Artigo de método

Use Synergetic de células neuronais precursoras e Peptídeos de auto-montagem em Experimental Cervical Spinal Cord Injury

DOI:

10.3791/52105

⸱

23 de fevereiro de 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Genetics and Development, Toronto Western Research Institute and Spinal Program, University Health Network, Krembil Neuroscience Centre, 2Department of Surgery, University of Toronto, 3Institute of Medical Sciences, University of Toronto

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O tratamento da lesão medular cervical com peptídeos de automontagem (SAP) e células precursoras neurais (NPC), juntamente com fatores de crescimento, é uma abordagem promissora para promover a regeneração e a recuperação. Um modelo de rato clipe de aneurisma de contusão/compressão de SCI cervical e tratamento combinado envolvendo injeção de SAP e transplante de NPC é estabelecido.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Traumatismos da medula espinal (SCI) causar lesão neurológica grave e consequências psicológicas, econômicas e sociais para os pacientes e suas famílias. Clinicamente, mais de 50% da SCI afecta a coluna cervical 1. Como uma consequência da lesão primária, uma cascata de mecanismos secundários, incluindo a inflamação, a apoptose, e desmielinização ocorrem finalmente levando a cicatrização de tecidos e de desenvolvimento de cavidades intramedulares 2,3. Ambos representam barreiras físicas e químicas para o transplante de células, integração e regeneração. Portanto, moldar o ambiente inibitório e colmatar cavidades para criar um ambiente favorável para o transplante de células e regeneração é um alvo terapêutico promissor 4. Aqui, um modelo de contusão / compressão de SCI cervical usando um clipe de aneurisma é descrito. Este modelo é mais clinicamente relevantes do que outros modelos experimentais, uma vez que transection ou rupturas do cabo completo são raros. Também em COMPARAÇÃOn para o modelo de queda de peso, o que, em particular, as colunas danos no dorso, compressão circunferencial da medula espinal é vantajoso. Clipe força de fecho e tempo de exposição pode ser ajustada para atingir diferente gravidade da lesão. Uma mola anel facilita a calibração precisa e constância da força clip. Em condições fisiológicas, peptídeos auto-montagem sintéticos (SAP) de auto-montar em nanofibras e assim, estão apelando para aplicação em SCI 5. Eles podem ser injectados directamente na lesão minimizando os danos ao cabo. SAPs são estruturas biocompatíveis erguer andaimes para colmatar cavidades intramedulares e, portanto, equipar o cabo danificado por tratamentos regenerativos. K2 (QL) 6K2 (QL6) é um romance SAP introduzido por Dong et a l. 6 Em comparação com outros peptídeos, QL6 auto-monta em β-folhas de pH neutro 6 0,14 dias após a LM, após a fase aguda, SAPs são injectadas no centro da lesão e as células precursoras neurais (NPC) são injected em colunas dorsais adjacentes. A fim de suportar a sobrevivência de células, o transplante é combinado com a administração subdural contínua de factores de crescimento de micro-bombas osmóticas durante 7 dias.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mais de 50% das lesões da medula espinal estão relacionadas com a coluna cervical. Na clínica definindo dois principais mecanismos patofisiológicos são descritos: a contusão inicial da espinal medula e, subsequentemente, a compressão permanente causada por fracturas ósseas, hemorragias ou inchaço dos tecidos.

O clipe de aneurisma imita contusão modelo / compressão ambos os mecanismos fisiopatológicos: tirando o clipe cria uma contusão e a duração do recorte representa o componente de compressão, admitindo que a compressão em clínicas causadas por fraturas ósseas, hemorragias ou inchaço dos tecidos última significativamente maior. O clipe de aneurisma utilizado é modificado por uma mola anel garantindo força exata e reprodutível recorte. Especialmente em comparação com o hemi-transection ou o modelo de contusão, este clip de aneurisma imita modelo melhores ambientes clínicos. Enquanto pacientes com lesões torácicas sofrem de paraplegia, a maioria dos pacientes com lesão cervicaluries são tetraplégica e completamente dependente. A estrutura anatômica do cordão cervical, no entanto, apresenta diferenças significativas em relação à coluna vertebral torácica ou lombar e, portanto, é dirigida em particular neste protocolo.

O desenvolvimento de cavidades intramedulares e tecido cicatricial são obstáculos para a recuperação e regeneração. Para superar estes obstáculos à utilização de material de andaime é uma abordagem promissora. Péptidos de auto-montagem pode ser injectado directamente no epicentro da lesão. Lá eles se reúnem em andaimes nano-fibras ponte da cavidade e melhorar o ambiente inibitório, reduzindo a inflamação e cicatrização de tecidos. Enquanto materiais rígidos causar danos consideráveis ​​da medula espinhal durante a implantação, os péptidos de fluido podem ser injectados com segurança e sem causar danos adicionais grave.

Melhorar o ambiente inibitório com peptídeos de auto-montagem antes do transplante de células-tronco, assim, apoiar a célula integração, diferenciação e, finalmente, a recuperação funcional após a lesão da medula espinal cervical.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nota: Os seguintes protocolo experimental foi aprovado pelo comitê de cuidados com os animais da University Health Network (Toronto, Canadá) e está em conformidade com as políticas estabelecidas no guia para o cuidado e uso de animais de experimentação preparado pelo Conselho Canadense de cuidados com os animais .

1. Cervical Aneurysm Clipe Contusão / Compression Modelo

  1. Antes de instrumentos e autoclave cirurgia manter condições estéreis durante todo o procedimento surgcial, colocando os instrumentos em um banho de álcool a 70%.
  2. Anestesiar ratos machos Wistar (250-270 g) com uma combinação de oxigénio (O2), óxido nitroso (N2O) (1: 1), e 1,8-2,2% de isoflurano e suportar a respiração espontânea, através de uma máscara de anestesia de gás. Para a indução de anestesia começar com 5% de isoflurano durante 1 minuto e depois reduzir. Antes de iniciar a cirurgia, a profundidade da anestesia controle, dando um estímulo doloroso (ex. Nas patas). Aplicar pomadas gordasnos olhos para evitar a secura e a prevenção de infecções subsequentes.
  3. Coloque os ratos sobre uma almofada de aquecimento (37 ° C) e fixar a cabeça em um quadro estereotáxico.
  4. Raspar a região cirúrgica ao redor da coluna cervical e desinfectar com iodopovidona e 70% de álcool.
  5. Faça uma incisão na linha média acima da espinha da vértebra cervical (C2) chegando ao processus proeminente do corpo vertebral torácica 2 (T2).
  6. Corte através da camada externa dos músculos da coluna diretamente na linha média (para evitar o sangramento) no sentido crânio-caudal e mais dissecar as camadas musculares mais profundas sem rodeios até chegar ao spinosus processus e as lâminas. Insira afastadores.
  7. Orientar o proeminente spinosus processus do T2 corpo vértebra para observar os níveis direcionados para laminectomy. Após a identificação e preparação de micro-cirúrgica das lâminas selecionado, cortar o flavae ligamenti para soltar a lâmina e do spinosus processus. Finalmente, cut através das lâminas com um cortador de osso de lateral para a medula espinhal e remover aqueles suave, evitando qualquer compressão da medula espinhal em si.
    NOTA: O mais comum são os níveis C5 / 6, C6 / 7, ou C7 / T1. A taxa de mortalidade peri-operatória aumenta o mais rostral do nível da lesão. Sangramento do seio venoso paravertebral é comum e pode ser abordada por compressão cuidado com esponja.
  8. Antes de inserir o clipe para traumatizar a cabo, identificar emergente raízes nervosas para poupá-los a partir de recorte (especialmente a nível C5 / 6).
  9. A fim de garantir a indução grampo liso, soltar a dura-máter do lado ventral dorsal dos corpos vertebrais com um gancho e preparar um corredor para o grampo.
  10. Finalmente, insira o clipe aberto e deixá-lo tirar fechada (fechamento rápido) para alcançar uma contusão. Clipe força de fecho e duração de encerramento clipe determinar a intensidade do trauma e o grau de compressão. Comumente usado são forças clipe de entre 15-35 g e um clippiduração ng de por exemplo 1 min. (Figura 1).
  11. Após a remoção do clipe, adaptar-se os músculos em duas camadas e fechar a ferida.
  12. Pare de anestesia e deixar o rastro dos animais sob sua observação contínua até que ele recupere a consciência suficiente para decúbito esternal. Por último, coloque o rato em uma gaiola individual e siga as diretrizes de tratamento pós-operatório.
  13. Dado que os animais lutam com a gravidade deste tipo de lesão, você deve prestar atenção especial para tratamentos pós-operatórios:
    1. Administrar analgésicos (buprenorfina e meloxicam durante 3 dias e 5 dias, respectivamente, e de acordo com os sintomas clínicos).
    2. Dê subcutaneamente solução salina adicional durante 3 dias (2 vezes por dia, 5-10 mililitros (ml)).
    3. Fornecer antibióticos em água potável 2 dias antes e até sete dias após a cirurgia (por exemplo, moxifloxacina)
    4. Aperte a bexiga urinária 2-3 vezes ao dia até que a recuperação da função da bexiga é constantely aparente.
    5. Observe déficits neurológicos e condição fisiológica dos animais operados pelo menos uma vez por dia.

2. A injeção de SAPs e NPCs (14 dias após a lesão)

  1. Induzir a anestesia, conforme descrito no item 1.1. para 1,3, fixar a cabeça do rato em um quadro estereotáxico, retirar os pontos ou clipes de feridas, e desinfectar a ferida e a área cirúrgica com iodopovidona e 70% de álcool.
  2. Dissecar cuidadosamente os músculos paravertebrais, insira afastadores, remover o tecido cicatricial microscopicamente da dura-máter, e re-expor o local da lesão.
  3. Prepare SAPs em uma concentração de 1% (w / v) para executar um gel de matriz extracelular. SAPs QL6 tem um pH fisiologicamente compatível e não precisam de ser tamponada, antes da injecção. Para a visualização de PAE na medula espinhal, usar um derivado fluorescente de QL6 (QL6-FITC).
  4. Injectar SAPs (5 microlitros (ul) para o centro da lesão, distribuídos em duas porções, cada2,5 ul bilateral da linha média. Usando uma seringa de Hamilton ligada à armação estereotáxica com um micro capilar de vidro (100 micrómetros (um) de diâmetro externo (OD)). Abra a dura-máter cuidadosamente com a ponta de uma agulha afiada, e inserir o tubo capilar de vidro estereotaxicamente 2 milímetros (mm) para a medula espinhal traumatizado.
  5. Após a injecção de 1/3 do volume, remover a agulha a uma profundidade 1,5 mm, e após mais 1/3 a 1 mm. Após a injecção de todo o volume, e antes da remoção da seringa, esperar 5 minutos para estabilizar a formação de gel.
  6. Para gerar NPCs, use camundongos adultos DsRed (ou YFP camundongos positivos, verde) e isolar e cultivar-los da zona paraventrical 4,18,21.
  7. Avaliar a viabilidade de NPCs por coloração com azul de tripano, indicando a presença de ~ 90% de células vivas na suspensão de células. Diluir as células em meio de crescimento (50 x 103 células vivas / l) e, em seguida, usá-los para o transplante de células.
  8. Faça quatro 2 ul (8 ul vo total delume, contendo 4 x 10 5 NPCs) injeções intra-espinhal bilateralmente a 2 mm rostral e caudal do local da lesão. Após a abertura da dura-máter, inserir o micro capilar de vidro Hamilton 1,5 milímetros abaixo da superfície dorsal da medula espinal e injectar 2 ul de suspensão de células. Escolha uma velocidade de injecção de cerca de 0,5 ul / min (min).
  9. No final de cada injecção e antes da remoção do capilar para fora do cabo, para esperar pelo menos 1 min permitir que o tecido estica para acomodar o volume da célula nova. (Figura 2)

3. Implantação de subdural Bombas para Growth Factor Aplicação

  1. A fim de enriquecer o cerebral fluido espinhal (CSF) com fatores de crescimento apoiando a sobrevivência da célula, use bombas de micro-osmótica diluindo fatores de crescimento sub-durally ao longo de 7-14 dias, com uma taxa de diluição de 0,5 l / h, um diâmetro de 0,04 cateter cm OD, e um volume do reservatório de 100 ul.
  2. Escolha factores de crescimento preferidos(Por exemplo, factor de crescimento derivado do cérebro (BDGF), o factor de crescimento epidérmico (EGF), factor de crescimento de fibroblastos (FGF)), encher as bombas de 6-10 horas antes da implantação, bombas e equilibrar num banho de água a 37 ° C.
  3. Imediatamente após injeções NPC, preparar um recesso subcutânea para colocar a bomba. Locais preferidos são os flancos laterais da toracotomia região abdominal evitar maior desconforto local provocada pela própria bomba.
  4. Para ganhar a maior concentração de fatores de crescimento, garantir que a ponta do cateter aberto termina próximo ao local da lesão. Portanto, executar um salto-laminectomy do nível superior ou inferior adjacente. Por exemplo, se o SCI é a C7 / T1, realizar uma pequena laminectomia de C5.
  5. Coloque a bomba no recesso subcutânea, encurtar o cateter com o comprimento necessário, e prenda-o com várias suturas (6.0) nos músculos paravertebrais evitando qualquer luxação associada à circulação.
  6. Após abertura da dura (por exemplo, em C5) com a ponta afiadade uma agulha, introduzir o cateter no espaço subdural e deixá-lo deslizar em direção caudal, sem qualquer resistência e sem ferir o cabo. A lâmina pulada de eg C6 serve como ponto adicional de fixação e estabilização do cateter.
  7. Certifique-se de que o cateter corra bem e não se dobra.
  8. Fechar músculos por camada, e pele, com suturas ou grampos. (Figura 3)
  9. Pare de anestesia e deixar o rastro dos animais sob sua observação contínua até que ele recupere a consciência suficiente para decúbito esternal. Por fim, colocá-los de volta em uma única gaiola e siga as diretrizes de tratamento pós-operatório.
  10. Fornecer tratamento pós-operatório especial, embora, os animais poderiam ter recuperado parcialmente a este ponto-time:
    1. Administrar analgésicos (Buprenorthine e meloxicam durante 3 dias e 5 dias, respectivamente, e de acordo com os sintomas clínicos).
    2. Fornecer antibióticos em garrafas de água até 2 dias antes7 dias pós-cirurgia (por exemplo, moxifloxacina).
    3. Continue apertando a bexiga urinária, se ainda for necessário.
    4. Dê fluidos por via subcutânea adicionais, se os ratos aparecem desidratado.
    5. Mantenha observando a função neurológica e estado fisiológico dos animais operados pelo menos uma vez por dia.
    6. Administrar tratamento de imunossupressão dois dias antes da injecção NPC e até 7 dias após o transplante (minociclina) e até o sacrifício (Sandimmune), respectivamente.

Avaliação 4. Tissue

  1. Sacrificar os animais no final do período de observação (por exemplo. 4 semanas após a SCI) em anestesia profunda (5% de isoflurano durante 2-3 min) e perfundir-los transcardíaca com 50 ml de solução salina fria (4 ° C), seguido por 150 ml de 4 frias % de paraformaldeído em 0,1 M de solução salina tamponada com fosfato (PBS).
  2. Remover a medula espinhal e colocá-lo em 4% de paraformaldeído em 0,1 M de solução salina tamponada com fosfato (PBS) durante 24 horas.
  3. Coloque as medulas espinais em solução de sacarose a 25% para crioprotecção durante 48 horas.
  4. Fornecer criocortes longitudinais com uma espessura de <30 um.
  5. Para coloração imuno-histoquímica de todos os núcleos de células-proporcionando um uso do fundo DAPI (1: 1.000). DsRed NPCs positivos aparecem em vermelho, QL-6 FITC aparece verde, e ambos, portanto, não precisa de ser marcadas especialmente. (Figura 4).
  6. Para a microscopia eletrônica de varredura (SEM) deixe amostras de molho em glutaraldeído a 4 ° C, durante 2 horas, desidratam-los lentamente em passos de 10% de incremento de etanol durante 5 minutos e coloque-os em um pressurizado líquido CO 2 sifão para a 1 hora. Scaffolds revestimento com ouro usando um revestidor por crepitação. Tire fotos com a Hitachi S-3400N microscópio eletrônico de varredura. (Figura 5)

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ao executar o procedimento acima descrito, irá obter um andaime SAP colmatar a cavidade e que oferece uma melhoria do ambiente inibitório, menos tecido cicatricial, e um aumento na sobrevivência NPC. A Figura 4 mostra uma secção longitudinal de uma medula espinal de rato obtido no local da lesão 6 semanas após SCI e 4 semanas após a injeção QL6 SAP e transplante NPC. Peptídeos QL6 foram injetados com êxito ao cabo, agregadas no epicentro e difusa rostro-caudal na penumbra. Microscópio Eletrônico de imag...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo foi desenvolvido para permitir que o leitor para realizar um modelo de lesão cervical em ratos e usar uma abordagem de tratamento combinado com SAPs e NPCs que promovem uma melhor recuperação após SCI cervical.

Particularmente em relação a outros modelos de trauma cervical, como o (hemi) -transection modelo ou os modelos de queda de peso e de concussão, o modelo clipe contusão / compressão representa tanto importantes mecanismos de trauma fisiopatológicos - portanto, imita mel...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A Covidien forneceu o QL6 SAP para este estudo.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gostaríamos de agradecer o apoio de financiamento para este trabalho a partir do Canadian Institutes of Health Research (CIHR), a Fundação Krembil Família, o Presidente Halbert em Neural Repair and Regeneration, Phillip e Peggy DeZwirek, e Gordon Yao para a contribuição para a Figura 2 . Klaus Zweckberger foi financiado por uma doação da "Deutsche Forschungsgesellschaft" (DFG).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Clipe aneurismáticoSharpTech
Microscópio cirúrgicoLeica
Micro sistema de injeçãoWorld Precision Instruments, Inc.
Instrumento estereotáxico para animais pequenosDavid Kopf Instruments
Seringa Hamiltoncompany
Bombas subduraisfigure-materials-1 Microbomba osmótica Alzet 1007D
Instrumento cirúrgicoFerramentas
de ciências finasIsoflurano USPPharmaceutical Partners of Canada Inc.
Injeção de cloreto de sódio a 0,9% USPBaxter
7,5% IodopovidonaPurdue Pharma
70% Álcool isopropílico USPGreenfield Ethanol Inc.
QL6 SAPCovidien
0,4% Trypan blueGibco
Fator de Crescimento Derivado de Plaquetas (PDGF)Sigma
Fator de Crescimento Epidérmico (EGF)Sigma
Fator de Crescimento de Fibroblastos (FGF)Sigma

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sekhon, L. H., Fehlings, M. G. Epidemiology, demographics, and pathophysiology of acute spinal cord injury. Spine (Phila Pa 1976). 26, S2-S12 (2001).
  2. Fehlings, M. G., Tator, C. H., Linden, R. D. The relationships among the severity of spinal cord injury, motor and somatosensory evoked potentials and spinal cord blood flow). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 74, 241-259 (1989).
  3. Thuret, S., Moon, L. D., Gage, F. H. Therapeutic interventions after spinal cord injury. Nat Rev Neurosci. 7, 628-643 (2006).
  4. Iwasaki, M., Wilcox, J. T., Nishimura, Y., Zweckberger, K., Suzuki, H., Wang, J., Liu, Y., Karadimas, S. K., Fehlings, M. G. Synergistic effects of self-assembling peptide and neural stem/progenitor cells to promote tissue repair and forelimb functional recovery in cervical spinal cord injury. Biomaterials. 35, 2617-2629 (2014).
  5. Holmes, T. C., de Lacalle, S., Su, X., Liu, G., Rich, A., Zhang, S. Extensive neurite outgrowth and active synapse formation on self-assembling peptide scaffolds. Proc Natl Acad Sci U S A. 97, 6728-6733 (2000).
  6. Dong, H., Paramonov, S. E., Aulisa, L., Bakota, E. L., Hartgerink, J. D. Self-assembly of multidomain peptides: balancing molecular frustration controls conformation and nanostructure. J Am Chem Soc. 129, 12468-12472 (2007).
  7. Rivlin, A. S., Tator, C. H. Effect of duration of acute spinal cord compression in a new acute cord injury model in the rat. Surg Neurol. 10, 38-43 (1978).
  8. Poon, P. C., Gupta, D., Shoichet, M. S., Tator, C. H. Clip compression model is useful for thoracic spinal cord injuries: histologic and functional correlates. Spine (Phila Pa 1976). 32, 2853-2859 (2007).
  9. Fehlings, M. G., Tator, C. H. The relationships among the severity of spinal cord injury, residual neurological function, axon counts, and counts of retrogradely labeled neurons after experimental spinal cord injury. Exp Neurol. 132, 220-228 (1995).
  10. Joshi, M., Fehlings, M. G. Development and characterization of a novel, graded model of clip compressive spinal cord injury in the mouse: Part 2. Quantitative neuroanatomical assessment and analysis of the relationships between axonal tracts, residual tissue, and locomotor recovery. J Neurotrauma. 19, 191-203 (2002).
  11. Joshi, M., Fehlings, M. G. Development and characterization of a novel, graded model of clip compressive spinal cord injury in the mouse: Part 1. Clip design, behavioral outcomes, and histopathology. J Neurotrauma. 19, 175-190 (2002).
  12. Cigognini, D., Satta, A., Colleoni, B., Silva, D., Donegà, M., Antonini, S., Gelain, F. Evaluation of early and late effects into the acute spinal cord injury of an injectable functionalized self-assembling scaffolds. PLoS One. 6 (5), e19782(2011).
  13. Hou, T., Wu, T., Wang, L., Liu, Y., Li, M., Long, Z., Chen, H., Li, Y., Wang, Z. Cellular prostheses fabricated with motor neurons seeded in self-assembling peptides promotes partial functional recovery afters spinal cord injury in rats. Tissue eng Part A. 18 (9-10), (2012).
  14. Gelain, F., Cigognini, D., Caprini, A., Silva, D., Colleoni, B., Donegà, M., Antonini, S., Cohen, B. E., Vescovi, A. New bioactive motifs and their use in functionalized self-assembling peptides for NPC differentiation and neural tissue engineering. Nanoscale. 4 (9), 2946-2957 (2012).
  15. Liu, Y., Ye, H., Satkunendrarajah, K., Yao, G. S., Bayon, Y., Fehlings, M. G. A self-assembling peptide reduces glial scarring, attenuates post-traumatic inflammation and promotes neurological recovery following spinal cord injury. Acta Biomater. 9, 8075-8088 (2013).
  16. Rosner, J., Avalos, P., Axosta, F., Liu, J., Drazin, D. The potential for cell therapy combined with growth factors in spinal cord injury. Stem Cell Int. , 826754(2012).
  17. Lu, P., Wang, Y., Graham, L., McHale, K., Gao, M., Wu, D., Brock, J., Blesch, A., Rosenzweig, E. S., Havton, L. A., Zheng, B., Conner, J. M., Marsala, M., Tuszynsky, M. H. Long distance growth and connectivity of neural stem cells after severe spinal cord injury. Cell. 150, 1265-1273 (2012).
  18. Karimi-Abdolrezaee, S., Schut, D., Wang, J., Fehlings, M. G. Chondrioitinase and grwoth factors enhance activation and oligodendrocyte differentiation of endogenous neural precursor cells after spinal cord injury. PLoS One. 7 (5), e37589(2012).
  19. Awad, B. I., Carmody, M. A., Steinmetz, M. P. Potential role of growth factors in the management of spinal cord injury. World Neurosurg. (13), 1875-8750 (2013).
  20. Kojima, A., Tator, C. H. Intrathecal administration of epidermal growth factor and fibroblast growth factor 2 promotes ependymal proliferation and functional recovery after spinal cord injury in adult rats. J Neurotrauma. 19 (2), 223-238 (2002).
  21. Karimi-Abdolrezaee, S., Eftekharpour, E., Wang, J., Cindi, M. M., Fehlings, M. G. Delayed trasplantation of adult neural presursor cells promotes remyelination and functional neurological recovery after spinal cord injury. J Neurosci. 26 (13), 3377-3389 (2006).
  22. Burdick, J. A., Ward, M., Liang, E., Young, M. J., Langer, R. Stimulation of neurite outgrowth by neurotrophins delivered from degradable hydrogels. Biomaterials. 27, 452-459 (2006).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Cervical Spinal Cord InjuryNeural Precursor CellsSelf assembling PeptidesAneurysm Clip ModelSAP InjectionNPC TransplantationOsmotic Pump DeliveryFluorescence MicroscopyScanning Electron MicroscopyStereotaxic Frame

Artigos relacionados