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Artigo de método

Lateral Root Inducible sistema no

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⸱

DOI:

10.3791/53481

⸱

14 de janeiro de 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plant Systems Biology, VIB, Ghent, 2Department of Plant Biotechnology and Bioinformatics, Ghent University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

O Sistema Induzível de Raiz Lateral (LRIS) permite a indução síncrona de raízes laterais e é apresentado para Arabidopsis thaliana e milho.

Resumo

O desenvolvimento da raiz lateral contribui significativamente para o sistema radicular e, portanto, é crucial para o crescimento das plantas. O estudo da iniciação da raiz lateral é, no entanto, tedioso, porque ocorre apenas em algumas células dentro da raiz e de maneira imprevisível. Para contornar esse problema, um Sistema Induzível de Raiz Lateral (LRIS) foi desenvolvido. Ao tratar as plântulas consecutivamente com um inibidor de transporte de auxina e uma auxina sintética, a iniciação radicular lateral altamente controlada ocorre de forma síncrona na raiz primária, permitindo uma amostragem abundante de um estágio de desenvolvimento desejado. O LRIS foi desenvolvido pela primeira vez para Arabidopsis thaliana, mas também pode ser aplicado a outras plantas. Assim, foi adaptado para uso em milho (Zea mays). Uma visão geral detalhada das diferentes etapas do LRIS em ambas as plantas é fornecida. A combinação deste sistema com transcriptômica comparativa tornou possível identificar homólogos funcionais de genes de iniciação radicular lateral de Arabidopsis em outras espécies, conforme ilustrado aqui para a CICLINA B1; 1 (CYCB1; 1) gene do ciclo celular no milho. Finalmente, são discutidos os princípios que precisam ser levados em consideração quando um LRIS é desenvolvido para outras espécies de plantas.

Introdução

O sistema radicular é crucial para o crescimento da planta, uma vez que garante ancoragem e absorção de água e nutrientes do solo. Uma vez que a expansão de um sistema radicular baseia-se principalmente na produção de raízes laterais, a iniciação e formação têm sido amplamente estudados. Raízes laterais são iniciados em um subconjunto específico de células periciclo, chamados de células fundadoras 1. Na maior parte das dicotiledóneas, tais como Arabidopsis thaliana, estas células estão localizados nos pólos protoxilema 2, ao passo que em monocotiledóneas, como o milho, que são encontrados nos pólos 3 do floema. Fundador células são marcadas por um aumento da resposta auxina 4, seguido pela expressão de genes do ciclo celular específicas (por exemplo, a ciclina B1; 1 / CYCB1; 1), após o que eles passam por uma primeira rodada de divisões anticlinais assimétricas 5. Após uma série de divisões e anticlinal periclinal coordenados, um primórdio raiz lateral é formado, que finalmente irá emergir como um umraízes laterais utonomous. O local e hora do início de raízes laterais não são, porém previsível, uma vez que estes eventos não são nem abundante nem sincronizados. Esta situação impede o uso de abordagens moleculares, como transcriptomics para estudar este processo.

Para combater isso, um lateral Sistema Inducible Root (IRIs) foi desenvolvido 6, 7. Neste sistema, as mudas são tratados primeiro com N -1-naphthylphthalamic (NPA), que inibe o transporte de auxina e acumulação, consequentemente bloqueando iniciação de raízes laterais 8. Por posteriormente a repicagem em meio contendo auxina sintética ácido acético 1-naftaleno (NAA), toda a camada periciclo responde aos níveis elevados de auxina assim maciçamente raiz iniciar divisões celulares laterais indutores 6. Como tal, este sistema leva a rápidas, síncronas e extensas iniciações raízes laterais, permitindo fácil recolha de amostras de raízes enriquecido para um determinado estádio da tardedesenvolvimento radicular ral. Posteriormente, estas amostras podem ser utilizadas para determinar os perfis de expressão de todo o genoma durante a formação de raízes laterais. O IRIs rendeu conhecimento já significativo sobre a iniciação de lateral de raiz em Arabidopsis e milho 13/09, mas a necessidade de aplicar este sistema para outras espécies de plantas torna-se mais evidente à medida que mais genomas são sequenciados e há um crescente interesse de transferir conhecimento para importante econômica espécies.

Aqui, os protocolos detalhados de Arabidopsis e de milho são dadas LRISs. Em seguida, um exemplo do uso do sistema é fornecida, pelo que ilustra como os dados obtidos com o transcriptômica IRIs milho pode ser utilizado para identificar homólogos funcionais que têm uma função conservada durante a iniciação de raízes laterais em diferentes espécies de plantas. Finalmente, as orientações para optimizar a IRIs são propostos para outras espécies de plantas.

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Protocolo

1. Arabidopsis IRIs Protocol

Nota: O texto refere-se a experiências "pequenas" ou "grandes" escala. Experimentos de pequena escala, como a análise de linha de marcação e coloração histológica 6, 14, exigem apenas algumas amostras. Experiências em larga escala, tais como em tempo real quantitativa qRT-PCR, as micro-matrizes de 9-11 ou de sequenciação de ARN, requerem uma maior quantidade de amostras. Como tal, uma quantidade de ~ 1000 mudas por amostra foi utilizada por Vanneste et al 11. Executar experiência microarray após dissecção segmento de raiz.

DIA 1

  1. A esterilização de sementes de Arabidopsis
    Nota: Selecione um dos seguintes procedimentos de esterilização de sementes. Qualquer um deles é adequado para as próximas etapas do protocolo. Esterilização de gás (1.1.2) apresenta duas principais vantagens sobre a esterilização líquida (1.1.1): leva menos tempo ao manusear uma grande entorpecidoer de sementes, uma vez que não tem de ocorrer pipetagem para as amostras individuais; e as sementes esterilizadas podem ser armazenados por um período mais longo. No entanto, isso exige um exsicador e tratamento cuidadoso.
    1. Esterilização líquido
      1. Despeje o número desejado de sementes em tubos de micro-centrífuga. Utilizar-se a 20 mg (~ 800 sementes) em um tubo de 1,5 ml ou de 40 mg (~ 1600 sementes) em tubos de 2 ml de micro-centrífuga.
      2. Adicionar 1 ml de etanol a 70%. Inverter ou agitar suavemente por 2 min.
      3. Substituir o etanol a 70% com 1 ml de solução de esterilização durante 15 min. (Preparar uma solução de solução de esterilização: 3,85 ml de hipoclorito de sódio (NaOCl) de ações (12%) (ATENÇÃO: Use exaustor), 5 ul Tween 20, até 10 ml com água Inverta os tubos várias vezes para se certificar de que todas as sementes vir. em contacto com a solução.
      4. Em uma câmara de fluxo laminar de ar, substituir a solução de esterilização com 1 ml de água destilada estéril e lavar as sementes 5 vezes durante 5 min por repetidasly substituindo com 1 ml de água estéril destilada fresca.
    2. Esterilização por gás
      1. Verter o número desejado de sementes num tubo de micro-centrifugadora de 2 ml. Use tubos individuais quando se trabalha com várias linhas independentes, e organizá-los em uma caixa aberta tubos micro-centrífuga de plástico ou titular. Se o número de sementes em um tubo superior a 500 (12,5 mg), subdividir as sementes do número apropriado de tubos para assegurar a esterilização bem sucedida. Certifique-se as tampas de tubos vizinhos não cobrem uns aos outros. Encaixar a tampa da caixa na parte inferior, uma vez que necessita de estar no exsicador, bem como para esterilização.
      2. Coloque a caixa na tigela de um secador, juntamente com um copo de vidro (ATENÇÃO: Use exaustor).
      3. Encha o copo com 100 ml de 12% NaOCl (ATENÇÃO: Use extractor de fumo). Colocar a tampa no exsicador, mas deixar uma pequena abertura, onde o copo é colocado.
      4. Adicionar 3 ml de ácido clorídrico a 37% (fumegante) (CAUÇÃO: Use exaustor) para o copo através da pequena abertura e rapidamente fechar o exsicador. A vontade bolha solução por algum tempo devido à formação Cl 2 -gas. Deixar o sistema fechado O / N (ou, pelo menos, 8 horas).
      5. Remover a tampa do exsicador. Retire a caixa e cobri-lo com a tampa para evitar a contaminação durante o transporte.
      6. Coloque a caixa em um armário de fluxo de ar laminar, retire a tampa e deixar as sementes para cerca de 1 hora à temperatura ambiente para permitir a libertação de gás.
        Nota: As sementes podem ser armazenadas com segurança a seco em tubos de micro-centrifugação de fechadas durante até 2 semanas a 4 ° C.
  2. A indução de raízes laterais em Arabidopsis
    1. Lateral Root Inibição (Tratamento NPA)
      1. Prepare meio de crescimento para o crescimento in vitro. O meio contém metade da força Murashige e Skoog mistura de sal de 15, 0,1 g / l de mio-inositol, 10 g / L de sacarose, e é tamponado com 0,5g / L de 2- (N-morfolino) etanossulfónico (MES).
      2. Ajustar o pH para 5,7 com 1 M de KOH. Adiciona-se 8 g / L de agar de tecido da planta e do meio de autoclave durante 20 min a 121 ° C.
      3. Prepare uma solução estoque 25 mM de NPA em dimetilsulfóxido (DMSO) (ATENÇÃO: Usar luvas). Em uma câmara de fluxo laminar de ar, arrefecer o meio autoclavado para baixo para cerca de 65 ° C (que é a temperatura à qual a garrafa pode ser realizada à mão), e adicionar solução de estoque 25 NPA mM para obter uma concentração final de 10 uM NPA.
      4. Homogeneizar em cima disso agitando a garrafa por 10 s. Pour 50 ml de meio por prato de petri quadrado (12 cm x 12 cm).
        Nota: Em caso de experimento em grande escala, aplique uma malha de nylon (20 mm) para garantir a fácil transferência. Prepara-se uma malha (9 cm x 9 cm) por tratamento em autoclave (Figura 1A). Quando autoclavado, aplicar a malha para o meio de crescimento estéril utilizando pinças (Figura 1B). Empurre a malha para o meio de crescimento usando um sterilized drigalsky para se certificar de que está em bom contato com o meio de crescimento (Figura 1B) (ATENÇÃO: O trabalho em condições estéreis).
      5. Semear as sementes nos NPA-placas.
        Nota: No caso de um experimento em grande escala está prevista, semear 2 linhas densas e bem-alinhados de 50 sementes para facilitar a recolha de amostras (ver 1.2.2.3).
        1. Em caso de esterilização líquido, semear as sementes no NPA placas usando uma pipeta de 200 mL. Cortar 3 - 4 mm da extremidade das pontas conta-gotas em condições estéreis (ou antes da esterilização das pontas), a fim de ser capaz de pipetar com as sementes. Pipeta cima e para baixo algumas vezes para voltar a suspender as sementes, em seguida, pipete água cerca de 150 mL estéril com 10 - 20 sementes e esperar até que o sedimento sementes na parte inferior da ponta. (ATENÇÃO: O trabalho em condições estéreis)
          Nota: Quando tocar o agar ou a malha suavemente com a ponta, uma gota de água com uma semente vai ser libertado a partir dele (Figura 1C).
        2. Em caso de esterilização por gás, semear as sementes usando autoclavado toothpicks.Pinch o palito no agar antes de tomar as sementes para garantir uma superfície pegajosa. Escolher-se a sementes, um a um utilizando o palito e distribuir as sementes nas placas (Figura 1D). Como alternativa, adicione a água estéril para as sementes e semear como descrito em 1.2.1.5.1 (ATENÇÃO: O trabalho em condições estéreis).
      6. Selar as placas com fita adesiva respirável e armazená-los placas a 4 ° C no escuro durante pelo menos 2 dias e máximo de uma semana. Isso é necessário para estratificação e garante sincronizados e germinação mais eficiente.
        Nota: Como alternativa, as sementes podem ser estratificada antes da semeadura, imersa em água destilada em micro-centrífuga de tubos, o que requer menos espaço frigorífico. Neste caso, os tubos para armazenar pelo menos uma semana a 4 ° C, e mover as placas para a câmara de crescimento imediatamente após a sementeira (ver 1.2.1.7).
        DIA 3
      7. Mover as placas para a câmara de crescimento (luz contínua (110 μE m -2 s -1), 21 ° C) durante 5 dias (2 dias de germinação e 3 dias de crescimento) numa posição quase vertical (80 a 90 °) para assegurar o crescimento das raízes, e não na forma.
        DIA 8
    2. Lateral Root indução (tratamento NAA)
      1. Prepara-se o mesmo meio de crescimento como descrito em 1.2.1.1 1.2.1.2 e. Prepare uma solução estoque de 50 mM NAA em DMSO (CUIDADO: Use luvas). Arrefece-se o meio autoclavado para baixo a 65 ° C e adicionar solução de NAA para a forma a obter uma concentração final de 10 uM de NAA (CUIDADO: O trabalho em condições estéreis).
        1. Homogeneizar em cima disso agitando a garrafa por 10 s. Pour 50 ml de meio por prato de petri quadrado (12 cm x 12 cm).
      2. Transferir as mudas das placas contendo o meio de crescimento suplementado com 10 ^ M para os ANP suptadas com 10 mM NAA.
        1. Gancho nos braços de uma pinça curvas sob os cotilédones de plântulas e gentilmente removê-lo da placa. Transferir apenas mudas de que as raízes têm crescido inteiramente em contacto com o meio de crescimento NPA-e, de preferência baixo.
        2. Skim a raiz sobre a superfície do meio de crescimento contendo NAA sobre uma pequena distância. Certifique-se que as raízes das plantas estão em bom contato com o meio de crescimento. Se necessário, pressione a raiz suavemente para a superfície de meio de crescimento com a pinça.
          Nota: Em caso de uma experiência em larga escala, remover todas as plântulas que não estão em contacto com a malha e de transferência, levantando a malha nos dois cantos superiores com uma pinça. Certifique-se a malha está em bom contato com o meio contendo NAA por desnatação a malha sobre a superfície de ágar sobre uma pequena distância (Figura 1E).
      3. Selar as novas placas com fita respirável e colocá-los no armário de crescimento (conluz contínuo (110 μE m -2 s -1), 21 ° C) numa posição vertical durante o tempo desejado após a indução até à colheita.
        Nota: Em caso de uma experiência em larga escala, usa um bisturi para cortar os segmentos de raiz de uma só vez directamente sobre a malha e prove-las por raspagem suave da superfície da malha.

2. IRIs Milho Protocol

  1. Estratificação de milho Grãos
    1. Incubar os grãos de milho a 4 ° C no escuro durante pelo menos 1 semana.
      Nota: Este protocolo foi desenvolvido usando as linhas puras de milho B73.
  2. Esterilização de milho Grãos
    DIA 1
    Nota: Embora plântulas de milho não tem que ser cultivadas em condições estéreis, é recomendado para esterilizar os grãos de milho e trabalhar com material estéril para evitar o crescimento de fungos no rolo de papelsistema.
    1. Coloque o número necessário de grãos de milho em um copo de vidro esterilizado.
    2. Adicione 100 ml de solução de esterilização (6% NaOCl em água) (ATENÇÃO: Use exaustor).
    3. Adicionar uma barra de agitação magnética e colocar o copo num agitador magnético de agitação a baixa velocidade (aproximadamente 250 rpm) a temperatura ambiente durante 5 min.
    4. Lavar cinco vezes durante 5 min, substituindo a solução com 100 ml de água estéril fresco.
  3. Semeadura do milho Sementes
    1. Calçar luvas para reduzir o risco de contaminação e tomar um rolo de toalhas de papel.
    2. Rasgue dois trechos de papel toalha de mão com um comprimento total de duas folhas (aproximadamente 92 centímetros x 24 cm) e coloque-os em cima uns dos outros em uma superfície limpa (Figura 2A).
    3. Dobrar as folhas dobrar ao longo do comprimento (cerca de 92 cm x 12 cm) (Figura 2A).
    4. Use uma pinça para distribuir 10 núcleos em aproximadamente 2 cm da parte superior sobre tele todo o comprimento do papel, enquanto mantendo um espaço intermédio de 8 cm entre cada núcleo e 8 cm livre em ambas as extremidades (Figura 2B). Certifique-se a radícula do kernel está voltada para baixo e para o papel (Figura 2B).
    5. Rolo delicadamente o papel ao longo do comprimento, mantendo as sementes no lugar (Figura 2B). Para facilitar o rolamento, é opcional a primeira pulverizar o papel com água estéril.
    6. Coloque os rolos de papel em tubos de vidro esterilizados de cerca de 6 cm de diâmetro e 14 cm de altura (por exemplo, 250 ml tubos de centrífuga) e colocá-los em um rack (Figura 2C).
  4. A indução de raízes laterais em Maize
    1. Prepare uma solução a 50 mM estoque NPA (dissolvido em DMSO) (ATENÇÃO: Usar luvas).
    2. Para cada tubo, fazer uma solução 50 fiM NPA adicionando 125 ul da solução de estoque 50 mM de ANP a 125 ml de água estéril num recipiente de vidro esterilizado.
    3. Misture bem eColoque 125 ml de uma solução a 50 uM ANP sobre o rolo de papel no tubo. O rolo de papel irá absorver a solução e tornar-se completamente encharcado.
      Nota: Ao usar rolos de papel e tubos com outras dimensões, ajustar o volume em conformidade. O líquido deve chegar na metade do tubo para garantir a absorção suficiente.
    4. Coloque o sistema de rolo de papel em uma câmara de crescimento durante três dias (27 ° C, luz contínua, 70% de humidade relativa). Certifique-se de que os rolos de papel permanecer embebido através da adição de solução adicional NPA 50 uM, uma vez que a solução evapora-se ao longo do tempo (Figura 2D).
      DIA 4
    5. Prepare uma solução a 50 mM NAA estoque (dissolvido em DMSO) (ATENÇÃO: Usar luvas).
    6. Para cada tubo, preparar uma solução de NAA 50 uM por adição de 125 ul de estoque a 50 mM a NAA 125 ml de água estéril num recipiente de vidro esterilizado.
    7. Aperte delicadamente a maior parte do NPA solução remanescente dos rolos de papel e colocar om em água estéril durante 5 min para lavá-lo para fora (CUIDADO: Use luvas). Espremer suavemente a maior parte da água a partir dos rolos de papel. Repita este passo de lavagem três vezes.
    8. Misture bem e despeje a solução NAA 50 mM ao longo dos rolos de papel nos tubos. Certifique-se de que eles estão completamente encharcado.
    9. Colocar o sistema de rolo de papel na câmara de crescimento (27 ° C, a luz contínua, 70% de humidade relativa) durante a duração desejada após a indução.
  5. A indução de raízes laterais em raízes adventícias coroa de milho
    Nota: O IRIs como descrito acima induz raízes laterais na raiz principal. No entanto, em milho e outras monocotiledôneas, a raiz primária e as raízes seminais embrionárias, juntamente com as suas raízes laterais, são principalmente importante durante o desenvolvimento de mudas. Numa fase posterior no crescimento das plantas, as raízes adventícias pós-embrionárias surgir na haste e também desenvolver raízes laterais para formar um novo sistema radicular 16. O IRIs também pode ser usadod para induzir raízes laterais sobre essas raízes adventícias coroa pós-embrionárias, seguindo alguns pequenos ajustes para a IRIs na raiz primária embrionário.
    1. Para fazer com que os rolos de papel, criar um sanduíche de papéis com, respectivamente, duas camadas de papel toalha de mão sobre o lado exterior, e duas camadas de papel de germinação dentro. Coloque os grãos esterilizados (ver passos 2.1 e 2.2), entre as duas folhas de papel de germinação. Papel de germinação, em comparação com papel toalha de mão, será menos propenso a ser penetrado por pêlos radiculares e das raízes laterais, o que fará a abertura da rolos de papel mais fácil depois. Por outro lado, as duas camadas exteriores de papel toalha de mão irá facilitar a absorção do líquido.
    2. Insira os rolos em 700 ml tubos de vidro e despeje água estéril sem NPA sobre eles. Certifique-se de que eles estão completamente encharcado.
    3. Germinar as sementes esterilizadas no gabinete do crescimento (ver passo 2.4.9).
    4. Crescer as mudas até as raízes adventícias coroacomeçam a surgir (6 dias para o B73). Certifique-se os rolos de papel são mantidos úmido em todos os momentos por adição de água estéril, quando necessário.
    5. Transferir para uma solução a 25 uM NPA durante 4 dias (ver passos 2.4.1 a 2.4.4), seguido por uma indução semelhante de iniciação de raízes laterais, substituindo a solução com uma solução NPA NAA 50 uM após uma etapa de lavagem (ver passo 2.4 0,5 a 2.4.9).

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Resultados

Aplicação do IRIs executar comparativos transcriptómica do lateral Processo Root Iniciação

Uma aplicação da IRIs é a comparação e a correlação dos perfis de expressão de genes durante a formação de raízes laterais em espécies diferentes. Transcriptomics Comparativos aproxima criar a possibilidade de identificar genes ortólogos envolvidas no processo de desenvolvimento de raízes laterais em espécies diferentes....

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Discussão

No protocolo de Arabidopsis IRIs, é importante apenas para transferir as plântulas que cresceram inteiramente em contacto com o meio de crescimento contendo NPA. Isto assegura que a iniciação de raízes laterais é bloqueado ao longo de todo o comprimento da raiz. A fim de evitar ferir as plântulas durante a transferência, os braços das pinças curvas pode ser ligado sob os cotilédones de plântulas a. Após a transferência, certifique-se de que as raízes de mudas estão em contacto suficiente com o meio agar contend...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Davy Opdenacker pela assistência técnica e fotografia. Agradecemos imensamente à Dra. Annick Bleys pelas sugestões úteis para melhorar o manuscrito. Este trabalho foi financiado pelo Programa Interuniversitário de Pólos de Atração IUAP P7/29 'MARS' do Gabinete Federal de Política Científica da Bélgica, pela G027313N de subvenções FWO e pela Agência para a Inovação pela Ciência e Tecnologia, IWT (IR).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
ARABIDOPSIS LRIS
Sementes
SementesCol-0 ecótipo
Esterilização a gás de sementes microcentrífuga forte>
1,5 mlSIGMA-ALDRICH0030 125.215Eppendorf microtubos 3810X,
tubos de microcentrífuga PCR clean 2 mlSIGMA-ALDRICH0030 120.094Eppendorf Safe-Lock tubos de microcentrífuga
ácido clorídricoMerck KGaA1.003.171.00037% (fumegante) para análise EMSURE ACS,ISO,Reag.
Dessecador de vidroSIGMA-ALDRICHPyrex
copo de vidro
de tubos de microcentrífuga de plástico ou suporte
Esterilização de sementes com alvejante
etanolChem-Lab nvCL00.0505.1000Etanol, abs. 100% p.a. diluir a 70%
hipoclorito de sódio (NaOCl)Carl Roth9062.312%
Tween 20SIGMA-ALDRICHP1379
água
Meio de crescimento
Murashige e mistura de sal SkoogDUCHEFA Biochemie B.V.M0221-0050
mio-inositolSIGMA-ALDRICHI5125-100G
ácido 2- (N-morfolino) etanossulfônico (MES)DUCHEFA Biochemie BVM1503.0100
sacaroseVWR, Internation LLC27483.294D(+)-sacarose Ph. Eur.
KOHMerck KGaA1050211000pellets para análise (máx. 0,002% Na) EMSURE ACS, ISO, Reag. Ph Eur
Plant Tissue Culture AgarLabM LimitedMC029
Produtos químicos de indução de raiz lateral
N-1-ácido naftilftalâmico (NPA)DUCHEFA Biochemie B.V.Nº N0926.025010 µ M (Arabidopsis)
1-naftaleno ácido acético (NAA)DUCHEFA Biochemie B.V.Nº N0903.005010 µ M (Arabidopsis)
dimetilsulfóxido (DMSO)SIGMA-ALDRICH494429-1L
Fazendo uma malha para transferência
nylonProsep bybaMalha de nylon sintético 20 µ m
Manuseio de semeadura e mudas
GOSSELINBP124-0512 x 12 cm
50 ml tubos DURANSIGMA-ALDRICHCLS430304Corning  Tubos de centrífuga de 50 ml
drigalskiCarl RothK732.1
pipeta
cortada pontas de pipetaDaslab162001XUniversal 200, corte 5 mm da ponta antes de autoclavar
fita respirável 3M Deutschland GmbHcat. n.º 1530-1
pinçasFiers nv/saK342.1; K344.1Pinças Dumont tipo a nº 5; Pinças Dumont tipo e nº 7
Condições de crescimentosala de
crescimento21 ° C, contínuo leve
MateriaisEmpresaCatálogoComentários
MILHO LRIS
Sementes
B-73
Esterilização de grãos com alvejantecopo
 Fiers nv/saC267.1
hipoclorito de sódio (NaOCl)Carl Roth9062.312%
água
Produtos químicos de indução da raiz lateral N-1-naftilftalâmico (>
NPA)DUCHEFA Biochemie B.V.Nº N0926.025050 µ M (raiz primária do milho), 25 µ M (raiz adventícia do milho)
1-naftalenoacéticoNº N0903.005050 µ M (milho)
dimetilsulfóxido (DMSO)SIGMA-ALDRICH494429-1L
Manuseio de semeadura e mudas
mãoKimberly-Clark Professional*6681SCOTT Toalhas de Mão - Rolo / Branco; tamanho da folha (24 x 46 cm)
papel de germinação de sementesAnchor Paper Company10 X 15 38# papel de germinação de sementes
pinçasFiers nv/saK342.1; K344.1Pinças Dumont tipo a nº 5; Pinças Dumont tipo e nº 7
tubos (centrífuga)SCHOTT DURAN2160136aprox. 5,6 cm de diâmetro e 14,7 cm de altura 
Tubos de 700 mlDURAN GROUP213994609cilindros, tubo de pé redondo, D 60  x 250
rackpara tubos de milho,
água
Condições de crescimento
27 & graus; C, luz contínua, 70% de umidade relativa
de Arabidopsis forte Ph Eu caixa estérilmalha de fortesGrãos de milho > vidro forte estérilpaper toalhas de estéril caseiraarmário de crescimento

Referências

  1. Van Norman, J. M., Xuan, W., Beeckman, T., Benfey, P. N. To branch or not to branch: the role of pre-patterning in lateral root formation. Development. 140, 4301-4310 (2013).
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  5. Beeckman, T., Burssens, S., Inzé, D. The peri-cell-cycle in Arabidopsis. J. Exp. Bot. 52, 403-411 (2001).
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