Estimulação cerebral profunda como tratamento para dependência de drogas em um modelo de rato

Resumo

Fonte: Batra, V., et al. Um método geral para avaliar os efeitos da estimulação cerebral profunda na autoadministração intravenosa de metanfetamina. J. Vis. Exp. (2016).

Este vídeo demonstra um modelo de dependência de drogas em ratos no qual o animal auto-administra metanfetamina intravenosa pressionando uma alavanca, levando a um comportamento compulsivo de busca de drogas impulsionado pela liberação de dopamina no núcleo accumbens. Para neutralizar isso, o rato passa por estimulação cerebral profunda (DBS) por meio de um eletrodo bipolar implantado, fornecendo pulsos de alta frequência para inibir neurônios hiperativos no núcleo accumbens. Os efeitos do DBS são então avaliados observando mudanças no comportamento de busca de drogas, revelando seu potencial para reduzir as respostas relacionadas ao vício.

Protocolo

Todos os procedimentos envolvendo modelos animais foram revisados pelo comitê institucional local de cuidados com animais e pelo conselho de revisão veterinária do JoVE.

1. Aclimatação a roedores e restrição alimentar

1. Use ratos Wistar adultos com 3 meses de idade no início do experimento. Ratos domésticos individualmente em gaiolas equipadas com uma unidade de fluxo laminar e filtro de ar em uma instalação de cuidados com animais credenciada pela Associação Americana de Acreditação de Cuidados com Animais de Laboratório (AAALAC) com temperatura e umidade controladas em um ciclo reverso de 12 horas de luz / escuridão (luzes apagadas às 0600 horas).
2. Forneça água e ração padrão para roedores livremente até que o peso corporal seja de aproximadamente 380 a 400 g. Posteriormente, os ratos restringem a alimentação e mantêm 85 a 90% de seus pesos corporais de alimentação livre durante as sessões experimentais para facilitar a aquisição e manutenção da resposta à metanfetamina.
3. Manuseie os roedores na sala da gaiola doméstica diariamente desde a chegada durante as sessões experimentais para registrar o peso corporal e ajustar a alocação diária de alimentos.
4. Assim que os pesos-alvo forem alcançados, prepare-se para implantar cirurgicamente cada rato com um cateter jugular crônico de demora e eletrodos estimulantes intracranianos.

2. Preparação do cateter de cateterismo da veia jugular

1. 1. Prepare um comprimento de 13 cm de tubo de silastic com um diâmetro interno de 0,012 x 0,025', crie uma bola de silicone a 4 cm de uma extremidade do tubo usando tubo de silicone extra e eletrocautério e deixe secar ao ar.
   2. Mergulhe a outra extremidade do tubo em um solvente à base de limoneno derivado de frutas cítricas por alguns minutos e deixe-o expandir. Conecte o tubo expandido a uma cânula guia de aço inoxidável dobrada em ângulo reto.
   3. Ancore a base dobrada da cânula guia de aço inoxidável a um quadrado de 1" de malha biocompatível usando cimento acrílico odontológico.
   4. Lave o cateter por dentro e por fora com etanol e água destilada. Injete ar através da tubulação para eliminar gotículas de líquido residuais. Deixe secar durante a noite (O/N).
2. Técnica Estéril
   1. Realize todas as cirurgias em uma suíte cirúrgica animal dedicada usando técnicas cirúrgicas assépticas. Esterilize instrumentos e implantes usando uma autoclave e prepare uma área estéril colocando papel à prova d'água na mesa de operação (SO) coberta com uma toalha (s) estéril.
   2. Use luvas estéreis e mantenha todos os instrumentos, implantes e gaze cirúrgica na área estéril durante o procedimento. Limpe cada instrumento com um cotonete embebido em álcool seguido de 20 segundos em um esterilizador de esferas entre os procedimentos quando várias cirurgias forem realizadas.
3. Anestesia
   1. Pré-tratar ratos com atropina (sulfato) (0,04 mg/kg, s.q.) seguido de pentobarbital (20 - 50 mg/kg, ip) para obter anestesia.
   2. Injete animais com suspensão estéril de penicilina G procaína (75.000 unidades, intramuscular [i.m.]) e um agente analgésico (carprofeno, 5 - 10 mg / kg, sc ou cetoprofeno, 2 - 5 mg / kg, sc) imediatamente antes da cirurgia para diminuir infecções perioperatórias e dor, respectivamente.
   3. Verifique se há anestesia adequada aplicando um beliscão moderado no animal e, se não ocorrer resposta, prossiga. Aplique lubrificante ocular em ambos os olhos.
4. Preparação do local cirúrgico
   1. Raspe um remendo dorsal de 2 x 2 cm nas costas do rato, logo posterior a uma linha que conecta as omoplatas. Raspe um adesivo ventral de 1 x 1 cm na região do pescoço direito entre o maxilar e o esterno.
   2. Limpe as áreas depiladas com compressas embebidas em álcool seguidas de solução de betadina. Coloque o rato em uma toalha estéril e deixe o betadine secar antes de prosseguir.
5. Implante de cateter
   1. Faça uma incisão paralela a uma linha que conecta as omoplatas na região média da escápula nas costas usando uma faca de 10 lâminas. Use um hemostático para separar a pele do tecido conjuntivo subjacente para criar um plano para a base do cateter de malha. Irrigue a área com solução salina estéril e cubra-a com gaze estéril antes de virar o rato de costas.
   2. Faça uma incisão diagonal entre o maxilar direito e o esterno usando uma faca de 10 lâminas. Use um hemostático para separar a pele do tecido conjuntivo subjacente para localizar a veia jugular.
      Nota: A veia jugular parece branca/prateada e brilhante, e é maior em ratos machos do que em fêmeas.
   3. Coloque uma espátula embaixo da veia, amarre uma sutura de seda 4-0 suavemente ao redor da parte superior (parte proximal) da veia exposta e empurre a veia de volta para o pescoço.
   4. Separe os tecidos conjuntivos para criar uma bolsa superficial sob a pele inferolateral do pescoço, mas acima do músculo. Empurre um trocarte esterilizado da incisão do pescoço para a incisão da escápula média, tunelando para trás do braço e para cima. Passe o cateter de trás para o pescoço, inserindo um fio-guia rígido através do trocarte da extremidade do pescoço e no cateter distal. Puxe o fio-guia de volta para a incisão no pescoço e o cateter distal conectado seguirá.
   5. Isole a veia jugular direita sobre uma espátula puxando para cima a sutura proximal previamente colocada. Use uma tesoura esférica para fazer um pequeno corte parcial na parte superior da veia.
   6. Insira uma pinça curva na incisão da veia para abri-la. Mantendo a pinça separada, mas no lugar, passe a ponta do cateter entre as pontas da pinça e na veia cerca de 2 a 3 cm, onde terminará fora do átrio direito.
   7. Prenda o cateter amarrando uma sutura de seda 4-0 ao redor da veia distal. Amarre as suturas proximal e distal em um nó de "caixa" para adicionar estabilidade extra.
   8. Lave o cateter com solução salina estéril heparinizada e retire o sangue para confirmar o implante bem-sucedido. Apare as suturas 1 a 2 mm acima dos nós e coloque o cateter proximal restante sob a pele do pescoço. Feche com uma sutura/método apropriado de sua escolha. Se forem usadas suturas ou grampos não absorvíveis, eles devem ser removidos em 10-14 dias sob anestesia geral. Cubra a incisão com pomada antibiótica usando um aplicador de ponta de algodão estéril.
   9. Ancore o conjunto cateter/cânula-guia/malha distal ao tecido subcutâneo das costas usando suturas absorvíveis em dois dos cantos opostos da base da tela. Feche a incisão posterior ao redor da cânula guia usando suturas absorvíveis interrompidas e não invertidas. Cubra a incisão com pomada antibiótica usando um aplicador de ponta de algodão estéril.
6. Cuidados pós-operatórios
   1. Lave o cateter com solução salina estéril heparinizada a 0,9% usando uma seringa de 3 ml e coloque um obturador na cânula guia para evitar entupimento.
   2. Lave o cateter de cada rato diariamente para manter a permeabilidade.
   3. Imediatamente após o procedimento, coloque o rato em sua gaiola doméstica sobre uma almofada de aquecimento na sala cirúrgica e observe até que a consciência e o movimento espontâneo retornem.
   4. Devolva o rato recuperado para a sala da colônia e aguarde de cinco a sete dias antes da cirurgia intracraniana. Pese, manuseie e avalie seu estado geral diariamente, incluindo a verificação de infecção e a avaliação do comportamento, aparência e níveis de atividade do animal.
   5. Consulte o veterinário de Recursos Animais se surgir algum problema e siga os regimes de tratamento recomendados. Injete nos animais um agente analgésico (carprofeno, 5 - 10 mg / kg, sc ou cetoprofeno, 2 - 5 mg / kg, sc) para tratar a dor perioperatória conforme necessário.

3. Preparação cirúrgica de colocação

1. de eletrodo intracraniano
   1. Realize todas as cirurgias em condições estéreis, conforme descrito na seção 2.2.
2. Anesthesia
   1. Coloque o animal em uma câmara de indução de anestesia e forneça fluxo de gás isoflurano para a câmara a 1.000 - 2.000 ml/min com o vaporizador ajustado a 5%.
   2. Assim que o animal estiver reclinado, remova-o da câmara e coloque-o no cone do nariz na plataforma de operação estereotáxica acolchoada. Mude o fluxo de gás da câmara para o cone do nariz e execute o gás com o vaporizador ajustado em 2 - 3%.
   3. Ajuste o vaporizador conforme necessário para manter respirações estáveis e sem resposta à estimulação durante a cirurgia.
   4. Injete no rato uma suspensão estéril de penicilina G procaína (75.000 unidades, i.m.) e um agente analgésico (buprenorfina 0,05 a 0,5 mg / kg sc) imediatamente antes da cirurgia para diminuir as infecções perioperatórias e a dor, respectivamente.
   5. Verifique se há anestesia adequada aplicando um beliscão moderado no animal e, se não ocorrer resposta, prossiga. Aplique lubrificante ocular em ambos os olhos.
3. Preparação do local cirúrgico
   1. Raspe a parte superior da cabeça do rato e coloque-o em barras auriculares para manter a cabeça imóvel durante o procedimento. Limpe a área raspada com compressas embebidas em álcool seguidas de solução de betadina. Deixe o betadine secar antes de prosseguir.
4. Implantação de eletrodo
   1. Segure o couro cabeludo entre e ligeiramente anterior às orelhas com uma pinça e use uma tesoura para cortar a base. Esta manobra removerá uma área de 1,5 x 1 cm de pele sobre o meio do crânio.
   2. Use uma lâmina de 10 para fazer uma incisão circunferencial através do pericrânio até o crânio e uma pinça curva para raspar e remover o pericrânio. Irrigue a área com solução salina estéril, enxugue o excesso de sangue e solução salina com gaze e deixe o crânio secar completamente para que os pontos ósseos, incluindo o bregma, possam ser vistos claramente.
   3. Para cirurgia bilateral, monte dois eletrodos bipolares de platina-irídio, um em cada suporte de eletrodo em cada lado da plataforma de operação estereotáxica. Mova o primeiro eletrodo para a posição ~ 1 mm sobre o bregma e anote as coordenadas estereotáxicas para as posições ântero-posterior (AP) e médio-lateral (ML), que serão mostradas no display digital. Na verdade, NÃO toque a ponta do eletrodo no crânio porque o eletrodo não funcionará mais. Repita este procedimento para o outro eletrodo.
   4. Calcule as coordenadas finais de AP e ML com base na estrutura de destino de interesse. Mova o eletrodo para esta posição com a ponta logo acima do crânio para obter a coordenada dorsoventral inicial (DV) no display digital. Calcule a profundidade final do DV com base na estrutura alvo de interesse.
      Nota: A concha do núcleo accumbens foi direcionada neste exemplo, dado seu envolvimento conhecido no comportamento consumatório de drogas, usando as seguintes coordenadas estereotáxicas em relação ao bregma:Coordenada de entrada AP = [Coordenada exibida digitalmente no bregma] + Coordenada de entrada 1,6ML = [Coordenada exibida digitalmente no bregma] ± 2,4 para profundidade DV direita/esquerda = [Coordenada exibida digitalmente na superfície do crânio na entrada AP/ML] - 8,5
   5. Marque a posição de entrada projetada de cada eletrodo na superfície do crânio com um marcador permanente. Não bata ou toque na ponta do eletrodo durante esta manobra.
   6. Use uma broca revestida de diamante de bola redonda para fazer um furo de 1,4 mm em cada marca. Tenha cuidado para não mergulhar no crânio na abóbada intracraniana com a broca de alta velocidade. Use uma pinça curva para perfurar a dura-máter depois que o crânio for perfurado.
   7. Use uma broca revestida de diamante de esfera redonda para fazer furos de 0.7 mm em quatro locais adicionais atrás das entradas do eletrodo para colocação de parafusos de caveira. Use uma chave de fenda manual para colocar quatro parafusos de aço inoxidável de 0,8 (diâmetro) x 3,2 (comprimento) mm no crânio, dois de cada lado da linha média. Prenda firmemente esses parafusos até cerca de metade de seu comprimento no crânio, porque eles são a principal infraestrutura que manterá a calota craniana no lugar nas próximas semanas e meses.
   8. Insira cuidadosamente o primeiro eletrodo através de seu orifício de rebarba no cérebro até a profundidade DV calculada, girando manualmente o botão que gerencia a coordenada Z do suporte do eletrodo. Gire o botão a uma taxa aproximadamente igual a 1/2 volta por segundo para evitar danos indevidos à ponta do eletrodo. Certifique-se de que a ponta do eletrodo não toque na borda óssea do orifício ao entrar no cérebro.
   9. Prenda o primeiro eletrodo usando super cola em camadas sobre o orifício e os parafusos posteriores, seguido de cimento dentário. Uma vez que esta construção tenha secado completamente, remova o eletrodo de seu suporte. Repita o processo de inserção e cimentação para o segundo eletrodo. Aplique cimento dental até a borda da pele, mas não se sobreponha à pele, pois isso afrouxa a capa de cimento craniana a longo prazo.
5. Cuidados pós-operatórios
   1. Coloque duas tampas contra poeira sobre os pedestais dos eletrodos para evitar entupimento.
   2. Imediatamente após o procedimento, coloque o rato em sua gaiola doméstica sobre uma almofada de aquecimento na sala cirúrgica e observe até que a consciência e o movimento espontâneo retornem.
   3. Devolva o rato recuperado para a sala da colônia e aguarde cinco dias antes de iniciar o experimento. Pese, manuseie e avalie o estado geral dos ratos diariamente, incluindo a verificação de infecção e a avaliação do comportamento, aparência e níveis de atividade dos animais.
   4. Consulte o veterinário de Recursos Animais se surgir algum problema e siga os regimes de tratamento recomendados. Injete nos animais um agente analgésico (buprenorfina 0,05 a 1 mg / kg sc) para tratar a dor perioperatória conforme necessário. O sangramento intracraniano pode ser mais prevalente com o uso de analgésicos não esteróides (carprofeno, 5 - 10 mg / kg, sc ou cetoprofeno, 2 - 5 mg / kg, sc), portanto, use buprenorfina no perioperatório para cirurgia intracraniana.

4. Aparelho operante

1. Use câmaras de condicionamento operante de plástico e aço inoxidável contidas em gabinetes de atenuação de som para executar os experimentos comportamentais.
2. Equipe cada gabinete com um exaustor para fornecer ventilação e ruído branco para mascarar sons estranhos.
3. Use um computador pessoal e um sistema de interface de software comportamental para programar os procedimentos e coletar os dados experimentais.
4. Configuração geral
   1. Equipe cada câmara experimental com duas alavancas de resposta montadas em uma parede da câmara, com uma luz de estímulo localizada acima de cada alavanca. Designe uma das alavancas como a alavanca "ativa" de modo que resulte em uma consequência programada quando pressionada.
   2. Programe uma luz de estímulo localizada diretamente acima da alavanca de resposta ativa para acender durante cada sessão operante, indicando a disponibilidade do medicamento.
   3. Faça com que uma resposta na alavanca ativa resulte em uma administração de infusão de metanfetamina (0,05 mg / kg / infusão em 100 μl de NaCl a 0,9%) durante 2,8 segundos, acompanhada pela luz da casa na parede oposta acendendo por 5 segundos e a luz de estímulo apagando por um tempo limite de 30 segundos.
   4. Conte as respostas na alavanca ativa, mas elas não devem ter consequências programadas durante o período de tempo limite de 30 segundos. Para conclusão, registre as respostas na alavanca inativa, mas elas não devem ter consequências programadas.

5. Procedimento de autoadministração de metanfetamina intravenosa (IV)

1. Preparações gerais
   1. Carregue ratos nas câmaras operante o mais rápido e calmamente possível para minimizar os artefatos comportamentais. Prenda uma coleira de mola de aço inoxidável à cânula guia nas costas do roedor e a um giro de fluido à prova de vazamentos suspenso acima da câmara operante.
   2. Garanta a integridade da tubulação de conexão do giro para a seringa de medicamentos de 20 ml em uma bomba acionada por motor localizada fora do invólucro de atenuação de som. Para fazer isso, empurre o tubo de conexão de plástico pelo menos 1/4 de polegada na ponta giratória de metal e na ponta da agulha da seringa de medicamentos até que não escorregue com puxões moderados. Contrabalanceie o conjunto giratório e a guia para permitir um movimento relativamente irrestrito do animal.
   3. Conduza sessões operantes aproximadamente no mesmo horário todos os dias, de segunda a sexta-feira.
2. Acquisition
   1. Para facilitar a rápida aquisição da autoadministração de metanfetamina intravenosa, execute ratos em sessões diárias de 6 horas por quatro a cinco dias consecutivos.
   2. Conduza essas sessões em um esquema de reforço FR-1 + 30 segundos de proporção fixa, durante o qual os ratos recebem uma infusão de metanfetamina IV para cada pressão na alavanca ativa, seguida por um tempo limite de 30 segundos (por exemplo, nenhuma consequência de sugestão ou recompensa ocorre com o pressionamento de qualquer uma das alavancas).
      Nota: Este acesso inicial prolongado e "fácil" resultará na maioria dos roedores adquirindo um comportamento significativo de consumo de drogas em menos ou igual a uma semana (Figura 3).
3. Manutenção
   1. Durante a segunda semana de treinamento, execute ratos em sessões diárias de 2 horas de segunda a sexta-feira para manter e refinar a autoadministração intravenosa de metanfetamina.
   2. Conduza sessões em um cronograma de tempo limite de FR-1 + 30 segundos de taxa fixa de reforço.
   3. Documente respostas estáveis e intensas quando o número total de apresentações de metanfetamina em cada sessão varia menos de 10% por três sessões consecutivas (Figura 4) e o número acumulado de infusões nos primeiros 30 minutos é maior que o número cumulativo de infusões durante os segundos 30 minutos (Figura 5).
      Nota: Esse critério garante que os ratos desenvolvam um padrão de carga de drogas no início da sessão que indique comportamento aditivo19 e não simplesmente uso casual.
4. Post-Session
   1. No final de cada sessão, desconecte a coleira das costas do roedor. Lave o cateter com 0,1 ml de solução salina a 0,9% contendo 800 UI de estreptoquinase para evitar coágulos sanguíneos. Insira um obturador em cada cânula guia para evitar entupimento antes de devolver os ratos às gaiolas domésticas.
   2. Testar a permeabilidade dos cateteres imediatamente após o término de cada sessão experimental às quartas-feiras durante todo o curso do experimento.
      1. Prepare uma seringa de 3 cc com uma agulha de 22 G, contendo solução salina bacteriostática heparinizada para testar a permeabilidade do cateter. Prenda uma extremidade de um pedaço de tubo de plástico de 4 a 6 polegadas de comprimento à agulha e a outra extremidade ao poste de metal do conjunto cateter-cânula nas costas do animal.
      2. Infundir 0,1 a 0,2 ml de solução salina para garantir um fluxo claro e, em seguida, puxar o êmbolo da seringa para trás. Se o cateter estiver patente, ele deve ser lavado facilmente e retirar o sangue que será visível no tubo. Solte o êmbolo e infunda mais 0,2 ml para liberar todo o sangue de volta através do cateter.
      3. Se o sangue não puder ser retirado, remova a seringa de 3 cc e o tubo do poste de metal.
      4. Prepare uma seringa de 1 cc com uma agulha de 22 G, contendo metoexital sódico, um anestésico de ação rápida, para testar ainda mais a permeabilidade do cateter. Prenda uma extremidade de um pedaço de tubo de plástico de 4 a 6 polegadas de comprimento à agulha e a outra extremidade ao poste de metal do conjunto cateter-cânula nas costas do animal.
      5. Infundir 1,5 mg e remover rapidamente a seringa de 1 cc e o tubo do poste de metal nas costas do animal. Reconecte a seringa de 3 cc cheia de solução salina bacteriostática heparinizada e infunda 0,1 - 0,2 ml. Se o animal perder o tônus muscular em 3 segundos, o cateter está patente e funcional.
5. Consulte o Arquivo Suplementar "Armadilhas Comuns" para obter uma seção de armadilhas que aborda reações adversas à metanfetamina, falha na autoadministração de metanfetamina e dificuldade de extração em ratos.

6. Aparelho de estimulação cerebral

1. Use de 10 a 12 caixas de plexiglass (12 x 18 x 18 pol) (l x a x p) para executar os experimentos DBS. Cubra cada caixa do lado de fora com papel opaco rígido que cubra a parte de trás e as laterais da caixa para evitar que os ratos vejam ou interajam uns com os outros. Deixe o painel frontal transparente descoberto para que o examinador possa visualizar os animais durante as sessões de estimulação.
2. Cubra a parte superior das caixas com um painel semipermeável que evite que os ratos escapem enquanto permite o fluxo de ar. Use este painel para apoiar os comutadores localizados acima de cada caixa para facilitar a conexão elétrica entre a tampa da cabeça do roedor e o sistema de estimulação.
3. Use um sistema de estimulação que possa fornecer corrente constante a vários animais simultâneos para os experimentos DBS. Use um sistema que consista em um processador de sinal digital/interface de comunicação programável pelo usuário, um estimulador, uma bateria estimuladora, uma caixa divisória de canal e o software que o acompanha (consulte a folha de materiais).
4. Use cabos de comprimento personalizado para conectar as portas do canal do estimulador ao pedestal eletrônico superior de cada comutador.
   Nota: O comprimento necessário dependerá do laboratório individual. Esses cabos estão fora da área animal e não precisam ser cobertos por uma mola de aço inoxidável.
5. Conecte o pedestal eletrônico inferior do comutador ao pedestal do eletrodo implantado na tampa da cabeça do roedor usando cabos de 16 polegadas cobertos com uma mola de aço inoxidável. Certifique-se de que os cabos sejam longos o suficiente para permitir o movimento livre para todas as áreas do gabinete sem tensão significativa na tampa da cabeça.
   Nota: Um cabo que termina aproximadamente onde a cabeça do rato estaria quando estiver de pé sobre as quatro patas geralmente é adequado.
6. Programação de Estimulação Cerebral
   1. Use um computador pessoal e um software de programação para programar os parâmetros de estimulação (por exemplo, forma de onda, frequência, largura de pulso, atraso entre estímulos, amplitude de corrente) e coletar os dados experimentais.
   2. Usando uma linguagem de programação visual, especifique quais funções cada dispositivo executará para atender aos endpoints experimentais e quais dados serão armazenados e/ou projetados para visualização em tempo real. Os comandos que executam esse projeto específico são demonstrados na Figura 1.
   3. Especifique a frequência, largura de pulso e amplitude desejadas no painel de controle visual (Figura 2) antes do início do experimento. Os parâmetros típicos para estimulação de alta frequência em ratos são semelhantes aos usados na estimulação cerebral profunda humana clínica: frequência de 130 a 180 Hz, largura de pulso de 60 a 90 ms e amplitude de corrente de 100 a 250 μA4,8-10.
      Nota: Uma corrente mais baixa é usada no roedor devido ao seu tamanho reduzido em comparação com o primata.

7. Procedimento de estimulação cerebral profunda

1. Para carregar ratos nas caixas, conecte o cabo de mola de aço inoxidável do comutador a cada pedestal do eletrodo na tampa da cabeça. Teste a impedância de cada eletrodo executando 5 μA de corrente a uma frequência de 1.000 Hz por 2 segundos.
   1. Se a impedância for igual ou inferior a 125 KOhm, prossiga com o experimento porque o eletrodo é capaz de fornecer estimulação terapêutica. Se a impedância for maior que 125 kOhms, considere remover o animal do experimento, pois a alta resistência do eletrodo pode truncar a corrente para níveis potencialmente subterapêuticos.
2. Execute os ratos em uma ou duas sessões simuladas para habituação, durante as quais eles serão conectados ao(s) cabo(s) do eletrodo, mas não receberão nenhuma terapia ativa. O teste simulado eliminará quaisquer efeitos comportamentais não específicos. Imediatamente após cada sessão simulada, transporte os ratos para as caixas operantes para a sessão diária de 2 horas de autoadministração de metanfetamina IV.
3. Contrabalanceie os ratos em dois grupos, uma coorte de estimulação ativa e uma coorte de estimulação simulada, de modo que a ingestão inicial do medicamento não seja significativamente diferente entre os grupos.
4. Realize sessões diárias de DBS na coorte de roedores por 5 dias, durante os quais eles recebem estimulação elétrica cerebral ativa ou nenhuma estimulação por 3 horas, dependendo da atribuição do grupo. Imediatamente após cada sessão de DBS, transporte os ratos para as caixas operantes para a sessão diária de 2 horas de autoadministração de metanfetamina IV.
   1. Observe os animais cuidadosamente durante pelo menos uma parte de cada sessão de DBS para garantir que a estimulação não esteja causando alterações claras no comportamento animal. Se algum comportamento anormal ocorrer durante/após a estimulação, tome cuidado para documentar essas observações. Nota: Os autores não notaram alterações comportamentais significativas ou mudanças na ingestão de alimentos/água durante o experimento descrito neste artigo.
5. Altere a duração do tratamento com ECP, os parâmetros elétricos e o tempo entre a sessão de ECP e a sessão operante, conforme necessário, dependendo da hipótese.

Resultados

Figura 1. Linguagem de programação visual. O investigador usa uma linguagem de programação visual, como o exemplo mostrado aqui, para projetar um programa que pode fornecer estimulação cerebral a vários animais simultaneamen...

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Câmaras operantes de roedores	Med Associates, Inc	ENV-008CT	Med Associates Inc. PO Box 319 St. Albans, Vermont 05478 USA Telefone: (802) 527-2343
Instrumento Estereotáxico para Pequenos Animais Kopf com Console de Display Digital	Kopf Instruments	Modelo 940	Kopf Telefone: 1-877-352-3275 Fax: 1-818-352-3275 E-mail: sales@kopfinstruments.net
Processador de Bioamperes 3-DSP Z-Series	Tucker Davis Technologies	RZ5D	Tucker-Davis Technologies 11930 Research Circle Alachua, FL 32615 EUA Ph: 386-462-9622 www.tdt.com
Estimulador de 32 canais Z-Series	Tucker Davis Technologies	IZ2-32	O software é acompanhado por um manual que discute como programar experimentos usando a plataforma OpenEx, que pode ser acessado aqui: http://www.tdt.com/files/manuals/OpenEx_User_Guide.pdf
Bateria LI-ION de 48 Volts para Estimulador IZ2	Tucker Davis Technologies	LZ48-200
Caixa Divisora de 32 Canais para PZ5	Tucker Davis Technologies	S-BOX_PZ5
Pacote de Software OpenEx Ext para Gravação Neural Multi-Canal	Tucker Davis Technologies	OpenEx
Eletrodos estimuladores de platina-irídio	Plastics One Inc	MS303/8-B/SPC ELECT PT 2C TW .005"	Plastics One Inc P.O.Box 21465, S.W. Roanoke, VA 24018, PH 540-772-7950
Cabos de 2 canais entre estimulador e comutador	Plastics One Inc	305-441/2 W/ Mola
Cabos de 2 canais entre o comutador e o pedestal do eletrodo	Plastics One Inc	305-305 W/ Comutadores
de 4 canais	Plastics One Inc	SL2+2C e SL2+SC/SB