Fluorescência e imagem de bioluminescência subcelular Ca 2+ Aged em neurônios do hipocampo

Resumo

A remodelação intracelular de Ca²⁺ no envelhecimento pode contribuir para a excitotoxicidade e danos aos neurônios, processos mediados pela sobrecarga de Ca²⁺. Nosso objetivo foi investigar a remodelação de Ca²⁺ no cérebro envelhecido usando imagens de fluorescência e bioluminescência de Ca²⁺ citosólico e mitocondrial em culturas de longo prazo de neurônios do hipocampo de ratos, um modelo de envelhecimento neuronal.

Resumo

Suscetibilidade a morte celular neuronal associada a neurodegeneração e isquemia são extremamente aumentada no cérebro envelhecido mas os mecanismos responsáveis ​​são mal conhecidos. A excitotoxicidade, um processo que se acredita contribuir para a lesão neuronal induzida por ambos os insultos, é mediada pela activação de receptores de glutamato que promove ^influxo de Ca2 + mitocondrial e ^sobrecarga de Ca2 +. Uma mudança substancial na homeostase intracelular ^de Ca2 + ou remodelação de ^Ca2 + intracelular homeostase pode favorecer danos aos neurônios nos neurônios velhos. Para investigar Ca ²⁺ remodelação no envelhecimento temos usado imagens de células vivas em culturas de longo prazo de neurônios do hipocampo de ratos que se assemelham em alguns aspectos neurônios in vivo com idade. Para este fim, as células do hipocampo são, em primeiro lugar, recém-dispersa de novas hipocampo de ratos recém nascidos e semeadas em lamelas revestido, vidro poli-D-lisina. Em seguida, as culturas são mantidas em meios controlada durante vários dias ou vários weeks para investigar jovens e velhos neurônios, respectivamente. Em segundo lugar, os neurónios em cultura são carregados com fura2 e submetido à medição da concentração citosólica ^de Ca2 + utilizando imagiologia digital de relação de fluorescência. Em terceiro lugar, neurônios cultivados são transfectadas com plasmídeos que expressam um conjunto de aequorin baixa afinidade e GFP alvejado a mitocôndria. Após 24 horas, aequorin dentro das células é reconstituído com coelenterazina e neurônios são sujeitas a imagem de bioluminescência para monitorização da concentração ^de Ca2 + mitocondrial. Este processo de três passos permite a monitorização de citosólica e respostas de Ca ²⁺ mitocondriais a estímulos relevantes como, por exemplo, o agonista do receptor de glutamato NMDA e comparar se estas e outras respostas são influenciadas pelo envelhecimento. Este processo pode produzir novos conhecimentos sobre a forma como o envelhecimento e influência citosólica ^de Ca2 + mitocondrial respostas a estímulos seleccionados, bem como o teste de fármacos seleccionados que visam prevenir células neuronaismorte em doenças relacionadas à idade.

Introdução

A excitotoxicidade é um dos mecanismos mais importantes que contribuem para o dano neuronal e morte celular em insultos neurológicos tais como a isquémia, e em algumas doenças neurodegenerativas tais como a doença de Alzheimer ^1. Este tipo de neurotoxicidade é mediada principalmente pela glutamato atuação no Ca ²⁺ -permeable, receptores NMDA (NMDAR ionotrópica) ^2. A exposição de culturas de neurónios ao glutamato pode levar a excitotoxicidade ^3, o que provoca a apoptose neuronal ^4. Nós e outros autores relataram anteriormente que a vulnerabilidade neuronal para a apoptose induzida por NMDA podem mudar com o desenvolvimento in vitro e envelhecimento ^5-8.

É amplamente aceito que um aumento do free-citosólico ^{concentração} de Ca2 + ^([Ca2 +] _cit) leva à ativação de células. No entanto, se este aumento é muito elevada e / ou sustentada suficiente, pode desencadear a morte celular ^9. Além disso, foi propostoexcitotoxicity que requer Ca ²⁺ mitocondrial captação de ^10, uma vez que o tratamento de neurônios com um neurônios desacoplador mitocondrial protegidas contra a morte celular induzida pelo glutamato ^11. Se mitocôndrias ocupam muito ^Ca2 +, a abertura do poro de transição da permeabilidade mitocondrial pode ocorrer, conduzindo à libertação de citocromo c e outros factores pró-apoptóticos, e induzindo a apoptose. Mostrámos recentemente que esta absorção de ^Ca2 + mitocondrial está directamente relacionado com a sensibilidade dependente da idade à excitotoxicidade, medindo directamente induzida por NMDA mitocondrial absorção ^Ca2 + nos neurónios do hipocampo individuais ^5, um método que é relatado neste artigo. O hipocampo, envolvida em processos fisiológicos, tais como aprendizagem, memória e outros processos cognitivos ^12, é altamente vulnerável ao envelhecimento e doenças neurodegenerativas ^13. Tem sido proposto que, após várias semanas in vitro, em culturaneurônios do hipocampo mostrar uma série de características típicas de neurônios ^com 14. Assim, a longo prazo neurônios do hipocampo em cultura pode fornecer um modelo abrangente para investigar ^Ca2 + mecanismos mediados do reforço da excitotoxicidade no envelhecimento.

O objectivo geral do presente método é, por conseguinte, para investigar mudanças substanciais na homeostase intracelular ^de Ca2 + ou ^Ca2 + remodelação envelhecimento no cérebro incluindo o diferencial de Ca ²⁺ induzidos por agonistas de respostas de receptor de NMDA em um longo prazo neurónios do hipocampo em cultura . O método inclui uma descrição detalhada da cultura de neurónios de hipocampo de rato e a monitorização das concentrações citosólicas e mitocondriais Ca ²⁺ por fluorescência e imagem de bioluminescência em neurónios individuais, respectivamente. Imagiologia de fluorescência de ^Ca2 + citosólico em culturas de neurónios é um procedimento padrão. No entanto, este método é menos fiável para a subcelular ^de Ca2 + mitocondrial incluindo medições de Ca ^2+. As razões para isso incluem a falta de direcionamento adequado de sondas sintéticas e afinidade inadequado para as concentrações ^de Ca2 + que podem mudar na mitocôndria do nível mM baixa, mesmo com o nível mM. O uso de sondas de Ca ²⁺ com base em proteínas como por exemplo a aequorina, tem permitido o direccionamento para organelos subcelulares e a utilização de derivados diferentes afinidades ^de Ca2 + utilizando diferentes sondas coelenterazines ou mutadas falta Ca ²⁺ sítios de ligação específica ^15. Desta forma, a bioluminescência de imagem de células que expressam aequorin segmentada por mitocôndrias pode permitir o controlo das concentrações ^de Ca2 + mitocondrial em neurônios individuais. No entanto, este procedimento pode exigir o uso de câmeras de contagem de fótons ou câmeras CCD ultra-sensíveis para a bioluminescência de imagem ^16-18. Este método pode produzir novos resultados que devem ser confirmados em mais established modelos de envelhecimento do cérebro como, por exemplo, fatias de cérebro de animais velhos.

Protocolo

Declaração de Ética: Procedimentos envolvendo indivíduos animais tenham sido manipuladas em protocolos aprovados pela instalação de alojamento dos animais Universidade Valladolid de acordo com a Convenção Europeia 123 / Conselho da Europa ea Directiva 86/609 / CEE.

1. Curto e Longo prazo Cultura de Rat neurônios do hipocampo

1. Preparação de poli-D-lisina revestido, de 12 mm de lamelas de vidro.
   1. Esterilizar 12 mm de diâmetro lamelas de vidro em etanol durante pelo menos 24 horas. Deixe secar em condições estéreis.
   2. Distribuir as lamelas sobre uma tira de parafilm numa placa de Petri. Cobrir a superfície de cada lamela com 200 ul de 1 mg / ml de poli-D-lisina. Permitir que o tratamento S / N.
   3. No dia seguinte, lavar as lamelas com água estéril duplamente destilada a cada 15 min durante 90 min sob condições estéreis.
   4. Encha uma placa de quatro bem multidish com 500 ul de meio de cultura Neurobasal por poço. Neurobasal Meio de Cultura deve ser complementada com10% de soro fetal bovino, 2% B27, 1 ug / ml de gentamicina e 2 mM de L-glutamina.
   5. Coloque as lamelas na placa multidish. Mantê-los numa atmosfera humidificada com 37 ° C e _5% de CO2 até à sua utilização.
2. Isolamento de neurónios do hipocampo de ratos recém-nascidos.
   1. Prepare a 1,8 ml de solução de papaína (adquiridas directamente) num frasco (20 ul / ml) sob condições estéreis: Para se obter uma concentração final de 20 ul / ml de adicionar cerca de 40 ul de papaína em 1,8 ml de Hank mais 0,6% de BSA (ul deve ser calculada dependendo das condições do fornecedor). 0,6% de BSA de Hank é preparado por mistura de 85 mL de meio HBSS com 15 ml de 4% de albumina de soro bovino (BSA, preparado solução 4 g de BSA em 100 mL de HBSS). Prepare-lo em um capuz estéril.
   2. Incubar a papaína em Hank mais 0,6% de BSA durante 30 min a 37 ° C antes da utilização. Filtrar a solução através de um filtro de 0,22 um antes da utilização.
   3. Prepare meio F-12 de Ham, acrescentando DulbeccoPó de Meio de Eagle (13,5 g por L) de modificação em 900 ml de água estéril duplamente destilada. Em seguida, adicionar 6 g de HEPES e 336 mg _de NaHCO3 e ajustar o pH a 7,42 com NaOH 4 N. Adicionar água estéril para se obter uma solução de 1 L e filtrá-la usando uma polietersulfona 0.20 uM (PES) Frasco filtro superior. Leve este processo em uma capa estéril. Finalmente saturar a solução _com CO2 em condições estéreis antes da utilização. Soluções armazenar a 4 ºC e usá-los refrigerados.
   4. Euthanize recém-nascido (P0) filhotes de ratos por decapitação e lavar a cabeça em meio HBS estéril. Abra o crânio com a ajuda de uma tesoura esterilizada. Extrair o cérebro com uma espátula e lavá-lo rapidamente em meio F-12 de Ham.
   5. Fazer um corte diagonal com o auxílio de um bisturi em cada hemisfério (Figura 1B), e transportá-lo para uma placa de Petri contendo meio F-12 de Ham.
   6. Meninges Descartar cuidadosamente com a ajuda de uma pinça de dissecção e sob uma lupa.
   7. Identificar o hipocampo em um local côncava característica sobre o córtex utilizando lupa. Em seguida, separar o hipocampo a partir do córtex puxando cuidadosamente a partir de uma fronteira e removê-lo da sua posição usando uma tesoura olho.
   8. Transferir o tecido do hipocampo a uma placa de 4 bem cheio com meio estéril de Hank sem Ca ^{2+ e Mg 2+,} mais 0,6% de BSA e lavar o tecido do hipocampo. Sem retirar os meios cortar o tecido em pequenos pedaços (cerca de 2 x 2 mm), utilizando as mesmas tesouras olho.
   9. Transferir peças do hipocampo para um frasco contendo 1,8 ml de solução de papaína pré-filtrado. Em seguida, incubar-los a 37 ºC com ocasional, agitação suave. 15 min depois, adicionar 90 ul de ADNase I (solução 50 ug / ml final) e incubar durante 15 min adicionais.
   10. Transferir o tecido para um tubo de centrífuga de 10 ml e lava-se os fragmentos com Neurobasal fresco Meio de Cultura. Obter suspensão celular por passagem do tecido através de fragmentos de 5 ml de semente de plásticoette.
   11. Centrifuga-se a suspensão de células 160 xg durante 5 min. Remover o sobrenadante utilizando uma pipeta de Pasteur de plástico estéril e suspender sedimento cuidadosamente com uma pipeta de 1 mL automatizados em 1 ml de meio de cultura Neurobasal.
   12. Medir a densidade celular utilizando uma câmara de contagem de Neubauer. Coloque a lamela de vidro através da câmara de Neubauer. Adicionar 10 ul de suspensão de células. Certifique-se a suspensão de células entra de maneira uniforme e sem fazer bolhas na câmara. Contar o número de células ao microscópio e executar cálculos correspondentes para obter uma gota de 40-80 ul adequado contendo 30 x 10 ³ células. O número total de células irá depender do número de animais utilizados.
3. A curto prazo e a cultura de longo prazo de neurónios de hipocampo de rato.
   1. Sobre a placa de quatro bem multidish contendo 500 ul de meio de cultura Neurobasal preparado antes e mantido na incubadora, placa de cerca de 30 x 10 ³ em células de uma gota de cerca de 50 ul de cadapoço da placa de multidish contendo um poli-D-lisina-revestidas, 12 mm de diâmetro lamela de vidro.
   2. Manter as células primárias de hipocampo numa atmosfera humidificada com 37 ° C e _5% de CO2 durante 2-5 dias in vitro (DIV, a curto prazo, as culturas jovens) ou> 15 DIV (de longo prazo, as culturas envelhecidas) antes de experiências sem alterar a cultura mídia.

2. imagens de fluorescência de ^Ca2 + citosólico Concentração

1. Preparação de soluções de teste para imagens de fluorescência.
   1. Prepara-se uma solução salina externa tamponada com HEPES (HBS) contendo, em mM: NaCl 145, KCl 5 mM, _MgCl2 1, _CaCl2 1, glucose 10, HEPES de sódio-10 (pH 7,42).
   2. Prepara-se uma solução externa -livre, Mg ^2+, solução salina tamponada com HEPES (HBS) contendo, em mM: NaCl 146, KCl 5 mM, _CaCl2 1, glucose 10 e HEPES 10 (pH 7,42).
   3. Resolver soro fisiológico NMDA em Mg ^{2 + livre,} HEPES (HBS) a uma final concentração de 100 mM e completá-lo com 10 mM de glicina.
   4. Prepara-se uma solução de HBS contendo KCl em vez de NaCl através da resolução de (em mM): KCl 145, _MgCl2 1, _CaCl2 1, glucose 10 e HEPES 10 (pH 7,42).
2. Carregando de células do hipocampo com sonda fluorescente cálcio fura2 / AM.
   1. Pegue a cultura de células contendo lamelas de fora da incubadora e lave-os com meio HBS à RT, transferindo-os para uma nova placa de quatro bem multidish contendo 500 ul de HBS por poço.
   2. Incubar as células com fura2 / AM 4 uM (preparados no mesmo meio HBS) durante 60 min à temperatura ambiente (25 ° C) em um local escuro.
   3. Após 60 minutos, lave lamelas com meio HBS fresco.
3. Gravação de imagens de fluorescência de cytosolic [Ca ^2+] em células cultivadas.
   1. Acender a luz, microscópio, sistema de perfusão, câmera de fluorescência e computador.
   2. Coloque as lamelas em uma plataforma com termostato paraabertas 12 mm lamelas de vidro sobre a fase de microscópio invertido e seleccionar um campo microscópico usando uma objectiva de 40x (óleo, NA: 1,3). Perfundir continuamente com células pré-aquecido (37 ° C) forma HBS na ausência ou na presença das substâncias de ensaio. Manter o fluxo a uma velocidade de cerca de 5-10 ml / min.
      Nota: sistema de perfusão celular para células vivas é montado em uma plataforma com termostato para abrir 12 mm lamelas de vidro. 8-linhas do sistema de perfusão conduzido por gravidade equipado com um controlador de válvula é utilizado para perfundir as soluções. Uma bomba de vácuo é responsável pela remoção de qualquer excesso de meio. As soluções são aquecidas usando um sistema de aquecimento no tubo.
   3. Capturar uma imagem de fundo com o obturador fechado em ambos os comprimentos de onda de excitação.
   4. Epi-iluminarem células alternadamente a 340 e 380 nm. Luz da ficha emitida a 520 nm a cada 5-10 segundos com uma câmara de fluorescência, que é filtrado por um espelho dicróico Fura-2.
   5. Quando o período de gravação terminar, guarde a sequência completa oimagens de f emitida a 520 nm no computador para análise posterior.
4. A análise das imagens gravadas fluorescentes.
   1. Abra o arquivo experimento. Usando o software aquacosmos, clique em 'Razão' e selecione o intervalo proporção desejada. Calcula-se a relação pixel por pixel das imagens resultantes, a fim de se obter uma sequência de imagens de relação.
   2. Subtrair fundo, ajustando a "eliminação de fundo". Prima 'cálculo start'.
   3. Prima 'todas as vezes sequência de' botão e apagar as antigas regiões de interesse (ROI). Para a análise quantitativa das células individuais, estabelecer novas regiões de interesse ou ROIs correspondentes aos neurônios individuais. Média de todos os valores de relação em cada pixel correspondente a cada ROI e cada imagem para obter uma gravação dos valores de fluorescência relação para ROIs individuais (células).
   4. Para representar graficamente as gravações individuais exportar os valores proporção de fluorescência correspondentes a cada ROI a um progr gráficasou.
   5. Adicione os cálculos correspondentes para estimar o tamanho dos aumentos na razão de fluorescências em resposta a cada estimulação usando uma análise de dados e gráficos de software adequado.

3. Bioluminescência imagem das mitocondrial ^{concentração} de Ca2 +

1. A transfecção de neurónios do hipocampo em cultura com o plasmídeo mitGAmut.
   NOTA: As células são primeiro transfectadas com o plasmídeo contendo uma sequência mitGAmut segmentada por mitocôndrias e aequorina uma mutação sem um local de ligação ao ^Ca2 + fundida à proteína fluorescente verde (GFP). Esta construção detecta grandes aumentos ^de Ca2 + mitocondrial na absorção e permite a identificação de células transfectadas pela fluorescência de GFP. O plasmídeo foi desenvolvido e gentilmente fornecida por P. brulet e colegas de trabalho ¹⁸ (CNRS, Paris).
   1. Prepare Neurobasal TF, contendo meio de cultura Neurobasal, sem soro fetal de bovino, B27, gentamice 2 mM de L-glutamina.
   2. Preparar 50 ul de TF Neurobasal mais 2,5 mL de reagente de transfecção num frasco (solução A). Preparar 50 ul de TF Neurobasal mais 4 ^ g de plasmídeo mitGAmut num frasco (Solução B). Adicionar suavemente solução B durante solução A. Permitir a mistura, durante 20 min, sem agitação.
   3. Transferir as lamelas contendo neurônios do hipocampo para novas placas multidish contendo 200 mL de TF Neurobasal fresco.
   4. Adicionar gota a gota 100 ml de solução de A + B sobre cada lamela. Incubar durante 30 min. Remover o meio. Lavar uma vez com células TF Neurobasal fresco. Retorne as lamelas ao original Neurobasal Meio de Cultura.
   5. Neurónios de cultura durante mais 24 horas adicionais a 37 ° C e 5% de CO ₂ ap a transfeco para permitir a expressão eficiente e segmentação da sonda.
2. Preparação de soluções de teste para imagem de bioluminescência.
   1. Preparar soluções de HBS contendo 100 | iM de NMDA ou KCl 145 mM comoacima (Passo 2.1). Preparar a solução de HBS contendo 10 mM Ca ²⁺ mais digitonina 100 uM.
3. Reconstituição de aequorin segmentada por mitocôndrias com coelenterazina n.
   1. Lamelas de transferência contendo neurónios do hipocampo transfectadas para uma placa de quatro poços contendo 200 ul de HBS.
   2. Adicionar 4 ul de coelenterazina N (200 uM) para 200 ul de HBS para uma concentração final de 4 | iM e misturar suavemente. Incubar durante 2 horas à temperatura ambiente (25 ° C) e no escuro.
4. A gravação de imagens bioluminescência de mitocondrial [Ca ^2+].
   1. Ligue o microscópio, a lâmpada, o sistema de perfusão, a bioluminescência e a câmara de computador.
   2. Transferir para um lamelas reconstituídos (37 ºC) câmara de perfusão termostatado e perfundir continuamente com uma solução pré-aquecida de HBS a uma taxa de 5-10 ml / min.
   3. Utilizando uma objectiva de 40X (óleo, NA: 1,3), seleccionar um campo do microscópio que contém células que expressam o umpoaequorins como mostrado pela emissão de fluorescência associada com a expressão de proteína fluorescente verde (GFP) usando os filtros FITC. Um campo típico pode conter 1-2 células transfectadas. Capturar a imagem GFP fluorescência, usando uma câmera CCD.
   4. Desligue a luz do microscópio. Retire a caixa contendo o dicróicas localizado na via de luz. Desligue a luz de excitação e fechar o dark-caixa para completa escuridão.
   5. Perfundir células a 5-10 ml / min com meio de HBS com ou sem soluções de ensaio pré-aquecido a 37 ° C.
   6. Capturar imagens de emissão fotônica a cada 10 segundos com uma câmera de fóton-contagem manuseados com um processador de imagem.
   7. No final de cada experiência, permeabilizar as células com digitonina 0,1 mM em 10 _mM de CaCl2 em HBS, a fim de libertar todos os restantes emissões fotónicas.
      Nota: Estas emissões fotônicas, devem ser adicionadas a fim de estimar o total de emissões fotônicas, um valor necessário para a calibração em concentrações ^de Ca2 + <./ li>
   8. Imagens bioluminescência loja no computador a imagem de fluorescência da GFP associado com a imagem capturada antes de contagem de fótons.
5. Análise de imagens bioluminescência reflectindo mitocondrial [Ca ^2+].
   1. Quantificar as emissões fotônicas usando software específico. Emissões fotónicas pode ser convertida em Ca ²⁺ concentração livre mitocondrial ([Ca ^2+] _MIT) utilizando o algoritmo descrito por Brini et al. ^15.
   2. Abra a imagem fluorescência da GFP e experiência. Seleccionarem regiões de interesse (ROI) com a ajuda de um software específico por o desenho da forma das células transfectadas de acordo com as imagens de fluorescência capturados no início da experiência.
   3. Cole os mesmos ROIs em cada imagem. As emissões totais de fotônicos em cada ROI são calculadas com software específico para obter o valor de emissão de luminescência (L) para cada célula em cada ponto no tempo.
   4. Adicione-se toda a Emiss fotônicoiões nas imagens bioluminescência, incluindo os obtidos após permeabilização digitonina, utilizando o software específico, para obter uma imagem de bioluminescência contendo todas as emissões fotónicas.
   5. Os valores das exportações de emissões fotônicas para todas as regiões de interesse para um software específico para cálculos. Para fazer isso, clique em 'Gráfico', a fim de calcular os valores bioluminescência para cada ROI em cada momento. Selecione "valor total" e "usar ROI atual para todas as imagens. Pressione "calcular". Salve o 'txt.file' e exportar dados para uma planilha. Para cada ROI [Ca ^2+] _mit é calculado usando o seguinte algoritmo:
      
      [Ca ^2+] (m) = [I + (R · K _TR) - 1] / [K _R - (R K · _R)];
      
      Onde,
      R = [G / (G λ _total)] ^{1 / n}
      L é o luminescência emitida no momento da medição em cada região de interesse.
      _L no total éa luminescência total restante após a adição das contagens presentes no tecido em que o tempo na altura da medição para cada região de interesse. λ, _TR K, K _{R e} n são constantes cujos valores dependem da combinação de aequorina (tipo selvagem ou mutado) e coelenterazin utilizado (do tipo selvagem ou de tipo n), bem como a temperatura de ¹⁶ gravação. Para a combinação usada aqui (mutado AEQ e coelenterzine n), a 37 ºC, foram utilizados os seguintes valores: _R K = 8,47 x ¹⁰ 7, K _TR = 165,6 x 10 ^3, n = 1.204 e λ = 0138.
6. Adicione os cálculos correspondentes para estimar o tamanho dos aumentos na bioluminescência em resposta a cada estímulo usando uma análise de dados e gráficos de software adequado.

Resultados

Aqui, descrevemos um método simples para avaliar ^Ca2 + remodelação e os efeitos de NMDA no citosol e mitocondrial ^[Ca2 +], em neurónios envelhecidos. A Figura 1 mostra o diagrama esquemático do processo para o isolamento e a cultura de neurónios de hipocampo de ratos recém-nascidos. Antes de começar, precisamos preparar estéreis, revestidos, lamelas de vidro poli-D lisina e localizá-los em um 4-bem prato. Então, ratos recém-nascidos são mortos eo cérebro removido. Após o isolamento...

Discussão

A remodelação de ^Ca2 + intracelular homeostase no cérebro de envelhecimento tem sido relacionada à perda cognitiva, aumento da susceptibilidade à lesão isquêmica, excitotoxicidade e neurodegeneração. Para investigar esta hipótese in vitro, procedimentos de imagem Ca ²⁺ estão disponíveis. Infelizmente, culturas viáveis ​​de neurônios do hipocampo antigos não são confiáveis. Recentemente, tem-se observado que as culturas de longo prazo de neurónios de hipocampo de rato apresentam muitas das ...

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Meio de Cultura Neurobasal	Gibco	21103-049
HBSS médio	Gibco	14170-088
Presunto's F-12 médio	Gibco	31330-038
DNase I (do pâncreas bovino)	Sigma	D5025-15KU
Soro Fetal Bobine	Lonza	DE14-801E
B27	Gibco	17504-044
Gentamicina	Gibco	15750
L-glutamina	Gibco	25030-032
lamínulas de vidro de 12 mm	Labolan	0111520/20012
Papain	Worthington	LS003127
placas multiprato de 4 poços	Nunc	176740
Placas Petry	JD Catalan s.l.	2120044T
Pipetas estéreis	Fisher Scientific	431030
Fura2-AM	Life Technologies	F1201
Lipofectamine2000	Invitrogen	11668-027
Coelenterazina n	Biotium	BT-10115-2250 uG
Digitonin	Sigma	D5628
NMDA	Sigma	M3262
Glycine	Sigma	50046
Zeiss Axiovert S100 microscópio de TV	Carl Zeiss Inc.
Sistema de iluminação Xcite	EXFO
ORCA ER câmera de fluorescência	Hamamatsu
VIM câmera CCD de contagem de fótons	Hamamatsu
VC-8	Warner Instruments
SH-27B	Software Aquacosmos da Warner Instruments
	Fotônica