Method Article

Ultrafiltração de fluxo tangencial: um método "verde" para a seleção do tamanho e concentração de nanopartículas de prata coloidal

DOI:

10.3791/4167

⸱

October 4th, 2012

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1Department of Chemistry, Wright State University, 2Department of Neuroscience, Cell Biology, and Physiology, Wright State University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ultrafiltração de fluxo tangencial (TFU) é um método de recirculação utilizado para a separação baseada no peso de biosamples. TFU foi adaptada ao tamanho de seleção (1-20 nm de diâmetro) e altamente concentrar uma grande quantidade de nanopartículas de prata polidispersos (4 L de 15,2 ml ug -1 Até 4 ml de 8,539.9 ml ug -1) Com agregação mínima.

Abstract

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Hoje em dia, AGNPS são amplamente utilizados no fabrico de produtos de consumo, um desinfectante de água, 2 terapêuticos, 1, 3 e 4 dispositivos biomédicos, devido às suas poderosas propriedades antimicrobianas. 3-6 Estas aplicações das nanopartículas são fortemente influenciados pelo tamanho e estado de agregação AgNP . Muitos desafios existem na fabricação controlada 7 e baseada no tamanho do isolamento 4,8 unfunctionalized AGNPS, homogéneos, que são livres de quimicamente agressivos capping / agentes estabilizadores ou solventes orgânicos. 7-13 Limitações emergir da toxicidade dos reagentes, os custos elevados ou reduzidos eficiência dos métodos de síntese ou isolamento AgNP (por exemplo, centrifugação, solubilidade dependente do tamanho, cromatografia de exclusão de tamanho, etc.) 10,14-18 Para superar isto, mostrou recentemente que TFU permite um maior controlo sobre o tamanho, a concentração ea estado de agregação Creighton AGNPS (300ml de 15,3 ng ml -1 ml para 10 ug de 198,7 ml -1) do que os métodos convencionais de isolamento, tais como a ultracentrifugação. 19

TFU é um método de recirculação normalmente utilizado para o isolamento com base no peso de proteínas, vírus e células. 20,21 Em resumo, a amostra líquida é passada através de uma série de membranas de fibras ocas com diâmetro de poro que varia de 1.000 kD a 10 kD. Constituintes menores em suspensão ou dissolvido na amostra irá passar através da barreira porosa em conjunto com o solvente (filtrado), enquanto que os componentes maiores são retidas (retentado). TFU pode ser considerada um método "verde", como ele nem os danos da amostra nem exige adicional solvente para eliminar o excesso de reagentes tóxicos e subprodutos. Além disso, TFU pode ser aplicado a uma grande variedade de nanopartículas que ambos os filtros hidrofóbicos e hidrofílicos estão disponíveis.

Os dois principais objetivos deste estudo foram: 1) para ilustraros aspectos experimentais da abordagem TFU através de uma experiência de vídeo convidado e 2) para demonstrar a viabilidade do método TFU para volumes maiores de nanopartículas coloidais e volumes menores de retentado. Em primeiro lugar, AGNPS unfuctionalized (4 L, 15,2 mg ml -1) foram sintetizados utilizando o método bem estabelecido Creighton 22,23 pela redução de AgNO3 com NaBH 4. AgNP polidispersidade foi então minimizada por meio de um TFU 3-passo através de um filtro de 50 nm (460 cm 2) para remover e AGNPS AgNP-agregados maiores que 50 nm, seguido por dois 100-kD (200 cm 2 e 20 cm 2) filtros concentrar as AGNPS. As amostras representativas foram caracterizados por microscopia eletrônica de transmissão, UV-Vis espectrofotometria de absorção, espectroscopia Raman, e com plasma indutivamente acoplado espectroscopia de emissão óptica. O retentado final foi de altamente concentrado (4 ml, 8,539.9 ng ml -1) e ainda modesto agregado homogéneoAGNPS de 1-20 nm de diâmetro. Isto corresponde a um rendimento de concentração de prata de cerca de 62%.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Síntese de AGNPS coloidais

O mecanismo de reacção para o método de Creighton (ligeiramente modificado, de baixo custo) 22 é descrita em grande detalhe na Informação de apoio de referência Pavel et.al, juntamente com a hidrólise indesejada do lado da reacção de NaBH4 à temperatura ambiente ou mais elevada 23.

  1. Limpar todos os vidros durante 12-24 horas em 10% de um banho de HNO 3, em seguida, para 4-12 horas em 1,25 M de NaOH em ​​banho de etanol a 40% e, finalmente, autoclave. Material de vidro deve ser lavado completamente um mínimo de cinco vezes com água ultrapura (17 MQ ou superior) após o banho ácido e passos de bases.
  2. Preparar 300 ml de uma NaBH 2 4 mM e solução de 100 ml de uma AgNO 1 3 mM solução usando água esterilizada arrefecida a 10 ° C. As temperaturas mais baixas irão impedir que o lado-reacção de NaBH4.
  3. Adicionar 300 ml de 2 mM de NaBH4 a uma solução de Erlenmeyer de 500 ml de balão de reacção containing uma barra de agitação e enrole o balão com folha de alumínio para evitar a oxidação de prata. Colocar o balão num banho de gelo numa placa de agitação e agita-se a solução a 325 rpm durante 10 min.
  4. Primeiro uma bureta 25 ml por lavagem com uma coluna cheia de água ultrapura. Após o condicionamento, preencher a bureta com solução AgNO 3 e embrulhe com papel alumínio.
  5. Em um quarto escuro, adicionar 50 ml de 1 mM de solução de AgNO3, a uma taxa de 1 gota sec -1 para a solução de NaBH 4 com agitação contínua (Figura 1A). Cobrir a parte do meio do aparelho com uma "tenda folha" para minimizar a exposição à luz durante a 3 AgNO disso. A adição de AgNO 3 exigirá 30-40 min. Reconstituir o banho de gelo periodicamente.
  6. Após o AgNO 3 a adição estar completa, o banho de gelo reabastecer e continuar a agitar a solução coloidal de um min 45-50 adicionais. A formação de AGNPS coloidais é sinalizada por uma mudança de cor de incolorpara um amarelo dourado, que é característica da superfície máxima de ressonância de plasmon de AGNPS (Figura 1B).
  7. Uma vez que a reacção está completa, refrigerar o colóide. Lotes AgNP coloidais podem ser combinadas depois de uma semana, se o colóide manteve-se constante, ou seja, a solução coloidal não agregadas e o lote foi caracterizada utilizando espectrofotometria de UV-Vis de absorção e espectroscopia Raman para identificar possível agregação ou contaminantes.

2. Caracterização de AGNPS coloidais

Um Cary 50 UV-VIS-NIR espectrofotômetro (Varian Inc.) e um sistema Raman LabRamHR 800 (Horiba Jobin Yvon, Inc.) equipado de um microscópio Olympus BX41 confocal Raman, foram utilizados para a caracterização AgNP. O Cary WinUV software, LabSpec v.5 e Origem 8,0 software foram utilizados para a coleta de dados e análise.

Nota: Os parâmetros de aquisição terão de ser optimizados fomodelos de instrumentação r outros.

Determinação de ressonância plasmon de superfície de AGNPS coloidais via UV-Vis

  1. Encha uma cuvete de 1 cm 3 descartável com Creighton colóide e água ultrapura em uma proporção em volume de 1:10. Preencha outro 1 cm 3 tina com água ultrapura para uma correção de linha de base em branco. Limpe o exterior de ambas as cuvetes com um Kimwipe.
  2. Definir o espectrofotómetro para o modo de absorvância a partir de um mínimo de -0,5 Y a um máximo de 1,0 Y. Definir a janela X digitalização para 200-800 nm e selecione uma taxa de digitalização rápida de 4.800 min -1 nm com correção de linha de base.
  3. Coloque a célula cheio de água no instrumento e executar uma varredura de linha de base. Repetir se necessário até que um controlo de linha de base diferente de zero é alcançada.
  4. Substituir a cuvete em branco com a cuvete de amostra e inicie uma análise de absorvância para a recolha do espectro de absorção de UV-Vis da amostra coloidal (Figura 1C).

    5. Teste de pureza do AGNPS coloidais via espectroscopia Raman

    Devido à limitação de tempo da demonstração de vídeo (video 10-15 min) e a limitação de espaço do texto do protocolo (máximo 3 páginas), esta secção experimental não será gravada.

    1. Defina as configurações do instrumento de parâmetros como segue: fonte de excitação (632,8 nm He-Ne), filtro (sem filtro, potência do laser na amostra ~ 17 mW), buraco confocal (300 mm), espectrômetro (730 cm -1), grade holográfica (600 pomares / mm), lente objectiva (50x objectivo ar longa distância de trabalho), o tempo de exposição (30 s), e os ciclos de acumulação (5).
    2. Usar uma pipeta limpa para encher uma cuvete de quartzo de 2 ml com colóide e suavemente introduzir a ficha. Usar um Kimwipe para limpar as impressões digitais, manchas ou colóide a partir da superfície da cuvete. Reduzir significativamente a platina do microscópio. Selecione a lente objetiva de 50x e coloque a cuvete no palco.
    3. Foque a laser feixe sobre o colóide AgNP directamente por baixo da parede interior da cuvete usando o modo de vídeo do aparelho ea câmara Olympus. Desligue as luzes da sala e adquirir espectro Raman (Figura 1D).

    3. Seleção de tamanho e concentração de AGNPS coloidais através de ultrafiltração de fluxo tangencial (TFU)

    A KrosFlo II Research filtragem sistema (Spectrum Laboratories, Rancho Dominguez, CA) foi utilizada para limitar a polidispersidade AgNP e concentrá-las a (Figura 2). Os três passos do processo de TFU foram: (1) tamanho-selecção de AGNPS e-AgNP agregados de 50 nm de diâmetro e maiores, usando um 50-nm MidiKros polissulfona módulo (460 cm 2), 2) Selecção do tamanho e da concentração de AGNPS de 1-20 nm de diâmetro, utilizando um 100-kD MidiKros filtro (200 cm 2), e (3) a redução de volume, usando uma MicroKros 100-kD de polissulfona de filtro (20 cm 2) (Figura 3).

    1. Ligue o tubo de alimentação de tamanho 17 Masterflex para a bomba peristáltica de acordo com a Figura 2A. A Y-junção e uma junção de tubo, será necessário para o conjunto para cima. Anexar tubulação para o módulo MidiKros 50 nm. Certifique-se de garantir a tubulação para filtrar usando laços zip. Selecione 17 tubos de tamanho utilizando o botão TAMANHO.
    2. Selecione sentido anti-horário bomba usando o botão DIR. Certifique-se o botão MODE está em INT.
    3. Reduzir a taxa de bomba para abaixo de 300 ml min -1 antes de iniciar a bomba. A taxa de bombagem deve ser ajustada de acordo com o tamanho do tubo usado. Deve ser uma configuração pequena para permitir ao operador a reagir rapidamente a fugas potenciais, mas ainda grande o suficiente para ter um efeito de sistema de escorvamento a. A fim de criar o vácuo necessário para desenhar colóide a partir do reservatório para dentro do tubo e filtro, cortar a tubagem que conduz a partir da secção de fundo do filtro para a parte superior do Y-junção no meio do tubo.
    5. Uma vez que o líquido flui livremente através do tubo, desligar a bomba, junte-se a seção quebrada da tubulação com uma junção de tubulação e prenda com laços zip. Ligar a bomba novamente e continuar a filtração.
    6. Verifique o circuito de tubos para vazamentos. Se um vazamento for encontrado, consertar o vazamento, ajustando a instalação ou re-prendendo com um zip tie. Uma vez que o sistema de tubagem é à prova de fugas, a taxa de fluxo da bomba pode ser aumentada até não maior do que 700 ml min -1. Este valor da taxa de bomba deve ser otimizada de acordo com tamanho da tubulação para evitar o fracasso da tubulação. Continuar a filtração até o líquido no frasco reservatório é esvaziado a quase nada.
    7. Uma vez que a filtração é completa, recolhe-se o filtrado que contém AGNPS de 50 nm de diâmetro e smalLER. O retentado pode ser guardada para posterior análise de acordo com a aplicação específica AgNP.

    Passo 2

    1. Enxaguar o tubo com 2% de HNO3 e água ultrapura antes de instalar as MidiKros 100-kD filtrar usando a mesma configuração como para o módulo de 50 nm.
    2. Repita o passo 3,3 usando o 100-kD módulo MidiKros.
    3. Uma vez que a filtração é completa, recolher o conteúdo do tubo e o filtro (100-kD de retentado). O volume deve ser de aproximadamente 50 ml.

    Passo 3

    1. Ligue o tamanho 14 e os tubos de Masterflex MicroKros 100-kD FILTER para a bomba peristáltica de acordo com a Figura 2B. Proteger todas as junções com laços zip. Seleccionar o tamanho do tubo 14 na bomba usando o botão TAMANHO e menor a taxa de bomba de 30 ml min -1.
    2. Comece o processo de filtração. Verifique o circuito de tubos para vazamentos. Se um vazamento for encontrado, consertar o vazamento, ajustando o ajusteting ou re-prendendo com um zip tie.
    3. Uma vez que o sistema de tubagem é à prova de fugas, a taxa de fluxo da bomba pode ser aumentada até não maior do que 90 ml min -1. Continuar a filtração até o líquido restante no frasco reservatório contém uma quantidade mínima de concentrado.
    4. O restante conteúdo do tubo de filtro e pode ser recolhido no frasco reservatório através da remoção do tubo de alimentação a partir da garrafa, enquanto a bomba estiver a funcionar. Uma vez que o conteúdo do tubo e filtro são na garrafa de reservatório, a bomba pode ser desligada.

    4. Quantificação do Valor de prata em AGNPS coloidais por plasma indutivamente acoplado Espectroscopia de emissão (ICP-OES)

    Cada amostra foi quimicamente coloidal digerido e a quantidade de prata foi quantificado por ICP-OES, utilizando um espectrómetro A 710E (Varian Inc.). Uma curva de calibração linear de regressão para a prata (Figura 4), ​​foi construído utilizando-se oito padrões de prata (0, 3, 7, 10, 15, 25, 50, e 100 ug L-1), os quais foram preparados a partir de um padrão ug ml 10000 prata -1 para análise de vestígios metálicos (Ultra Scientific).

    1. Quimicamente digerir amostras usando HNO 3. As amostras representativas são o colóide original (passo 1), de 50 nm de filtrado (passo 1), 100-kD de retentado (passo 2), e final de 100-kD de retentado (passo 3) (Figura 3).
    2. As amostras devem ser diluídas com 2% de HNO 3, utilizando as proporções de volume seguintes: 1:1000 para o colóide original, 1:1000 para o filtrado de 50 nm, 1:25.000 para o retentado de 100 kD em primeiro lugar, e para 1:250.000 o retentado de 100 kD final. Para evitar a lixiviação de prata, todas as amostras devem ser armazenadas em recipientes de polipropileno de baixa densidade.
    3. Definir os parâmetros de ICP-OES instrumento da seguinte forma: comprimento de onda para Ag (328,068 nm), alimentação (1,20 kW), plasma fluxo (15,0 L min -1), auxiliar de fluxo (1,50 L min -1), e pressão de nebulização (200 kPa ).
    4. Cada SAmple deve ser medida em triplicado com um tempo de repetição de 10 s. Entre a medição de tempo de estabilização de 15 segundos e um atraso de 30 segundos a absorção da amostra deve ser usado. Um espaço em branco do método deve ser introduzido entre cada amostra para reduzir o potencial de contaminação cruzada.

    5. Distribuição de tamanho de AGNPS coloidais através de Microscopia Eletrônica de Transmissão (TEM)

    A Phillips EM 208S TEM foi usada para visualizar os AGNPS coloidais. Eletromicrografias foram captadas com uma câmera de alta resolução Gatan Bioscan e analisados ​​em software ImageJ. 24

    1. Dilui-se a amostra de 100 kD retentado com água ultrapura (1:100 razão em volume). Depósito 20 ul do colóide original e diluída a 100-kD de retentado (passo 3) em 300-mesh grades formvar revestidas de ouro (Electron Microscopy Sciences). Permitir que as grelhas para secar num exsicador. Ver dentro de um dia.
    2. Definir o potencial de aceleração do instrumento TEM a 70 kV para visualizar AGNPS. CApture microscopia eletrônica (Figura 5) usando a câmera de alta resolução e salvar como formato de arquivos de imagem marcados (TIFF).

    6. Resultados representativos

    Síntese e caracterização de AGNPS coloidais

    Quatro litros de AGNPS Creighton coloidais com êxito foram sintetizados utilizando a configuração mostrada na Figura 1A. O colóide final tinha uma cor amarela característica de ouro (Figura 1B). 22, 23 O espectro de absorção de UV-Vis desta colóide teve um típico afiada, simétrica de plasma de superfície de pico (SPR) a 394 nm (Figura 1C). O espectro de Raman do original Creighton colóide e final de 100 kD retentado apresentado apenas três modos de vibração, designadamente o de flexão (1640 cm-1) e simétricas e assimétricas modos de alongamento de H 2 O (3245 cm -1 e 3390 centímetros -1 , respectivamente) (Figura 1D).

    TFU de AGNPS coloidais

    A configuração TFU e o esquema do processo de TFU em 3 passos são ilustrados nas Figuras 2 e 3, respectivamente. No passo 1, um filtro de 50 nm (460 cm 2) foi utilizada para seleccionar e tamanho para remover AGNPS e AgNP-agregados de 50 nm de diâmetro e maior do colóide original (cerca de 100 ml de 50-nm de retentado). Este passo foi também acompanhado por uma redução de volume pequeno, de 4 L de colóide original para baixo para 3,9 L de 50-nm filtrado. Nenhuma etapa de ruptura ou fluxo de retrolavagem foi usado. A redução de volume maior (isto é, a remoção de água) foi obtida no passo 2, em que o filtrado de 50 nm foi subsequentemente executado através de um filtro de 100 kD (200 cm 2). A resultante de 100 kD retentado tinha um volume total de 50 ml. A maior parte dos subprodutos de síntese e os reagentes em excesso foram eliminados neste passo por meio do solvente de água (3,850 ml de 100-kD filtrado). Além disso, a concentração AgNP foi conseguida pelo additde iões de um terceiro passo de filtração com o procedimento relatado anteriormente. 19 Neste passo 3, um filtro de 100-kD de uma menor área de superfície (20 cm 2), reduziram o volume de 100-kD de retentado a 4,0 ml. As medições de MET irá demonstrar que esta final de 100 kD consiste principalmente de retentado inferiores AGNPS agregados de 1-20 nm de diâmetro.

    ICP-OES e TEM de AGNPS coloidais

    Uma curva de calibração linear de regressão (Figura 4) para a prata foi construído a partir de oito padrões (0, 3, 7, 10, 15, 25, 50, e 100 mg L-1). A quantidade de prata em cada uma das quatro amostras representativas coloidal foi então determinado a partir da curva de calibração de ICP-OES através de extrapolação: colóide inicial (15,2 ppm, a Figura 3A), 50-nm filtrado (14,1 ppm, Figura 3B), em primeiro lugar 100 - kD retentado (683,1 ppm, a Figura 3C) e final de 100 kD retentado (8,538.9 ppm, a Figura 3D).O rendimento real de 15,2 ppm é muito próximo do rendimento teórico típico de 15,4 ppm para a reacção de Creighton. A extrema concentração de AGNPS (4 ml de 8,538.9 ppm) foi refletido por uma mudança dramática na cor do amarelo ouro para o colóide original para marrom escuro para a final 100-kD retentado (Figura 3, inserções de imagens frasco). A qualidade dos filtros foi encontrada para ser crítico para o processo de TFU, em particular para o passo 1. As concentrações finais variaram de retentado 3,390.1 9,333.3 ppm ppm de acordo com a condição de os filtros (muito usado contra novo). Se a membrana poros tornar-se comprometida, AGNPS que têm diâmetros inferiores a 50 nm, também irá ser retido e subsequentemente diminuir a quantidade total de AGNPS que são recolhidos no filtrado. Optimização do processo de filtração de modo a incluir de controlo da pressão e limpeza adequada pode aumentar o tempo de vida dos filtros.

    Representativos micrografias de TEM de o original Creighton colóide e o final de 100-kD de retentado (passo 3) são apresentados na Figura 5A e 5C, respectivamente. Em seu estado não agregado, AGNPS aparecem como áreas pretas redondas sobre um fundo cinza claro. Cerca de 800 AGNPS foram identificados nas micrografias de TEM de cada uma das duas amostras e foram analisados ​​utilizando o software Image J. Uma partícula foi definida por um perímetro completo e fechado. Um valor limiar área foi fixado em 1,0 nm 2 de acordo com a resolução das micrografias de TEM. As contagens AgNP e dados de área foram então exportados para o Microsoft Excel e os diâmetros AgNP foram extrapolados. O diâmetro médio do AgNP colóide inicial e final de 100 kD retentado foram determinadas como sendo 9,3 nm e 11,1 nm, respectivamente. As medições do diâmetro das AGNPS foram exportados para o software Origin 8.0 e um histograma tamanho MET foi construído para cada amostra (Figura 5B e 5D).

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    Figura 1. A) Síntese de configuração, B) Característica cor, C) de UV-Vis espectro de absorção, e D) o espectro de Raman da AGNPS Creighton coloidais.

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    Figura 2 instalação experimental para TFU A passos 1 e 2):. I) reservatório contendo AGNPS Creighton coloidais. II) reservatório para coleta de filtrado. III) Y-junção de tubos. IV) peristáltica cabeça da bomba. . V) Ou 50 nm ou 100 kD Midi Kros filtro B) Passo 3: I) o reservatório contendo AGNPS Creighton coloidais. II) reservatório para coleta de filtrado. III) de 100 kD Micro Kros filtro.

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    Fluxograma Figura 3. Que descreve o processo de TFU. As caixas azul-shaded marcar as suspensões coloidais de AGNPS coletados para análise posterior. P Vialhotographs mostra A) Original colóide lote, B) de 50-nm filtrado recolhido depois de processar o colóide original através do filtro de 50 nm (460 cm 2), C) de 100 kD retentado primeiro obtido após a redução do volume usando o 100-kD Midi Kros filtro (200 cm 2), e D) retentado final de 100 kD resultante da redução do volume usando o 100-kD Micro Kros filtro (20 cm 2). O 100-kD filtrado parece água.

    figure-protocol-3
    Figura 4 ICP-OES calibração linear construído utilizando oito normas de prata:. 0, 3, 7, 10, 15, 25, 50 e 100 mg L-1.

    figure-protocol-4
    Micrografias Figura 5. TEM de A) original Creighton AGNPS e C) Final 100-kD retido (barra de escala é100 nm). Histogramas tamanho TEM construído por análise de aproximadamente 800 AGNPS para B) AGNPS originais Creighton, e D) retentado final de 100 kD. A inserção na Figura 5B mostra a faixa de tamanho ampliado 41-75 nm para fins de comparação. Clique aqui para ver maior figura .

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UV-Vis espectrofotometria de absorção e espectroscopia Raman de AGNPS coloidais

É bem conhecido que o número de picos de ressonância de plasmons de superfície no espectro de absorção de um colóide diminui à medida que a simetria dos aumentos AGNPS. Além disso, AgNP agregação conduz ao aparecimento de picos mais amplas ou vermelho-deslocado. 25,26 A presença de um único, afiada e simétrico SPR pico a 394 nm é indicativo de pequenos AGNPS esféricas de agregação moderada e distribuição ...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Não há conflitos de interesse declarados.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Financiamento da Fundação Nacional de Ciência através da NUE em Engenharia e os Programas de o chefe do consórcio é reconhecido agradecimento.

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Materials

O nitrato de prata (AgNO 3) Acros Organics Inc. CAS: 7761-88-8
Boro-hidreto de sódio (NaBH4) Acros Organics Inc. CAS: 16940-66-2
Ácido nítrico (HNO 3, Optima) Fisher Scientific Inc. A467-1 Traçar grau metal para análise ICP
10.000 mg ml -1 prata padrão, EnviroConcentrate Ultra Científico EUA-IAA-047
KrosFlo Pesquisa II i Sistema de filtração de fluxo tangencial Spectrum Laboratories Inc. SYR2-U20-01N
0,05 uM PS (0,5 mm) 460 cm 2 Spectrum Laboratories Inc. X30S-900-02N
Midi 100 kD PS 200 cm 2 Spectrum Laboratories Inc. X3-100S-901-02N
Micro100 kD PS 20 cm 2 Spectrum Laboratories Inc. X1AB-300-10N
Masterflex C-Flex tubulação L / S Tamanho 17 Cole-Palmer Instrument Co. 06424-17
Masterflex C-Flex tubulação L / S Tamanho 14 Cole-Palmer Instrument Co. 06424-14
Cary 50 espectrofotômetro UV-VIS-NIR Varian Inc.
LabRam HR 800 sistema Horiba Jobin Yvon Inc.
Varian 710ES ICP-OES Varian Inc.

Tabela 1. Reagentes específicos e de equipamento.

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. The Project on Emerging Nanotechnologies. , Available from: http://www.nanotechproject.org/inventories/consumer/analysis_draft (2011).
  2. Savage, N., Diallo, M. S. Nanomaterials and Water Purification: Opportunities and Challenges. Journal of Nanoparticle Research. 7, 331-342 (2005).
  3. Jain, J. Silver Nanoparticles in Therapeutics: Development of an Antimicrobial Gel Formulation for Topical Use. Mol. Pharmaceutics. 6, 1388-1401 (2009).
  4. Dal Lago, V., Franca, dO., de, A. G., Kobarg, J., Borba Cardoso, M. Size-selective silver nanoparticles: future of biomedical devices with enhanced bactericidal properties. J. Mater. Chem. 21, 12267-12273 (2011).
  5. Panacek, A. Silver Colloid Nanoparticles: Synthesis, Characterization, and Their Antibacterial Activity. J. Phys. Chem. B. 110, 16248-16253 (2006).
  6. Elechiguerra, J. Interaction of silver nanoparticles with HIV-1. Journal of Nanobiotechnology. 3, 6(2005).
  7. Jana, N. R., Sau, T. K., Pal, T. Growing Small Silver Particle as Redox Catalyst. J. Phys. Chem. B. 103, 115-121 (1999).
  8. Tolaymat, T. M. An evidence-based environmental perspective of manufactured silver nanoparticle in syntheses and applications: A systematic review and critical appraisal of peer-reviewed scientific papers. Sci. Total Environ. 408, 999-1006 (2010).
  9. Willets, K. Surface-enhanced Raman scattering (SERS) for probing internal cellular structure and dynamics. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 85-94 (2009).
  10. Novak, J. P., Nickerson, C., Franzen, S., Feldheim, D. L. Purification of Molecularly Bridged Metal Nanoparticle Arrays by Centrifugation and Size Exclusion Chromatography. Anal. Chem. 73, 5758-5761 (2001).
  11. Hossain, M. K., Kitahama, Y., Huang, G. G., Han, X., Ozaki, Y. Surface-enhanced Raman scattering: realization of localized surface plasmon resonance using unique substrates and methods. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 1747-1760 (2009).
  12. Henglein, A., Giersig, M. Formation of Colloidal Silver Nanoparticles: Capping Action of Citrate. J. Phys. Chem. B. 103, 9533-9539 (1999).
  13. Sapsford, K. E., Tyner, K. M., Dair, B. J., Deschamps, J. R., Medintz, I. L. Analyzing Nanomaterial Bioconjugates: A Review of Current and Emerging Purification and Characterization Techniques. Anal. Chem. 83, 4453-4488 (2011).
  14. Al-Somali, A., Krueger, K. M., Falkner, J. C., Colvin, V. L. Recycling Size Exclusion Chromatography for the Analysis and Separation of Nanocrystalline Gold. Anal. Chem. 76, 5903-5910 (2004).
  15. Hanauer, M., Pierrat, S., Zins, I., Lotz, A., Sonnichsen, C. Separation of Nanoparticles by Gel Electrophoresis According to Size and Shape. Nano Lett. 7, 2881-2885 (2007).
  16. Sweeney, S. F., Woehrle, G. H., Hutchison, J. E. Rapid Purification and Size Separation of Gold Nanoparticles via Diafiltration. J. Am. Chem. Soc. 128, 3190-3197 (2006).
  17. Clarke, N. Z., Waters, C., Johnson, K. A., Satherley, J., Schiffrin, D. J. Size-Dependent Solubility of Thiol-Derivatized Gold Nanoparticles in Supercritical Ethane. Langmuir. 17, 6048-6050 (2001).
  18. Schaaff, T. G. Isolation of Smaller Nanocrystal Au Molecules: Robust Quantum Effects in Optical Spectra. J Phys Chem B. 101, 7885-7891 (1997).
  19. Trefry, J. C. Size Selection and Concentration of Silver Nanoparticles by Tangential Flow Ultrafiltration for SERS-Based Biosensors. J. Am. Chem. Soc. 132, 10970-10972 (2010).
  20. Bhattacharjee, S., Bhattacharjee, C., Datta, S. Studies on the fractionation of & beta-lactoglobulin from casein whey using ultrafiltration and ion-exchange membrane chromatography. J. Membr. Sci. 275, 141-150 (2006).
  21. Eppler, A., Weigandt, M., Schulze, S., Hanefeld, A., Bunjes, H. Comparison of different protein concentration techniques within preformulation development. Int. J. Pharm. 421, 120-129 (2011).
  22. Creighton, J. A., Blatchford, C. G., Albrecht, M. G. Plasma resonance enhancement of Raman scattering by pyridine adsorbed on silver or gold sol particles of size comparable to the excitation wavelength. J. Chem. Soc. Faraday Trans. 2, 790-798 (1979).
  23. Pavel, I. E. Estimating the Analytical and Surface Enhancement Factors in Surface-Enhanced Raman Scattering (SERS): A Novel Physical Chemistry and Nanotechnology Laboratory Experiment. J. Chem. Educ. , (2011).
  24. Rasband, W. S. ImageJ. , National Institutes of Health. Bethesda, Maryland, USA. Available from: http://imagej.nih.gov/ij (1997).
  25. Kelly, K. L., Coronado, E., Zhao, L. L., Schatz, G. C. The Optical Properties of Metal Nanoparticles: The Influence of Size, Shape, and Dielectric Environment. J. Phys. Chem. B. 107, 668-677 (2003).
  26. Śileikaitċ, A., Prosyčevas, I., Puišo, J., Juraitis, A., Guobienċ, A. Analysis of Silver Nanoparticles Produced by Chemical Reduction of Silver Salt Solution. Mater. Sci. (Medziagotyra). 12, 287-291 (2006).
  27. Lewis, L. N. Chemical catalysis by colloids and clusters. Chem. Rev. 93, 2693-2730 (1993).
  28. Li, Y., Wu, Y., Ong, B. S. Facile Synthesis of Silver Nanoparticles Useful for Fabrication of High-Conductivity Elements for Printed Electronics. J. Am. Chem. Soc. 127, 3266-3267 (2005).
  29. Sun, Y., Xia, Y. Shape-Controlled Synthesis of Gold and Silver Nanoparticles. Science. 298, 2176-2179 (2002).
  30. Han, X., Zhao, B., Ozaki, Y. Surface-enhanced Raman scattering for protein detection. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 394, 1719-1727 (2009).
  31. Pavel, I. Label-Free SERS Detection of Small Proteins Modified to Act as Bifunctional Linkers. J. Phys. Chem. C. 112, 4880-4883 (2008).
  32. Ladner, D. A., Steele, M., Weir, A., Hristovski, K., Westerhoff, P. Functionalized nanoparticle interactions with polymeric membranes. J. Hazard. Mater. , (2011).

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