Name: Możliwa do przeżycia chirurgia stereotaktyczna u gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2008-10-06T00:00:00.000+00:00
Duration: 8 s
Description: Poznaj technikę chirurgii stereotaktycznej u gryzoni do monitorowania poziomów neuroprzekaźników in vivo. Metoda umożliwia badanie dynamiki neurotransmisji w swobodnie poruszających się zwierzętach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wspierane przez DK065872 (ENP), Smith Family Foundation Award of Excellence in Biomedical Research (ENP), F31 DA023760.

Podsumowanie
Myszy C57BL/6J w średnim wieku dwóch miesięcy lub odpowiedniki, bądź szczury Sprague Dawley w średnim wieku trzech miesięcy lub odpowiedniki, są znieczulane ketaminą (60 mg/kg i.p. dla szczurów; 100 mg/kg i.p. dla myszy) i ksylazyną (10 mg/kg, i.p. dla obu gatunków). Sedację monitoruje się za pomocą łagodnego odruchu wycofania po uciśnięciu palca stopy, opisanego przez <a href="https://www.jove.com/index/details.stp?ID=236">Walantusa i wsp.</a>(JoVE, 6, 2007) oraz <a href="https://www.jove.com/index/details.stp?ID=404">Szota i wsp.</a>(JoVE, 9, 2007).&nbsp; Termoregulację zapewnia mata grzewcza sterowana termostatem (ALA Instruments Inc.), a temperaturę monitoruje się za pomocą termometru rektalnego. Przed nacięciem skórę głowy ogala się z futra i odkaża jodyną. Po wykonaniu nacięcia skóry (2 cm długości dla szczurów, 1 cm dla myszy) i usunięciu wszystkich tkanek miękkich z powierzchni czaszki, wyznacza się miejsce umieszczenia kaniuli prowadzącej w odniesieniu do bregmy. W czaszce wierci się otwór o średnicy 6 mm za pomocą wiertarki akumulatorowej przeznaczonej do chirurgii gryzoni (Fine Science Tools, Inc.). Należy zachować ostrożność, aby wiertło nie przebiło opon mózgowych ani naczyń krwionośnych. W czaszce implantuje się obustronnie prowadnice z 21-gauge stali nierdzewnej o długości 5 mm, prowadzące do tylnego jądra półleżącego, grzbietowego prążkowia lub kory przedczołowej. Współrzędne stereotaktyczne ustala się zgodnie z Franklin i Paxinos, 1997 (The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates, Academic Press) lub Paxinos i Watson, 2006 (The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates, Academic Press). Implanty stabilizuje się cementem dentystycznym. Na koniec zabiegu podaje się dawkę objętościową mleczanu Ringera lub soli fizjologicznej 0,9% (5 ml SC u szczurów i 1 ml SC u myszy, po ogrzaniu płynów do normalnej temperatury ciała), aby zapobiec odwodnieniu. Buprenorfinę (0,1-0,5 mg/kg SC) podaje się dwa razy dziennie, a następnie w razie potrzeby, jeśli zwierzę wydaje się odczuwać ból. W przypadku wystąpienia infekcji pooperacyjnych stosuje się miejscowe leczenie antybiotykowe (maść bacytraminowa) oraz systemowe leczenie antybiotykowe (penicylina 100 000 IU/kg IM co 12 godzin przez pierwsze 48 godzin po operacji).
Po operacji zwierzęta są przetrzymywane w indywidualnych klatkach z dostępem do pokarmu i wody ad libitum. Przed rozpoczęciem mikrodializy i eutanazją przewiduje się co najmniej tydzień na rekonwalescencję. Po powrocie do zdrowia po zabiegu zwierzęta są przenoszone do klatek do mikrodializy, a sondy do mikrodializy są wprowadzane i cementowane w prowadnicach zainstalowanych podczas operacji. Wprowadzenie sondy nie powoduje bólu ani dyskomfortu, ponieważ sonda omija skórę, mięśnie i tkankę oponową dzięki zastosowaniu prowadnicy. W związku z tym wprowadzanie sondy odbywa się bez znieczulenia, co pozwala uniknąć efektów znieczulenia na neurochemię lub zachowanie. Pozostawiamy sondy do stabilizacji na 12 godzin, a następnie rozpoczynamy pobieranie próbek co 30 minut przez kolejne 8-12 godzin, w zależności od eksperymentu. Monitorujemy zachowanie lokomotoryczne zwierzęcia za pomocą fotokomórek lub poprzez manualną rejestrację ruchu przez eksperymentatora. Próbki mikrodializatu są wstrzykiwane do urządzenia do wysokosprawnej chromatografii cieczowej z detekcją elektrochemiczną (HPLC-EC) w celu detekcji i analizy neurochemicznej. Analizujemy wpływ na podstawową neurochemię oraz zachowanie lokomotoryczne. Na koniec eksperymentu zwierzę jest uśmiercane poprzez podanie przedawki ketaminy systemowej (200 mg/kg i.p.) i ksylazyny (20 mg/kg, i.p.). Następnie serce jest przepłukiwane 0,9% roztworem soli fizjologicznej, a następnie 4% paraformaldehydem. Mózgi są pobierane, mrożone i przecinane wzdłuż toru sondy do mikrodializy w celu weryfikacji prawidłowego umiejscowienia sondy.
Procedura
<ol>
<li>Przygotować instrument stereotaksyczny oraz wszystkie niezbędne materiały. Upewnić się, że obszar i narzędzia są oczyszczone i wysterylizowane. </li>
<li>Ogolić futro maszynką elektryczną. Golić od uszu aż do miejsca pomiędzy oczami, przesuwając maszynkę w różnych kierunkach, aby skutecznie oczyścić obszar z futra. Na ogoloną powierzchnię nanieść povidine/jod, chroniąc przy tym oczy. </li>
<li>Zamocować zwierzę w aparacie stereotaksycznym, wprowadzając pręty uszne do kanałów słuchowych i mocno je dokręcając. Najpierw zamocować jeden pręt w kanale słuchowym, a następnie przytrzymać go i wsunąć drugi pręt. Prawidłowe ustawienie jest osiągnięte, gdy głowa nie może być już poruszana na boki. Zabezpieczyć pysk przednim uchwytem urządzenia stereotaksycznego i upewnić się za pomocą linijki, że głowa jest wypoziomowana. Ustawić linijkę w pozycji pionowej względem platformy instrumentu stereotaksycznego i sprawdzić, czy między linijką a środkiem skóry głowy zwierzęcia znajduje się kąt 90°. Potwierdzić to za pomocą instrumentu stereotaksycznego, jeśli posiada on taką funkcję. </li>
<li>Za pomocą sterylnego skalpela wykonać cięcie przednio-tylne na skórze głowy, rozciągając je od lambda do miejsca pomiędzy oczami zwierzęcia. Użyć wysterylizowanych kleszczyków hemostatycznych do odciągnięcia skóry i utrzymania nacięcia w otwarciu. Za pomocą kilku sterylnych patyczków bawełnianych osuszyć odsłoniętą powierzchnię czaszki. </li>
<li>Umieścić kaniulę prowadzącą w uchwycie, zlokalizować bregma na czaszce i ustawić kaniulę prowadzącą dokładnie nad tym miejscem. Zapisać współrzędne przednio-tylne i boczne. Korzystając z atlasu stereotaksycznego, wyznaczyć od bregma odpowiednie współrzędne niezbędne do umieszczenia sondy. Ustawić kaniulę prowadzącą na właściwe współrzędne, odejmując lub dodając wartości względem bregma. Obniżyć kaniulę prowadzącą aż do kontaktu z czaszką, a następnie zapisać tę współrzędną brzuszną. Zaznaczyć to miejsce na czaszce sterylnym ołówkiem; w tym miejscu wykonane zostanie wiercenie. </li>
<li>Zdjąć kaniulę prowadzącą i wysterylizować wiertło. Ostrożnie wywiercić otwór w miejscu zaznaczenia ołówkiem&nbsp;, aż do przebicia grubości czaszki. Sprawdzić za pomocą kaniuli prowadzącej, czy przechodzi ona przez otwór bez dotykania ścianek. Kontynuować wiercenie i sprawdzanie do momentu, aż kaniula będzie mogła przejść w linii prostej. Po wykonaniu otworu użyć sterylnej igły, aby delikatnie przebić oponę twardą, co umożliwi niezakłócone wprowadzenie kaniuli. </li>
<li>Następnie, za pomocą wiertarki ręcznej, wykonać sześć otworów pod śruby czaszkowe: dwa przed otworem kaniuli, dwa bocznie od otworu kaniuli i dwa z tyłu po bokach. Wysterylizować sześć śrub i umieścić je w czaszce, aż zostaną mocno zakotwiczone. </li>
<li>Oczyścić kaniulę prowadzącą etanolem i solą fizjologiczną, zamontować i powoli opuścić do właściwej współrzędnej brzusznej. Upewnić się, że ścianki nie dotykają czaszki i że kaniula wchodzi idealnie pionowo. </li>
<li>Umieścić śrubę kotwiczącą przyśrodkowo i za tylnymi śrubami czaszkowymi, przytrzymując ją pęsetą. Przygotować cienką warstwę ciekłego cementu stomatologicznego i za pomocą sterylnej szpatułki pokryć kaniulę prowadzącą, śruby oraz resztę czaszki. Przygotować kolejną, tym razem gęstszą porcję i całkowicie pokryć obszar, kaniulę oraz śrubę kotwiczącą w stopniu zapewniającym stabilne mocowanie. </li>
<li>Gdy cement zacznie gęstnieć, ale przed jego całkowitym utwardzeniem, oddzielić skórę od kopułki cementowej i uformować ją szpatułką, aby upewnić się, że nasadka z cementu jest gładka z każdej strony i nie będzie później podrażniać skóry. </li>
<li>Pozostawić cement stomatologiczny do całkowitego wyschnięcia przed zdjęciem zwierzęcia z aparatu. Usunąć kleszczyki hemostatyczne. Nanieść bacitracynę wokół całej nasadki cementowej. </li>
<li>Po zdjęciu zwierzęcia z instrumentu stereotaksycznego wstrzyknąć mu 0.25 ml penicyliny IM (domięśniowo), a następnie 1 ml soli fizjologicznej SC (podskórnie). </li>
<li>Umieścić zwierzę we własnej klatce i monitorować je do czasu odzyskania przytomności, przed powrotem do pomieszczenia w celu rekonwalescencji. </li>
<li>Monitorować zwierzęta do momentu wybudzenia z narkozy w dniu operacji oraz codziennie po zabiegu, aż do końca eksperymentu, pod kątem objawów infekcji oraz oceny bólu/stresu. Obejmuje to weekendy i święta. Mała aktywność spontaniczna, wokalizacja stresowa podczas manipulacji, zgarbiona postawa, biegunka, obrzęk i wydzielina w obszarze mocowania głowy oraz brak jedzenia/picia są objawami bólu i stresu. Buprenorfinę (0.1-0.5mg/kg SC) podaje się dwa razy dziennie, a następnie w razie potrzeby, jeśli zwierzę wydaje się odczuwać ból. Miejscowe leczenie antybiotykowe (maść bacitracynowa) i ogólnoustrojowe leczenie antybiotykowe (penicylina 100,000 IU/kg IM co 12 godzin przez pierwsze 48 godzin po operacji) są stosowane w przypadku wystąpienia infekcji pooperacyjnych. Jeśli którykolwiek z tych objawów utrzymuje się po podaniu buprenorfiny, dodatkowych płynów i leczenia antybiotykowego w ciągu 12 godzin od operacji, zwierzę zostaje poddane eutanazji.</li>
</ol>
&nbsp;

<ol><li>Bungay, P. M., Newton-Vinson, P., Isele, W., Garris, P. A., Justice, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microdialysis+of+dopamine+interpreted+with+quantitative+model+incorporating+probe+implantation+trauma%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurochem%22%5BJournal%5D)">Microdialysis of dopamine interpreted with quantitative model incorporating probe implantation trauma.</a> J. Neurochem. 86, 932-946 (2003).</li>
<li>Chen, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+tissue+trauma+on+the+characteristics+of+microdialysis+zero-net-flux+method+sampling+neurotransmitters%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Theor.+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of tissue trauma on the characteristics of microdialysis zero-net-flux method sampling neurotransmitters.</a> Journal of Theor. Biology. 238, 863-881 (2006).</li>
<li>Geiger, B. M., Behr, G. G., Frank, L., Caldera-Siu, A. D., Beinfeld, M. C., Kokkotou, E. G., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+defective+mesolimbic+dopamine+exocytosis+in+obesity-prone+rats%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Evidence for defective mesolimbic dopamine exocytosis in obesity-prone rats.</a> FASEB Journal. 8, 2740-2746 (2008).</li>
<li>Pothos, E. N., Creese, I., Hoebel, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restricted+eating+with+weight+loss+selectively+decreases+extracellular+dopamine+in+the+nucleus+accumbens+and+alters+dopamine+response+to+amphetamine%2C+morphine+and+food+intake%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Restricted eating with weight loss selectively decreases extracellular dopamine in the nucleus accumbens and alters dopamine response to amphetamine, morphine and food intake.</a> The Journal of Neuroscience. 15, 6640-6650 (1995).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Mikrodializa in vivo jest preferowanym narzędziem do pomiaru wielu neuroprzekaźników i metabolitów w określonych obszarach mózgu żywego zwierzęcia. Monitoruje ona jednak jedynie pozakomórkowe poziomy neurochemikaliów i nie zapewnia rozdzielczości czasowej pozwalającej na monitorowanie egzocytozy neuroprzekaźników w czasie rzeczywistym. Dzięki zastosowaniu wersji tej techniki nazywanej „net-flux” (przepływem netto) możliwe jest obliczenie rzeczywistego stężenia neuroprzekaźnika w danym miejscu, co z kolei pozwala na dokła...

<table><tbody><tr><td colspan="4">Materiały opisano w dokumencie z protokołem.</td></tr></tbody></table>

przeżywalna operacja stereotaktyczna u gryzoni

Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents 

Zdolność do pomiaru podstawowych pozakomórkowych poziomów neurotransmiterów w mózgu przebudzonych zwierząt pozwala na określenie skutków różnych wyzwań systemowych (farmakologicznych lub fizjologicznych) dla OUN. Na przykład można bezpośrednio zmierzyć, w jaki sposób projekcje dopaminergiczne w śródmózgowiu zwierzęcia reagują na leki uwalniające dopaminę, takie jak d-amfetamina, lub na bodźce naturalne, np. pokarm. W tym filmie pokazujemy, jak implantować kaniule prowadzące skierowane do konkretnych obszarów mózgu szczura, jak wprowadzać i implantować sondę do mikrodializy oraz jak wykorzystać wysokosprawną chromatografię cieczową sprzężoną z detekcją elektrochemiczną (HPLC-EC) do pomiaru pozakomórkowych poziomów utlenialnych neurotransmiterów i metabolitów. Precyzyjne miejscowe podawanie leków za pomocą sondy do mikrodializy umożliwia szczegółowe badania nad specyficznością miejsca działania w mechanizmie działania związku. Technika ta charakteryzuje się doskonałą rozdzielczością anatomiczną i chemiczną, ale jedynie umiarkowaną rozdzielczością czasową, ponieważ próbki z mikrodializy są zazwyczaj przetwarzane co 20-30 minut, aby zapewnić wykrywalne poziomy neurotransmiterów. Komplementarne narzędzia ex vivo (np. elektrofizjologia plastrów mózgu i hodowli komórkowych) mogą pomóc w monitorowaniu neurotransmisji w czasie rzeczywistym.

Monitorowanie poziomów neurotransmiterów pozakomórkowych w określonych obszarach mózgu swobodnie poruszających się zwierząt dostarcza wiedzy na temat związku między uwalnianiem neurotransmiterów a zachowaniem. Mikrodializa in vivo w połączeniu z detekcją elektrochemiczną zapewnia doskonałą rozdzielczość anatomiczną i chemiczną, a także informacje o tym, w jaki sposób podstawowa neurotransmisja ulega zmianom pod wpływem manipulacji farmakologicznych lub fizjologicznych.

Przeżywalna operacja stereotaktyczna u gryzoni

Zdolność do pomiaru podstawowych poziomów pozakomórkowych neuroprzekaźników w mózgu budzących się zwierząt pozwala na określenie wpływu różnych...

Cześć, jestem Brenda Geiger z Laboratorium Emmanuela POTOs w Katedrze Farmakologii i Terapii Eksperymentalnej na Wydziale Medycyny Uniwersytetu Tufts. A ja jestem Lauren Frank, również z tego laboratorium. Dzisiaj zaprezentujemy procedurę przeżywalnej operacji stereotaktycznej u gryzoni.Niniejsza procedura obejmuje przygotowanie aparatury i zwierzęcia do zabiegu, a następnie przeprowadzenie operacji stereotaktycznej. Przejdźmy zatem do realizacji. Przed rozpoczęciem procedury należy przygotować aparat stereotaktyczny oraz wszystkie niezbędne materiały.Należy upewnić się, że obszar roboczy oraz instrumenty są czyste i wysterylizowane. Następnie należy przygotować zwierzę do zabiegu. Dzisiejszą operację zaprezentuję na 10-tygodniowym szczurze rasy Sprague Dawley.Używamy również trzymiesięcznych szczurów szczepu Spray Dolly oraz dwumiesięcznych myszy C 57 black six J, które wymagają specjalistycznego adaptera platformy. Znieczul szczura poprzez iniekcję doszpikową (IP) koktajlu zawierającego 60 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny. Utrzymuj zwierzę w cieple, korzystając z podkładki grzewczej regulowanej termostatem.Po upewnieniu się, że zwierzę jest pod wpływem sedacji i jego temperatura ciała jest stabilna i odpowiednia, można przystąpić do zabiegu chirurgicznego. Aby rozpocząć operację, należy ogolić zwierzę maszynką elektryczną od uszu aż do miejsca pomiędzy oczami. Następnie należy nanieść jod na ogoloną okolicę, dbając o to, aby chronić oczy przed preparatem.Następnie zamocuj zwierzę w aparacie stereotaksycznym. W tym celu najpierw umieść jeden pręt uszny w kanale słuchowym, a następnie przytrzymaj go i wsuń drugi pręt uszny tak, aby głowa nie mogła poruszać się na boki, ale pysk mógł być przesuwany w górę i w dół. Zabezpiecz pysk za pomocą przedniego uchwytu linijki użytkownika instrumentu stereotaksycznego, aby upewnić się, że głowa znajduje się w poziomie.Między linijką a środkiem skóry głowy zwierzęcia powinien znajdować się kąt 90 stopni. Gdy zwierzę zostanie odpowiednio ułożone, wykonaj sterylnym skalpelem nacięcie przednio-tylne na skórze głowy. Przedłuż nacięcie od lambdy aż do miejsca pomiędzy oczami zwierzęcia.Użyj kleszczyków hemostatycznych, aby odsunąć skórę i utrzymać nacięcie otwarte. Osusz odsłoniętą powierzchnię czaszki za pomocą kilku patyczków bawełnianych. Następnie umieść kaniulę prowadzącą w uchwycie.Następnie zlokalizuj punkt bgma na czaszce i ustaw kaniulę prowadzącą bezpośrednio nad tym miejscem. Zapisz współrzędne przednią, tylną i boczną względem bgma. Wyznacz właściwe współrzędne niezbędne do umieszczenia sondy.Z pomocą atlasu stereotaktycznego ustaw kaniulę prowadzącą na właściwe współrzędne, dodając lub odejmując odpowiednią wartość od bgma. Opuszczaj kaniulę prowadzącą, aż dotknie ona czaszki, a następnie zapisz tę współrzędną brzuszna. Zaznacz to miejsce na czaszce ołówkiem.W tym miejscu zostanie wykonane wiercenie. Aby rozpocząć wiercenie, należy usunąć kaniulę prowadzącą i wysterylizować wiertło.Następnie wywierć otwór o średnicy 0,5 milimetra w miejscu zaznaczonym ołówkiem, aż przebijesz całą szerokość czaszki. Sprawdź za pomocą kaniuli, czy przechodzi ona przez otwór, nie dotykając jego ścianek. Kontynuuj wiercenie i sprawdzanie, aż kaniula będzie mogła przejść przez otwór po linii prostej.Należy uważać, aby nie przebić opon mózgowych ani naczyń krwionośnych. Po wykonaniu otworu należy użyć sterylnej igły, aby delikatnie przebić opony, co umożliwi niezakłócone wprowadzenie kaniuli prowadzącej. Następnie, za pomocą wiertarki ręcznej, wykonuje się sześć otworów pod śruby czaszkowe.Dwie przednie, dwie boczne i dwie tylne w stosunku do otworu kaniuli. Sterylizujemy sześć stalowych śrub kostnych i umieszczamy je w czaszce, aż zostaną mocno zakotwiczone. Po wkręceniu śrub oczyszczamy kaniulę prowadzącą etanolem, pozostawiamy do wyschnięcia, a następnie montujemy prowadnicę i powoli opuszczamy ją do odpowiedniej współrzędnej brzusznej.Kaniulę przesuwa się powoli w górę i w dół, aby uniknąć uszkodzenia mózgu. Należy upewnić się, że boki nie stykają się i że kaniula wchodzi idealnie pionowo. Następnie należy usunąć kleszczyki hemostatyczne.Wymieszaj niewielką ilość płynnego cementu dentystycznego i za pomocą szpatułki pokryj cienką warstwą kaniulę prowadzącą, śruby oraz pozostałą część czaszki. Następnie umieść śrubę kotwiczącą przyśrodkowo i za śrubami tylnymi czaszki, utrzymując ją w miejscu pęsetą. Przygotuj kolejną partię cementu, tym razem o gęstszej konsystencji, i całkowicie pokryj kaniulę oraz śruby kotwiczące wystarczającą ilością cementu, aby zostały one unieruchomione po jego stwardnieniu.Jednak zanim cement stwardnieje, oddziel skórę od cementowej czapeczki i wygładź ją za pomocą szpatułki, aby upewnić się, że jest gładka z każdej strony i nie podrażnia skóry. Następnie dodaje się więcej cementu, aby wzmocnić kaniulę prowadzącą i połączyć ją z resztą uchwytu głownego. Po całkowitym wyschnięciu cementu dentystycznego wyjmij zwierzę z aparatury.Następnie nanieś miejscowy antybiotyk bacitracynę wokół całej cementowej zaślepki. Następnie podaj domięśniowy zastrzyk z penicyliną, a po nim podskórny zastrzyk z solą fizjologiczną. Umieść zwierzę w klatce i monitoruj je, aż odzyska przytomność.Następnie należy przenieść zwierzę z powrotem do klatki w celu rekonwalescencji. Po wyzdrowieniu zwierzę należy monitorować codziennie aż do zakończenia eksperymentu pod kątem objawów infekcji oraz oceny bólu i stresu.Podawaj 0,1 do 0,5 mg/kg buprenorfiny podskórnie dwa razy dziennie w razie potrzeby, jeśli zwierzę wydaje się odczuwać ból. Dodatkowo stosuje się miejscowe leczenie bacytramyną oraz systemowe leczenie penicyliną. W przypadku wystąpienia infekcji pooperacyjnych lub utrzymywania się jakichkolwiek objawów przez ponad 12 h po zabiegu, zwierzę zostaje poddane eutanazji.Właśnie zaprezentowaliśmy sposób przeprowadzenia przeżywalnej operacji stereotaktycznej u gryzoni. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o zachowaniu sterylnych warunków podczas operacji oraz o uważnym monitorowaniu zwierzęcia po zabiegu w celu uniknięcia infekcji, a także o prawidłowym umieszczeniu zwierzęcia na prętach powietrznych, tak aby położenie kaniuli prowadzącej było poprawne.To wszystko. Dziękujemy za oglądanie i życzymy powodzenia w eksperymentach.

survivable-stereotaxic-surgery-in-rodents

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przetrwalna stereotaktyczna operacja u gryzoni

Pacjenci z guzami mózgu rutynowo poddawani są radioterapii czaszki, a choć metoda ta jest korzystna, często prowadzi do wyniszczających zaburzeń poznawczych. Ten poważny, nierozwiązany problem nie ma obecnie żadnego klinicznego lekarstwa, co skłoniło nas do podjęcia wysiłków w celu opracowania terapii opartych na komórkach macierzystych w celu przywrócenia funkcji poznawczych upośledzonych przez promieniowanie.

Strategie transplantacji komórek macierzystych w celu przywrócenia funkcji poznawczych upośledzonych przez radioterapię czaszki

Chirurgia stereotaktyczna u gryzoni umożliwia celowane podawanie leków lub stymulację elektryczną i rejestrację sygnałów u czuwających zwierząt podczas wykonywania określonych zachowań. W niniejszej prezentacji wideo zademonstrujemy niedawne udoskonalenia tej ugruntowanej procedury, które skutecznie zwiększyły przeżywalność i zmniejszyły utratę masy ciała po operacji.

Chirurgia stereotaktyczna gryzoni i poprawa dobrostanu zwierząt w neuronauce behawioralnej

Opisano celowaną ablację konkretnych obszarów mózgu poprzez infuzję egzocytotoksyny z wykorzystaniem współrzędnych stereotaksycznych. Technikę tę można również zaadaptować do infuzji innych substancji chemicznych do mózgu szczura.

Chirurgia stereotaktyczna w celu wywołania uszkodzeń ekscytotoksycznych w określonych obszarach mózgu dorosłego szczura

Ten protokół opisuje standardową metodę jednoczesnego funkcjonalnego obrazowania metodą rezonansu magnetycznego i głębokiej stymulacji mózgu u gryzonia. Połączone wykorzystanie tych narzędzi eksperymentalnych pozwala na badanie globalnej aktywności w odpowiedzi na stymulację elektryczną w praktycznie każdym miejscu w mózgu.

Głęboka stymulacja mózgu z jednoczesnym fMRI u gryzoni

Ta praca przedstawia protokół do przeprowadzenia stereotaktycznego, neurochirurgicznego wszczepienia matryc mikroelektrod u marmozety pospolitej. Metoda ta umożliwia zapisy elektrofizjologiczne u swobodnie zachowujących się zwierząt, ale może być łatwo dostosowana do każdej innej podobnej interwencji neurochirurgicznej u tego gatunku (np. kaniula do podawania leków lub elektrody do stymulacji mózgu).

Chirurgia stereotaktyczna do implantacji układów mikroelektrod w marmozecie zwyczajnej (Callithrix jacchus)

Stereotaktyczna operacja celowania w miejsca mózgu u myszy zwykle obejmuje dostęp przez kości czaszki i jest prowadzona przez punkty orientacyjne czaszki. Poniżej przedstawiamy alternatywne podejście stereotaktyczne do celowania w ogonowy pień mózgu i górny odcinek szyjny rdzenia kręgowego za pomocą cisterna magna, które opiera się na bezpośredniej wizualizacji punktów orientacyjnych pnia mózgu.

Stereotaktyczne podejście chirurgiczne do mikroiniekcji ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego za pośrednictwem Cisterna magna u myszy

Opisujemy przedkliniczną eksperymentalną metodę oceny neuromodulacji metabolicznej wywołanej przez ostrą głęboką stymulację mózgu za pomocą in vivo FDG-PET. Manuskrypt ten obejmuje wszystkie etapy eksperymentalne, od chirurgii stereotaktycznej po zastosowanie leczenia stymulacją oraz pozyskiwanie, przetwarzanie i analizę obrazów PET.

In vivo (in vivo) Pozytonowa tomografia emisyjna w celu ujawnienia wzorców aktywności wywołanych głęboką stymulacją mózgu u szczurów

Obecny protokół opisuje praktyczną strategię przyspieszenia etapu weryfikacji współrzędnych iniekcji stereotaktycznej przed przeprowadzeniem śledzenia wirusa za pomocą barwników i zamrożonych skrawków.

Wstępna walidacja współrzędnych iniekcji stereotaktycznej za pomocą kriosekcji

Opracowanie ortotopowych modeli guzów mózgu u dzieci wymaga skrupulatnej precyzji, przy użyciu urządzenia stereotaktycznego do precyzyjnego wszczepiania komórek nowotworowych. Przedstawiona tutaj metodologia przedstawia etapy związane z przygotowaniem komórek guza mózgu, wykonywaniem iniekcji wewnątrzczaszkowych i wdrażaniem systemu monitorowania pooperacyjnego w celu oceny wszczepienia guza mózgu.

Opracowanie ortotopowych modeli ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów dla guzów mózgu przy użyciu urządzenia stereotaktycznego

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Poznaj technikę chirurgii stereotaktycznej u gryzoni do monitorowania poziomów neuroprzekaźników in vivo. Metoda umożliwia badanie dynamiki neurotransmisji w swobodnie poruszających się zwierzętach.

Przeżywalna operacja stereotaktyczna u gryzoni

Przeglądaj więcej filmów