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Ligadura da artéria coronária e injeção intramiocárdica em um modelo murino de infarto

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DOI:

10.3791/2581

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7 de junho de 2011

 , 
1Department of Physiology, Brody School of Medicine, East Carolina University

Neste artigo

Resumo

Numerosas manipulações genéticas e / ou injeções intramiocárdica de genes, proteínas, células e / ou biomateriais são sobrepostos sobre a dimensão do tempo em estudos de lesão de isquemia / reperfusão aguda e crônica em camundongos remodelação. Este vídeo ilustra os procedimentos de microcirurgia para isquemia / reperfusão, ligadura da artéria coronária permanente, e estudos de injeção intramiocárdica.

Resumo

Modelos de camundongos são uma ferramenta valiosa para estudar lesões agudas e remodelamento crônico do miocárdio in vivo. Com o advento de modificações genéticas no organismo inteiro ou no miocárdio e uma variedade de materiais biológicos e/ou sintéticos, há um grande potencial para qualquer combinação desses elementos atenuar a extensão da lesão isquêmica aguda e impedir o início da insuficiência cardíaca decorrente do remodelamento miocárdico.

Aqui apresentamos os métodos e materiais utilizados para realizar com confiabilidade esta microcirurgia e as modificações envolvidas para estudos de oclusão coronariana temporária (com reperfusão) ou permanente, bem como injeções intramiocárdicas. Os efeitos sobre o coração que podem ser observados durante o procedimento e ao término do experimento, além da avaliação histológica, verificarão a eficácia.

Resumidamente, o preparo cirúrgico envolve anestesiar os camundongos, remover o pêlo do tórax e, em seguida, desinfetar a área cirúrgica. A intubação intratraqueal é realizada por meio de iluminação transesofágica com uma luz de fibra óptica. O tubo é então conectado a um ventilador. Uma incisão no tórax expõe os músculos peitorais, que serão cortados para visualizar as costelas. Em estudos de isquemia/reativação, um segmento de 1 cm de tubo de polietileno colocado sobre o coração é usado para amarrar o ligadura, permitindo personalizar a oclusão e a reperfusão. Para injeções intramiocárdicas, utiliza-se uma seringa Hamilton com agulha estéril biselada de 30 graus. Quando as manipulações miocárdicas são concluídas, a caixa torácica, os músculos peitorais e a pele são fechados sequencialmente. A analgesia por bloqueio de linha é realizada com marcaina a 0,25% em solução salina estéril, aplicada na camada muscular antes do fechamento da pele. Os camundongos recebem uma injeção subcutânea de solução salina e são colocados em uma câmara de aquecimento até que estejam em decúbito esternal. Em seguida, são devolvidos ao biotério e mantidos em condições padrão até o momento da coleta dos tecidos. No momento da eutanásia, os camundongos são anestesiados, o coração é paralisado em diástole com KCl ou BDM, lavado com solução salina e imerso em fixador. Posteriormente, são realizados procedimentos rotineiros de processamento, inclusão, corte e coloração histológica.

A entubação não cirúrgica de um camundongo e as manipulações microcirúrgicas descritas tornam este um modelo tecnicamente desafiador de aprender e obter reprodutibilidade. Esses procedimentos, combinados com a dificuldade em realizar manipulações consistentes do laço para oclusão(ões) temporizada(s) e reperfusão ou injeções intramiocárdicas, também podem afetar a taxa de sobrevivência, sendo assim essenciais a otimização e a consistência.

Protocolo

  1. Instrumentos cirúrgicos estéreis (Tabela 1) e 3 aplicadores "ponta de algodão são colocados em uma underpad estéril. O esterilizador talão (Germinator 500) está ligado.
  2. Camundongos (idade:> 6 semanas; peso:> 18g) são anestesiados com uma injeção ip de 20μl / g de BW tribromoetanol (250mg/kg; duração - cerca de 40 minutos).
  3. Quando os ratos não respondem aos pés pitada, um lubrificante estéril (Lágrimas renovada) é aplicada para os olhos para protegê-los da dessecação e do lado esquerdo do peito é revestido com creme depilatório (por exemplo, Nair) para remover pêlos da pele.
  4. O creme depilatório é lavado com água corrente quente e betadine / álcool swabbing é usado para desinfectar a área cirúrgica.
  5. O mouse é colocado sobre uma almofada deltaphase quente isotérmica que é fixado a uma tabela de plexiglass. Cada membro é imobilizado com fita e uma linha grossa é colocada horizontalmente sob os dentes de cima para segurar a mandíbula superior no lugar.
  6. A tabela é posicionada na vertical e uma luz de fibra ótica é brilhava diretamente sobre a região do pescoço para iluminação transesofágico. Isto exige a colocação precisa de tal forma que a abertura da garganta é visto como um orifício bem iluminado, permitindo assim que a traquéia para ser visualizado para facilitar a inserção do tubo de PE.
  7. O tubo é então conectado ao ventilador (ligado a um 95% O 2 / 5% CO 2) para administrar ventilação com pressão positiva constante (TOPO ventilador; taxa de 125 respirações / min; pressão de pico inspiratório 10-12 cmH 2 O; nota * : As configurações variam de acordo com a tensão e gênero 1-3). Uma vez que a ventilação é confirmado pelos movimentos do tórax síncrona, a conexão é fixada ao bloco com fita para evitar a extubação durante a cirurgia.
  8. Utilizando uma pinça dentada para puxar a pele para cima e longe do peito, uma lâmina de bisturi n º 10 estéril unida a um punho # 3 bisturi é usado para fazer uma incisão 1,5 centímetros na pele paralelamente ao esterno.
  9. Microtesoura Vanna curvas são utilizadas para cortar os músculos peitorais e faça um pequeno furo no músculo intercostal.
  10. Reta, microtesoura blunt são usados ​​para cortar três costelas.
  11. Um espéculo oftalmológico pediátrico 9 milímetros é usada para retrair a caixa torácica.
  12. Usando a pinça curva, puxar o pericárdio longe do coração e usar a pinça dentada gentilmente rasgá-lo aberto.
  13. Usando o porta-agulha Castroviejo, um ponto seis milímetros cônico tópicos 08/03 a agulha de sutura 8-0 polietileno debaixo da descendente anterior esquerda da artéria coronária (ao longo do eixo do coração) perpendicular a ele.
    1. Para uma ligadura temporária que pode ser removido para a reperfusão cronometrados, um pedaço de 0,5 estéril de um centímetro PE90 é colocado sobre o coração em paralelo à artéria coronária. A sutura, que tem sido previamente enrolado sob a artéria coronária, é então ligado à tubulação. No momento em que está para ser lançado, a ligadura está solto. Isto pode ser repetido conforme desejado eo tempo de oclusão / reoclusão podem ser modificados 4. Dependendo da duração do protocolo e do tipo de anestesia utilizada, a suplementação pode ser necessária.
    2. Para uma oclusão permanente, a ligadura atado sob a artéria coronária é simplesmente amarrado. Branqueamento e discinesia são aparentes e no final longo da sutura é cortado 10/05.
    3. Para injeção intramiocárdica (s), uma seringa Hamilton estéril com uma agulha estéril calibre 30 chanfrada é introduzido na base do coração acima da área de lesão no lado direito da ligadura. A agulha é então avançado para a área de lesão e retiradas ligeiramente de modo que o bisel pode ser visto aproximadamente na zona de fronteira. Um pouco da solução na seringa (2-3μl) é injetado no coração e na agulha é mantida no lugar. A seringa é retirado outro 1-3mm eo restante da solução é injetada. A seringa é mantido no lugar até que a bolha que é formado pela solução se dissipa. A agulha é então removido. Se houver algum sangramento, um aplicador com ponta de algodão é suavemente pressionado no local de inserção da agulha até que o sangramento pare 5-7.
  14. Uma vez que as manipulações do miocárdio são completos, os afastadores de costela são removidos ea cavidade torácica é fechada com suturas de colchão usando 2-3 6-0 surgipro.
  15. Dois-três suturas de colchão são feitas então para fechar os músculos peitorais, 1-3 gotas de 0,25% 01:10 marcaína em salina estéril (mouse 0.1ml/25g) é aplicada ao músculo e depois 2-3 suturas de colchão são feitas para fechar a pele.
  16. O mouse é removido do ventilador. Uma vez que a respiração rítmica, rápida e superficial é verificada, o mouse pode ser extubado.
  17. 0,5 ml solução salina estéril morna é injetado no espaço subcutâneo dorsal eo mouse é colocado sobre uma almofada de aquecimento em uma gaiola até que ele recupere a mobilidade (mínimo de 1 hora).
  18. Para experimentos de sobrevivência, os ratos são colocados de volta em suas gaiolas e voltou para o viveiro até o momento do sacrifício. Durante os primeiros dois dias, o alimento é umedecidocolocado no chão da gaiola para facilitar a alimentação (para que eles não têm que chegar até o que pode causar dor) e buprenorfina deve ser administrada a cada 6-12h. Cuidados pós-operatórios também inclui monitoramento diário para a primeira semana para verificar a mobilidade adequada, higiene e hábitos alimentares.
  19. Os instrumentos cirúrgicos são limpos com etanol e inserido no talão de esterilização antes da próxima cirurgia.
  20. No momento do sacrifício, os ratos são anestesiados com pentobarbital sódico (65mg/ml; 55-65 mg / kg). Quando um plano adequado de anestesia é alcançado, a cavidade torácica é aberta.
  21. Enquanto o coração ainda está batendo, uma seringa com uma agulha de calibre 23, contendo cloreto de potássio a frio (KCl, 30 mm) ou 2,3-butanedione monoxime (BDM; 10mM) é usado para perfurar a região posterior basal do ventrículo ea solução é lentamente injetado na câmara até que o coração está preso em diástole.
  22. Uma vez que o coração é removido, uma seringa contendo PBS é usado para lavar retrogradamente perfundir o coração para remover todo o sangue que resta. Aguda para estudos, no final do período de reperfusão, o LAD é re-ligado no ponto original de oclusão. Uma solução contendo 1% de azul de Evan é injetado na aorta. Uma vez que o coração é extraído, é cortado transversalmente em 3 secções de igual espessura, incubados em 1% de cloreto de 2,3,5-trifeniltetrazólio e fotografada para análise morfométrica 11. Para estudos crônica, o coração é então imerso em fixador, então processadas e incluídas de acordo com procedimentos de rotina. Lâminas podem ser coradas histologicamente e fotografada para análise morfométrica (usando Scion, NIH Image J, ou Image Pro Plus) 9,10,12.

Resultados representativos:

Quando feito corretamente, a taxa de sobrevivência em camundongos (masculino: idade 8-10 semanas, 22-28g; feminino: idade 10-12 semanas, 20-26g) são: mais de 90% no infarto agudo de isquemia / reperfusão isquêmica e experimentos pré-condicionamento, sobre 85% em estudos de ligação permanente da artéria, e aproximadamente 80% para injectáveis ​​intramiocárdico. Como a lesão precoce é mais facilmente visível por alterações metabólicas e não estruturais, a determinação do tamanho do infarto em isquemia / reperfusão e isquemia experimentos pré-condicionamento é realizado através da infusão de 1% de corante Evan é azul para a aorta que perfundir o coração que não é fornecido pela LAD ( Figura 1A). Uma vez que o coração é removido e cortados transversalmente ao meio, o tecido é incubado em solução a 1% de cloreto de 2,3,5-trifeniltetrazólio para medir o tamanho do infarto (Figura 1B). As áreas são medidos usando Scion ou NIH software de imagem que pode ser calibrado com um micrômetro fotografada com a mesma ampliação. Esses números são usados ​​para calcular a área em risco / ventrículo esquerdo e infarto do tamanho / área de risco 11. Diferenças tensão pode resultar em variações no peso corporal eo tamanho do coração e por isso deve ser tomado cuidado para normalizar essas medidas ao peso do coração, peso corporal, ou comprimento da tíbia para fins comparativos.

Resultados da artéria permanente ligadura em bruto mudanças estruturais, tais como necrose, parede desbaste, e dilatação das câmaras. Comparação dos efeitos do tratamento e / ou tempo do tamanho do infarto e necrose em relação ao ventrículo esquerdo, área da câmara, parede septal do ventrículo esquerdo e espessura da parede livre no modelo de oclusão definitiva (Figura 2A) também pode ser medida usando Scion ou NIH imagem software. Colágeno com coloração picrosirius red / fast verde (Figura 2B) pode ser usado para medir a fibrose difusas que se correlaciona com os índices funcionais de 8-10 enrijecimento da parede. A imagem na Figura 3 representa a distribuição da solução 6ul (azul de Evan) injetado na zona de fronteira do coração após ligadura da artéria permanente. Note que ele prossegue na direção da lesão, bem como para a base e também transmuralmente.

Figura 1
Figura 1. Evan A. 's Azul injetado na aorta antes da excisão. Esta imagem mostra as regiões perfundidas do coração (manchado) e da área obstruída (sem manchas). Evan B.' s azul e coloração TTC após lesão de isquemia / reperfusão aguda. Esta é uma imagem representativa (20x) mostrando a distribuição de corante azul, que manchou o unoccluded regiões, bem como TTC coloração de tecido metabolicamente viáveis ​​(vermelho). Áreas de necrose não mancham e assim eles permanecem pálidos (esboçado).

Figura 2
Figura 2. A. hematoxilina e eosina. Esta é uma imagem representativa (20x) de coloração H & E de um coração de rato cortados transversalmente através da região do infarto de 4 dias pós-infarto do miocárdio (20x). A * denota necrose tecidual, setas apontam para tecido de granulação, RV = ventrículo direito e LV = ventrículo esquerdo. B. Picrosirius vermelho e verde rápido mancha. Esta é umaimagem representativa (20x) de picrosirius red / coloração verde rápida de uma secção transversal de coração de rato com 4 semanas pós-infarto do miocárdio. O citoplasma verde manchas e fibras de colágeno são vermelhos.

Figura 3
Figura 3. Evan de distribuição de corante azul mancha após injeção intramiocárdica 6ul. Esta é uma imagem representativa mostra a distribuição global e transmural de corante azul de Evan todo o coração após a injeção intramiocárdica 6ul na zona fronteiriça imediatamente após a ligadura da artéria coronária (12x).

Discussão

Doença cardíaca coronária continua a ser um epidemiologicamente e fiscalmente problema de saúde pública. Pesquisa básica considerável ainda é necessária para compreender os mecanismos pelos quais lesão e remodelação proceder e como terapêutica em potencial podem modular estes processos se eles estão a ser desenvolvida para uso clínico. Roedores são mais comumente usados ​​e da ampla gama de camundongos geneticamente modificados disponíveis torna essa espécie um modelo mais atraente.

Embora existam diferenças entre ratos e outras espécies, há muitas vantagens em um modelo murino. Uso de um escopo simples dissecação ou lupa e condições bem iluminado permitir a vasculatura para ser facilmente visto (para anatomia detalhada da vasculatura, ver Salto-Tellez et al., 2004 13). Para reduzir o risco de mortalidade pós-operatória, é muito importante para evitar a ruptura navios de grande porte desde que o volume total de sangue de um rato 25g é inferior a 2 ml 14. No caso de sangramento excessivo ocorre, a aplicação de pressão suave ou cauterização identificar pode ser usado para parar o sangramento.

Este procedimento também pode ser modificado em uma variedade de maneiras. Por exemplo, ratos podem ser anestesiados com isoflurano, ketamina / xilazina ou sódio pentobarbital e seleção apropriada é determinada pela duração do protocolo de 15-18. O reflexo toe pitada é o índice mais utilizado da profundidade da anestesia. Além disso, para melhorar a probabilidade de sobrevivência a longo prazo, alguns investigadores usam medicamentos antiarrítmicos como a lidocaína para reduzir a incidência de arritmias letais 19,20 no entanto, deve-se levar em conta que esta foi recentemente demonstrado ter propriedades anti-apoptótica em uma aguda modelo 21. Além disso, para reduzir a dor pós-operatória, analgésicos, como a buprenorfina pode ser administrada nas primeiras 48 horas após a cirurgia 3,16,17,22,23. Para manter a temperatura corporal durante a cirurgia (especialmente para os protocolos mais), uma sonda retal em série com uma almofada de aquecimento é muitas vezes usado no lugar do pad isotérmica. Para isquemia / reperfusão e / ou isquêmicos pré ou pós-condicionamento: a duração da oclusão (s) e reperfusão (s) podem ser alterados, por oclusão permanente, o tamanho do infarto pode ser modificado por ajustar a localização da ligadura; e para injectáveis ​​intramiocárdica (células por exemplo, proteínas), pode haver locais de injeção e 03/01 o volume por injeção pode ser de até 15 24 mL. Se as células estão a ser injetado, o calibre da agulha utilizada (geralmente 26-30) 5,25,26 deve ser escolhido com base no tamanho das células de modo que o diâmetro interno da agulha é grande o suficiente para evitar sheering. Para evitar confunde devido a processos inflamatório desencadeado pela cirurgia, alguns pesquisadores têm relatado usando um laço que é manipulado ex vivo para ocluir e reperfundi os corações em um rato tórax fechado a qualquer momento após a cirurgia 27-29. Mais recentemente, Gao et al. 30 demonstraram que a oclusão temporária e permanente pode ser realizada sem a necessidade de ventilação e de alguns laboratórios começaram a usar ultra-som para realizar fechado no peito intramiocárdico injeções 25,31.

Desde o primeiro estudo a demonstrar a viabilidade da ligadura da artéria coronária em ratos foi publicado pela Johns e Olson em 1954 32, muitos outros adotaram este modelo e modificou-a para estudar vários aspectos da lesão miocárdica ea remodelação 3,33-45. A natureza de ratos em termos de tamanho, a capacidade reprodutiva, e as despesas comparativamente menos para a compra e manutenção tornam esta espécie uma ferramenta atraente para uma ampla gama de estudos fisiológicos e fisiopatológicos. Como a miniaturização da tecnologia para imagens em avanços vivo 46-49, bem como meios para executar e analisar genômica e proteômica em grande escala, a seleção da droga, a eficácia de terapias baseadas em células e / ou proteínas, bem como biomateriais 50-64, combinado com a gama crescente de manipulações genéticas oferecidas pelo onipresente ou tecidos específicos camundongos transgênicos ou mutante / knockout, o modelo murino de infarto do miocárdio, sem dúvida, continuará a ser uma ferramenta valiosa na avaliação de lesão cardíaca aguda e remodelação a longo prazo. Portanto, há um valor inquestionável em ser capaz de realizar esses experimentos de forma confiável e reprodutível.

Divulgações

Este protocolo foi aprovado por animais e está em conformidade com as diretrizes e regulamentos estabelecidos pela Institutional Animal Care e do Comitê Use na East Carolina University.

Agradecimentos

Gostaria de agradecer o Departamento de Pesquisa e Pós-Graduação para fornecer fundos para apoiar minha pesquisa e do Departamento de Medicina Comparativa de sua vigilância e assistência. Gostaria também de reconhecer o Departamento de Fisiologia, pelo seu apoio e orientação, bem como a estudantes e técnicos no meu laboratório por sua ajuda. Por último, gostaria de agradecer a meu mentor pós-doutoramento, Dr. Charles E. Murry, pela oportunidade de treinamento durante os quais eu aprendi a microcirurgia mouse.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tesoura Longa VannaGeorge Tiemann & Co.160-159
Tesoura de Dissecação MicrocirúrgicaGeorge Tiemann & Co.160-161
Pinzas – retas, com 1x2 dentesGeorge Tiemann & Co.105-205
Porta-lâmina de bisturi nº 3George Tiemann & Co.105-64Lâmina estéril nº 10
Pinzas – curvas, com serrilhasGeorge Tiemann & Co.160-19
Tesoura para TecidosGeorge Tiemann & Co.105-410
Porta-agulhas CastroviejoMiltex Inc.18-1828
Espéculo Ocular CookMiltex Inc.18-63
Surgipro II 8-0Suture ExpressVP-900-X
Prolene 6-0Suture Express8776
Sterilizador de Contas Germinator 500Cellpoint Scientific65369-1
Almofada isotérmica DeltaphaseBraintree Scientific, Inc.39DP
Seringa Hamilton - 25μlHamilton Co80430
Agulha biselada, calibre 30Hamilton Co7803-07
RespiradorKent ScientificTOPO

Referências

  1. Reinhard, C. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome. 13, 429-437 (2002).
  2. Schulz, H. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand. 174, 367-375 (2002).
  3. Tarnavski, O. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics. 16, 349-360 (2004).
  4. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res. 74, 29-38 (2007).
  5. Murry, C. E. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature. 428, 664-668 (2004).
  6. Nussbaum, J. Transplantation of undifferentiated murine embryonic stem cells in the heart: teratoma formation and immune response. Faseb J. 21, 1345-1357 (2007).
  7. Reinecke, H., Minami, E., Virag, J. I., Murry, C. E. Gene transfer of connexin43 into skeletal muscle. Hum Gene Ther. 15, 627-636 (2004).
  8. Virag, J. A. Attenuation of Myocardial Injury in Mice with Functional Deletion of the Circadian Rhythm Gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2008).
  9. Virag, J. A. Fibroblast growth factor-2 regulates myocardial infarct repair: effects on cell proliferation, scar contraction, and ventricular function. Am J Pathol. 171, 1431-1440 (2007).
  10. Virag, J. I., Murry, C. E. Myofibroblast and endothelial cell proliferation during murine myocardial infarct repair. Am J Pathol. 163, 2433-2440 (2003).
  11. Cozzi, E. Ultrafine particulate matter exposure augments ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 894-903 (2006).
  12. Virag, J. A. Attenuation of myocardial injury in mice with functional deletion of the circadian rhythm gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 1088-1095 (2010).
  13. Salto-Tellez, M. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  14. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  15. Lichtenberger, M., Ko, J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 10, 293-315 (2007).
  16. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. Appendix 4, Appendix 4B-Appendix 4B (2008).
  17. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  18. Kolk, M. V. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. J Vis Exp. , (2009).
  19. Kinoshita, H. T-type Ca2+ channel blockade prevents sudden death in mice with heart failure. Circulation. 120, 743-752 (2009).
  20. Mulder, P. Increased survival after long-term treatment with mibefradil, a selective T-channel calcium antagonist, in heart failure. J Am Coll Cardiol. 29, 416-421 (1997).
  21. Kaczmarek, D. J. Lidocaine protects from myocardial damage due to ischemia and reperfusion in mice by its antiapoptotic effects. Anesthesiology. 110, 1041-1049 (2009).
  22. Blaha, M. D., Leon, L. R. Effects of indomethacin and buprenorphine analgesia on the postoperative recovery of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 47, 8-19 (2008).
  23. Flecknell, P. A. Analgesia of small mammals. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 4, 47-56 (2001).
  24. Dries, J. L., Kent, S. D., Virag, J. A. Intramyocardial administration of chimeric ephrinA1-Fc promotes tissue salvage following myocardial infarction in mice. J Physiol. 589, 1725-1740 (2011).
  25. Springer, M. L. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  26. Wang, C. C. Direct intramyocardial injection of mesenchymal stem cell sheet fragments improves cardiac functions after infarction. Cardiovasc Res. 77, 515-524 (2008).
  27. Nossuli, T. O. A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 278, 1049-1055 (2000).
  28. Kim, S. C. Toll-like receptor 4 deficiency: smaller infarcts, but no gain in function. BMC Physiol. 7, 1472-6793 (2007).
  29. Fazel, S. S. Activation of c-kit is necessary for mobilization of reparative bone marrow progenitor cells in response to cardiac injury. Faseb J. 22, 930-940 (2008).
  30. Gao, E. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107, 1445-1453 (2010).
  31. Fujii, H. Ultrasound-targeted gene delivery induces angiogenesis after a myocardial infarction in mice. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 869-879 (2009).
  32. Johns, T. N., Olson, B. J. Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals. Ann Surg. 140, 675-682 (1954).
  33. Frangogiannis, N. G. The immune system and cardiac repair. Pharmacol Res. 58, 88-111 (2008).
  34. Dobaczewski, M., Frangogiannis, N. G. Chemokines and cardiac fibrosis. Front Biosci (Schol Ed). 1, 391-405 (2009).
  35. Willis, M. S., Townley-Tilson, W. H., Kang, E. Y., Homeister, J. W., Patterson, C. Sent to destroy: the ubiquitin proteasome system regulates cell signaling and protein quality control in cardiovascular development and disease. Circ Res. 106, 463-478 (2010).
  36. Nithipatikom, K., Gross, G. J. Review article: epoxyeicosatrienoic acids: novel mediators of cardioprotection. J Cardiovasc Pharmacol Ther. 15, 112-119 (2010).
  37. Palaniyandi, S. S., Sun, L., Ferreira, J. C., Mochly-Rosen, D. Protein kinase C in heart failure: a therapeutic target. Cardiovasc Res. 82, 229-239 (2009).
  38. Michael, L. H. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, 2147-2154 (1995).
  39. Patten, R. D. Ventricular remodeling in a mouse model of myocardial infarction. Am J Physiol. 274, 1812-1820 (1998).
  40. Paigen, K. A miracle enough: the power of mice. Nat Med. 1, 215-220 (1995).
  41. Kogan, M. E., Belov, L. N., Leont'eva, T. A., Zolotareva, A. G. Modeling of myocardial pathology in mice with the surgical methods. Kardiologiia. 17, 125-128 (1977).
  42. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol. 573, 115-137 (2009).
  43. Wong, R., Aponte, A. M., Steenbergen, C., Murphy, E. Cardioprotection leads to novel changes in the mitochondrial proteome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 75-91 (2010).
  44. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C., Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 48, 504-511 (2010).
  45. Zhao, Z. Q. Inhibition of myocardial injury by ischemic postconditioning during reperfusion: comparison with ischemic preconditioning. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285, 579-588 (2003).
  46. Thibault, H. Acute myocardial infarction in mice: assessment of transmurality by strain rate imaging. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293, 496-502 (2007).
  47. Scherrer-Crosbie, M. Three-dimensional echocardiographic assessment of left ventricular wall motion abnormalities in mouse myocardial infarction. J Am Soc Echocardiogr. 12, 834-840 (1999).
  48. Stypmann, J. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Anim. 43, 127-137 (2009).
  49. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. , (2010).
  50. Zimmermann, W. H. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res. 71, 419-429 (2006).
  51. Mangi, A. A. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med. 9, 1195-1201 (2003).
  52. Chavakis, E., Koyanagi, M., Dimmeler, S. Enhancing the outcome of cell therapy for cardiac repair: progress from bench to bedside and back. Circulation. 121, 325-335 (2010).
  53. Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpeper, J., Gnecchi, M., Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  54. Fromstein, J. D. Seeding bioreactor-produced embryonic stem cell-derived cardiomyocytes on different porous, degradable, polyurethane scaffolds reveals the effect of scaffold architecture on cell morphology. Tissue Eng Part A. 14, 369-378 (1089).
  55. Lee, R. J. Stem cells for myocardial repair and regeneration: where are we today. Methods Mol Biol. 660, 1-6 (2010).
  56. Segers, V. F., Lee, R. T. Protein Therapeutics for Cardiac Regeneration after Myocardial Infarction. J Cardiovasc Transl Res. , (2010).
  57. Webber, M. J. Capturing the stem cell paracrine effect using heparin-presenting nanofibres to treat cardiovascular diseases. J Tissue Eng Regen Med. 10, (2010).
  58. Kofidis, T. Novel injectable bioartificial tissue facilitates targeted, less invasive, large-scale tissue restoration on the beating heart after myocardial injury. Circulation. 112, I173-1177 (2005).
  59. Vunjak-Novakovic, G. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16, 169-187 (2010).
  60. Guyette, J. P., Cohen, I. S., Gaudette, G. R. Strategies for regeneration of heart muscle. Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 20, 35-50 (2010).
  61. Menasche, P. Cardiac cell therapy: Lessons from clinical trials. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  62. Ott, H. C., McCue, J., Taylor, D. A. Cell-based cardiovascular repair--the hurdles and the opportunities. Basic Res Cardiol. 100, 504-517 (2005).
  63. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ Res. 106, 479-494 (2010).
  64. Nelson, T. J. Repair of acute myocardial infarction by human stemness factors induced pluripotent stem cells. Circulation. 120, 408-416 (2009).

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