Avaliar a resposta estomática ao vivo células bacterianas usando imagens Folha Inteira

Resumo

Nós desenvolvemos um protocolo simples e reprodutível para acessar a resposta estomática ao bactérias vivas. Este método minimiza ferimento e manipulação da folha, em comparação com o uso de peelings epidérmicos relatado anteriormente.

Resumo

Estômatos são aberturas naturais na epiderme planta responsável pela troca de gases entre o interior da planta e ambiente. Eles são formados por um par de células-guarda, que são capazes de fechar o poro estomático em resposta a uma série de fatores externos, incluindo a intensidade da luz, a concentração de dióxido de carbono e umidade relativa (UR). O poro estomático é também a principal via para a entrada do patógeno em folhas, um passo crucial para o desenvolvimento da doença. Estudos recentes têm revelado que o fechamento do poro é eficiente na minimização de desenvolvimento de doenças bacterianas em plantas de Arabidopsis, uma parte integrante da imunidade inata de plantas. Anteriormente, nós usamos as cascas da epiderme para avaliar a resposta estomática ao vivo bactérias (Melotto et al 2006).; No entanto manter condições ambientais favoráveis ​​para ambas as cascas de plantas da epiderme e células bacterianas tem sido um desafio. Epiderme da folha pode ser mantido vivo e saudável, com MES buffer (10 mM KCl, 25 mM MES-KOH, pH 6,15) para experimentos eletrofisiológicos das células guarda. No entanto, essa reserva não é apropriado para a obtenção de suspensão bacteriana. Por outro lado, as células bacterianas podem ser mantidos vivos em água que não é adequada para manter as cascas da epiderme por longo período de tempo. Quando uma casca flutua sobre a água da epiderme, as células na casca que estão expostos ao ar seco dentro de 4 horas limitando o tempo para realizar o experimento. Um método ideal para avaliar o efeito de um estímulo especial sobre células-guarda deve apresentar o mínimo de interferência para a fisiologia dos estômatos e ao meio ambiente natural da planta, tanto quanto possível. Nós, portanto, desenvolveu um novo método para avaliar a resposta estomática ao vivo em que as bactérias ferindo folha e manipulação é bastante minimizado com o objetivo de fornecer um ensaio facilmente reproduzível e confiável estomática. O protocolo se baseia na coloração da folha intacta com iodeto de propídio (PI), a incubação de coloração das folhas com suspensão bacteriana, e observação das folhas sob microscópio confocal de varredura a laser. Finalmente, esse método permite a observação da amostra da folha mesmo viver durante longos períodos de tempo usando condições que simulam as condições naturais em que as plantas são atacadas por patógenos.

Protocolo

1. As plantas que crescem e Bactérias Preparação

1. Para iniciar este procedimento semear Arabidopsis em um v 01:01:01: v: v mistura de meio de cultura (Redi-earth plug and mix de mudas, Sun Gro), vermiculita fina, e perlite.
2. Crescer as plantas em câmara de crescimento (22 ° C umidade, 12 horas de luz de 100 mmol / mm ² / s por dia e 65 ± 5%) e água, conforme necessário. As plantas estão prontas para uso em 4-6 semanas quando têm folhas jovens completamente expandidas antes do pendoamento.
3. Dois dias antes de iniciar o experimento preparar a cultura bactéria. Streak Pseudomonas syringae do estoque de glicerol em meio LB modificado (10 g / L triptona, 5 g / L de extrato de levedura, 5 g / L NaCl pH 7,0, e ágar 1,5%) e incubar durante 24 horas a 28 ° C. Use cultura fresco para preparar o inóculo e sempre começam placas de cultura de stocks glicerol como bactérias torna-se menos virulentas após o sub-cultura.
4. Use as bactérias que cresceram na placa para começar uma cultura de 10 mL de líquido de P. syringae em um erlenmeyer 50 mL. Incubar a cultura durante a noite a 28 ° C com agitação vigorosa até atingir densidade óptica ou OD a 600 nm entre 0,8 e 1.
5. Medir o OD a 600 e colher as células por centrifugação a 1360 xg por 10 minutos. Ressuspender as células em água destilada de modo que o OD final é 0,2. Este OD corresponde a 10 ⁸ unidades formadoras de colônia (UFC) / mL. Com as bactérias pronto, vá para preparar as folhas e realizar o ensaio.

2. A coloração das folhas e incubação com bactérias

1. , A fim de mancha as folhas primeiro preparar 20 iodeto de propídio mM ou solução PI na água. 10 mL de solução é suficiente para manchar 3 folhas pequenas de cada vez.
2. Recuperar as plantas da câmara de crescimento e com uma pinça retire três jovens, completamente expandidas folhas. Mergulhe as folhas inteiras em solução de PI por 5 minutos. Em seguida, retire as folhas e lavá-los rapidamente com água destilada.
3. Em seguida coloque uma folha com a superfície inferior virado para baixo sobre uma lâmina de microscópio. Corte a folha com uma lâmina afiada em quatro pedaços excluindo a veia meados de modo que a folha plana estabelece no slide.
4. Para incubar a bactéria com as folhas, adicionar 300 mL de suspensão bacteriana sob os pedaços de folhas no slide. Certifique-se que a superfície inferior da folha está em contato com o inóculo.
5. Incubar as amostras nas mesmas condições ambientais que foram usados ​​para crescer as plantas. No momento em que deixa de observar ao microscópio, transferir os pedaços de folhas para um novo slide com superfície inferior voltada para cima. Note-se que lamínula não é utilizado durante a montagem dos slides. A amostra foliar mesmo pode ser fotografada várias vezes durante a incubação e um curso de tempo pode ser configurado de acordo com os objetivos da pesquisa.

3. Análise da Medição Microscopia e Dados

1. Aqui, um microscópio confocal de varredura a laser (LSM 510 Meta, Carl Zeiss Inc.) é usado para examinar as folhas. Observar a superfície inferior das folhas para detectar a fluorescência de PI (excitação 453 nm, a emissão de 543 e 620 nm).
2. Utilizando as amostras de folhas mesmo capturar imagens de estômatos ao longo do tempo. Guardar as imagens para medir a largura da abertura estomática.
3. Medir a largura de abertura estomática de pelo menos 60 estômatos para cada tratamento em cada momento usando o navegador de imagem LSM.
4. Calcular a média e erro padrão para a largura da abertura estomática. Significância estatística dos resultados pode ser calculada usando 2-tailed, Student pareado sábio t-teste.

4. Imagens representativas da Resposta estomática para incubação com bactérias

1. Aqui está uma imagem típica microscópica (utilizando objetiva de 20x) de uma superfície foliar de Arabidopsis sob microscópio confocal de varredura a laser em vista de campo claro (Figura 1).
2. Manchas de iodeto de propídio da parede celular de células viáveis ​​aumentar a visibilidade de células-guarda, além de permitir a identificação de células intactas de coleta de dados (Figura 2). Uma série de aberturas de poro estomático pode ser visto nestas micrografias, a partir de estômatos completamente fechados para estômatos abertos.
3. Estômatos completamente fechados são identificados pela forma das células guarda (Figura 3). A largura de abertura é considerado como sendo 0 mM.
4. Para estômatos abertos (Figura 4) a largura de abertura mostrada é medido por meio de uma linha reta traçada através da maior área do poro estomático.
5. Estes são típicos os resultados experimentais deste ensaio estomática. Deixa Arabidopis foram incubadas no escuro com três diferentes cepas de Pseudomonas syringae. Apenas a bactéria Pst DC3000 foi capaz de abrir-escuro fechado estômatos, medido pela largura de abertura de estômatos selecionados aleatoriamente 60 por estirpe bacteriana (Figura 5).

Figura 1. Micrografia da superfície de uma folha de Arabidopsis. Um campo de visão da superfície foliar sob microscópio confocal de varredura a laser (LSCM) usando o objetivo de 20x. Note-se que a abertura estomática não é tão evidente quando comparado com o ponto de vista fluorescentes auxiliado por coloração iodeto de propídio (Figura 2).

Figura 2. Micrografia da superfície de uma folha de Arabidopsis propidium iodeto de manchado. Um campo de visão da superfície foliar sob microscópio confocal de varredura a laser (LSCM) usando o objetivo de 20x. Nota uma gama de abertura do poro estomático. Setas amarelas são apontados para fechar completamente estômatos e setas verdes são apontados estômatos abertos.

Figura 3. Estômatos completamente perto identificados pela forma e da abertura entre as células guarda. A largura de abertura é considerado como sendo 0 mM.

Figura 4. Estômatos abertos mostrando a largura de abertura em mM. As medidas foram feitas usando o navegador LSCM baseado em uma linha reta traçada através da maior área do poro estomático.

Figura 5. Abertura estomática das folhas de Arabidopsis incubadas com três linhagens de Pseudomonas syringae pv tomate:.. DC3118, DB29, e DC3000 As plantas foram mantidas no escuro durante o tempo de experimentação. Os resultados são apresentados como a média (n = 50-70) ± erro padrão. Significância estatística foi detectada com bicaudal de Student t-test. O experimento foi repetido três vezes com resultados semelhantes.

Discussão

Nós apresentamos um procedimento para a frente para medir a abertura estomática em tecido foliar intacta permitindo uma fácil avaliação da resposta estomática a diferentes tratamentos.

Embora tenhamos apresentado resultados utilizando o sistema modelo Arabidopsis / Pseudomonas syringae, o ensaio da folha intacta estomática pode ser potencialmente realizada com qualquer combinação de plantas bactéria. O protocolo pode ser facilmente modificado para atender às necessidades de crescimento de outras plantas e patógenos bacterianos. O princípio geral e procedimento permanece o mesmo. Além disso, este método pode ser benéfica para pesquisadores que desejam estudar saída funcional de células-guarda não só para viver os micróbios, mas também a outros estímulos e agentes químicos em condições que mantenham o ambiente natural da folha.

Folha inteira pode ser difícil de imagem devido a sua espessura e topografia irregular. Este problema pode ser aliviado com a remoção da veia meados da folha de modo que estabelece plano no slide e microscopia confocal. No entanto, outros tipos de microscópio de fluorescência pode ser usado para obter imagens de alta resolução da superfície da folha.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Iodeto de propídio	Sigma-Aldrich	P4864
Triptona	Fisher Scientific	BP1421-1
Extrato de levedura	Difco Laboratories	0127-01-7
Cloreto de sódio	VWR international	7647-14-5
Ágar	Bio Express	J637-2500G
Câmara de crescimento vegetal
Incubadora agitadora
Microscópio confocal a laser