Artigo de método

Electrophoretic Mobility Turno Assay (EMSA) para o estudo das interações RNA em proteínas: O IRE / IRP Exemplo

DOI:

10.3791/52230

⸱

3 de dezembro de 2014

 ,  , 
1Lady Davis Institute for Medical Research, Jewish General Hospital, 2Department of Medicine, McGill University

Neste artigo

Resumo

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Aqui apresentamos um protocolo para analisar as interações RNA/proteína. O ensaio de deslocamento de mobilidade eletroforética (EMSA) é baseado na migração diferencial de complexos de RNA/proteína e RNA livre durante a eletroforese em gel nativo. Usando uma sonda de RNA radiomarcada, os complexos RNA/proteína podem ser visualizados por autorradiografia.

Resumo

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Interações RNA / proteínas são fundamentais para vias de regulação pós-transcricional. Entre as proteínas de ligação a ARN citosólicos melhor caracterizados são proteínas reguladoras de ferro, e IRP1 IRP2. Eles ligam-se a elementos responsivos de ferro (IRES) dentro das regiões não traduzidas (UTRs) de vários mRNAs alvo, controlando assim a tradução de mRNAs ou estabilidade. Interações IRE / PIA têm sido amplamente estudados pela EMSA. Aqui, nós descrevemos o protocolo de EMSA para analisar a actividade de ligação de IRE-IRP1 e IRP2, que pode ser generalizado para avaliar a actividade de outras proteínas de ligação a ARN, bem. Um lisato de proteína bruto contendo uma proteína de ligação de ARN, ou uma preparação purificada desta proteína, é incubado com um excesso de 32 sonda de ARN marcada com P, para permitir a formação do complexo. A heparina é adicionado para impedir a proteína não específica para sondar ligação. Subsequentemente, a mistura é analisada por electroforese não desnaturante em gel de poliacrilamida. A sonda livremigra rapidamente, enquanto que o ARN / proteína apresenta complexos de mobilidade retardada; daí, o procedimento também é chamado de "retardamento em gel" ou ensaio "bandshift". Depois de completada a electroforese, o gel é seco e complexos de ARN / proteína, bem como sonda livre, são detectados por auto-radiografia. O objetivo geral do protocolo é para detectar e quantificar IRE / IRP e outras interações RNA / proteína. Além disso, a EMSA também pode ser utilizado para determinar a especificidade, a afinidade de ligação, e a estequiometria da interacção de ARN / proteína sob investigação.

Introdução

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A EMSA foi originalmente desenvolvido para o estudo da associação de proteínas de ligação de DNA com sequências de ADN alvo 1,2. O princípio é semelhante para as interacções de ARN / proteína 3, o que é o foco deste artigo. Resumidamente, o ARN é negativamente carregado e irá migrar em direcção ao ânodo durante a electroforese não desnaturante em gel de poliacrilamida (ou géis de agarose). A migração dentro do gel depende do tamanho do ARN, que é proporcional à sua carga. De ligação específica de uma proteína de ARN altera a sua mobilidade, e as complexo migra mais lenta em comparação com o ARN livre. Isto é devido principalmente a um aumento na massa molecular, mas também às alterações na carga e, eventualmente, conformação. Utilizando um RNA rotulado como sonda permite fácil monitoramento do "atraso gel" ou "bandshift". Uso de 32 sondas de ARN marcadas com P é muito comum e oferece uma elevada sensibilidade. A migração de RNA / complexos de proteínas e RNA livre são detectadospor autorradiografia. Inconvenientes são o meia-vida curta de 32 P (14,29 dias), a deterioração gradual da qualidade da sonda devido a radiólise, a exigência de uma licença de radioatividade e infra-estrutura para o trabalho de radioatividade, e potenciais preocupações de biossegurança. Portanto, foram desenvolvidos métodos alternativos não isotópicas para etiquetar a sonda de RNA, por exemplo, com fluoróforos ou biotina, que permitem a detecção por imagem fluorescente ou quimioluminescente 4,5. As limitações destes métodos são o custo mais elevado e frequentemente sensibilidade reduzida em comparação com a marcação isotópica, e o potencial de marcadores não isotópicos para interferir com a interacção de ARN / proteína. Géis de poliacrilamida não desnaturantes são adequados para a maioria das aplicações de EMSA e são normalmente utilizados. Na ocasião, géis de agarose pode representar uma alternativa para a análise de grandes complexos.

A principal vantagem de EMSA é que ele combina simplicidade, sensibilidade e robustez 4 </ Sup>. O ensaio pode ser concluída dentro de algumas horas e não requer instrumentação sofisticada. Interacções de ARN / proteína pode ser detectada por EMSA em concentrações tão baixas como 0,1 nM ou menos, e dentro de uma ampla gama de condições de ligação (pH 4,0-9,5, a concentração de sal monovalente 1-300 mM, e a temperatura 0-60 ° C).

ARN / proteína a formação do complexo também pode ser estudada pelo ensaio de ligação ao filtro. Este é um procedimento simples, rápido e barato, baseado na retenção dos complexos de ARN / proteína em um filtro de nitrocelulose, enquanto que uma sonda de RNA livre passa por 6. Em comparação com a EMSA, é limitado nos casos em que a sonda de ARN contém múltiplos locais de ligação, ou o extracto em bruto contém mais do que uma proteína de ligação a ARN que se ligam a sonda no mesmo local. Enquanto múltiplas interacções ARN / proteína vai escapar à detecção por ensaio de ligação ao filtro, que pode ser facilmente visualizado por EMSA. Em alguns casos, a visualização é vésperan possível quando dois complexos de ARN / proteína co-migrar (por exemplo, humano IRP1 / IRE e IRP2 / complexos IRE), por adição de um anticorpo contra uma das proteínas de ligação a ARN para a reacção de EMSA, obtendo-se ainda mais sobre o gel de retardo ( "supershift") 7.

O EMSA tem sido amplamente utilizado para estudar e IRP1 IRP2, que são reguladores pós-transcricional do metabolismo do ferro 8-10. Eles operam através da ligação a IRES, estruturas hairpin filogeneticamente conservados dentro das UTRs de vários mRNAs 11. IRES foram descobertos pela primeira vez nos mRNAs que codificam 12 ferritina e transferrina receptor 1 (TfR1) 13, proteínas de armazenamento de ferro e absorção, respectivamente. Mais tarde, IRES foram encontrados em específico-erythroid aminolevulinato sintase (ALAS2) 14, aconitase mitocondrial 15, ferroportin 16, transportador de metal divalente 1 (DMT1) 17, hipóxia fator induzível 2 α (HIF2α) 18, e outro mRNAs 19-21. O protótipo H- e mRNAs L-ferritina conter um IRE na sua UTR 5 ', enquanto TfR1 ARNm contém múltiplos IRES em sua extremidade 3' UTR. Interações IRE / PIA especificamente inibir a tradução do mRNA ferritina por estericamente bloqueando a sua associação dos 43S da subunidade ribossômica; Além disso, eles estabilizar TfR1 mRNA contra clivagem endonucleolítica. IRP1 e share IRP2 extensa seqüência de similaridade e apresentam alta atividade de ligação IRE em células sedentos de ferro. Em células repletas de ferro, IRP1 monta um aglomerado cubano Fe-S que converte para aconitase citosólico em detrimento da sua actividade de ligação ao IRE, enquanto IRP2 sofre degradação proteossoma. Assim, as interacções IRE / PIA depender do estado celular de ferro, mas também são regulados por outros sinais, tais como H 2 O 2, o óxido nítrico (NO) ou hipoxia. Aqui, descrevemos o protocolo para avaliar a atividade IRE de ligação a partir de extratos de células de tecido cru e por eMSA. Utilizou-se um marcado com 32 P H-ferritina sonda IRE que foi gerado por transcrição in vitro a partir de um molde de ADN de plasmídeo (I-12.CAT), onde a sequência IRE foi originalmente introduzido na orientação com sentido a jusante do local da polimerase de ARN de T7 pela clonagem de oligonucleótidos sintéticos 22 recozidos.

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Protocolo

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Os procedimentos experimentais com camundongos foram aprovados pelo Comitê de Cuidados Animal da McGill University (protocolo 4966).

1. Preparação de extratos de proteínas a partir de células cultivadas

  1. Lavar as células cultivadas duas vezes com 10 ml de fosfato de gelo-solução salina tamponada (PBS).
  2. Raspe células aderentes quer com um polícia de borracha ou um raspador de células de plástico em 1 ml de suspensão de PBS, arrefecido com gelo transferência para um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml.
  3. Centrifugação numa microcentrífuga durante 5 min a 700 xg, a 4 ° C. Aspirar PBS.
  4. Adicionar 100 ul de tampão de lise arrefecido com gelo citoplasmática (Tabela 1) por 10 7 células, e pipetar para cima e para baixo.
  5. Incubar em gelo durante 20 min.
  6. Centrifugação durante 10 minutos à velocidade máxima numa microcentrífuga a 4 ° C.
  7. Pellet Descartar. Transferir o sobrenadante para um novo tubo de microcentrífuga de 1,5 ml e manter em gelo.
  8. Detarminho concentração de proteína (normalmente 1-10 mg / mL) utilizando o 23 ensaio de Bradford.
  9. Alíquotas e armazenar extractos celulares a -80 ° C até à sua utilização.

2. Preparação de extratos de proteína de rato fígado e baço

  1. Euthanize um rato com inalação de CO 2.
  2. Coloque o animal sacrificados em uma almofada limpo sobre uma placa de dissecação. Abra o abdômen com uma tesoura.
  3. Dissecar o fígado e o baço, utilizando tesouras e pinças, e lave cada tecido em aproximadamente 50 ml de PBS gelado.
  4. Tecidos em pequenos pedaços imediatamente cortada com um bisturi (por exemplo: cerca de 1 - 2 mm 3).
  5. Sem demora, coloque pedaços de tecidos em uma nova cryotube e em seguida, encaixe congelá-los em nitrogênio líquido. Snap-congelados loja alíquotas de tecido a -80 ° C até à sua utilização.
  6. Homogeneizar um pedaço de tecido congelado (cerca de 1 - 2 mm 3) em 0,25-0,5 ml degelo-tampão de lise frio citoplasmática (Tabela 1) com um homogeneizador de tecidos de 10 seg.
  7. Transferir homogeneizado a 1,5 ml tubo de microcentrífuga e frio em gelo durante 20 min.
  8. Centrifugação durante 10 minutos à velocidade máxima numa microcentrífuga a 4 ° C.
  9. Descarte pellet e transferência sobrenadante para novo tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Mantenha no gelo.
  10. Determinar a concentração de proteína (normalmente 1-10 mg / mL) utilizando o 23 ensaio de Bradford.
  11. Alíquotas e armazenar extractos celulares a -80 ° C até à sua utilização.

3. Preparação de sonda radiomarcada-IRE

  1. Linearizar o plasmídeo contendo IRE-I-12.CAT 22 por incubação a 37 ° C durante 1 h com a endonuclease de restrição Xbal (1 U por ug de plasmídeo), que cliva a jusante da sequência IRE. O plasmídeo linearizado vai ser utilizado como molde para a transcrição in vitro.
  2. Configurar uman na reacção de transcrição in vitro num volume total de 20 ul. Use as soluções stock mostrados na Tabela 2 e adicionar: 1 ul molde de plasmídeo linearizado, 4 ul de tampão de transcrição; 1 uL de mistura de mistura de ATP / CTP / GTP, 10 ul [α- 32 P] -UTP, 2 ul de ditiotreitol, 1 ul de inibidor de RNase e 1 ul de RNA-polimerase de T7. Misturar por pipetagem cima e para baixo.
  3. Incubar a 40 ° C durante 1 h 24.

4. Purificação de IRE-sonda radiomarcada

  1. Terminar em reação de transcrição in vitro, adicionando 1 ml de 0,5 M EDTA, pH 8. Mix pipetando cima e para baixo.
  2. Adicionar 10 ul de 10 mg / ml de ARNt, como transportador para uma melhor precipitação. Misturar por pipetagem cima e para baixo.
  3. Adicionar 82.5 ul de acetato de amónio 3 M. Misture em vórtice.
  4. Adicionar 273 ul de etanol. Misture em vórtice.
  5. Deixar repousar à temperatura ambiente durante 5 min.
  6. Girar durante 10 minutos à velocidade máxima numa microcentrífuga à temperatura ambiente. Sobrenadante Descartar.
  7. Lave o peletizado com 100 ul de etanol a 70%.
  8. Girar durante 10 minutos à velocidade máxima numa microcentrífuga à temperatura ambiente. Sobrenadante Descartar.
  9. Ar sedimento seco durante 10 min.
  10. Ressuspender o sedimento em 100 ul de duas vezes destilada, previamente autoclavada H 2 O.
  11. Quantificar a radioactividade num contador de cintilação líquida, a sonda radiomarcada IRE alíquota e armazenar a -80 ° C até à sua utilização. Alíquotas congeladas podem ser utilizadas durante até 3 semanas.

5. Preparação de um gel de poliacrilamida nativa para EMSA

  1. Monte o gel (16 x 16 cm), usando 1,5 espaçadores mm e pente.
  2. Para preparar um gel de poliacrilamida a 6% nativo, utilizar as soluções de estoque mostrados na Tabela 3 Misturar 7,5 ml de 40% de acrilamida:. Bisacrilamida, 5 ml de 5x TBE e 37,5 mldouble H2O destilada
  3. Adicionar 0,5 ml de 10% de persulfato de amónio preparada recentemente (APS) e 25 ul tetrametiletilenodiamina (TEMED).
  4. Derrame imediatamente a solução de acrilamida ao gel e deixá-lo polimerizar. Aguarde cerca de 30 min.
  5. Montar o aparelho de eletroforese com gel, encher os tanques com 0,5x TBE e se conectar com a fonte de alimentação.

6. Electrophoretic Mobility Turno Assay

  1. Dilui-se 25 ug de extracto de proteína a partir de células ou tecidos com tampão de lise citoplasmática (Quadro 1) num volume total de 10 uL em (concentrações de proteína mais baixas podem também ser usados). Mantenha no gelo. Se necessário, adicionar 1 ml de 1: 4 diluído 2-mercaptoetanol (2-ME) para activar IRP1 dormente (concentração final: 2%) 25.
  2. Dilui-se a sonda IRE radiolabeled em dobro H2O destilada para 200.000 cpm / mL, desnaturar calor em 95 °C durante 1 min, e arrefecer à temperatura ambiente durante pelo menos 5 min.
  3. Configurar uma reação EMSA, adicionando 1 ml de sonda IRE radiolabeled ao extrato de proteína.
  4. Incubar durante 20 minutos à temperatura ambiente.
  5. Adicionar 1 ml de 50 mg / ml de heparina para a reacção (para inibir interacções de proteínas não-específicos com a sonda 9) e continuar a incubação durante mais 10 min. Alíquota da solução de reserva de heparina (50 mg / ml) e armazenar a -80 ° C.
  6. Quando utilizando sondas radiomarcadas longas (> 60 nucleótidos), adicionar 1 ul de ARNase T1 (1 U / ul) e incubar durante 10 min à temperatura ambiente para reduzir a proteína de ligação não específica com a sonda, e para permitir uma melhor separação do ARN / proteína complexo durante a electroforese.
  7. Adicionar 3 ul de tampão de carga (glicerol a 80% + azul de bromofenol), misturar e carga sobre o não-desnaturante em gel de poliacrilamida a 6%.
  8. Submeter o gel durante 60 minutos a 130 V (5 V / cm).
  9. Transferência o gel para um grande papel de filtro e seco.
  10. Expor a um filme e desenvolver auto-radiografia. O tempo de exposição pode variar desde 1 h (ou menos) até S / N.

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Resultados

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Uma sonda IRE radiomarcada foi preparada, conforme descrito nas seções 3 e 4 do protocolo. A sequência da sonda foi 5'-GGGCGAAUUC GAGCUCGGUA CCCGGGGAUC CUGCUUCAAC AGUGCUUGGA CGGAUCCU-3'; os nucleotídeos em negrito representam um resíduo C desemparelhado e o loop, que são características críticas do IRE. A radioatividade específica da sonda foi de 4,5 x 109 cpm / μg de RNA.

Para avaliar os efeitos das perturbações do ferro na atividade de ligação ao ...

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Discussão

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Aqui, descrevemos um protocolo que foi desenvolvido para estudar as atividades de ligação IRE de IRP1 e IRP2, e mostramos dados representativos. Usando diferentes sondas, este protocolo também pode ser ajustado para o estudo de outras proteínas de ligação ao RNA. Uma etapa crítica é o tamanho da sonda. O uso de sondas longas, que é comum quando o local exato de ligação é desconhecido, pode resultar em complexos de RNA/proteína que não migram de forma diferente do RNA livre. Neste caso, é aconselhável remover o RNA não li...

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Divulgações

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Agradecimentos

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Este trabalho foi apoiado por uma bolsa do Canadian Institutes for Health Research (MOP-86514).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
leupeptinaSIGMAL2884
PMSFSIGMA78830
Ensaio de proteína BioRadBIORAD500-0006
T7 RNA polimeraseTermocientíficoEPO111
Inibidor de RNaseInvitrogen15518-012
UTP [alfa-32P]Perkin-Elmer
Líquido de cintilaçãoBeckman Coulter141349
heparinaSIGMAH0777
Rnase T1ThermoscientificEN0541
Nome do equipamento
Tecido RuptorQiagen9001271
Contador de cintilaçãoBeckman CoulterLS6500
Protean II xi CellBIORAD165-1834
Pentes de 20 poçosBIORAD165-18681,5 mm de espessura
e 1,5 mmBIORAD165-1849
PowerPacBIORAD164-5070
NEG507H Espaçadores de

Referências

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  1. Fried, M., Crothers, D. M. Equilibria and kinetics of lac repressor-operator interactions by polyacrylamide gel electrophoresis. Nucleic Acids Res. 9, 6505-6525 (1981).
  2. Garner, M. M., Revzin, A. A gel electrophoresis method for quantifying the binding of proteins to specific DNA regions: application to components of the Escherichia coli lactose operon regulatory system. Nucleic Acids Res. 9, 3047-3060 (1981).
  3. Ryder, S. P., Recht, M. I., Williamson, J. R. Quantitative analysis of protein-RNA interactions by gel mobility shift. Methods Mol Biol. 488, 99-115 (2008).
  4. Hellman, L. M., Fried, M. G. Electrophoretic mobility shift assay (EMSA) for detecting protein-nucleic acid interactions. Nat Protoc. 2, 1849-1861 (2007).
  5. Luscieti, S., et al. Novel mutations in the ferritin-L iron-responsive element that only mildly impair IRP binding cause hereditary hyperferritinaemia cataract syndrome. Orphanet J Rare Dis. 8, 30(2013).
  6. Rio, D. C. Filter-binding assay for analysis of RNA-protein interactions. 2012, CSHL Press. Cold Spring Harbor, NY. 1078-1081 (2012).
  7. Wang, J., et al. Iron-mediated degradation of IRP2: an unexpected pathway involving a 2-oxoglutarate-dependent oxygenase activity. Mol. Cell. Biol. 24, 954-965 (2004).
  8. Leibold, E. A., Munro, H. N. Cytoplasmic protein binds in vitro to a highly conserved sequence in the 5' untranslated regions of ferritin heavy- and light-subunit mRNAs. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 85, 2171-2175 (1988).
  9. Haile, D. J., Hentze, M. W., Rouault, T. A., Harford, J. B., Klausner, R. D. Regulation of interaction of the iron-responsive element binding protein with iron-responsive RNA elements. Mol. Cell. Biol. 9, 5055-5061 (1989).
  10. Mueller, S., Pantopoulos, K. Activation of iron regulatory protein-1 (IRP1) by oxidative stress. Methods Enzymol. 348, 324-337 (2002).
  11. Wang, J., Pantopoulos, K. Regulation of cellular iron metabolism. Biochem J. 434, 365-381 (2011).
  12. Hentze, M. W., et al. Identification of the iron-responsive element for the translational regulation of human ferritin mRNA. Science. 238, 1570-1573 (1987).
  13. Casey, J. L., et al. Iron-responsive elements: regulatory RNA sequences that control mRNA levels and translation. Science. 240, 924-928 (1988).
  14. Dandekar, T., et al. Identification of a novel iron-responsive element in murine and human erythroid d-aminolevulinic acid synthase mRNA. EMBO J. 10, 1903-1909 (1991).
  15. Gray, N. K., Pantopoulos, K., Dandekar, T., Ackrell, B. A. C., Hentze, M. W. Translational regulation of mammalian and drosophila citric acid cycle enzymes via iron-responsive elements. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93, 4925-4930 (1996).
  16. McKie, A. T., et al. A novel duodenal iron-regulated transporter IREG1, implicated in the basolateral transfer of iron to the circulation. Mol. Cell. 5, 299-309 (2000).
  17. Gunshin, H., et al. Cloning and characterization of a mammalian protein-coupled metal-ion transporter. Nature. 388, 482-488 (1997).
  18. Sanchez, M., Galy, B., Muckenthaler, M. U., Hentze, M. W. Iron-regulatory proteins limit hypoxia-inducible factor-2alpha expression in iron deficiency. Nat. Struct. Mol. Biol. 14, 420-426 (2007).
  19. Sanchez, M., et al. Iron regulation and the cell cycle: Identification of an iron-responsive element in the 3'-untranslated region of human cell division cycle 14A mRNA by a refined microarray-based screening strategy. J. Biol. Chem. 281, 22865-22874 (2006).
  20. Santos, C. O., et al. An iron responsive element-like stem-loop regulates alpha-hemoglobin-stabilizing protein mRNA. J Biol Chem. 283, 26956-26964 (2008).
  21. Liu, Z., et al. Siderophore-mediated iron trafficking in humans is regulated by iron. J Mol Med (Berl. 90, 1209-1221 (2012).
  22. Gray, N. K., et al. Recombinant iron regulatory factor functions as an iron-responsive element-binding protein, a translational repressor and an aconitase. A functional assay for translational repression and direct demonstration of the iron switch. Eur. J. Biochem. 218, 657-667 (1993).
  23. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72, 248-254 (1976).
  24. Testa, U., et al. Differential regulation of iron regulatory element-binding protein(s) in cell extracts of activated lymphocytes versus monocytes-macrophages. J. Biol. Chem. 266, 13925-13930 (1991).
  25. Hentze, M. W., Rouault, T. A., Harford, J. B., Klausner, R. D. Oxidation-reduction and the molecular mechanism of a regulated RNA-protein interaction. Science. 244, 357-359 (1989).
  26. Meyron-Holtz, E. G., et al. Genetic ablations of iron regulatory proteins 1 and 2 reveal why iron regulatory protein 2 dominates iron homeostasis. EMBO J. 23, 386-395 (2004).
  27. Huang, F. W., Pinkus, J. L., Pinkus, G. S., Fleming, M. D., Andrews, N. C. A mouse model of juvenile hemochromatosis. J. Clin. Invest. 115, 2187-2191 (2005).
  28. Sebastiani, G., Pantopoulos, K. Disorders associated with systemic or local iron overload: from pathophysiology to clinical practice. Metallomics. 3, 971-986 (2011).
  29. Galy, B., Ferring, D., Hentze, M. W. Generation of conditional alleles of the murine iron regulatory protein (IRP)-1 and -2 genes. Genesis. 43, 181-188 (2005).
  30. Gkouvatsos, K., et al. Iron-dependent regulation of hepcidin in Hjv-/- mice: Evidence that hemojuvelin is dispensable for sensing body iron levels. PLoS ONE. 9, 85530(2014).
  31. Goforth, J. B., Anderson, S. A., Nizzi, C. P., Eisenstein, R. S. Multiple determinants within iron-responsive elements dictate iron regulatory protein binding and regulatory hierarchy. RNA. 16, 154-169 (2010).
  32. Gopinath, S. C. Mapping of RNA-protein interactions. Anal Chim Acta. 636, 117-128 (2009).

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