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Artigo de método

Organóides como modelo para Doenças Infecciosas: Cultura dos Direitos Humanos e Organóides e estômago murino Microinjection do Helicobacter pylori

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DOI:

10.3791/53359

⸱

12 de novembro de 2015

 , 
1Hubrecht Institute for Developmental Biology and Stem Cell Research, University Medical Centre Utrecht

Neste artigo

Resumo

As culturas derivadas de células-tronco abrigam um tremendo potencial para modelar doenças infecciosas. Aqui, a cultura de organoides gástricos de camundongos e humanos derivados de células-tronco adultas é descrita. Os organoides são microinjetados com o patógeno gástrico Helicobacter pylori.

Resumo

Recentemente, biólogos de infecção empregaram culturas derivadas de células-tronco para responder à necessidade de novos e melhores modelos para estudar as interações patógeno-hospedeiro. Três fontes celulares foram utilizadas: células-tronco embrionárias (ESC), células-tronco pluripotentes induzidas (iPSC) ou células-tronco adultas. Aqui, a cultura de organoides gástricos de camundongos e humanos derivados de células-tronco adultas é descrita e usada para infecção com o patógeno gástrico Helicobacter pylori. As glândulas gástricas humanas são isoladas do material de ressecção, semeadas em uma matriz basal e incorporadas em meio contendo fatores de crescimento fator de crescimento epidérmico (EGF), R-spondina, Noggin, Wnt, fator de crescimento de fibroblastos (FGF) 10, gastrina e inibidor beta do fator de crescimento transformador (TGF). Nessas condições, as glândulas gástricas crescem em organoides tridimensionais contendo 4 linhagens do estômago. Os organoides se expandem indefinidamente e podem ser congelados e descongelados da mesma forma que as linhagens celulares. Para estudos de infecção, as bactérias são microinjetadas no lúmen dos organoides. Os organoides infectados são processados para geração de imagens. Os métodos descritos podem ser adaptados a outros organoides e infecções por outras bactérias, vírus ou parasitas. Isso permite o estudo de alterações induzidas por infecção em células primárias.

Introdução

O estudo de agentes patogénicos se baseia em sistemas modelo adequados para imitar a infecção in vivo. Para alguns agentes infecciosos, sistemas modelo adequados faltam enquanto alguns dos sistemas usados ​​estão longe de ser ideal. Um exemplo é a bactéria gástrica Helicobacter pylori (H. pylori), que está causalmente relacionada com o desenvolvimento de cancro gástrico. No entanto, na ausência de um sistema de cultura de células mais adequado, muitos estudos que objetivam analisar os mecanismos moleculares subjacentes linhas celulares de cancro uso de desenvolvimento de câncer, que representam o ponto final da cascata canceroso. Pilhas, não transformadas seria um modelo melhor para estes estudos. No entanto, as células primárias são disponíveis apenas a partir de um pequeno número de doadores e não podem ser cultivadas durante longos períodos de tempo. Nos últimos anos, a pesquisa com células-tronco tem feito progressos significativos para proporcionar novas fontes de culturas de células primárias para o estudo da biologia da infecção.

Culturas a partir detrês fontes de células-tronco têm sido utilizadas: as células-tronco embrionárias (ESC), células-tronco pluripotentes induzidas (IPSC) ou células-tronco adultas. Eles têm sido utilizados para modelar as infecções com os vírus, tais como o citomegalovírus ou 1,2 Vírus da Hepatite C 3 - 7, parasitas, tais como Plasmodium falciparum, Toxoplasma gondii 8 ou 9, e as bactérias, tais como Bacterioides thetaiotaomicron 10 ou Salmonella enterica 11. Mais recentemente, várias abordagens têm sido publicados para modelar a infecção por H. pylori com Organóides derivados de ESC ou iPS células 12, as células-tronco adultas 21,22 rato ou humanas células-tronco adultas 13 - 15.

O desenvolvimento de culturas de células organ�de estaminais adultas originado a partir de um estudo, no qual as células estaminais individuais isolados a partir de epitélio intestinal murino foram semeadas em uma matriz de 3-dimensional eincorporado em meio que mimetizava o ambiente das células estaminais intestinais contendo EGF como mitogénio, R-espondina para melhorar a sinalização Wnt e Noggin para inibir proteína morfogénica do osso (BMP) de sinalização 16. Nomeadamente estas culturas não requer a co-cultura com células mesenquimais. Nestas condições, as células estaminais proliferar e formar pequenas estruturas com domínios abrigar células das criptas intestinais, e domínios que contêm as células das vilosidades intestinais. Os Organóides assim se auto-organizar para imitar a situação in vivo. Hoje em dia, as células estaminais adultas a partir de diversos tecidos de murino e humanas podem ser crescidas in vitro e auto-organizar em Organóides que se assemelham a sua contraparte in vivo, tais como o intestino delgado e cólon 17, estômago 13,18, 19,20 fígado, pâncreas e 21 próstata 22.

Aqui nós fornecemos um protocolo de vídeo à cultura mouse ou Organóides gástricos humanos de cel-tronco adultasls e microinject-los com H. pylori. Este protocolo é baseado em relatórios anteriores 13,18. Este método pode ser adaptado para a cultura e infectar outras culturas, tais como organ�de Organóides intestinais.

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Protocolo

1. Estabelecimento de gástrico organ�de Cultura

Nota: Este protocolo pode ser utilizado para o isolamento de glândulas gástricas de murganho ou tecido humano. Aconselha-se a usar o tecido de aproximadamente 1 cm². O tecido humano pode ser obtido a partir de biópsias gástricas ou ressecção.

  1. Preparação de material
    Nota: A matriz basal utilizado é de Matrigel. Manter a matriz porão em gelo em todos os momentos. Armazenar a matriz basal a -20 ° C e descongelar em gelo antes da utilização. Meio basal refere-se a avançada DMEM / F12 suplementado com HEPES; uma fonte de glutamina apropriado tal como Glutamax e antibióticos apropriados, tais como 1x Primocin. A incubadora é utilizado numa incubadora de cultura celular padrão (37 ° C, atmosfera humidificada, 5% de CO 2)
    1. Esterilizar utensílios de preparação por autoclavagem ou utilizando 100% de álcool isopropílico: uma pinça afiada, tesoura, um bisturi e uma lâmina de microscopia de vidro.
    2. Um dia antes de isolamento, colocar um 24 well placa de cultura celular na incubadora.
    3. Prepare a matriz porão de acordo com a recomendação do fabricante. Preparar alíquotas de 1 ml para evitar ciclos repetidos de congelamento descongelamento.
    4. Prepare 500 ml quelantes tampão e fresco no gelo. Preparar tampão 1x a partir de água destilada estéril com 5,6 mM de Na 2 HPO 4, 8,0 mM de KH 2 PO 4, NaCl 96,2 mM, KCl 1,6 mM, 43,4 mM de sacarose, 54,9 mM de D-sorbitol, 0,5 mM de DL-ditiotreitol (CUIDADO), pH 7. Se planear vários isolamentos, preparar uma solução concentrada de 5x sem a DL-ditiotreitol. Filtrar em condições estéreis o tampão. Antes de isolamento, dilui-se o tampão 5x com água estéril e adicionar a 1x DL-ditiotreitol apenas antes do isolamento.
    5. Preparar e diluir todos os factores de crescimento de acordo com as recomendações dos fabricantes. Use pequeno porte alíquotas e evitar ciclos de congelamento e descongelamento. Fatores de crescimento funcionais são cruciais para os resultados.
    6. Meio basal fresco no gelo e arrefecer a centrífuga a 46; C.
    7. Aquecer outra aliquota de meio basal de 37 ° C.
  2. Isolamento das glândulas
    1. Colete aproximadamente 1 cm² de tecido em meio basal de gelo frio. Manter em gelo até a preparação. Enquanto é preferível para processar tecidos, logo que possível, em meio de armazenamento de tecido em gelo se necessário.
    2. Coloque o tecido em um prato de 10 centímetros Petri e cobri-lo com tampão de quelação 1x frio. Lave delicadamente movendo para trás e para frente.
    3. Coloque o tecido em uma seco 10 centímetros placa de Petri. Utilizando uma pinça, retire cuidadosamente o muco, bem como a camada muscular sob microscópio estereoscópico. Lave o tecido em tampão quelante 1x frio, movendo suavemente para trás e para frente.
    4. Coloque 1 cm2 de tecido em um novo e seco 10 centímetros placa de Petri. Usando uma tesoura corte-o em 20-50 pequenos pedaços de aproximadamente 2-5 tamanho mm².
    5. Utilizando uma pinça, coloque todas as peças em um tubo de 50 ml.
    6. Dê uma estéril 10 ml pipeta de plástico. Molhar a pipeta em tampão 1x quelante. Guardautilizando esta mesma pipeta ao longo do procedimento.
    7. Adicionar 10 ml de tampão 1x quelante frio para o tubo de 50 ml. Lavar as peças à vigorosamente pipetando para cima e para baixo 10 vezes. Deixe as peças resolver. Remover o sobrenadante.
    8. Repetir a lavagem (passo 1.2.7) até que o sobrenadante é clara. Isso leva cerca de 50-100 ml de tampão 1x quelante para 1 cm² de tecido humano.
    9. Incubam-se as peças de tecido em 20 ml de tampão 1x quelante suplementado com 10 mM de EDTA à temperatura ambiente durante 10 min, com inversão suave a cada 2 min.
      Nota: Tempo e temperatura de incubação este pode ser optimizado para velocidade e / ou preservação da arquitectura glandular. Elas podem variar de várias horas de incubação a 4 ° C sobre uma plataforma de rolamento para 5 min a 37 ° C num agitador com 200 rpm. Bons pontos de partida para o estômago do rato são de 30 min a 4 ° C sobre uma plataforma de rolamento e para o estômago humano, 10 min à temperatura ambiente.
    10. Pipeta uma vez suavemente para cima e para baixo usando a pipeta de 10 ml. Permitir que o piECES para resolver. Desprezar o sobrenadante.
    11. Utilizando a pipeta, transferir as peças para uma limpeza 10 cm numa caixa de Petri. Remover o líquido.
    12. Coloque uma lâmina de microscopia de vidro na parte superior das peças de tecido. Observe o tecido intacto sob um microscópio invertido para cultura de células com ampliação de 10X.
    13. Aplique pressão para a lâmina de vidro e uma placa de Petri. Segure tanto na mão (com luvas estéreis) e pressionando o vidro com o dedo polegar. A borda do tecido aparece turvo, indicando que as glândulas são libertados para fora do tecido.
    14. Observe as glândulas liberado sob um microscópio invertido para cultura de células com ampliação de 10X.
    15. Recolha glândulas e tecidos em 30 ml de meio basal frio. Vamos fragmentos de tecido grandes resolver.
    16. Recolhe-se o sobrenadante que contém as glândulas em dois tubos de 15 ml.
    17. Centrifugar 5 min a 200 xg e 4 ° C. Sobrenadante de descarte. O sedimento contém glândulas isolado. Mantenha-os no gelo.
  3. Semeadura de Glândulas
    1. Para a semeadura, mantenha matriz porão gelada em todos os momentos, por isso vai ficar líquido.
    2. Alternativa 1: Semente 6 poços de uma fila de diluição.
      1. Suspender o sedimento em 60 mL de matriz porão.
      2. Prepare 5 estéreis tubos de 1,5 ml em gelo com cada uma contendo 50 ul de matriz basal. Transferir 10 uL da suspensão de glândulas matriz / cave para dentro do primeiro tubo de 1,5 ml. Suspender as glândulas e transferir 10 ul desta solução para o próximo tubo de 1,5 ml. Repita o procedimento para os próximos tubos.
    3. Alternativa 2: propagar uma quantidade calculada de glândulas por poço. Comece com 100 glândulas por matriz porão 50 ul em um poço de uma placa de 24 poços.
      1. Suspender cuidadosamente as glândulas peletizadas em 10 ml de meio basal. Colocar 50 uL sobre um limpa 10 ml numa caixa de Petri. Contagem do número de glândulas sob um microscópio invertido para cultura de células com ampliação de 10X.
      2. Calcular a concentração de glândulas na solução. Transferir o volume que Contains 400 glândulas para um novo tubo de 15 ml.
      3. Centrifugar 5 min a 200 xg e 4 ° C. Elimine o sobrenadante e manter o tubo em gelo. Adicionar 200 ul matriz porão e ressuspender cuidadosamente. Manter em gelo.
    4. Pegue a 37 ° C quente placa de 24 poços (ver passo 1.1.2) da incubadora. Coloque uma gota de 50 ul de glândulas matriz de porão no centro do poço. A gota deverá formar uma cúpula.
    5. Transferir cuidadosamente a placa de novo na incubadora de cultura de células. Deixe a matriz porão solidificar 10 min.
    6. Prepare meio quente com todos os fatores de crescimento.
      1. Para glândulas humanos: Suplementar o meio basal com os seguintes factores de crescimento para Organóides gástricos humanos: 50 ng / ml de EGF, 10% de meio condicionado de noggin, 10% de meio R-spondin1 condicionado, 50% de meio de Wnt-condicionado, 200 ng / ml de factor de crescimento de fibroblastos (FGF) 10, 1 nM de gastrina, e 2 uM de inibidor TGFbeta e 10 uM em dupla espiral associada a Rho formando proteína serina / treonina cinase inibidor (RHOKi).
      2. Para glândulas murinos: Suplementar o meio basal com os seguintes factores de crescimento de rato Organóides gástricas: 50 ng / ml de EGF, 10% de meio condicionado de noggin, 10% de meio R-spondin1 condicionado, 50% de meio de Wnt-condicionado, 100 ng / FGF10 ml, 10 nM de gastrina, 0,5 mM de inibidor de TGFbeta e 10 uM RHOKi.
    7. Pegue a placa da incubadora. Juntar cuidadosamente 500 � de meio com todos os fatores de crescimento (1.3.6) para cada poço sem perturbar a matriz porão. Coloque-o de volta para a incubadora.
    8. Atualizar as médias 3 vezes por semana (a cada 2-3 dias). Por meio de refrescamento, remover o meio de idade com deixando a gota de matriz porão intacta. Juntar cuidadosamente, meio quente fresco com todos os fatores de crescimento. Não adicione RHOKi. Apenas adicionar RHOKi diretamente após a semeadura das glândulas ou após a divisão dos Organóides (etapa 2).

2. A passagem de gástrico organ�de Cultura Antes de microinjeção.

ove_content "> Nota: Todo o tipo de cultura organ�de tem seu próprio tempo de duplicação mouse intestinal, assim como as culturas gástricas são geralmente divididos. 1: 5 a cada 5-7 dias culturas intestinal humano são divididas. 1: 5. a cada 10-12 dias Humano culturas gástricas são divididas 1: 5 a cada 14 dias Se iniciada a partir de células individuais, Organóides gástrico humano também pode levar 20 dias para formar adequadamente É um bom sinal se estruturas de brotamento cercam o lúmen central Neste protocolo, Organóides são divididos em... 4 placas de poços para microinjecção. Manutenção de Organóides segue o mesmo protocolo, mas pode utilizar qualquer outra placa de cultura celular, tais como placas de cultura de 24 células normais.

  1. Preparação de material
    1. Pipetas Pasteur autoclave.
    2. O dia antes da passagem, colocar um poço 4 placa de cultura celular na incubadora a 37 ° C. Os 4 placas de poços têm bordas baixas e permitir micromanipulação.
    3. Prepare a matriz porão de acordo com a recomendação do fabricante. No dia da passaging, descongelar matriz porão em gelo.
    4. Preparar e diluir todos os factores de crescimento de acordo com as recomendações dos fabricantes.
    5. Meio basal fresco em gelo e arrefece-se a centrífuga a 4 ° C.
  2. Passagem de culturas organ�de
    1. Pegue a placa com as Organóides da incubadora. Remover forma de um poço.
    2. Adicionar 1 ml de meio basal frio à matriz basal no poço. Usando uma micropipeta 1 ml, pipetar vigorosamente cima e para baixo até que a matriz porão é dividido. Transferir para um tubo de 15 ml. Coloque no gelo.
    3. Dê uma pipeta de Pasteur de vidro e uma fonte de fogo, como um bico de Bunsen.
      1. Segurar a ponta da pipeta para o fogo até que a abertura da ponta diminuiu de 1,5 mm a cerca de 0,5 mm (Figura 1). Deixe a pipeta legal para RT.
      2. Molhar a pipeta em meio basal. Uma pipeta de forma otimizada estreitou vai ocupar o meio visivelmente mais lento do que uma pipeta estreitou-un, mas ainda vai tudoow pipetando bem.
    4. Tome-se Organóides na pipeta e vigorosamente pipeta 10x cima e para baixo. A quebra das Organóides pode ser observada a olho nu.
    5. Adicionar 9 ml de meio basal frio e centrifugar durante 5 min a 200 xg e 4 ° C.
    6. Cuidadosamente descarte tudo sobrenadante. Suspender o sedimento em 250 mL matriz porão. Manter em gelo.
    7. Pegue a quente 4 placa de cultura de 37 ° C e coloque uma gota de matriz 50 Organóides ul / cave em cada poço.
    8. Transferir a placa cuidadosamente para trás para a incubadora. Deixe a matriz porão solidificar a 37 ° C durante 10 min.
    9. Prepare meio adequado para qualquer rato ou humanos Organóides conforme listado na etapa 1.3.6.
    10. Pegue a placa da incubadora e sobrepor cada gota matriz cave com 500 � de meio.
    11. Transferir a placa à incubadora.
    12. Atualize a média 3 vezes por semana a cada 2-3 dias (ver 1.3.8.).
    13. Para o congelamento de Organóides, mechanically perturbar Organóides como descrito para a divisão neste protocolo (Passos 2.2.1-2.2.5.). Suspender os fragmentos organ�de em 500 ml de meio de congelação e congelar a -80 ° C usando criotubos e um recipiente de congelamento. Para armazenamento a longo prazo, para transferir os tubos em azoto líquido.
    14. Para o descongelamento de Organóides, preparar a placa de cultura, matriz porão, fatores de crescimento, meio frio e quente como descrito nas etapas 1.1.2, 1.1.3., 1.1.5., 1.1.6., 1.1.7. Aquece-se a ampola congelada usando um banho de água, e as células de transferência imediatamente após a descongelação para um tubo de 15 ml com 10 ml de meio basal frio. Centrífuga e placa das células, conforme descrito no 2.2.5 a 2.2.12.
      Nota: microinjeção de Organóides é trabalhoso, mas permite a possibilidade única de estudar a interação em 3D.
    15. Se os estudos em 3D não são necessários, sementes Organóides em duas dimensões. Para isso, interromper as Organóides como previsto nos passos 2.2.1 a 2.2.6. Adicionar meio de 2.250 ul frio com todos os fatores de crescimento para 250 ul de porão matrix com fragmentos organ�de.
      1. Semente 5 em poços de uma placa de 24 poços com 500 ul por poço. Alterar média 3 vezes por semana, com a substituição cuidadosamente os superiores 400 ul somente, para manter a matriz porão na parte inferior da placa sem serem incomodados.
        Nota: Organóides irá anexar à placa de cultura de células e expandir em 2D. A microscopia electrónica mostrou que o lado apical das células enfrenta a forma do poço (dados não mostrados).
      2. Antes de infecção, incluindo o intercâmbio de todas médio matriz porão, para permitir que as bactérias para anexar às células. Um protocolo semelhante também foi descrita para a infecção por H. pylori 14. 2D camadas de células não pode conter todos os tipos de células que estão presentes no Organóides 3D.

3. microinjeção de organ�de Cultura.

Nota: Este protocolo pode ser utilizado para microinject bactérias em Organóides. Pode ser útil para iniciar a injecção com Organóidesque são mais permissiva para microinjecção. Por exemplo, rato Organóides gástricas podem crescer em grandes Organóides císticos que são fáceis de atingir.

  1. Preparação de material
    1. Puxe um capilar de vidro em duas agulhas de injeção, utilizando um extrator micropipeta, de acordo com a recomendação do fabricante. O puxador de micropipeta vai aquecer o capilar de vidro no meio e vai puxar o tubo capilar em duas partes, gerando, assim, duas agulhas de vidro. É prático para puxar várias agulhas e armazená-los em uma placa de Petri limpa.
    2. Para permitir que a infecção bacteriana, remover os antibióticos a partir de todos os meios por pelo menos 3 mudanças de meio (= uma semana). Isto irá diluir os antibióticos de matriz porão. Se for utilizada uma estirpe bacteriana que é resistente a um antibiótico específico, adicionar este antibiótico específico para minimizar as possibilidades de contaminação.
    3. Prepare a bancada de trabalho para microinjeções. Para o trabalho em diferentes níveis de segurança biológica, pode ser necessário colocar um estéreomicroscópio dentro de um banco estéril. Neste protocolo, injetar H. pylori sob condições de nível de biossegurança 2 sob um microscópio estereoscópico dentro de um banco estéril.
    4. Cultura das bactérias de acordo com protocolos padrão 13,23.
    5. Para estimar a multiplicidade de infecção (MOI), estimar a dois parâmetros: o número de bactérias e o número de células por organ�de como descrito abaixo. A MOI pode correlacionar-se com os resultados, por exemplo com hospedeiros de IL-8, a expressão de ARNm de 13.
      1. Para calcular a densidade bacteriana na solução infecção, em primeiro lugar estabelecer a curva padrão de unidades de densidade óptica e formadoras de colónias (CFU) de acordo com protocolos padrão 24. Uma densidade óptica de 0,1 a 550 nm deve dar aproximadamente 10 7 CFU / mL.
      2. Para estimar o número de células por organ�de, contar o número de Organóides em um bem. Disrupt Organóides como descrito nas etapas 2.2.1-2.2.4. Após a centrifugação de 5 min a 200 xg e 4 ° C,adicionar 1 ml de solução de dissociação enzimática e ressuspender.
        1. Incubar a 37 ° C com agitação repetida durante 5-10 min. Determinar se as células foram dissociadas em células individuais sob o microscópio (tal como o microscópio invertido Leica DMIL a ampliação de 10X). Se necessário prolongar a incubação.
        2. Contagem de células por organ�de utilizando um hemocitómetro e calcular o número de células por organ�de. Organóides gástricas humanas com um diâmetro de cerca de 200 um tem aproximadamente 4.000 células. A injecção de 0,2 mL de uma solução bacteriana com 1 x 10 9 bactérias por ml resultados em uma MOI aproximada de 50.
  2. A injecção de Organóides.
    Nota: Para micro-injecção, a agulha de vidro é estabilizado em um suporte, o qual pode ser manobrado em 3 dimensões por um micromanipulador. Organóides permanecem dentro da matriz no interior do porão bem. Devido ao tamanho e posicionamento no poço, nem todos os são igualmente um OrganóidesmENABLE para injecção. Geralmente, as 30 maiores Organóides em um poço pode ser alvo de 5 min.
    1. Bactérias colheita e lave-os em meio basal de acordo com protocolos padrão de 24.
    2. Calcular o número de bactérias por ml, de acordo com a densidade óptica (ver passo 3.1.5.1). Dilui-se as bactérias a 1 x 10 9 bactérias por ml em meio basal.
    3. Dê uma agulha de vidro. Usando fórceps quebrar a ponta de modo a que a abertura irá ser de aproximadamente 10 m de largura.
    4. Insira a agulha no suporte da injeção e corrigi-lo para o micromanipulador.
    5. Tome-se, aproximadamente, 10 solução bacteriana ul na agulha.
    6. Colocar uma placa de 4 bem com bordas baixas que contêm culturas organ�de, ao microscópio estereoscópico.
    7. Navegando com o micromanipulador, segmentar um único Organóides com a agulha. Posicione a agulha perto do organ�de e, em seguida, inserir a agulha no organ�de com um movimento rápido. Injectar approximately 0,2 ul solução bacteriana em cada organ�de utilizando o microinjector.
  3. Colheita Organóides para qualquer análise.
    1. Como exemplo, corrigir Organóides após 4 horas. Remover o sobrenadante e adicionar 1 ml de formaldeído a 2% e incuba-se 20 min à temperatura ambiente ou O / N a 4 ° C. Organóides podem ser processados ​​para imuno-histoquímica de acordo com procedimentos padrão 25.

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Resultados

Este protocolo permite o isolamento de glândulas gástricas (Figura 2). Glândulas são semeadas em matriz basal, que se solidifica como gota dentro de um poço, fornecendo uma estrutura 3 dimensional rica em laminina e colagénio para permitir que as glândulas crescer em Organóides (Figura 3). Organóides geralmente começam como pequenas cistos e dentro de 12-16 dias, que se expandem para as esferas com um diâmetro de 50-300 ^ M (Figura 4). Alguns Organóides vai ficar cístic...

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Discussão

Este protocolo descreve o uso de organoides primários não transformados e em constante expansão de células-tronco adultas para biologia de infecções. As etapas críticas são i) o isolamento de glândulas viáveis, ii) a expansão de organoides e iii) a microinjeção. Abaixo estão algumas sugestões para modificações, solução de problemas e considerações técnicas.

Em comparação com outros métodos de isolamento, que usam agitação ou pipetagem vigorosa para liberar glândulas e podem ser igualmente bem...

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Divulgações

Hans Clevers é inventor de várias patentes para cultura de organoides. Caso contrário, os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pela EU Marie Curie Fellowship (EU/300686-InfO) para S.B. e um Prêmio de Pesquisa da United European Gastroenterology Foundation para H.C. Gostaríamos de agradecer a Harry Begthel, Jeroen Korving e ao Hubrecht Imaging Center pela assistência técnica, Meritxell Huch pela ajuda com a cultura organoide inicial e Yana Zavros pela discussão.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Médio
HEPESInvitrogen15630-056
Advanced DMEM/F12Invitrogen12634-028
Matrigel, GFR, livre de fenolBD356231
GlutaMAXInvitrogen35050-079Concentração de estoque 200 mM, concentração final 2 mM
B27Invitrogen17504-044Concentração de estoque 50 x, concentração final 1x
N-AcetilcisteínaSigma-AldrichA9165-5GConcentração de estoque 500 mM, concentração final 1 mM
EGF recombinante murinoInvitrogenPMG8043Concentração de estoque 500 µ g/ml, concentração final 50 ng/ml
FGF10 recombinante humanoPeprotech100-26Concentração de estoque 100 µ g/ml, concentração final 200 ng/ml
TGFβ i A-83-01Tocris2939Concentração de estoque 500 µ M, concentração final 2 µ M 
NicotinamidaSigma-AldrichN0636Concentração de estoque 1 M, concentração final 10 mM 
[Leu15]-GastrinSigma-AldrichG9145Concentração de estoque 100 µ M, concentração final 1 nM
RHOKi Y-27632Sigma-AldrichY0503Concentração de estoque 10 mM, concentração final 10 µ
M Wnt3A meio condicionado Linhagemcelular estável gerada no Clevers Lab. Concentração final 50%. As células podem ser obtidas de Hans Clevers.
condicionado com R-spondin1Linha celular estável gerada no Kuo Lab. Concentração final de 10%. A linhagem celular pode ser obtida em Calvin Kuo, Stanford.
Noggin condicionado meioLinhagem celular estável gerada no Clevers Lab. Concentração final 10%. As células podem ser obtidas de Hans Clevers.
R-espondina 3R & D3500-RS/CFFonte alternativa para R-spondina. Isso foi testado em organoides do intestino humano (1 µ g/ml), mas ainda não em organoides gástricos.
NogginPeprotech120-10Fonte alternativa para noggin. Isso foi testado em organoides do intestino humano (100 ng/ml), mas ainda não em organoides gástricos.
TrypLE expressLife Technologies12605036Solução de dissociação enzimática
CoolCell® Recipientes de congelamento de células sem álcoolbiocisionBCS-405
Recuperação Cultura de células Meio de congelamentoInvitrogen12648-010
Antibióticos
PrimocinInvivogenant-pm-1Uma composição de antibióticos contra bactérias e fungos. É útil após o início de uma cultura. Para cultura de longo prazo, você pode mudar para outros antibióticos ou nenhum.
Penicilina/EstreptomicinaInvitrogen15140-122Concentração de estoque 10.000/10.000 U/ml, concentração final 100/100 U/ml. Pode ser usado alternativamente ao Primocin em cultura de longo prazo.
Outros
PinçasNeolabs2-1033Pinças com pontas finas são úteis para a remoção da camada muscular do tecido.
4 Well MultiplatesThermo Scientific144444Você pode usar outros Multidishes. Estes foram particularmente úteis para microinjeções porque têm uma borda externa baixa e permitem mais mobilidade para o manipulador.
MicromanipuladorNarishigeM-152
MicroinjetorNarishigeIM-5B
EstereomicroscópioLeicaMZ75
Bancada de TrabalhoAr LimpoFeito sob medida para caber o estereomicroscópio em condição ML2
CapilaresHarvard ApparatusGC100T-101 mm de diâmetro externo, 0,78 mm de diâmetro interno.
Extrator de MicropipetaSutter InstrumentsFlaming Brown Micropipette Extrator
anti Cag A anticorpoSanta Cruzsc-25766
Meio

Referências

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