Abstract
Polidimetilsiloxano (PDMS) es el material de construcción predominante para hacer que los dispositivos de microfluidos debido a su facilidad de moldeo y unión, así como su transparencia. Debido a la suavidad del material PDMS, sin embargo, es difícil de utilizar para la construcción de PDMS nanocanales. Los canales tienden a colapsar fácilmente durante la unión plasma. En este trabajo, presentamos un método de auto-ensamblaje de evaporación impulsado de nanopartículas de sílice coloidal para crear uniones nanofluídicos con sub-50 nm poros entre dos microcanales. El tamaño de poro así como la carga superficial de la unión nanofluídico es sintonizable simplemente cambiando la perla de sílice coloidal tamaño y la superficie de funcionalización fuera del dispositivo de microfluidos montado en un vial antes de que el proceso de autoensamblaje. Usando el auto-ensamblaje de nanopartículas con un tamaño de gota de 300 nm, 500 nm, y 900 nm, fue posible fabricar una membrana porosa con un tamaño de poro de ~ 45 nm, ~ 75 nm y ~ 135 nm, respectivamente. bajo eléctricoal potencial, esta membrana iniciado polarización de la concentración de iones (ICP) que actúa nanoporoso como una membrana selectiva para los cationes de concentrar ADN por ~ 1.700 veces dentro de 15 min. Este proceso nanofabricación no litográfica se abre una nueva oportunidad para construir una unión nanofluídico sintonizable para el estudio de los procesos de transporte a escala nanométrica de los iones y moléculas dentro de un chip de microfluidos PDMS.
Introduction
Nanofluidos es un área emergente de investigación del mu TAS (Micro Total de Analysis Systems) para estudiar los procesos biológicos o fenómenos de transporte de iones y moléculas en la escala de longitud de 10 1 - 10 2 nm. Con el advenimiento de las herramientas nanofluídicos como nanocanales, los procesos de transporte de moléculas e iones pueden monitorizarse con precisión sin precedentes y manipulados, si es necesario, mediante la explotación de características que están disponibles sólo en esta escala de longitud para la separación y detección. 1,2 Una de estas características a nanoescala característica es una alta relación de superficie a la carga a granel (o número Dukhin) en nanocanales que puede causar un desequilibrio de la carga e iniciar polarización de la concentración de iones (ICP) entre el nanochannel y microcanal. 3
Una plataforma de dispositivo común para el estudio de fenómenos nanofluídicos consiste en un sistema de dos microcanales conectados por una serie de nanocanales como un cruce. 4-6 7 Sin embargo, la fabricación de dispositivos de silicio requiere máscaras caras y cantidad sustancial de procesamiento en las instalaciones de sala limpia. 8- 10 Debido a la conveniencia de la fabricación del dispositivo a través de moldeo y unión de plasma, polidimetilsiloxano (PDMS) ha sido ampliamente aceptado como un material de construcción para la microfluídica y sería un material ideal para nanofluidos también. Sin embargo, el módulo de Young bajo su alrededor 360 a 870 kPa, hace que el canal de PDMS fácilmente plegable durante la unión de plasma. La relación de aspecto mínima de la nanochannel (anchura a profundidad) tiene que ser de menos de 10: 1 que significa que la fabricación de dispositivos de PDMS a través de fotolitografía estándar será extremadamente difícil si la profundidad nanochannel tiene que estar por debajo de 100 nm, lo que requiere un ancho de canal menor que el límite actual de fotolitografía en alrededor de 1 micra. Para superar esta limitación, ha habido intentos de crear nanocanales en PDMS utilizando métodos no litográficas como el estiramiento para iniciar grietas con una profundidad promedio de 78 nm 11 o la formación de arrugas después del tratamiento de plasma. 12 se derrumba un canal de PDMS con presión mecánica permitió una nanochannel altura de tan bajo como 60 nm. 13
A pesar de que estos métodos no litográficas altamente inventivos permiten nanocanales de construcción por debajo de 100 nm de profundidad, la capacidad de control dimensional de la fabricación nanochannel todavía representa un obstáculo para una amplia aceptación de PDMS como material de construcción para dispositivos nanofluídicos. Otro problema crítico de los nanocanales, ya sea en silicio o PDMS, es la funcionalización de la superficie en caso de que haya una necesidad de alterar la carga superficial sobre la pared del canal para la manipulación de los iones o moléculas. Después del montaje del dispositivo a través de la unión, los nanocanales son extremadamente difíciles dealcanzar para funcionalización superficial debido al transporte de difusión limitada. Para crear un canal nanoescala con alta fidelidad dimensional y funcionalización de la superficie fácil, el método de auto-ensamblaje de las partículas coloidales inducidas por evaporación 14-16 en dispositivos de microfluidos puede ser uno de los enfoques prometedores. Además de la capacidad de control de tamaño de poro y de la propiedad de la superficie, hay incluso una posibilidad de ajustar el tamaño de los poros cuando se utiliza in situ partículas coloidales recubiertas con polielectrolitos mediante el control de la temperatura, pH 17, 18,19 y la fuerza iónica. 18 Debido a estos aplicaciones ventajas, el método de auto-ensamblaje de las partículas coloidales ya ha encontrado para electrocromatografía, 20 biosensores, la concentración de proteína de 21 22 y la separación de las proteínas y el ADN en la microfluídica. 14,23 en este estudio, se desplegaron este método de auto-ensamblaje para construir una dispositivo de preconcentración en electrocinéticaPDMS que requiere una unión nanofluídico entre dos microcanales. 24 el mecanismo fundamental detrás de la concentración electrocinético se basa en polarización de la concentración de iones (ICP). 25 Una descripción detallada de los pasos de fabricación y montaje se incluye en el siguiente protocolo.
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Protocol
1. Preparación de las suspensiones de sílice coloidal del grano
- Preparación de 300 nm y 500 suspensiones de perlas de sílice nm
- Vórtex con la suspensión de sílice de cuentas de valores (10% w / v en agua) durante 30 segundos. para obtener una suspensión homogénea. Pipeta de un total de 600 l de stock de suspensión en un tubo de 1,5 ml y centrifugar a 2.600 g durante 1 min.
- Sustituir el sobrenadante con 400 l de tampón de fosfato de sodio 1 mM (PB, pH 7,0).
- Suspender las perlas de sílice en una concentración final de 15% en solución de fosfato de sodio 1 mM a pH 7,0 a través de agitación en vórtex.
- Funcionalizar la superficie perlas de 500 nm carboxilo de sílice con poli (clorhidrato de alilamina, HAP), y con polielectrolitos poli (estireno sulfonato de sodio, PSS)
- Suspender 0,1 g de perlas de sílice 500 nm con grupo carboxilo con 10 ml de NaCl 1 M (pH 7,0) para 1% (w / v) de suspensión de perlas.
- Preparar un 0,4% HAP (MW 65K) en 1 M NaCll mediante la disolución de 300 l de la solución madre (20% w / v en agua) en 15 ml de 1 M NaCl. Preparar 0,9% PSS (MW 70K) en solución 1 M NaCl por disolución de 0,18 g PSS en 20 ml de solución 1 M de NaCl. Vortex tanto soluciones para 1 min. para disolver los polielectrolitos completamente.
- Añadir 200 l de solución de PAH a 9,8 ml de 1% de perlas carboxilo de sílice en un tubo de 15 ml para depositar una capa de polielectrolito cargado positivamente en perlas de sílice con grupo funcional carboxilo. Agite la suspensión de microesferas durante 1 min. y se incuba en un rotador de tubo para 60 min. a TA.
- Se centrifuga la suspensión de microesferas en el 1801 xg durante 1 min. y lavar los HAP no unidas cinco veces con agua DI 10 ml. Después de cada centrífuga y la eliminación del sobrenadante, las perlas se embalan densamente en la parte inferior del tubo. Interrumpir el grupo de talón mediante pipeteo vigoroso con 2 ml de agua DI antes de añadir 8 ml de agua DI para que las perlas se pueden resuspendieron y se lava antes de la siguiente etapa de centrifugación.
- Seguirlos pasos de 1.2.3 y 1.2.4 para el recubrimiento PSS para depositar una capa cargada negativamente sobre las perlas. Vuelva a suspender las perlas en 9,8 ml de 1 M de NaCl antes de la deposición PSS después de retirar el sobrenadante de agua DI a partir de la etapa de lavado 5 TH de 1.2.4.
- Utilice el mismo paso de pipeteado vigoroso usando 2 ml de 1 M NaCl para romper el grupo de perlas en la parte inferior del tubo 15 ml y luego añadir 8 ml de 1 M NaCl. Añadir 200 l de solución de PSS a 9,8 ml de las perlas de sílice depositadas con una sola capa de PAH. Después de agitación durante 1 min. y la incubación durante 60 min. en el rotador de tubo, repita 5 etapas de lavado con agua DI.
- Medir el potencial zeta de las perlas de antes y después de cada recubrimiento de polielectrolito usando un sistema de dispersión de luz dinámica de acuerdo con el protocolo del fabricante para verificar el procedimiento de deposición de polielectrolito se ha realizado correctamente (véase la Tabla 1).
- Repita cinco etapas de lavado con agua DI siguientes la capa única PSSdeposición y resuspender las perlas en 650 l de tampón de fosfato de sodio 1 mM con 0,05% de Tween 20 (15% w / v) antes de su uso en el dispositivo de microfluidos para mejorar su fluidez.
- Siga el procedimiento descrito anteriormente a partir de 1.2.5 a 1.2.6 para 500 nm perlas de sílice con función amina para depositar una capa única de PSS.
2. La fabricación del chip de microfluidos PDMS
- Microfabricación del maestro de silicio
- Fabricar el maestro de silicio para el moldeo por PDMS utilizando técnicas de microfabricación de la siguiente manera.
- abrigo de giro de un fotoprotector delgada 1 micras a 4.000 rpm en una oblea de silicio. Patrón de la capa de uso de la litografía de proyección (tiempo de exposición de 170 ms.) Y grabar 700 nanocanales planos de profundidad y 2 micras nm de ancho (que actúa como nanotraps para las perlas de sílice) con grabado iónico reactivo.
- Utilice los siguientes parámetros de grabado para conseguir una velocidad de grabado de 3,5 nm / s: 3 CHF (45 sccm), CF 4 (15 sccm), Ar (100 sccm), presión 100 mTorr, la energía de RF 200 W.
- escudo de la vuelta de la segunda capa de resina fotosensible grueso 1 m a 2.000 rpm y realizar una alineación de los nanotraps previamente estampadas. Patrón de los microcanales a través de la litografía de contacto y por ataque profundo de iones reactivos (DRIE) de silicio. Utilizar los parámetros de la DRIE 26 en la Tabla 2.
- Fabricar el maestro de silicio para el moldeo por PDMS utilizando técnicas de microfabricación de la siguiente manera.
- La fabricación del molde de PDMS
- Silaniza el maestro de silicio con triclorosilano (50 l) en un frasco de vacío O / N.
PRECAUCIÓN: Tricholorosilane es un material tóxico y corrosivo. Utilizar siempre que en una campana química con el equipo de protección personal adecuado. - Mezclar la base para el agente de curado en relación 10: 1 y fundido PDMS en el maestro de silicio silanizada y curarlo a 70 ° C durante 2 horas en un horno de convección.
- Retire la placa de PDMS del maestro de silicio con un cuchillo y el plasma de bonos en una oblea en blanco utilizando un limpiador de plasma después de un pltratamiento asma en un limpiador de plasma para 1 min. Fije las cintas a lo largo del borde para marcar una línea de partición para los siguientes PDMS fundición paso.
- Silaniza el molde de PDMS en un frasco vacío con triclorosilano (50 l) S / N.
- PDMS fundido (base: agente de curado a 10: 1) en el molde de PDMS silanizada y curarla a 70 ° C durante 2 horas en un horno de convección.
- Silaniza el maestro de silicio con triclorosilano (50 l) en un frasco de vacío O / N.
- La fabricación del dispositivo de PDMS
- Despegue la losa de PDMS curado del molde PDMS lo largo de la línea de partición marcada con la cinta.
- agujeros de depósito perforadas con 1,5 mm punzón de biopsia, limpio, con una cinta, enjuague con alcohol isopropílico (IPA) y se seca con nitrógeno.
- enlace de plasma del dispositivo de PDMS en un 25 mm x 75 mm portaobjetos de vidrio de microscopio después de un tratamiento de plasma en un limpiador de plasma para 1 min.
- Ultrasonicate la suspensión de microesferas durante 60 min. en un baño ultrasónico antes del llenado. Pipetear una suspensión de perlas 10 l (300 nm sea sílice no funcionalizadoanuncios, o 500 perlas de carboxilo de sílice nm con capas PAH-PSS, o 500 perlas de amina de sílice nm con una capa PSS) en las entradas 4 y 6 cada uno (véase la Figura 1 A, B) inmediatamente después de la unión de plasma del chip PDMS a una sustrato de vidrio. Golpee suavemente en el chip de PDMS con una punta de pipeta para mejorar el embalaje del grano.
- Después de llenar los canales de suministro de bolitas, cubrir todas las entradas excepto 1 y 9 con cinta. El aire seco del dispositivo durante 3 horas y se almacena a 4 ° C antes de su uso. La figura 2 muestra un esquema paso a paso del proceso de autoensamblaje coloidal.
3. Experimento de Electrocinético La concentración de ADN
- Llenar los depósitos 3, 7 con una solución tampón (10 l de PB 1 mM) y el depósito 5 con una muestra de ADN (10 l de 10 nM en PB 1 mM) y aplicar una presión negativa suave con una punta de pipeta invertida en depósitos 2 , 8 y 10 para llenar los canales con las soluciones sin burbujas (véase
- Añadir 10 l de PB 1 mM a los depósitos 2 y 8 y 10 l de ADN 10 nM al depósito 10 para equilibrar la presión y esperar 5 min. para alcanzar el equilibrio.
- Inserte los cables de Pt en los depósitos 3, 5, 7, 10.
- Aplicar tensión a través de la unión nanofluídico utilizando un divisor de tensión conectado a un medidor de la fuente y los cables de Pt. Primero aplique 30 V en los embalses 5, 10 y GND en depósitos 3, 7.
- Disminuir la tensión de 25 V en el depósito 10 después de ~ 30 seg.
- Use un obturador mecánico con una abertura periódica en cada 5 s para minimizar photobleaching de la muestra durante la grabación de las señales de fluorescencia desde el ADN.
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Representative Results
Un chip concentrador electrocinética en PDMS que contiene una unión nanofluídico auto-ensamblado entre dos microcanales se muestra en la Figura 1A). El canal en el centro del dispositivo se llena con una solución de la muestra de ADN y flanqueado por dos canales de solución tampón en cada lado a través de un canal de ancho de suministro de bolitas 50 micras (Figura 1B). La suspensión coloidal de sílice se vuela en el canal de suministro de bolitas inmediatamente después de la unión de plasma para crear una unión nanofluídico entre la muestra y el canal de solución tampón. La matriz nanotrap que consta de 700 nm de profundidad y 2 m de ancho nanocanales se utiliza para atrapar las partículas coloidales. Su imagen escaneada obtenidos con una superficie de perfiles sin contacto se muestra en la Figura 1C). Las membranas de perlas coloidales después de la evaporación se muestran en la Figura 1D). El SEM en la Figura 1E) muestra la trampa de perlas de síliceped en la matriz nanotrap plana que separa el canal de muestra desde el canal de suministro de bolitas. El embalaje perla de sílice 300 nm muestra altamente ordenadas embalaje hexagonal con algunos defectos menores que podrían causar una variación en el comportamiento de la concentración (Figura 1F). El diseño del chip concentrador de PDMS con sus dimensiones se puede encontrar aquí y en los archivos Suplementario.
Figura 1. concentrador de microfluidos en PDMS con una sub-50 nm unión nanoporoso integrado. (A) Foto del dispositivo de PDMS concentrador. (B) Esquema del dispositivo de micro-nanofluídico con un canal de suministro de bolitas de entre el canal de solución de la muestra y tampón. La tensión se aplica a través de las membranas de talón entre el canal de muestra y la solución tampón chAnnels. (C) el perfil de la superficie de la matriz nanotrap en PDMS con una anchura de 2 m y una profundidad de 700 nm. (D) Micrografía del dispositivo con un conjunto de partículas coloidales en el interior del canal de suministro de bolitas después de la evaporación. (E) micrografía electrónica de barrido de los 300 nm partículas coloidales de sílice auto-ensambladas con las matrices nanotrap entre la muestra y el tampón canal. Los 300 nm perlas están atrapados en la entrada de los nanotraps debido a la tensión superficial. (F) hexagonal embalado 300 nm perlas de sílice dentro del microcanal de suministro de bolitas después de la evaporación. (Adaptado de Ref. 25 con permiso de The Royal Society of Chemistry) Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Un diagrama esquemático de los pasos de microfabricación para el concentrato PDMSdispositivo r se muestra en la Figura 2. Para hacer un dispositivo de PDMS, se requiere un doble colada PDMS. El proceso de llenado del grano en el concentrador de PDMS se muestra en la Figura 3. Los detalles para la microfabricación y el proceso de llenado se pueden encontrar en el protocolo. El potencial zeta de las perlas de sílice sin y con recubrimiento de polielectrolito se muestra en la Tabla 1.
Figura 2. Esquema del proceso de fabricación para el maestro de silicio, el maestro PDMS y el dispositivo de PDMS concentrador. Después de dos etapas fotolitográficas y de ataque químico, el maestro de silicio se cuela con PDMS. Después de un doble de moldeo, el dispositivo de PDMS se ensambla a través de enlaces de plasma y lleno de una suspensión de perlas. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. esquemática Paso a paso para la auto-ensamblaje de los granos de sílice coloidal. 10 l de la suspensión de microesferas se pipeta en los canales de distribución del grano inmediatamente después del tratamiento con plasma. Una vez que se llena el canal de suministro de bolitas, todos menos dos entradas 1 y 9 fueron cubiertos con cinta y el aire dispositivos de secado durante 3 horas antes de su uso. (Tomado de la Ref. 25 con permiso de The Royal Society of Chemistry) Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Las partículas coloidales (500 nm) | El potencial zeta (mV) |
| Sílice | -2.04 |
| amina de sílice | 19.6 |
| carboxilo de sílice | -19.73 |
| c sílicearboxyl, HAP recubierto | 31.8 |
| carboxilo de sílice, PAH, PSS recubierto | -28.5 |
| Silica amina, PSS revestida | -31.2 |
Tabla 1. potencial Zeta de perlas de sílice a 25 ° C. 0.1% (w / v) soluciones coloidales se usaron para las mediciones (n = 3).
Las imágenes de SEM tomadas del canal de embalaje del grano después de la desecación muestran un tamaño de poro que oscila entre 60 nm, 91 nm y 170 nm, como se muestra en la Figura 4. El tamaño de poro corresponde a aproximadamente el 20% del tamaño del grano, 300 nm, 500 nm y 900 nm, respectivamente (15% del diámetro del grano es el tamaño de los poros teórico).
Figura 4. imágenes de SEM de la auto-ensamblado 300 nm (A), 500 nm (B) y 900 nm (C) embalaje grano coloidal de sílice. PDMS dispositivos se unieron de forma reversible a portaobjetos de vidrio y perlas de volado en el canal usando presión negativa. Después de secado al aire, los dispositivos S / N, los dispositivos PDMS se pelaron del cristal con cuidado y fotografiada. Este tamaño de los poros se estimaron en 60 ± 2, 91 ± 5 y 170 ± 7 nm para 300 nm, 500 nm y 900 nm, respectivamente perlas (n = 9). Estos tamaños de poro estaban cerca del tamaño teórico, ~ 15% del diámetro del grano. (Adaptado de Ref. 25 con permiso de The Royal Society of Chemistry) Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Al aplicar tensión de 30 V a través de la membrana de la perla 300 nm, se observó una zona de agotamiento de iones cerca de la membrana coloidal dentro de un microcanal lleno de unafluorescente de ADN marcado (Figura 5 A, B). Al bajar el voltaje a 25 V en el lado izquierdo, las moléculas de ADN consiguieron acumulan en la forma de un tapón y su concentración aumentó debido al flujo electroosmótico impulsada por una diferencia de tensión de 30 V 25 V a través del canal de muestra (Figura 5 C A, C).
Figura 5. Micrografías de lapso de tiempo muestran la formación de una región de agotamiento de iones cerca de las uniones coloidales nanofluídicos en el canal de llenado de ADN (concentración inicial de 10 nM). La región de agotamiento de iones se inició a t = 10 s y un enchufe de ADN concentrado se generó en V2 = 30 V y V1 = 25 V a través del canal de muestra, mientras que los canales de amortiguamiento se quedaron en tierra. Las líneas de puntos se han utilizado para poner de relieve las paredes de los canales. Un factor de concentración de ~ 1.700 pliegues se logró en 15 min. ucantar una membrana coloidal nm 300. (Tomado de la Ref. 25 con permiso de The Royal Society of Chemistry) Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Las membranas de sílice con un tamaño de grano de 300 nm y 500 nm mostró el factor de concentración más alta a ~ 1.700 veces para el Cy 5 etiquetados ADN (CAA CCG ATG CCA CAT CAT TAG CTA C) dentro de 15 min. (Figura 6 A, B). Las membranas de perlas de sílice recubiertas de polielectrolitos condujeron a un aumento de 200 a 1000 veces en la concentración de ADN después de 15 min. (Figura 6 C, D).
Figura 6. intensidad de fluorescencia de ADN como una función del tiempo para 300 perlas de sílice nm (A) (B) perlas de sílice 500 nm unad (C) 500 perlas de amina de sílice recubiertas-PSS nm y (D) 500 nm HAP / PSS perlas recubiertas carboxilo de sílice. Las líneas de puntos representan el nivel de intensidad de la señal de fluorescencia de 10 nm (A, B, C, D), 17 mM (A, B), 2 M (C) y 10 mm (D) de ADN. Los resultados se han normalizado contra el fondo de fluorescencia. (Tomado de la Ref. 25 con permiso de The Royal Society of Chemistry) Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Tiempo de procesamiento | el modo de grabado | modo de pasivación |
| Tiempo de procesamiento | 6 s | 4,5 s |
| Invadir | 0,5 s | 0 s |
| generador de energía de la platina | 80 W | 60 W |
| generador de energía de la bobina | 600 W | 600 W |
| Gas | SF 6 70 sccm | C 4 F 8 35 sccm |
| velocidad de grabado | 1,47 m / min | |
Tabla 2. Parámetros DRIE.
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Discussion
Siguiendo el esquema de diseño del dispositivo común para estudiar nanofluidos, se han fabricado un cruce nanofluídico entre dos canales de microfluidos mediante el auto-ensamblaje de evaporación impulsado de nanopartículas coloidales en lugar de por litografía modelando una serie de nanocanales. Cuando fluye las partículas coloidales en el canal de suministro de bolitas, una matriz de nanotraps con una profundidad de 700 nm y una anchura de 2 m en ambos lados del canal de suministro de bolitas con una anchura total de 100 micras impedido la suspensión de perlas fluya dentro de la tampón y muestra de canal debido a la tensión superficial en la nanotraps. Una vez atrapado, las partículas coloidales envasados en el canal de suministro de bolitas rápidamente y formó una unión nanoporoso entre la muestra y el tampón de canal.
Es importante para cargar la suspensión de microesferas inmediatamente después de la unión de plasma de manera que la fuerza capilar impulsa la suspensión de microesferas de sílice hasta la entrada de la salida reservoirs en el canal de suministro de bolitas temporalmente hidrófila. Con el fin de evitar que una burbuja de aire que bloquea el flujo en el depósito de entrada, es muy recomendable para llegar a la parte inferior del depósito con una punta de pipeta y luego liberar la suspensión de perlas en el depósito. En el caso de las perlas funcionalizados en la superficie con polielectrolitos, su capacidad de flujo se redujo drásticamente en comparación con las perlas de sílice sin funcionalización de la superficie y tiende a agregarse más fácilmente y se adhieren a la superficie de canal durante el proceso de llenado. Con el fin de evitar una obstrucción del canal con las perlas recubiertas de polielectrolitos, hemos añadido un agente tensioactivo, 0,05% de Tween 20, a la suspensión de perlas. En caso de que aún había un problema de obstrucción durante el llenado, una golpecitos suaves en el chip de PDMS con una punta de pipeta en general, ayudó a resolverlo.
También, es importante que la suspensión de microesferas no se secó completamente fuera después de la evaporación, ya que sería difícil de infiltrate la membrana de la perla con la solución tampón de fosfato de sodio de nuevo. Por lo tanto, después de 3 h de evaporación parcial, todas las entradas y salidas del dispositivo de PDMS fueron grabadas y se mantuvo a 4 ° C para su almacenamiento antes de su uso por lo que el embalaje del grano se mantenga húmedo. Durante los experimentos de preconcentración, el cordón de auto-ensamblado mantuvo su estabilidad estructural en su mayor parte. Sin embargo, en pocos casos, se observó una dislocación de las perlas que indicaban un embalaje defectuoso de las perlas en microcanales. Las perlas de sílice autoensambladas que van de un diámetro de 900 nm a 300 nm después de la auto-ensamblaje se pueden ver en la Figura 4. El tamaño de poro teórico de la empaquetadura del grano fue de ~ 45 nm, aproximadamente ~ 15% de la partícula coloidal diámetro. Pudimos confirmar el tamaño de poro utilizando un análisis de SEM y se mide un tamaño de poro de aproximadamente 20% del diámetro de la perla después de embalar.
El uso de los auto-ensambladas a 300 nm y 500 nm membranas de partículas coloidales como un ion selectivo nanoporous unión, que podría iniciar región de agotamiento de iones a 30 V y concentrar 10 nM Cy5 etiquetado de ADN (CAA CCG ATG CCA CAT CAT TAG CTA C) en un tampón de fosfato de sodio 1 mM (Figura 5). Por fluye continuamente la muestra de ADN hacia la zona de agotamiento de iones con un flujo electroosmótico en una diferencia de voltaje V 2 -V 1 = 5 V, se podría aumentar la concentración de ADN inicial ~ 1.700 pliegues dentro de 15 min. (Figura 6a, b). 500 perlas nm permite la concentración de ADN más robusto de 300 nm perlas, como se muestra en la Figura 6b). Puesto que la concentración electrocinético se basa en un equilibrio de fuerzas entre la fuerza electroosmótico y las fuerzas electroforéticas altamente no lineales, el factor de concentración resultante está determinada por el grado en que este equilibrio de fuerzas se puede mantener durante la concentración electrocinético. 27
Otra ventaja importante de la implementación de las partículas coloidales para la construcción de una unión nanofluídico es la facilidad con la que su surface funcionalización se puede realizar. En lugar de crear un nanochannel a través de unión primero y luego realizar una funcionalización de la superficie en él, podemos simplemente superficie funcionalizar las partículas coloidales en un vial exterior del dispositivo primero y luego fluir en el canal para el auto-ensamblaje. Sobre la base de este enfoque, se podría iniciar ICP usando las partículas de amina de sílice 500 nm recubiertas con una sola capa de PSS y 500 partículas carboxilo de sílice nm recubierto con una capa de PAH y PSS (Figura 6 c y d), a voltajes más bajos (8 V y 10 V, respectivamente) que las partículas coloidales sin funcionalización de la superficie (30 V). Este resultado muestra que la funcionalización de la superficie de las partículas coloidales antes de la auto-ensamblaje fue eficaz para aumentar la carga superficial de las partículas coloidales y resultó en mayor ICP. Sin embargo, en términos del factor de concentración obtenido, la unión de las perlas nanofluídico funcionalizado de la superficie fue menos eficaz que el SI no funcionalizadoperlas lica. Las perlas recubiertas / PSS-amina permitieron un factor de ~ 200, mientras que el carboxilo / PAH / PSS membrana de la perla mostró un aumento de 1.000 veces después de 15 min. (Figura 6d). Este resultado puede explicarse por una mayor carga superficial de las funcionalizado superficie nanoporos que condujeron a un aumento de la longitud de la región de agotamiento de iones empujar el tapón de concentración de la muestra más lejos de la membrana de la perla y, por tanto, a la concentración de menos estable. Creemos que la reducción de la anchura total de la membrana de la perla nanoporoso de Actualmente 1 mm (la sección de la membrana de la perla paralelo al canal de muestra) podría mitigar este problema de inestabilidad. De acuerdo con nuestro estudio anterior, la anchura de la unión nanoporoso determina la cantidad de corriente que pasa iónica a través de él. 28 A medida que aumenta la anchura, los iónicos aumenta la corriente y desde más cationes pueden migrar a través de la membrana, que aumenta la longitud de agotamiento y el tapón de concentración es empujado más lejos de la unión nanoporoso. Tor lo tanto, la acumulación se produce de una manera menos confinado y el tapón de muestra se vuelve menos estable. Empíricamente, la unión debe ser nanoporoso ~ 100-400 micras de ancho. Otra característica de mejorar era un espesor insuficiente de la pared de PDMS de 15 micras entre el canal de muestra y el de suministro de bolitas. Esta sección delgada de PDMS llevó a una unión insuficiente que permitió una corriente iónica entre el tampón y canal de muestra. Por lo tanto, toda la membrana de la perla sección paralela al canal de muestra (1 mm de ancho) estaba actuando como un cruce nanoporoso, incluso aunque sólo 100 m de la perla fue concebido como una membrana de unión nanoporoso de acuerdo con la anchura total de la matriz nanotrap. El espesor de pared PDMS debe ser de al menos 25 micras o más.
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Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por el NIH R21 EB008177-01A2 y Nueva York Universidad de Abu Dabi (NYUAD) Investigación Fondo de Mejoramiento de 2013. Expresamos nuestro agradecimiento al personal técnico del MIT MTL por su apoyo durante la microfabricación y James Weston y Nikolas Giakoumidis de NYUAD para su el apoyo en la toma de imágenes SEM y la construcción de un divisor de tensión, respectivamente. La fabricación del dispositivo de PDMS se llevó a cabo en las instalaciones de microfabricación núcleo de NYUAD. Por último, nos gustaría dar las gracias a Rebecca Pittam del Centro para la Beca NYUAD digital Para la grabación y edición de vídeo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Poly(Styrenesulfonic Acid) Sodium Salt | Polysciences | 08772 | |
| Poly(allylamine) Solution | Sigma Aldrich | 479144-5G | |
| Silica Microsphere - 300 nm | Polysciences | 24321 | |
| Silica Microsphere - 500 nm | Polysciences | 24323 | |
| Silica Microsphere Carboxyl Functional - 500 nm | Polysciences | 24753 | |
| Silica Microsphere Amine Functional - 500 nm | Polysciences | 24756 | |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer kit | Dow Corning | ||
| Trichlorosilane | Sigma Aldrich | 175552 | |
| Ultrasonic Cleaner | Branson | 3510 | |
| Tube Rotator | VWR | 10136-084 | |
| Vortex Mixer | WiseMix | VM-10 | |
| Microcentrifuge | VWR | Micro 1207 | |
| Plasma Cleaner | Harrick Plasma | PDC-001-HP | |
| PDMS Mixer | Thinky | ARE-250 | |
| Oven | Thermo Scientific | PR305220M | |
| Epi-fluorescence Microscope | Nikon | Eclipse Ti | |
| CCD Camera | Andor | Clara | |
| Platinum Electrodes | Alfa Aesar | 43014 | |
| Source Meter | Keithley | 2400 | |
| Digital Multimeter | Extech | 410 | |
| Microscopy Glass Slides | Thermo Scientific | 2951-001 | |
| Tween 20 | Merck Millipore | 822184 | |
| Sodium chloride | Fisher Scientific | 7646-14-5 | |
| Sodium phosphate monobasic | Sigma Aldrich | 71505 | |
| Sodium phosphate dibasic | Sigma Aldrich | S3264 | |
| DNA | IDT | CAA CCG ATG CCA CAT CAT TAG CTA C | |
| B-Phycoerythrin | Life Technologies | P-800 | |
| Dynamic light scattering system for Zeta Potential Measurement | Malvern | Zetasizer Nano S | |
| Photoresist | Shipley | SPR700-1.0 | |
| Projection lithography | Nikon | NSR2005i9 | |
| Reactive Ion Etcher | Applied Materials | AME P5000 | |
| ICP deep reactive ion etcher | STS | STS-6" | |
| Contact lithography | Electronic Visions | EV620 | |
| Photoresist Coater Developer | SSI | SSI 150 | |
| Non-contact surface profiler | Wyko | NT 9800 |
References
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