obrazują wartości dla każdego zwierzęcia. Trening polegał na 5-dniowym paradygmacie warunkowania wokalnego z nagrodą w postaci wody, w którym myszy poddano łagodnemu ograniczeniu podaży wody i szkolono je do emitowania USV w odpowiedzi na dostarczenie nagrody wodnej w komorze rejestracyjnej. Różnice grupowe między warunkami kontrolną a treningową oceniono za pomocą dwustronnych testów t dla prób niezależnych (z zastosowaniem korekty Welcha, gdy było to odpowiednie) na znormalizowanych wynikach zmian dla każdej cechy USV. W tym pilotażowym zestawie danych nie zaobserwowano istotnych różnic między grupą kontrolną a wytrenowaną. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/71661fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Plik uzupełniający 1: Konfiguracja oprogramowania do wokalizacji ultradźwiękowych (USV).<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/Supplementary%20File%201.docx" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Plik uzupełniający 2: Oprogramowanie do wokalizacji ultradźwiękowych (USV) – nagranie testowe.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/Supplementary%20File%202.docx" target="_blank">Aby pobrać ten plik, kliknij tutaj.</a>
Plik uzupełniający 3: Oprogramowanie do analizy wokalizacji ultradźwiękowych (USV) – Tworzenie sesji testowej.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/Supplementary%20File%203.docx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Plik uzupełniający 4: Oprogramowanie do wokalizacji ultradźwiękowych (USV) – sesja testu otwartego pola.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/Supplementary%20File%204.docx" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Plik uzupełniający 5: Oprogramowanie do wokalizacji ultradźwiękowych (USV) – Wykonanie nagrania.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/Supplementary%20File%205.docx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Plik uzupełniający 6: Oprogramowanie do wokalizacji ultradźwiękowych (USV) – Zakończenie sesji testowej.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/71661/Supplementary%20File%206.docx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Ultradźwiękowe wołania szczurów i myszy laboratoryjnych (USV) są przydatne do badania funkcji głosowych i nerwowych. Ten protokół opisuje paradygmat nagrody pokarmowej, który niezawodnie wywołuje wołania USV dotyczące pożądania bez zamieszań związanych z rozmnażaniem. Zawiera szczegóły dotyczące kondycjonowania zwierząt, prezentacji bodźców, nagrywania i analizy akustycznej, dostarczając metodę odtwarzalną do badania funkcji afektywno-motywacyjnych i czopowych czuciowo-ruchowych.

Elicytacja pokarmu przedwidziała wzmożenie apetytowych ultradźwiękowych wokalizacji u szczurów laboratoryjnych i myszy

Ultrasonic vocalizations (USVs) in laboratory rats and mice provide a valuable model for investigating vocal function, affective behavior, and the ...

Nasze badania w ramach Purdue Animal Behavior Core koncentrują się na dysfunkcjach czuciowo-ruchowych czaszki, leżących u podłoża zaburzeń głosu i połykania, oraz na opracowywaniu zestandaryzowanych metod badania ultradźwiękowych wokalizacji (USV) u szczurów i myszy. Wiele paradygmatów USV opiera się na zachowaniach kopulacyjnych, dlatego w niniejszym protokole zastosowano metody wywoływania wokalizacji za pomocą nagrody w postaci pokarmu, aby zminimalizować zakłócenia społeczne i hormonalne. Nagrania należy przeprowadzać w zaciemnionym pomieszczeniu lub przy czerwonym oświetleniu, aby dostosować je do odwróconego cyklu światła zwierząt.Ogranicz dostęp do pomieszczenia i pozostań w przyległej przestrzeni podczas sesji, aby zminimalizować zakłócenia akustyczne. Używaj wygłuszonych komór rejestracyjnych w celu zminimalizowania hałasu zewnętrznego i zakłóceń elektronicznych. W przypadku korzystania z wielu komór, przydzielaj zwierzęta do komór zgodnie z randomizowanym, zrównoważonym harmonogramem w dniach rejestracji i warunkach eksperymentalnych.W zeszycie laboratoryjnym zapisz przydział komory dla każdej sesji, uwzględniając identyfikację zwierzęcia, grupę, numer komory, datę oraz rodzaj sesji. Każą klatkę dokładnie wyczyść 70% etanolem pomiędzy pomiarami i pozostaw do całkowitego wyschnięcia przed kolejnym nagraniem. Włącz komputer sterujący i uruchom oprogramowanie do akwizycji wokalizacji ultradźwiękowych.Kliknij Plik/Eksperyment, a następnie wybierz Nowy, aby utworzyć nowy eksperyment. W menu Identyfikacja wprowadź nazwę eksperymentu. Następnie w menu Gatunek wybierz mysz.W menu Cages pozostaw liczbę kanałów rejestrujących ustawioną na cztery, a następnie kliknij Save. Przed każdą sesją przeprowadź nagranie testowe, wybierając Execute Test Session, a następnie Preview Ultrasounds, aby otworzyć cztery kanały rejestrujące. Kliknij ikonę nagrywania, aby potwierdzić rozpoznanie interfejsu wielokanałowego oraz zweryfikować poprawność sygnału, funkcjonowanie kanałów i poziom szumów.Utwórz sesję testową, klikając Design Test Session, następnie New Test Session, i ustaw czas trwania nagrywania na 10 minut. Przypisz kody traktowania oraz identyfikatory zwierząt do odpowiednich kanałów komór i zweryfikuj informacje o sesji przed rozpoczęciem nagrywania, ponieważ ustawień nie można będzie zmienić w późniejszym czasie. Aby rozpocząć sesję, umieść zwierzęta w klatkach z poliwęglanu i przypisz je do właściwych komór.Następnie zamknij drzwi komory. W oprogramowaniu do rejestracji kliknij Design Test Session, a następnie Open Test Session. W sekcji Execute Test Session wybierz Record Ultrasounds.Następnie kliknij przycisk nagrywania, aby rozpocząć rejestrację i monitorować sygnały w czasie rzeczywistym. Pozostaw oprogramowanie w trybie ciągłego nagrywania przez 10 minut, aż do automatycznego zatrzymania po zakończeniu sesji. Natychmiast zapisz nagranie, aby zapobiec utracie danych, klikając przycisk X, a następnie Save.Po każdej sesji zapisz i wykonaj kopię zapasową zarejestrowanych plików w celu późniejszej analizy. Wyjmij zwierzęta z komór i przenieś je z powrotem do ich klatek domowych. Natychmiast podaj każdemu zwierzęciu standaryzowaną, smaczną nagrodę pokarmową.Zachowaj spójny czas podawania nagrody pomiędzy sesjami. Przeprowadzaj sesje nagrywania raz dziennie przez trzy do pięciu kolejnych dni po warunkowaniu, zachowując identyczny czas, procedury obchodzenia się ze zwierzętami oraz warunki środowiskowe we wszystkich sesjach. Reprezentatywne nagrania z 15-miesięcznej ovariektomizowanej samicy szczura Sprague-Dawley wykazały wyraźne kontury wokalizacji ultradźwiękowych.Obejmowały one struktury płaskie i modulowane częstotliwościowo, które umożliwiły wyodrębnienie parametrów akustycznych. Reprezentatywne wyniki klasyfikacji z 10-minutowego nagrania bazowego trzymiesięcznego transgenicznego samca myszy z nadekspresją alfa-synukleiny wykazują skuteczne wykrywanie wokalizacji wraz z rozkładem sygnałów na typy proste i złożone. Przedstawiono w nich również wyraźne wzorce modulacji częstotliwości, w tym profile płaskie, wznoszące, opadające i złożone, a także rozkład sygnałów w oddzielnych przedziałach czasowych.Spójne zasady obchodzenia się z zwierzętami, aklimatyzacji oraz warunki nagrywania są niezbędne dla niezawodnego wywoływania wokalizacji i powtarzalnych wyników. Nagrania mogą być analizowane przy użyciu alternatywnych metod i łączone z analizami behawioralnymi, histologicznymi, molekularnymi lub neurofizjologicznymi. Przyszłe badania mogą oceniać zmiany wokalizacji w różnych modelach chorób, interwencjach, gatunkach i warunkach eksperymentalnych.

anticipatory-food-reward-elicitation-appetitive-ultrasonic

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Samopodawanie leku oraz wokalizacje ultradźwiękowe (USV) są wykorzystywane jako oceny behawioralne w badaniach na zwierzętach, lecz rzadko w połączeniu. Celem niniejszego artykułu jest opisanie zalet rejestrowania USV podczas procedur samopodawania leków w celu oceny odpowiedzi afektywnych na doświadczenie związane z przyjmowaniem substancji.

Ocena wokalizacji ultradźwiękowych podczas samopodawania leku u szczurów

Myszy i szczury, ze względu na swoją wrodzoną ostrożność, początkowo powoli spożywają nowy pokarm, szczególnie w nowym miejscu. Tę hiponeofagię można łatwo zmierzyć w warunkach laboratoryjnych, mimo że zwierzęta laboratoryjne wykazują znacznie mniejszy lęk niż ich dzikie...

Hiponeofagia: miara lęku u myszy

Zaburzenia głosu są uciążliwe w procesie starzenia się oraz w chorobie Parkinsona. Ultradźwiękowe wokalizacje szczurów, które również są dotknięte tymi schorzeniami, mogą być wykorzystane do badania tych zaburzeń głosu, ich podłoży neuronalnych oraz charakteru powrotu do sprawności funkcjonalnej w wyniku interwencji behawioralnej.

Celowany trening wokalizacji ultradźwiękowych u starszych szczurów oraz szczurów z chorobą Parkinsona

Niniejszy raport szczegółowo opisuje protokół wykorzystany do pomiaru efektów nagradzających wysokotłuszczowej diety u myszy z wykorzystaniem zadania warunkowania sprawczego o stosunku progresywnym.

Reagowanie w schemacie progresywnego stosunku wzmocnień dla smakołyków o wysokiej zawartości tłuszczów i cukrów u myszy

Obecne badanie ocenia nowatorską procedurę oceny wzmacniających efektów smacznych roztworów u szczurów laboratoryjnych: samodzielne podawanie wewnątrzustne. W tym celu mierzono reakcję instrumentalną (tj. naciskanie dźwignią) na wewnątrzustne wlewy słodkich roztworów o różnych stężeniach na podstawie ciągłych i progresywnych harmonogramów współczynników wzmocnienia.

Nowatorska procedura oceny wzmacniających właściwości degustatorów u szczurów laboratoryjnych: instrumentalne samodzielne podawanie wewnątrzustne

Ten artykuł opisuje zestaw metod pomiaru motywacji związanej z jedzeniem i wartości celów związanych z jedzeniem u ludzi.

Badanie nagrody w postaci jedzenia i motywacji u ludzi

Ultradźwiękowe wokalizacje (USV) u myszy różnią się w zależności od wieku, płci, stanu i tła genetycznego. Wykorzystując dwa emitery ultradźwiękowe nadające jednocześnie w różnych lokalizacjach, ten test dwukrotnego wyboru może ocenić rozpoznawanie myszy i reakcje preferencji na różne cechy USV.

Określanie preferencji wokalizacji ultradźwiękowej u myszy za pomocą testu odtwarzania dwóch wyborów

Tutaj prezentujemy protokół wywołujący u szczurów zachowania warunkowe oparte na podejściu Pawłowa. Procedura ta może być wykorzystana do pomiaru indywidualnych różnic w tendencji do zbliżania się i przypisywania istotności bodźców sygnałom związanym z nagrodą oraz badania podatności na uzależnienie.

Trening podejścia warunkowego Pawłowa u szczurów

Mysie ultradźwiękowe wokalizacje są używane jako proxy do modelowania genetycznych podstaw deficytów komunikacji głosowej w mysich modelach zaburzeń neuropsychiatrycznych. Niniejszy protokół opisuje trzy konteksty eksperymentalne, które niezawodnie wywołują ultradźwiękowe wokalizacje od szczeniąt (w trakcie rozwoju) i dorosłych myszy (interakcje tej samej płci, interakcje samca-samicy w rui).

Nagrywanie wokalizacji ultradźwiękowych myszy w celu oceny komunikacji społecznej

Celem tego badania jest zidentyfikowanie rozproszonych sieci mózgowych związanych z nagrodą poprzez nakreślenie niezawodnej techniki immunohistologicznej wykorzystującej komórkową aktywację c-fos do pomiaru jednoczesnych zmian w szlakach dopaminy i miejscach końcowych po nowym spożyciu tłuszczu i cukru u szczurów.

Jednoczesne wykrywanie aktywacji c-FOS z mezolimbicznych i mezokortykalnych miejsc nagrody dopaminy po naiwnym spożyciu cukru i tłuszczu u szczurów

Ten artykuł demonstruje ustandaryzowane zastosowanie zabawnego obchodzenia się, techniki łaskotania zaprojektowanej tak, aby naśladować brutalną zabawę szczura. Technika ta jest skuteczna w zmniejszaniu lękliwych reakcji na ludzi i generowaniu pozytywnego wpływu, gdy szczury są traktowane w celu wykonywania wspólnych czynności hodowlanych oraz procedur medycznych i badawczych, takich jak wstrzykiwanie.

Łaskotanie, technika wywoływania pozytywnego afektu podczas obchodzenia się ze szczurami

Poznaj metodę elicytacji pokarmowej ultradźwiękowych wokalizacji u szczurów i myszy laboratoryjnych. Ten protokół umożliwia kontrolowane badanie afektywnych stanów motywacyjnych oraz funkcji sensoromotorycznych bez zakłóceń hormonalnych.

Elicytacja pokarmu przedwidziała wzmożenie apetytowych ultradźwiękowych wokalizacji u szczurów laboratoryjnych i myszy

Przeglądaj więcej filmów