Artigo de método

Bottom-up e espingarda Proteômica para Identificar um Comprehensive Coclear Proteome

DOI:

10.3791/51186

⸱

7 de março de 2014

 , 
1Department of Otolaryngology, Morsani College of Medicine, University of South Florida

Neste artigo

Resumo

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Análise do proteoma do epitélio sensorial da cóclea pode ser um desafio, devido ao seu pequeno tamanho e porque as proteínas da membrana são difíceis de isolar e identificar. Tanto a membrana e proteínas solúveis podem ser identificados através da combinação de vários métodos de preparação e de técnicas de separação junto com espectrometria de massa de alta resolução.

Resumo

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Proteômica é uma abordagem comumente utilizado, que pode fornecer insights sobre sistemas biológicos complexos. O epitélio sensorial da cóclea contém receptores que transduzem a energia mecânica do som para uma energia electro-química processada pelos sistemas nervosos periférico e central. Diversas técnicas têm sido desenvolvidas proteomic para estudar o ouvido interno da cóclea, tais como electroforese bidimensional em gel de diferença (2D-DIGE), anticorpo do microarray, e espectrometria de massa (MS). MS é a ferramenta mais abrangente e versátil em proteômica e em conjunto com métodos de separação pode fornecer um proteoma em profundidade de amostras biológicas. Os métodos de separação combinadas com MS tem capacidade para enriquecer amostras de proteína, detectar baixo peso molecular e as proteínas hidrofóbicas, e identificar proteínas abundantes baixas, reduzindo a gama dinâmica do proteoma. Estratégias diferentes de digestão pode ser aplicado a todo o lisado ou lisado de proteína fraccionada para aumentar peptídeo e proteínacobertura seqüência. Utilização de técnicas de separação diferentes, incluindo permuta catiónica forte (SCX), em fase inversa (RP), e electroforese fracção aprisionamento líquido eluído-gel (GELFrEE) podem ser aplicadas para reduzir a complexidade da amostra antes da análise por MS para a identificação das proteínas.

Introdução

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Proteomics é o estudo dos sistemas biológicos complexos, analisando a expressão da proteína, função, modificações, e interacções 1. Vários métodos têm sido utilizados para a análise do proteoma do ouvido interno, incluindo o anticorpo microarray 2, electroforese em gel bidimensional, 3-5, e DIGE 6. No entanto, apenas um número limitado de proteínas foram identificadas e caracterizadas 2,7-10, em comparação com os 10.000 e os genes marcadores de sequências expressas (ESTs) identificados no ouvido interno, 11,12, MS é a técnica mais utilizada abrangente e em proteômica para a caracterização de proteínas. A análise de amostras de proteômica complexas, como a cóclea, pode ser um desafio. No entanto, a combinação de várias técnicas de separação com MS permite a identificação de um maior número de peptídeos e proteínas, devido a um aumento da gama de concentração e capacidade dinâmica de pico 13. Cromatog Multidimensionalphy reduz misturas de proteínas altamente complexas, permitindo o uso de diferentes mecanismos de adsorção. Há duas abordagens de análise do proteoma MS comumente utilizados, espingarda e proteômica bottom-up. Em proteómica espingarda, uma mistura de proteínas intactas é enzimaticamente digeridas e separados utilizando cromatografia multidimensional com cromatografia de troca catiónica forte (SCX), seguido por cromatografia líquida de fase reversa (RPLC) 14,15. Os péptidos separados são submetidos a MS em tandem e base de dados em busca 15. Uma importante vantagem desta técnica é que milhares de proteínas podem ser identificadas em uma única análise e a técnica é mais adequada para as proteínas da membrana.

Na abordagem de baixo para cima, a mistura de proteína é separada, normalmente por um ou electroforese bidimensional, e as bandas de proteínas individuais ou manchas cortadas e digeridas com uma enzima tal como a tripsina, geralmente resultando em péptidos múltiplos. No entanto, outra mais recentely desenvolvido abordagem eletroforética, usado em proteômica bottom-up, é GELFrEE. Esta técnica fracciona amostras de proteína em fase líquida e os torna menos complexo antes da análise. Esta técnica é reprodutível, oferece a recuperação da proteína, e diminui a distribuição de proteínas abundantes elevadas em amostras de complexos de proteínas 16. Peptídeos resultantes de proteínas separadas, são analisadas por MS, por meio de impressão digital em massa peptídeo ou conjunto MS (MS / MS), para criar etiquetas de seqüências do banco de dados em busca 17-19. Algumas das principais vantagens de se utilizar a abordagem bottom-up são a capacidade de obter separações de alta resolução e cobertura de proteína completa. Proteômica bottom-up é a técnica mais utilizada em proteômica 20, por isso, várias ferramentas de bioinformática estão disponíveis. Além disso, as proteínas podem ser separadas em uma complexa mistura, antes da digestão, para que haja uma maior chance de identificação.

Um dos maiores desafiosno uso do ouvido interno para análise proteômica é seu pequeno tamanho, a acessibilidade restrita, e tipo de célula diversidade 21. Além disso, as proteínas principais que distinguem a sua funcionalidade, como os canais de iões, os transportadores e os receptores, são proteínas de membrana, as quais podem ser difíceis de isolar 22. Assim, a preparação da amostra auxiliado por filtro (FASP) é vantajoso para análises proteômicas de tecidos que são limitados para a extração de proteínas e que necessitam de detergentes para solubilizar as membranas 23. Esta filtragem permite a análise MS da membrana e as proteínas solúveis e para a capacidade de isolar péptidos a partir de contaminantes de baixo peso molecular 23,24.

O presente protocolo descreve abordagens proteomic comumente utilizados que são combinadas e modificados para análise de proteínas, tanto solúveis e de membrana e para maximizar o número de IDs de proteína a partir do epitélio sensorial da cóclea. Vamos descrever usando proteômica shotgun com FASP multi-digeririônica, cromatografia de troca iônica, alta resolução MS, e análise de dados. Além disso, vamos descrever proteômica bottom-up com GELFrEE, FASP multi-digestão, alta resolução MS, e análise de dados.

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Protocolo

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Declaração de Ética

Experimentos utilizando tecido camundongos foram aprovados pela University of South Florida Animal Care Institucional e Comitê de Uso (Protocolos 3931R, 3482R), conforme estabelecido sob as diretrizes do National Institutes of Health.

1. Extração de Proteína

  1. Isolar epitélio sensorial da cóclea de 16 em 30 dias de idade (P30) camundongos CBA / J e armazenar a -80 ° C.
  2. No dia da experiência, lavar o tecido com 500 ul de 1x tampão de fosfatos salino (PBS). Centrifugar durante 3 min a 1000 xg, e remover o sobrenadante. Repetir para um total de três lavagens.
  3. Tecido Sonicar durante 30 segundos sobre gelo em 100 ul de tampão de lise contendo 50 mM Tris-HCl, pH 8,0, NaCl 120 mM, NaF 50 mM, 5 mM de EDTA, 500 ug / mL de AEBSF, 10 ug / ml de leupeptina, 100 ug / mL de pepstatina, 2 ug / ml de aprotinina, e 0,5 ug / ml usando um microcistina Dismembrator sónico (Modelo 100; Thermo Fisher). Lisado fresco no gelodurante 1 minuto entre cada sonicação. Sonicar um total de 3x.
  4. Centrifuga-se o extracto a 750 xg, a 4 ° C durante 2 min e remove-se o sobrenadante para um novo microtubo. Extrai-se a pelete em 50 ul de tampão de lise por sonicação durante 30 segundos em gelo. Centrifuga-se o extracto a 750 xg, a 4 ° C durante 2 min. Combinar os dois lisados ​​e centrifugar a 28.600 xg, a 4 ° C durante 60 min. Retirar o sobrenadante para um novo microtubo e adicionar 20 ul de tampão de lise contendo 0,1% de ASB-14 para o pelete. Vortex durante 1 minuto e incuba-se durante 60 min a 4 ° C.
  5. Aquece-se a amostra a 95 ° C durante 5 min, depois arrefece-se a 4 ° C durante 60 min. Seguir à centrifugação a 16.000 x g a 25 ° C durante 10 min. Recolhe-se o sobrenadante e transferir para um tubo novo.
  6. Centrifugar a suspensão a 16.000 xg, a 4 ° C durante 5 minutos e manter-se o sobrenadante para a digestão.

2. Duplo digestão de proteínas tríptico de Whole Lysate Usando FASP

  1. Adicionar a 30 μl alíquota (≤ 400 ug) de extracto de proteína coclear, contendo dodecilsulfato de sódio 4% (SDS), 100 mM Tris-HCl, pH 7,6 e 0,1 M ditiotreitol (DTT) directamente para um filtro de centrifugação 30K e misturar-se com 200 ul de 8 ureia M em Tris-HCl. Centrifugar a 14.000 xg por 15 min.
  2. Dilui-se o concentrado com 200 ml de solução de ureia 8 M e de centrifugação a 14.000 xg durante 15 min.
  3. Adicionar 10 ml de 10x iodoacetamida (IAA) 8 em solução M de ureia ao concentrado no filtro e vortex durante 1 min. Incubar o filtro de centrifugação durante 20 min à temperatura ambiente (TA) no escuro, seguido por centrifugação a 14.000 xg durante 10 min.
  4. Adicionar 100 ul de solução de ureia 8 M para o concentrado na unidade de filtragem e de centrifugação a 14.000 xg durante 15 min. Repita este passo 2x. Adicionar 100 ul de 50 mM de solução de bicarbonato de amónio (ABC) para a unidade de filtração e centrifugação a 14.000 xg durante 10 min. Repita este passo 2x.
  5. Adicionar 0,4 ug / uL de tripsina de 1:100 (w / w) da enzima-deProporção entre proteína e incubar durante a noite (O / N) a 37 ° C.
  6. Após a incubação, adicionar 40 ul de solução 50 mM de ABC unidade para filtrar e centrifugar a 14000 xg durante 10 min. Repita este passo 1x.
  7. Adicionar 50 ul de solução 0,5 M de NaCl para o filtro de centrifugação e centrifugar a 14000 xg durante 10 min. Transferir o filtrado contendo os peptídeos trípticos para um microtubo de fresco e acidifica-se com ácido fórmico (FA) a 1,0% para parar a digestão.
  8. Lava-se a unidade de filtração com 40 mL de 8 M de ureia, e em seguida lavar 2x com 40 ul de 18 mohms água.
  9. Lava-se a unidade de filtro com 3 x 100 mL de solução 50 mM de ABC. Após a lavagem final, adicionar 0,4 ug / uL de tripsina em 1:100 (w / w) proporção de enzima para proteína e incubar O / N a 37 ° C.
  10. Eluir péptidos trípticos a partir da segunda digestão através da adição de 40 ul de solução de ABC 50 mM para a unidade de filtração e centrifugação a 14.000 xg durante 10 min. Repita este passo 1x.
  11. Adicionar 50 ul de solução 0,5 M de NaCl para aunidade de filtragem e de centrifugação a 14.000 xg durante 10 min. Transferir o filtrado contendo os peptídeos trípticos para um microtubo de fresco e acidifica-se com FA a 1,0%.
  12. As amostras podem ser quantificadas utilizando o ensaio colorimétrico de microplacas usando BSA como padrão.

3. Endoproteinase LysC e Tryptic digestão de proteínas de Whole Lysate Usando FASP

  1. Adicionar uma parte alíquota de 30 ul (≤ 400 ug) de extracto de proteína coclear contendo 4% de SDS, Tris-HCl a 100, pH 7,6 e 0,1 M de DTT directamente para um filtro de centrifugação 30K e misturar-se com 200 mL de 8 M de ureia em Tris-HCl . Centrifugar a 14.000 xg por 15 min.
  2. Dilui-se o concentrado com 200 ml de solução de ureia 8 M e de centrifugação a 14.000 xg durante 15 min.
  3. Adicionar 10 ml de 10x IAA em 8 M de ureia solução ao concentrado no filtro e vortex durante 1 min. Incubar o filtro de rotação, durante 20 minutos à temperatura ambiente no escuro, depois centrifugar a 14000 xg durante 10 min.
  4. Adicionar 100 ul de ureia 8M sollução para o concentrado na unidade de filtro e centrifugar a 14000 xg durante 15 min. Repita este passo 2x. Adicionar 100 ul de solução 100 mM de ABC para a unidade de filtração e centrifugação a 14.000 xg durante 10 min. Repita este passo 2x.
  5. Adicionar 0,1 ug / uL de endoproteinase LysC em 1:50 (w / w) proporção de enzima para proteína e incubar O / N a 30 ° C.
  6. Após a incubação, adicionar 40 ul de uma solução 100 mM de ABC para a unidade de filtração e centrifugação a 14.000 xg durante 10 min. Repita este passo 1x.
  7. Adicionar 50 ul de solução 0,5 M de NaCl para o filtro de centrifugação e centrifugar a 14000 xg durante 10 min. Transferir o filtrado contendo os péptidos LysC para um microtubo de fresco e acidifica-se com FA a 1,0% para parar a digestão.
  8. Lava-se a unidade de filtração com 40 mL de 8 M de ureia, e em seguida lavar 2x com 40 ul de 18 mohms água.
  9. Lava-se a unidade de filtro com 3 x 100 mL de solução 50 mM de ABC. Após a lavagem final, adicionar 0,4 ug / uL de tripsina em 1:100 enzima-a-proproporção tein e incubar O / N a 37 ° C.
  10. Eluir péptidos trípticos por adição de 40 ul de solução de ABC 50 mM para a unidade de filtro e centrifugar a 14000 xg durante 10 min. Repita este passo 1x.
  11. Adicionar 50 ul de solução 0,5 M de NaCl para a unidade de filtro e centrifugar a 14000 xg durante 10 min. Transferir o filtrado contendo os peptídeos trípticos para um novo microtubo e acidificar com 1,0% FA.
  12. A amostra pode ser quantificada utilizando o ensaio colorimétrico de microplacas com BSA como padrão.

4. Peptídeos dessalinização Usando Colunas spin

  1. Activar uma coluna MacroSpin C 18 pela adição de 500 mL de acetonitrilo (ACN) e centrifugar a 1100 x g durante 1 min. Descarte o flow-through após a centrifugação.
  2. Equilibrar a coluna com 500 mL de 0,1% de FA e centrifugar a 1100 x g durante 1 min. Descarte o flow-through e repita este passo 1x.
  3. Adicione-se 500 ul de péptido a digerir a uma colunad centrifugar a 1.100 g durante 1 min. Se o volume da amostra é maior do que 500 mL, em seguida, repita este passo.
  4. Lava-se a coluna com 500 mL de 0,1% de FA e centrifugar a 1100 x g durante 1 min. Descartar o escoamento. Repita este passo 1x.
  5. Adicionar 250 ul de uma relação de 90:10 ACN-água para a coluna e centrifugar a 1100 x g durante 1 min. Coletar o eluente contendo os peptídeos dessalinizada e transferir para um novo microtubo. Repita este passo 1x.
  6. Seca-se a amostra de péptido dessalinizada numa centrífuga de vácuo e evitar que a amostra seque completamente.

5. Cromatografia de troca iônica

  1. Injectar 50-100 mg de amostra de proteína digerida para um 200 x 2.1 mm, 5 mM de coluna SCX (Polysulfoethyl A) para separar péptidos.
  2. Usar um gradiente de 2-40% de B ao longo de 50 min, com uma taxa de fluxo de 250 mL / min. O solvente A é formato de amónio 5 mM, pH 3,0 em 25% de acetonitrilo e 75% de DDH 2 O. Solvente B é formato de amónio 500 mM, pH6,0 em 25% ACN e 75% DDH 2 O.
  3. Monitorar as frações peptídicas a 280 nm e recolher as frações em intervalos de 2 minutos usando um coletor de fração.
  4. Fracções secas em um concentrador de vácuo e ressuspender em 500 ul de acetonitrilo a 50% em ddH2O contendo 5% de FA para auxiliar a remoção de sal.
  5. Frações Redry e armazenar a -80 ° C até que esteja pronto para usar para análise nano LC-MS/MS.

6. Acetona Precipitation

Antes da separação GELFrEE o sobrenadante proteína coclear tem de ser dessalinizada. Precipitação por acetona pode ser usado para dessalinizar e concentrar proteínas.

  1. Adicionar três volumes de acetona gelada para o sobrenadante da cóclea. Suavemente vortex e incubar a 20 ° CO / N.
  2. Centrifugar a mistura de amostra a 15.000 xg durante 15 min a 4 ° C e remove-se o sobrenadante.
  3. Lava-se a pelete 3x proteína com acetona gelada e centrifugar a 14000 xg durante 5 min a 4° C.
  4. Secar o pellet e dissolver em 112 mL de 18 mohms água.
  5. Determinar a concentração de proteína utilizando o ensaio colorimétrico de microplacas.

7. GELFrEE Fracionamento de Coclear Sensorial Epithelium

  1. Adicionar 30 ul de tampão de amostra de 5x (0,25 M Tris-HCl pH 6,8, 10% (w / v) de SDS, 50% glicerol, 0,5% (w / v) de azul de bromofenol) para a proteína dessalinizada suspenso em 112 ul de 18 mohms água.
  2. Adicionar 8 mL de 1 M DTT e aquece-se a 95 ° C durante 5 minutos para reduzir ligações de dissulfureto da proteína. Depois de aquecer permitir o arrefecimento até à temperatura ambiente.
  3. Adicione 8 ml de tampão de corrida para ânodo reservatório, 150 mL de tampão de corrida para provar câmara de coleta e 6 ml de tampão de corrida para o catodo reservatório.
  4. Remova qualquer buffer que pode ter corrido para a câmara de amostra-loading com uma pipeta.
  5. Carga de 150 ul (≤ 1 mg) da mistura de proteínas coclear, para dentro da câmara de carregamento de amostra utilizando uma Tr 8%é-acetato de cartucho com um intervalo de massa de 3,5-150 kDa.
  6. Menores eletrodos e fim instrumento tampa para começar a corrida.
  7. Na primeira vez em pausa no instrumento adicionar 2 ml de tampão de corrida para o reservatório cátodo e retomar prazo.
  8. A cada intervalo de uma pausa no instrumento, recolher a amostra da câmara de recolha de amostra, utilizando uma pipeta e adicionar a um microtubo de fresco rotulado. Lave os 2x câmara coleção com 150 mL de tampão de corrida e descarte.
  9. Adicionar 150 mL de tampão de corrida fresco para a câmara de coleta de amostras e retomar a corrida. Recolher as fracções de proteína ao longo de um período de tempo de 2,6 horas, num volume total de 150 ul / fracção.

8. 1E Eletroforese em Gel de GELFrEE Frações

Electroforese em gel 1D pode ser usado para visualizar os resultados de GELFrEE fraccionamento antes da digestão enzimática e análise MS. Fracções de proteínas GELFrEE pode ser separado num gel de 4-15% de Tris-HCl.

  1. Mistura-se uma alíquota de 5 ul de cada fracção GELFrEE com 5 mL de tampão de diluição da amostra (DTT 350 mM em tampão de amostra).
  2. Aquecer as amostras a 95 ° C durante 3 min.
  3. Amostras legal para RT.
  4. Coloque 10 ml de cada fração GELFrEE em pistas de gel individuais e carga de 5 mL de padrão de peso molecular na última faixa não utilizada.
  5. Submeter o gel a 125 V durante 1,5 horas ou até a frente do corante atingir o fundo do gel.
  6. Retire cuidadosamente o gel e manchar com a Silver Stain Plus para visualizar a separação de proteínas.

9. Digestão de proteínas de frações GELFrEE Usando FASP

Um procedimento FASP modificado é usado para a remoção do detergente e digestão das fracções GELFrEE.

  1. Adicionar a cada fracção indivíduo directamente para uma unidade de filtro de 30K e misturar com 200 mL de 8 M de ureia em Tris-HCl e centrifuga-se a 14.000 xg durante 25 min.
  2. Dilui-se o concentrado com 200 ml de solução de ureiae centrifuga-se a 14.000 xg durante 12 min. Repita este passo 1x.
  3. Adicionar 10 ml de 10x IAA em solução de ureia ao concentrado em cada unidade de filtro, vortex durante 1 min, e incubar durante 30 min à temperatura ambiente no escuro.
  4. Adicionar 100 ul de solução de ureia para o concentrado sobre as unidades de filtragem e de centrifugação a 14.000 xg durante 15 min. Repita este passo 2x. Adicionar 100 ul de solução 100 mM de ABC para as unidades de filtro e de centrifugação a 14.000 xg durante 10 min. Repita este passo 2x.
  5. Adicionar 0,1 ug / uL de LysC de 1:50 (w / w) proporção de enzima para proteína para as unidades de filtro e incubar O / N a 30 ° C.
  6. Após a incubação, adicionar 40 ul de uma solução 100 mM de ABC para os filtros de spin e centrifugar a 14000 xg durante 10 min. Repita este passo 1x.
  7. Adicionar 50 ul de solução 0,5 M de NaCl para os filtros de spin e centrifugar a 14000 xg durante 10 min. Transferir o filtrado contendo os peptídeos IysC de cada filtro de giro para um novo microtubo e acidificar com trifluoroacácido etic (TFA).
  8. Lave os filtros de spin com 40 l de 8 M de uréia, em seguida, lavar 2x com 40 mL 18 mohms água.
  9. Lave os filtros de spin 3x com 100 ul de solução 50 mM de ABC. Após a lavagem final, adicionar 0,4 ug / uL de tripsina em um 1:100 (w / w) proporção de enzima para proteína e incubar O / N a 37 ° C.
  10. Eluir péptidos trípticos a partir de cada unidade de filtro através da adição de 40 ul de solução 50 mM de ABC e centrifugar a 14000 xg durante 10 min. Repita este passo 1x.
  11. Adicionar 50 ul de solução 0,5 M de NaCl para as unidades de filtro e de centrifugação a 14.000 xg durante 10 min. Transferir o filtrado contendo os peptídeos trípticos de cada unidade de filtro para uma nova microtubo e acidifica-se com TFA.
  12. Seque todas as digere em um concentrador de vácuo.

10. Preparação de Amostras para LC-MS/MS

  1. Reconstituir seca LysC e péptido tríptico digere fracções em 20 ul de 0,1% de FA e vortex.
  2. Centrifugar as amostras a 20.000 xg durante 10min e remover a parte superior de 95% da amostra para um novo frasco de amostra.
  3. Injectar 5 ul de cada fracção de péptidos numa armadilha 100 mm x 25 mm da amostra para remover sais e contaminantes e realizar a separação cromatográfica sobre uma coluna de 18 mM 75 cm por 10 cm C.
  4. Usar um gradiente de 2-40% de B ao longo de 100 minutos, com um caudal de 200 nl / min. O solvente A é de 95% ddH2O e 5% de acetonitrilo contendo 0,1% de FA. Solvente B é 80% de ACN e 20% ddH2O contendo 0,1% de FA.
  5. Colete dez espectros de massa em tandem para cada MS varredura em um espectrômetro de massa de alta resolução. Um espectrômetro de massa LTQ Orbitrap foi utilizado neste experimento.

11. Identificação de Proteínas

  1. Identificar proteínas usando o banco de dados do mouse UniProt contendo ambos frente e verso seqüências de proteínas e contaminantes comuns. Software MaxQuant com MASCOTE motor de busca é usado para pesquisar o banco de dados de proteínas.
  2. Os parâmetros de pesquisa que podem ser utilizados incluem; modific fixadoção de carbamidomethyl de cisteína, modificações variáveis ​​de oxidação da metionina, proteínas acetilação N-terminal, no máximo, 2 perdeu clivagem. O comprimento mínimo do péptido a considerar para a identificação é de 6 aminoácidos. Introduzir um erro de concentração da massa dos péptidos de ± 8 ppm e uma tolerância de massa fragmento de 1,2 Da (massa de erro é dependente do espectrómetro de massa que é utilizado).
  3. No software MaxQuant, utilizar uma taxa de detecção falso 1% (FDR) para o péptido e proteína de identificação. Identificação de proteínas é listado com o número de peptídeos combinados, a cobertura seqüência por cento de proteína, e as sequências de peptídeos.

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Resultados

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Para obter o proteoma mais abrangente do epitélio sensorial da cóclea, a dissecção do tecido rápida é necessária antes da extração de proteínas e de preparação da amostra. Duas técnicas proteômicas pode ser usado, de espingarda e bottom-up proteômica. Para preparar amostras para proteómica espingarda, procedimento de digestão FASP foi utilizado como ilustrado na Figura 1. O método permite que FASP para concentração de proteínas, a remoção de detergentes, e a digestão de proteínas, utilizando várias enzi...

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Discussão

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Os principais passos para maximizar a identificação de proteínas do epitélio sensorial da cóclea são: 1) uso de múltiplos endoproteinases para a digestão, 2) utilização de múltiplas técnicas de separação, e 3) a utilização de um espectrômetro de massa de alta resolução. A aplicação de enzimas múltiplas aumenta o número de péptidos e melhora a cobertura da sequência de proteína, portanto, melhorar o número de proteínas identificadas a partir do tecido da cóclea. Tripsina, a protease mais utilizada fornece clivagem ...

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Divulgações

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Os autores declaram não haver interesses conflitantes.

Agradecimentos

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Os autores agradecem ao Dr. Kent Seeley, diretor do Center for Drug Discovery e Inovação (CDDI) Proteômica Núcleo Facilidade na Universidade do Sul da Flórida para o uso desta facilidade. Este trabalho foi financiado pelo NIH / NIDCD R01 DC004295 a BHAS

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cartucho de trisacetato 8% Descoberta de Proteína42103
AcetonaSigma-Aldrich179124
AcetonitrilaHoneywell015-1L
AEBSFCalbiochem101500
Formato de amônioFisher ScientificAC16861
AprotininCalbiochem616370
ASB-14 Calbiochem182750-5GM
Albumina de soro bovinoBioRad500-0112
C18 coluna Novo objetivoA2511275 μ m x 10 cm 
Ensaio de Proteína DCBioRad500-0116Microplate Protocolo
EDTASigma-AldrichE9884
Endoproteinase Lys-CSigma-AldrichP3428
FASP Kit de Digestão de ProteínasDescoberta de Proteínas44250
Ácido fórmico Fluka94318
GELFrEE Sistema de FracionamentoDescoberta de Proteínas42001GELFrEE 8100
LeupeptinaCalbiochem108975
Coluna MacroSpinThe Nest GroupSMM SS18VSílica C18
MicrocistinaCalbioquímica475815
PestatinaSigma-AldrichP5318
Coluna Polysulfoethyl AThe Nest Group202SE0503
Dodecil sulfato de sódio (SDS)Sigma-AldrichL3771
Sonic Dismembrator Thermo Fisher15-338-53Modelo 100
TripsinaSigma-AldrichT6567Grau de Proteômica

Referências

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