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Artigo de método

Alto teor de gordura Alimentação Paradigma para larval Zebrafish: Alimentação, Imagens ao vivo, e quantificação da ingestão de alimentos

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DOI:

10.3791/54735

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27 de outubro de 2016

 , 
1Department of Embryology, Carnegie Institution for Science, 2Department of Biology, Johns Hopkins University

Neste artigo

Resumo

O peixe-zebra está emergindo como um modelo valioso de processamento de lipídios na dieta e doenças metabólicas. São descritos protocolos de alimentação de larvas ricas em lipídios, imagens ao vivo de análogos lipídicos fluorescentes da dieta e quantificação da ingestão de alimentos. Essas técnicas podem ser aplicadas a uma variedade de técnicas de triagem, imagem e investigação orientada por hipóteses.

Resumo

O peixe-zebra está emergindo como um modelo de processamento de lipídios na dieta e doenças metabólicas. Este protocolo descreve como alimentar larvas de peixe-zebra com uma refeição rica em lipídios, que consiste em uma emulsão de lipossomas de gema de ovo de galinha criados pela sonicação da gema de ovo em meio embrionário. Instruções detalhadas são fornecidas para rastrear as larvas quanto ao consumo de gema de ovo, para que as larvas que não se alimentam não confundam os resultados experimentais. Os lipossomas de gema de ovo de galinha podem ser enriquecidos com análogos lipídicos fluorescentes, incluindo ácidos graxos e colesterol, permitindo a visualização sistêmica e subcelular do processamento lipídico da dieta. Vários métodos são descritos para montar larvas que são propícias a imagens ao vivo de curto e longo prazo com objetivas verticais e invertidas em alta e baixa ampliação. Além disso, é apresentado um ensaio para quantificar a ingestão de alimentos larvais extraindo os lipídios de larvas alimentadas com análogos lipídicos fluorescentes, identificando os lipídios em uma placa de cromatografia em camada fina e quantificando a fluorescência. Finalmente, são discutidos aspectos críticos dos procedimentos, controles importantes, opções para modificar os protocolos para abordar questões experimentais específicas e possíveis limitações. Essas técnicas podem ser aplicadas não apenas a investigações focadas e orientadas por hipóteses, mas também a uma variedade de telas e técnicas de imagem ao vivo para estudar o metabolismo lipídico da dieta e o controle da ingestão de alimentos.

Introdução

Os mecanismos pelos quais o intestino regula o processamento de lípidos na dieta, o fígado controla complexo metabolismo síntese de lípidos e lipoproteínas, e como estes órgãos trabalhar com o sistema nervoso central para controlar a ingestão de alimentos está compreendida de forma incompleta. É de interesse biomédico para elucidar este biologia à luz dos actuais epidemias de obesidade, doenças cardiovasculares, diabetes e doença hepática gordurosa não-alcoólica. Estudos em cultura de células e camundongos forneceram a maioria da nossa compreensão das relações mecanicistas entre lipídios na dieta e doenças, e peixe-zebra (Danio rerio) estão emergindo como um modelo ideal para complementar este trabalho.

Peixe-zebra tem gastrointestinal semelhante (GI) órgãos, metabolismo lipídico e de transporte de lipoproteínas de vertebrados superiores 1,2, desenvolver-se rapidamente, e são geneticamente tratável. A limpidez óptica do peixe-zebra larval facilita estudos in vivo, uma particulavantagem r para o estudo do sistema de GI como seu meio extracelular (ou seja, bile, microbiota, endócrino sinalização) é praticamente impossível modelo ex vivo. Em conformidade, um corpo de pesquisa que combina a rastreabilidade genética e conducividade a viver imagiologia de larvas do peixe com uma variedade de manipulações dietéticas (elevado teor de gordura, 3,4 5 -colesterol, e dietas -carbohydrate 6,7), e os modelos de doença cardiovascular 8, diabetes 9,10, esteatose hepática 11-13, 14-16 e obesidade, estão surgindo para fornecer uma série de insights metabólicas.

Um aspecto essencial da transição peixe-zebra larval em pesquisa metabólica é a otimização de técnicas desenvolvidas em outros animais modelo para o peixe-zebra e do desenvolvimento de novos ensaios que exploram os pontos fortes únicas do peixe-zebra. Este protocolo apresenta técnicas desenvolvidas e otimizadas para alimentar peixe-zebra larval um Lipi-D refeição rica, visualizar processamento de lipídios na dieta de corpo inteiro para subcelular resolução, e medir a ingestão de alimentos. gema de ovo de galinha foi escolhido para compor a refeição rica em lipídios, já que contém altos níveis de gorduras e colesterol (lipídios compor ~ 58% de gema de ovo de galinha, dos quais ~ 5% é o colesterol, 60% são triglicéridos, e 35% são fosfolipídios ). Gema de ovo de galinha fornece mais gordura do que os alimentos típicos comerciais de peixe-zebra de micropastilha (~ 15% de lipídios) e a vantagem de que é uma alimentação padronizada com percentagens conhecidas de espécies de ácidos graxos específicos, como dietas de peixe-zebra e regimentos de alimentação não foram padronizadas em laboratórios 17. Além disso, os análogos de lipídios fluorescentes fornecidas na gema de ovo visualizar transporte e acumulação de lípidos na dieta 18, componentes celulares de imagem, incluindo gotículas lipídicas, agindo ambos os corantes como vitais 3 e através da incorporação covalente em lípidos complexos, investigar o metabolismo através de cromatografia em camada delgada (TLC) 19 E cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC) (SAF dados não publicados), e fornecer um ensaio quantitativo para a ingestão total de alimentos 20.

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Protocolo

Estes protocolos foram aprovados pela Carnegie Institution for Science Animal Care Institucional e Comitê de Uso (protocolo nº. 139).

1. Preparação de animais

  1. Manter adultos e larvas a 28 ° C em um 14 hr: luz 10 hr: ciclo escuro. Alimente adultos duas vezes por dia com Artemia shell livre (decapsulated, non-incubação, a partir de 14 dpf) e microaglomerados comerciais.
  2. Estes protocolos são optimizados para o uso de 6-7 larvas dpf recolhido por desova natural do fundo AB. Os protocolos podem ser modificados para larvas de outras idades e origens. Não fornecer alimentos exógena antes de 6 dpf.
  3. Anestesiar larvas com tricaina em meios de embrião (EM) (4,2 ml de 4 mg / tricaina ml por 100 ml de Em) à temperatura ambiente (TA).

2. Preparação de rica em lipídios Gema de Ovo Alimentação

  1. Preparar e armazenar as gemas de ovos de galinha. Separar a gema ea clara de 12 ovos de galinha. Reunir as gemas, alíquota de 1 ml em 1,5tubos ml e armazenar a -80 ° C até 1 ano (12 gemas fará ~ 80 alíquotas). Associação A brancos, armazenar e usar como um feed de lipídios-pobre, rica em proteínas.
  2. Prepare analógico lípido fluorescente (s) a ser adicionado à alimentação de gema de ovo, se desejado.
    1. Suspender o, análogo lipídico comprada em pó fluorescente em etanol a 100% ou 100% de clorofórmio a 0,1 mg / mL (ver nota seguinte discussão solventes), da alíquota em tubos de vidro opaco, selar com parafilme e armazenamento de acordo com as instruções do fabricante. Devido à rápida evaporação de solventes orgânicos não usar volumes alíquotas inferior a ~ 400 ul para o armazenamento a longo prazo.
      Nota: Se o análogo de lípido é suspenso em etanol, grandes volumes de o análogo de lípido será utilizado porque secam rapidamente sob N2 de clorofórmio. Se o análogo de lípido é suspenso em etanol que não tem de ser seco e ressuspenso antes de o adicionar à ração lipossoma no passo 2.2.4, mas a concentração total de etanol não deve ser superior a 0.1% na ração de lipossomas para evitar os efeitos fisiológicos potencialmente confusão de etanol.
    2. Para os análogos de ácidos gordos fluorescentes: Preparar um volume total de 20 ml de 5% de emulsão de gema de ovo em EM. A partir desse preparar aliquotas de 5 ml com uma concentração final de 6,4 uM 4,4-difluoro-4-bora-3a, 4a-diaza-s-indaceno (BODIPY C 16) para os ensaios de imagiologia confocal vivo e se alimentar ou 1 ug / ml BODIPY C 12 para imagiologia estereomicroscópio. Transferir a quantidade desejada do análogo de lípido fluorescente dentro de um tubo de plástico de 1,5 ml. Seca-se o lípido sob uma corrente de N 2, tomando cuidado para não soprar o lípido para fora do tubo.
    3. Imediatamente, ressuspender em 5 ul de etanol a 100% por pipetagem de uma corrente para baixo os lados do tubo, adicionar 95 ul de EM, e misturar bem.
      Nota: A mistura deve aparecer homogénea; Se lípido cor permanece sobre os lados do tubo ou do líquido aparece agrupado, o lípido não foi totalmente solubilizado e requer mais etanol. Proteger o tubo from luz e armazenar no gelo.
    4. Para analógico colesterol fluorescente: preparar uma concentração final de 2,4 ug / ml de colesterol em 5 ml de 0,5-5% de emulsão de gema de ovo para estudos de imagem ao vivo. Transferir a quantidade desejada de colesterol para um tubo de plástico de 1,5 ml. Seca-se o lípido sob uma corrente de N 2, tomando cuidado para não soprar o lípido para fora do tubo.
    5. Imediatamente, ressuspender em 15 ul de etanol a 100% RT por pipetagem de uma corrente para baixo os lados do tubo e misturar-se com 85 ul de RT 1% de BSA livre de ácido gordo em H 2 O. purificado Proteger o tubo da luz e armazenar no gelo.
  3. Prepare Gema de Ovo de Lipossomas de alimentação.
    1. Adicionar uma alíquota descongelada de gema de ovo para EM em um tubo de 50 ml. Vortex a mistura de gema de ovo diluída para 1-2 min; a mistura deve parecer ser uma emulsão homogénea.
    2. Despeje a mistura por uma peneira de malha fina para remover conglomerados de proteína e recolher em um novo, fresco tubo de 50 ml.
    3. Sonica pulsote a mistura de ovos com um MICROTIP cônico um quarto de polegada (5 vezes (5 x 1 segundo ligado, 1 seg desligado) parando 5-10 segundos entre cada conjunto; intensidade de saída: 6 W) à temperatura ambiente para criar lipossomas. configurações de energia Sonicator são dependentes instrumento e, portanto, requerem otimização para cada instrumento e MICROTIP.
      Nota: Continuamente mistura agitar à TA de lipossomas para manter a homogeneidade até à sua utilização.
  4. Adicionar o análogo de lípido fluorescente para os lipossomas de gema de ovo, se desejado. Imediatamente após a soni cação, pipetar os lípidos preparados na mistura lipossoma e vórtice a alta velocidade durante 30 segundos para incorporar em lipossomas. Proteger a mistura da luz envolvendo o tubo em folha e continuar balançando à temperatura ambiente.

3. Alimentação Paradigm

  1. Prepare as larvas para a alimentação.
    1. Antes de iniciar a alimentação, as larvas de tela para defeitos morfológicos óbvios que podem impedir a alimentação. Transferência das larvas para 60 mm x 15 mm ou placas de Petri de 6 ou 12 poços PLATES, EM reduzir a um mínimo, e substituir com 5 ml da solução de lipossoma preparado.
    2. Se necessário, a transferência das larvas de controle não alimentado para 5 ml de Em e / ou 5 ml de 5% de clara de ovo em EM e tratar em paralelo.
  2. Agite suavemente as larvas em um balancim incubadas (29-31 ° C a 30 rpm) durante todo o feed para incentivar a ingestão de alimentos, continuando a proteger da luz, se análogos lipídicos fluorescentes estão presentes. Se larvas precisam ser expostos à luz, minimizar a exposição com uma tampa de incubadora de vidros fumados.
  3. No final do período de alimentação, lavar as larvas que nadam livremente em EM 3 vezes.
    Nota: As larvas podem começar a consumir lipossomas em qualquer ponto durante a alimentação. Se é crítico que as larvas começar a alimentação ao mesmo tempo, a tela de ingestão de alimentos (ver 3.4) após 1 h de alimentação e retornar apenas larvas que têm início a alimentação de emulsão de gema de ovo para completar a alimentação.
  4. Tela as larvas neste momento para a ingestão de alimentos como um número pequeno não pode eAT (~ geralmente 0-5%). Examinar os intestinos de larvas que foram anestesiados ou ligeiramente arrefecido em um bloco de metal em gelo para determinar se eles alimentados: larvas que tenham consumido lipossomas terão uma escurecida intestino (Figura 1).
  5. Imagens ou processo de larvas para a ingestão de comida imediatamente. Alternativamente, as larvas lugar em EM fresco e incuba-se a 28 ° C para permitir o processamento metabólico de ocorrer.

4. Montagem Larvas for Imaging ao vivo

  1. Preparação da mídia de montagem.
    1. Por metil celulose 3%: adicionar 0,75 g de metil-celulose a 25 ml de ebulição próximo EM, vórtice, rocha à TA 2-3 dias até que esteja completamente dissolvido, e armazenar a 4 ° C, durante anos a -20 ° C. Os ciclos repetidos de congelamento e descongelamento, a 4 ° C irá remover as bolhas de ar. Armazenar 3% de celulose de metilo em gelo durante a montagem larvas.
    2. Para 1,2% de agarose de baixo-mount: adicionar 0,3 g de agarose de baixa fusão a 25 mL EM e dissolver, trazendo a ferver, alíquota em 2 ml de tUBEs, e manter a 26-28 ° C em um bloco de aquecimento. alíquotas não utilizados podem ser armazenados à temperatura ambiente ou -20 ° C e fervida novamente no momento da utilização. Certifique-se de que agarose é fresco bastante para segurar antes de expor a larvas ou eles podem ser sobre-aquecido.
  2. Para baixa ampliação, de médio rendimento imagens ao vivo, coloque uma lâmina de vidro em um tecido em um bloco de metal no gelo e esperar que o slide para esfriar. Aplique uma quantidade generosa de metilcelulose a 3% (que foi mantido a 4 ° C no gelo) sobre a lâmina, transferir uma larva para a metilcelulose a 3%, utilizando um poker-linha de pesca (linha de pesca de diâmetro 0,41 milímetros colado à extremidade de um tubo capilar de vidro) criar um Troth para drenar o excesso eM (de modo que a metilcelulose não será diluída) e posicionar as larvas se o desejar.
  3. Para a curto prazo (<20 min), de grande ampliação de imagens ao vivo com um objetivo emersão de óleo na posição vertical, montagem larvas com a lamela método lean-to.
    1. Use cola à base de cianoacrilato (Super Bonder) paraanexar AA lamela 22 milímetros x 30 mm a uma extremidade de uma lâmina de vidro. Use um poker para colocar uma linha fina de metilcelulose a 3% no slide ao lado da lamela e transferir as larvas para o slide com uma grande furo Pasteur pipeta. Retire o excesso de EM por isso não vai diluir a metilcelulose.
    2. Usando um póquer, suavemente posicionar larvas no metilcelulose sobre os seus lados (lado esquerdo para cima à imagem mais do fígado, do lado direito para cima para a imagem da vesícula biliar), com as cabeças ao lado da lamela.
    3. Ponto supercola nos cantos de uma segunda lamela e gentilmente colocar uma borda da lamela na lamela montado eo outro no slide, ponte larvas. Tome cuidado para não aplicar pressão excessiva durante esta etapa ou com o objetivo, enquanto imagem de modo a que as larvas permanecem sem ferimentos.
  4. Para longo prazo, imagens de alta ampliação com uma objectiva de imersão vertical, montagem larvas em agarose. Adicionar uma larva de uma pequena alíquota de 1,2% baixo ponto de fusão agarose, em seguida, transferir olarva em um pequeno volume de agarose para uma placa de Petri.
    1. posicionar rapidamente as larvas com um poker antes os solidifica de agarose. Permitir que a agarose a secar durante 2-3 min e cobrir totalmente a agarose com EM frescos para evitar a sua secagem.
  5. Para longo prazo, imagens de alta ampliação com um objetivo invertido, montar larvas em um prato com fundo de vidro em agarose.
    1. Arrefecer um bloco de metal no gelo. Coloque o prato no bloco de metal separadas por um tecido para evitar o resfriamento excessivo e congelamento larval. Transferir uma larva para o prato e remover o EM por absorção com papel absorvente.
    2. Coloque uma gota de 28 ° C agarose de baixo ponto de fusão (1,2%) no topo da larva e posicionar imediatamente com um póquer (lado esquerdo para baixo a melhor imagem do fígado, do lado direito para baixo a imagem da vesícula biliar). Remover prato do bloco frio, deixe secar por 2-3 min, e adicionar um volume suficiente de EM fresco para cobrir a agarose (~ 2-5 ml).

Ingestão 5. AlimentosEnsaio

  1. No fim de uma alimentação de lipossoma de gema de ovo contendo 6,4 uM BODIPY C 16, reunir um mínimo de 10 larvas lavadas em um tubo de plástico de 1,5 ml ou 2, remover o EM, e encaixe congelamento. As amostras podem ser armazenadas a -80 ° C ao abrigo da luz durante vários meses.
    Nota: Se possível, recolher várias repetições. É importante recolher larvas não alimentadas neste passo para normalizar para a fluorescência de fundo de lípido (larvas idealmente a partir da mesma embraiagem são utilizados).
  2. Realizar uma extração de lipídios Bligh-Dyer modificada 3,21.
    1. Adicionar 100 ul de tampão de homogeneização (20 mM de Tris-Cl, EDTA 1 mM) à amostra em gelo (H 2 O, alternativamente, purificado pode ser utilizado). Homogeneizar no gelo com um sonicador MICROTIP (5 segundos no total: 1 segundo em 1 seg desligado). Verifique se as larvas são totalmente homogeneizada; Se não, repita. Transfira para uma ml tubo de cultura de vidro descartável 13 (podem ser utilizados outros tubos de vidro).
      Nota: O clorofórmio é perigosa; praticar todos os ex lipídico subsequenteetapas de tração em temperatura ambiente em uma capa química.
    2. Para cada 100 ul de tampão de homogeneização utilizadas, adicionar 375 ul de 1: 2 (clorofórmio: metanol). 30-60 seg Vortex, incubar 10 min, adicionar 125 ul de clorofórmio por 100 ul de tampão de homogeneização utilizada, e agitar com vortex 30 seg.
    3. Adicionar 125 ul de Tris 200 mM, pH 7,5 por 100 ul de tampão de homogeneização utilizada, vortex 30 seg, e centrifugar (2000 x g, 5 min, temperatura ambiente, protegidas da luz). Remova cuidadosamente as amostras da centrifugadora. Eles vão ser separado em duas fases: uma fase aquosa superior é, uma interface de detritos das larvas, e uma fase orgânica inferior (contém lípidos).
    4. Com uma pipeta de vidro limpo recolher o fundo, fase orgânica e transferi-lo para um tubo de vidro de 13 ml limpo.
      Nota: Tome cuidado para evitar a fase aquosa e detritos larval na interface; se a contaminação ocorre, repita o passo centrifugação e recoleta. Descarte a fase superior, aquosa; pode ser útil para remover e descartar estefase, antes de recolher a fase orgânica. A amostra pode ser armazenada a -80 ° C durante até 1 mês.
    5. Seca-se a fase orgânica sob vácuo (0,12 atm), ao mesmo tempo proteger da luz. Não continue a secar as amostras após o líquido tenha evaporado uma vez que irá reduzir a solubilidade lipídica. Ressuspender os lípidos em 2: 1 (clorofórmio: metanol) e armazenar em gelo. O volume óptimo de clorofórmio: metanol a solução depende do método de detecção utilizado; iniciar e continuar baixo para diluir conforme necessário. A orientação geral é a utilização de 10 ml para 10 larvas em pool.
  3. Manchar todo o volume da amostra em intervalos uniformemente espaçados sobre uma placa de TLC canalizada e digitalizar a placa com um scanner a laser rotineiramente utilizado para imagiologia biomolecular (por exemplo, um leitor de placas fluorescente). Para os análogos de lipídios fluorescentes incluídos na lista de materiais que têm uma maxima de excitação 500-650 maxima nm e emissão 510-665 nm, utilizar um laser de 488 nm e com a coleta de emissão a 520 nm.
    1. Quantificar a fluorescência total de cada local com software de imagem.
      Nota: Corrigir que ocorrem naturalmente fundo lipídico fluorescência subtraindo a fluorescência, amostras de larvas em jejum emparelhados.

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Resultados

Quando alimentados com uma cadeira de balanço em 29-31 ° C, a maioria das larvas saudáveis ​​(≥95%) vai comer dentro de 1 hora. Após a consumir a emulsão de gema de ovo, o intestino das larvas em cor escurece. Muito intestinos escuras pode ser observada em 2 horas (Figura 1). Se as larvas estão em jejum ou não avançam, o intestino continua a ser clara. As larvas ovo alimentado exposições branco Um distendidas lúmen intestinal que não escurece na cor.

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Discussão

As técnicas descritas aqui permitem aos pesquisadores para tratar peixe-zebra larval com uma alimentação rica em lipídios, visualizar o processamento de lípidos na dieta em larvas vivas, e quantificar a ingestão de alimentos larval. Para garantir o sucesso, deve ser dada especial atenção a vários passos críticos. ovos de galinha comerciais variam; para minimizar a variabilidade potencial realizamos todos os ensaios em ovos orgânicos de galinhas livres de gaiolas que não tenham sido enriquecido para ácidos graxos ômega-3...

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Divulgações

Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Meng-Chieh Shen pelas imagens, Jennifer Anderson por fornecer comentários úteis sobre o manuscrito e aos membros do laboratório Farber por suas contribuições no desenvolvimento dessas técnicas. Este estudo foi financiado pelo NIDDK-NIH award RO1DK093399 (S.A.F.), RO1GM63904 (The Zebrafish Functional Genomics Consortium: PI Stephen Ekker e Co-PI S.A.F) e F32DK096786 (J.P.O.). Este conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa necessariamente as opiniões oficiais do NIH. Apoio adicional foi fornecido pela Fundação de Caridade G. Harold e Leila Y. Mathers ao laboratório da S.A.F e à doação da Carnegie Institution for Science.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tricaína (sal de metanossulofnato de etilo 3-aminobenzoato)Sigma-AldrichA5040-25GAnestesia para larvas de peixe-zebra
Ovos de galinhaN/AN/AOvos orgânicos, livres de gaiolas, não enriquecidos para ácidos graxos omege-3
Processador ultrassônico 3000 sonicatorMisonix, Inc.S-3000Para fazer lipossomas de gema de ovo
Sonabox gabinete acústicoMisonix, Inc.432BPara fazer lipossomas de gema de ovo
1/8" microtip cônicoMisonix, Inc.419Para fazer lipossomas de gema de ovo
Frascos âmbar (4 ml, vidro)National Scientific13-425Armazenamento de lipídios; inclui frascos, tampas abertas e septos de tampa
Incu-Shaker Mini Shaker1222U12para rações
BODIPY FL C16 Thermo Fisher ScientificD3821Análogo lipídico fluorescente; (Ácido 4,4-difluoro-5,7-dimetil-4-bora-3a,4a-diaza-s-indaceno-3-hexadecanóico)
BODIPY FL C12 Thermo Fisher ScientificD3822Analógico lipídico fluorescente; (ácido 4,4-difluoro-5,7-dimetil-4-bora-3a,4a-diaza-s-indaceno-3-dodecanóico)
BODIPY FL C5 Thermo Fisher ScientificD3834Analógico lipídico fluorescente; (Ácido 4,4-difluoro-5,7-dimetil-4-bora-3a,4a-diaza-s-indaceno-3-pentanóico)
BODIPY FL C5Thermo Fisher ScientificD2183Analógico lipídico fluorescente; (Ácido 4,4-difluoro-5,7-dimetil-4-bora-3a,4a-diaza-s-indaceno-3-propiónico)
TopFluor colesterol Avanti Lipídios Polares Inc.810255Análogo lipídico fluorescente; 23-(dipirrometeneboro difluoreto)-24-norcolesterol
BSA livre de ácidos graxosSigma-AldrichA0281-1GPara solubilização de colesterol TopFluor
MetilceluloseSigma-AldrichM0387Mídia de montagem para imagens larvais vivas; 75 x 25 x 1 mm
Agarose de baixa fusãoThermo Fisher ScientificBP165-25Mídia de montagem para larvas vivas imagiologia; 22 x 30
lâminas de microscópio VWR VWR 16004-422Montando larvas para imagens ao vivo
Coverslips Vidro de Cobertura12-544AMontagem de larvas para imagens ao vivo
Super colaLoctiteLOC01-30379Montagem de larvas para imagens ao vivo
FluoroDish (prato de fundo de vidro)World Precision Instruments, Inc. FD35-100Montagem de larvas para imagens ao vivo; prato de 35 mm, vidro de 23 mm, espessura de vidro de 0,17 mm   
Microscópio confocalLeica MicrosytemsSP-2, SP-5Microscópio para imagem ao vivo de alta ampliação
EstereoscópioNikonSM21500Microscópio para imagem ao vivo de baixa ampliação
Tubos de cultura de vidro Kimble73500-13100Extração de lipídios; (13 x 100 mm; 13 ml)
Savant SpeedVac Plus ThermoQuestSC210AExtração de lipídios
Placas TLC canalizadasWhatman ScientificWC4855-821 Ensaio deingestão de alimentos; LK5D Sílica Gel 150 A, 20 x 20 cm, 250 um de espessura; Placas
TLC canalizadas descontinuadasAnaltech, Inc.66911Ensaio de ingestão de alimentos; Substituição direta para placas Whatman Scientific TLC
Typhoon 9410 Variable Mode ImagerGE Healthcare9410Leitor de placa fluorescente para ensaio de ingestão de alimentos
Software ImageQuant GEHealthcare29000605Análise de ensaio de ingestão de alimentos
5 3/4' Pipetas de pasteur descartáveis de borosilicato de diâmetro largo    Kimble63A53WTLarvas de transferência
incubado Benchmark

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