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Transplante de Tumores Cerebrais Pediátricos de Zebrafish em Hospedeiros Imune-competentes para Estudo a Longo Prazo do Comportamento de Células Tumorais e Resposta a Medicamentos

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DOI:

10.3791/55712

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17 de maio de 2017

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1Department of Oncological Sciences and Huntsman Cancer Institute, University of Utah School of Medicine, 2Department of Dermatology, University of Utah Health Sciences Center, Salt Lake City

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

O transplante de células cancerosas é uma ferramenta importante para a identificação de mecanismos de câncer e respostas terapêuticas. As técnicas atuais dependem de animais imune-incompetentes. Descrevemos aqui um método para transplantar células tumorais de zebrafish em embriões imunocompetentes para a análise a longo prazo do comportamento de células tumorais e respostas de fármacos in vivo .

Resumo

O transplante de células tumorais é uma técnica importante para definir os mecanismos que controlam o crescimento das células cancerígenas, a migração ea resposta do hospedeiro, bem como para avaliar a potencial resposta do paciente à terapia. Os métodos actuais dependem largamente da utilização de animais singeneicos ou imunocomprometidos para evitar a rejeição do enxerto tumoral. Tais m�odos requerem a utiliza�o de estirpes gen�icas espec�icas que muitas vezes impedem a an�ise de interac�es de c�ulas imuno-tumorais e / ou est� limitadas a antecedentes gen�icos espec�icos. Um método alternativo no peixe-zebra tira proveito de um sistema imunológico incompletamente desenvolvido no cérebro embrionário antes de 3 dias, onde as células tumorais são transplantadas para uso em ensaios de curto prazo ( isto é, 3 a 10 dias). No entanto, estes métodos causam a letalidade do hospedeiro, o que impede o estudo a longo prazo do comportamento das células tumorais e da resposta aos fármacos. Este protocolo descreve um método simples e eficiente para o transplante ortotópico a longo prazo de tecido de tumor cerebral de zebrafish emAo quarto ventrículo de um peixe-zebra imune-competente de 2 dias de idade. Este método permite: 1) estudo a longo prazo de comportamentos de células tumorais, tais como invasão e disseminação; 2) resposta duradoura do tumor às drogas; E 3) re-transplante de tumores para o estudo da evolução do tumor e / ou o impacto de diferentes fundos genéticos do hospedeiro. Em resumo, esta técnica permite que pesquisadores de câncer avaliem enxerto, invasão e crescimento em locais distantes, bem como para realizar análises químicas e testes de competição celular ao longo de muitos meses. Este protocolo pode ser alargado a estudos de outros tipos de tumores e pode ser utilizado para elucidar mecanismos de quimiorresistência e metástase.

Introdução

O transplante de células tumorais em animais imunocomprometidos, particularmente xenoenxertos de ratinho, é uma técnica amplamente utilizada utilizada para estudar mecanismos que controlam a proliferação de células cancerígenas 1 , 2 , sobrevivência, invasão e metástase 3 , 4 , bem como para proporcionar uma plataforma Para rastreio de fármacos 5 , 6 , 7 . Mais recentemente, o transplante de amostras de tumor primário em ratinhos imunocomprometidos tem sido utilizado para gerar modelos de xenoenxertos (PDX) derivados de pacientes para fins de diagnóstico e pré-clínica de drogas e é a espinha dorsal da iniciativa de medicina personalizada 8 , 9 , 10 , 11 . Contudo, evidências significativas mostram que a modulação do sistema imunológicoTronco pode ter um impacto dramático no comportamento do tumor e no resultado do paciente 12,13 . Isto levou ao redesenho de técnicas baseadas em xenoenxerto para incluir ratinhos "humanizados", nos quais o sistema imunitário do ratinho é reconstituído por co-transplante de células imunitárias humanas com células tumorais. No entanto, essa abordagem ainda é tecnicamente desafiadora, com reprodutibilidade variável e toxicidades associadas à técnica, além do custo significativo 14,15. Assim, são necessárias novas técnicas de transplante em animais imunocompetentes para acelerar a descoberta de mecanismos específicos de tumores e de imunidade de progressão do cancro e resposta a fármacos.

Zebrafish são um modelo animal alternativo para o estudo do câncer humano, com mais de 20 modelos de câncer agora estabelecidos 16 , incluindo cérebro muito maligno 17 , mela Noma 18 , 19 , 20 , e cancros pancreáticos 21 , 22 , bem como muitas leucemias 23 , 24 , 25 , 26 , 27 . Dois atributos do sistema de peixe-zebra torná-lo particularmente adequado para a investigação do cancro: 1) a clareza óptica de animais translúcidos permite a visualização direta de comportamentos de células cancerígenas ( ie, proliferação, sobrevivência, invasão e disseminação) usando técnicas de microscopia simples e 2) O zebrafish fêmea pode produzir até 200 embriões por o dia, permitindo a escala rápida de números animais para a seleção genética ou da droga a um custo baixo. Além disso, os genomas de câncer de peixe-zebra e humanos são altamente conservados (incluindo oncogenes e genes supressores de tumor)Permitindo que as descobertas mecânicas e medicamentosas sejam rapidamente traduzidas em sistemas de mamíferos, o que torna o peixe-zebra um modelo animal ideal para técnicas de transplante, que se aproveitam da imagem, escalabilidade e baixo custo do sistema.

Estudos anteriores de transplante de tumores em zebrafish imunocomprometidos facilitaram a identificação de capacidades de auto-renovação, malignidade tumoral e invasão / disseminação 11 , 29 . Estudos a curto prazo do comportamento das células tumorais podem ser conduzidos após o transplante em adultos irradiados com y, cujos sistemas imunológicos são efetivamente suprimidos durante ~ 20 dias 11 , 30 . O tratamento de peixe-zebra adulto com dexametasona suprime as células B e T até 30 dias antes da rejeição 31 . Outra estratégia menos comum emprega estirpes clonal zebrafishQue permitem investigações a longo prazo em um hospedeiro imune-competente 32 . No entanto, apenas um número limitado de estirpes clonais foram geradas e são difíceis de manter devido à baixa fecundidade. Além disso, a maioria dos modelos de tumor zebrafish estabelecidos são gerados em outros antecedentes genéticos, por isso estes tumores não podem ser transplantados para as cepas clonais sem suprimir o sistema imunológico 11 , 33 , 34 . Abordagens mais recentes para melhorar os estudos de transplante a longo prazo incluem o desenvolvimento da linha mutante rag2 E450fs , com comprometimento das funções das células B e T, que tem sido utilizada para transplantar com sucesso vários tipos de câncer 35 , 36 . Para contornar a exigência de linhas de peixe-zebra clonal ou um hospedeiro imunocomprometido, vários grupos utilizaram embriões de fase inicial ( isto é, > 72 hpOst-fertilization (hpf)) para o transplante de células tumorais humanas, uma vez que estes embriões ainda não desenvolveram completamente um sistema imunológico adaptativo 37 , 38 , 39 , 40 , 41 , 42 , 43 . No entanto, estes métodos limitam-se à análise a curto prazo do comportamento das células tumorais ou da resposta ao fármaco (normalmente menos de 2 semanas), porque as células de cancro humano ou a técnica de transplante própria mata o hospedeiro, prevenindo estudos a longo prazo e re-transplante.

Este protocolo detalha um método de transplante embrionário modificado para o lúmen do quarto ventrículo de um cérebro de embrião de 2 dias pós-adubação (dpf). Ele minimiza a toxicidade para o hospedeiro e pode ser combinado com zebrafish cérebro tumor modelos para o enxerto de longo prazo de células tumorais. Assim, esta técnica alBaixos para o re-transplante de células tumorais em novos hospedeiros ao longo de muitas gerações, facilitando futuros estudos sobre heterogeneidade tumoral, hospedeiro / respostas imunes, respostas a fármacos ou potencial metastático. Este método também é simples, eficiente e escalável, já que até 300 transplantes podem ser realizados por um único usuário por dia, com até 90% de enxerto. Isto permite a propagação rápida de tumores primários únicos em centenas de embriões a 2 dpf para projetos genéticos ou de rastreio de drogas ou para visualizar diretamente o comportamento de células tumorais cerebrais em diferentes origens de hospedeiro ao longo de muitos meses.

Protocolo

Todos os procedimentos com animais foram aprovados e seguiram as diretrizes de cuidados com animais do Comitê de Uso e Cuidados de Animais Institucionais da Universidade de Utah (IACUC # 16-03019).

1. Preparação do equipamento para a microinjecção

  1. Preparação da placa de injecção.
    1. Preparar uma solução de 50 mL de agarose a 1,2% dissolvido em água de ovo (0,6 g / L de sal de aquário em água de osmose inversa + 0,01 mg / L de azul de metileno). Ferva a solução até que a agarose se dissolva e, em seguida, suplementar adicionando 0,05 mg / L de azul de metileno. Despeje 25 mL da solução final em uma placa de Petri de 10 cm e deixe solidificar. Colocar os restantes 25 ml de solução de agarose num banho de água a 42 ° C até à fase 1.1.2.
    2. Coloque um copo de 2 polegadas de diâmetro no centro da superfície solidificada e despeje os 25 ml restantes de agarose a 1,2%.
      NOTA: Isto cria uma superfície de injeção na periferia da placa e um núcleo no centro, queFornece uma área para testar o tamanho da agulha e a consistência da suspensão do tumor.
      1. Manter a placa de injecção a 28 ° C durante pelo menos 30 minutos antes da injecção ou a 4 ° C para armazenamento a longo prazo.
  2. Preparação de agulhas para injecção.
    1. Faça as agulhas puxando capilares de 10 cm com uma dimensão exterior de 1,2 mm e uma dimensão interna de 0,9 mm (sem filamento) em duas agulhas num extrator de agulha.
      NOTA: Cada agulha deve medir 6 cm de comprimento total, onde aproximadamente 1,5 cm da extremidade é afilada.
    2. Coloque cuidadosamente a agulha em uma lâmina de microscópio envolto em filme de parafina de plástico. Use uma lâmina de barbear para cortar a ponta da agulha em um ângulo de 45 ° para criar uma agulha com uma abertura na ponta.
      NOTA: Normalmente, são retirados 0,1 mm a 0,3 mm da extremidade da agulha. Não é necessária uma ponta chanfrada para efectuar as injecções.
  3. Prepare a configuração de microinjeção.
      <> Disponha uma configuração padrão de microinjeção, incluindo um estereomicroscópio, um manipulador e um microinjetor para o transplante.

2. Preparação de Embriões para Transplante

  1. Recolher até 500 mitfa w2 embriões 44 (ou embriões de qualquer outro zebra peixe genótipos como definido pelo usuário) como descrito 45 e manter em um 28 ° C incubadora.
  2. Dechorionate os embriões em 24 hpf, adicionando 100 μL de 10 mg / mL solução de cocktail de protease diluído em água de ovo e suavemente rock por aproximadamente 20 min. Enxaguar os embriões 3 vezes com água fresca de ovo para remover a protease residual.
  3. Tela os embriões em 48 hpf para o estágio de desenvolvimento apropriado, como definido pelos critérios padrão da série de estadiamento 45 .
    Nota: Só devem ser utilizados embriões correctamente colocados e morfologicamente normais para o transplante.
  4. AnestesiarAproximadamente vinte embriões de 48 hpf em água de ovo contendo 0,002% de Tricaine-S numa placa de Petri. Confirme a anestesia adequada observando a cessação do movimento.

3. Fazendo uma Suspensão de Células Tumorais

NOTA: Zebrafish cérebro tumor modelos podem ser gerados geneticamente engenharia combinações de oncogenes e tumor supressor genes 17 , 46 , 47 . Aqui, utilizou -se o modelo de peixe- zebra CNS-PNET NRAS WT , p53 zdf1 / zdf1 impulsionado pelo sox10, tal como descrito recentemente 17 .

  1. Eutanizar um peixe com tumor cerebral cuja carga tumoral é aproximadamente 20% do tamanho total do corpo usando uma sobredose de Tricaine-S de 0,4% seguida de imersão em água gelada de acordo com protocolos aprovados pelo IACUC.
  2. Dissecar o tumor marcado fluorescentemente com uma lâmina de barbear e pinças sob uma fluorescênciaMicroscópio usando a técnica estéril e colocá-lo em 5 mL de solução salina tamponada com fosfato 1x (PBS).
    NOTA: Os métodos de dissecação exactos serão definidos pelo utilizador e dependentes do tipo de tumor e localização do tecido. Ver as referências listadas para procedimentos detalhados para a dissecção de diferentes órgãos zebrafish e tumores cerebrais 17 , 48 .
  3. Manualmente perturbar a massa tumoral usando uma pipeta p1000 até que uma solução uniforme, turva se desenvolve. Remova partículas grandes com uma ponta de pipeta ou usando um filtro de células de 40 μm (isto é dependente do tumor). Centrifugar a suspensão à temperatura ambiente durante 5 min a 290 xg e remover o sobrenadante.
    Nota: A triagem celular activada por fluorescência (FACS) não é realizada para isolar células tumorais. Isto permite a transplantação de uma população heterogénea de células estromais, imunes e tumorais.
  4. Ressuspender o sedimento de células tumorais em 100 μL de PBS estéril e transferi-lo para um micro de 1,5 mLTubo de centrifugação. Tomar 5 μL da suspensão celular e diluí-la em 250 μL de PBS. Contar o número de células usando um hemocitômetro. Centrifugar a suspensão durante 3 min a 290 xg, remover o sobrenadante e ressuspender o sedimento em PBS estéril para obter a concentração celular desejada.
    NOTA: Tipicamente, as células ressuspensas em 30-40 μL de PBS estéril produzem uma solução viscosa e opaca (concentração de células ≥ 100 células / nL) e tendem a gerar os transplantes mais bem sucedidos. A viabilidade celular não é avaliada.
  5. Armazenar a suspensão do tumor em um bloco de calor de 28 ° C durante o procedimento de transplante.

4. Injetando a Suspensão do Tumor no Quarto Ventrículo de um Embrião de 2 dpf

  1. Transferir 10-20 embriões anestesiados (do passo 2.4) para a periferia da placa de injecção utilizando uma pipeta de transferência; Os embriões devem cair lateralmente sobre a placa de injeção, com os ventrículos claramente visíveis e acessíveis. Use uma ponta angular para ajustar os embriões conforme necessário e posicione-os longe da borda externa da placa de injeção.
  2. Carregar 1-2 μL da suspensão de células tumorais na agulha de injecção utilizando pontas de pipeta de carga de gel e inserir a agulha no manipulador.
  3. Abaixe manualmente o manipulador, segurando a agulha em um ângulo de 45 °. Ajuste os botões no micromanipulador nas direcções x, y e z até a agulha estar logo acima e aproximadamente 5 mm à direita da cabeça do embrião. Olhe através das oculares do estereomicroscópio e lentamente ajustar o micromanipulador na direção x até que a agulha perfura o quarto ventrículo do embrião. Não permita que a agulha perfure o coração ou a gema.
    1. Empurre o pedal de pé ligado ao microinjector para injectar a suspensão de células tumorais.
      NOTA: A pressão e o tempo de injeção variam de acordo com o tamanho do furo da agulha, mas um bom ponto de partida é 5 - 10 PSI e 50 - 100 ms.O volume de células tumorais injectadas pode ser avaliado com técnicas de gota de óleo convencionais por injecção em óleo mineral, se desejado 49 . Injecções de 500 pL com um diâmetro de gota de 0,1 mm tipicamente dão os melhores resultados.
  4. Enxaguar suavemente os embriões injetados da placa de injeção e em uma placa de Petri usando água de ovo fresco. Manter os embriões em água de ovo para os procedimentos restantes ou até que eles sejam cultivados em tanques (como descrito no passo 4.9.1).
  5. Inspecionar os embriões injetados sob um estereomicroscópio de fluorescência. Confirmar que a pressão de injeção, ângulo, tamanho da agulha e viscosidade da suspensão celular resultam em células tumorais que enchem 25-50% do espaço ventricular. Ajuste esses parâmetros conforme necessário.
  6. Repita os passos 4.1-4.5 para quaisquer embriões restantes. Anestesiar os embriões adicionais conforme necessário (descrito no passo 2.4).
    NOTA: Um usuário experiente pode injetar até 300 embriões em 3-4 h.
  7. Coloque os embriões de voltaA incubadora a 28 ° C durante a noite.
  8. No dia seguinte, avaliamos a sobrevivência do embrião examinando aspectos morfológicos e fisiológicos, como o desenvolvimento normal do coração e do cérebro, conforme descrito 45 .
  9. Para o rastreio, anestesiar os embriões, tal como descrito no passo 2.4, 1 dia após o transplante (dpt).
    1. Utilizar uma pipeta de transferência para adicionar 4% de metilcelulose no meio de uma placa de Petri e adicionar os embriões à gota de metilcelulose. Oriente os embriões (lado ventral voltado para a fonte de luz) usando uma sonda angulada e tela para um tamanho de enxerto consistente usando um microscópio de fluorescência. Remova quaisquer embriões com células tumorais não confinadas ao ventrículo ou aquelas que contêm células tumorais que abrangem menos de 25% do espaço ventricular.
      Nota: Enxerto consistente é definido como embriões com uma única massa tumoral que engloba 25-50% do espaço ventricular 17 . Para fins de triagem, use uma fluorescência sTereomicroscope com um objetivo 1X, uma abertura numérica de 0.15, uma ampliação que varia de 0.7-1.6X, e um tempo de exposição de 50 ms a 1 s. Para todas as imagens, utilize o canal de campo claro além do canal GFP ou RFP.
    2. Para manutenção de tumores, coloque os embriões transplantados em tanques para crescer 45 a 8 dpf (6 dpt).

5. Imaging Transplanted Embryos para Comportamentos Celulares

  1. Anestesiar os embriões a 3-8 dpf (1-6 dpt) e montar (lado dorsal voltado para a lamela) em 1,2% de agarose de baixo ponto de fusão. Executar imagens de lapso de tempo dos embriões montados usando um microscópio confocal de varredura a laser durante o período de tempo desejado para visualizar comportamentos celulares, como migração, divisão celular ou interações célula-célula, conforme necessário 38 , 43 , 53 .
    NOTA: Use uma proporção de 1.024 x 1.024, uma velocidade de digitalização de 8 & #181; s / pixel. Utilizar a média da varredura e definir as dimensões da profundidade z para assegurar a captura de toda a massa tumoral (1.000-1.500 μm). Além disso, realize experimentos de 4-h time-lapse, adquirindo uma imagem a cada 10-15 min usando um objetivo de 40x, para monitorar comportamentos invasivos. A sensibilidade do detector irá variar dependendo da intensidade da massa tumoral, ea potência do laser será dependente do microscópio, mas é geralmente recomendado estar entre 15 e 40%.
  2. Uma vez que a imagem esteja completa, liberte o embrião montado da agarose usando uma ponta angular e transfira-a para uma placa de Petri com água fresca de ovo.

6. Administração de fármacos para embriões transplantados e avaliação da carga tumoral 17

  1. Anestesiar os embriões a 3 dpf e orientá-los em 4% de metilcelulose, com o lado ventral voltado para a fonte de luz. Imagem dos embriões pré-tratamento utilizando um microscópio de fluorescência 17 .
  2. PlaEm embriões transplantados a 3 dpf em uma placa de 12 poços, com 10 embriões por poço em 0,5 mL de água de ovo. Adicionar a quantidade apropriada de fármaco para obter a concentração final desejada ( por exemplo, inibidor de MEK 50 μM) e devolver os embriões a uma incubadora a 28 ° C. No dia seguinte, remova a água do ovo tratada com fármaco com uma pipeta de transferência de furo fino e adicione tratamento fresco. Repita isso diariamente até que os embriões atinjam 8 dpf.
  3. Em 8 dpf, retire os embriões do tratamento de droga e colocá-los em água de ovo fresco. Anestesiar os embriões e orientar (face ventral voltada para a fonte de luz) em metilcelulose a 4%. Image embriões pós-tratamento usando um microscópio de fluorescência. Quantificar a área do tumor usando o software apropriado, conforme descrito 17 .
  4. Separe os embriões conforme apropriado por tratamento e coloque-os em tanques para crescer. Após 4-9 semanas, anestesiar o peixe e avaliá-los para carga tumoral global usando um estereomicroscópio de fluorescência padrão, como dEscreveu 17 .

Resultados

Transplante e enxerto de tumor

Um esquema esquematizado do procedimento é representado na Figura 1 . As células tumorais marcadas fluorescentemente são extraídas do local do órgão primário e é gerada uma suspensão de célula única para transplante para o quarto ventrículo de embriões de peixe- zebra w2 de 2 dpf mitfa w2 . A Figura 2 mostra os resultados representativos para este método utilizando um modelo zebrafish de tumor ectodérmico neural primitivo do sistema nervoso central (CNS-PNET), no qual o promotor sox10 dirige a expressão de NRAS de tipo selvagem ou NRAS activado fundido a mCherry em células precursoras oligonucleares deficiente em p53 17 . O mutante mitfa w2 zebrafish 44 , que não possui melanóforos, foi utilizado para visualizar mais prontamenteAs células tumorais após o transplante e / ou na idade adulta. Podem também ser utilizados outros mutantes de pigmento para proporcionar clareza de imagem adicional, tal como Casper 50 . Tão cedo quanto 24 h após o transplante, as células tumorais podem ser vistos invadindo o tecido cerebral circundante ( Figura 2A , 3 dpf, setas). Os enxertos tumorais continuam a crescer no ventrículo e tecido cerebral circundante ao longo da próxima semana ( Figura 2A , 8 dpf). Neste momento, a fluorescência também pode ser observada na região dos rins ( Figura 2A , asteriscos). Isto pode ser devido aos rins que filtram os detritos celulares do transplante, o que é consistente com estudos prévios que utilizam corantes fluorescentes como um ensaio para avaliar a função renal 51 . Células tumorais continuam a proliferar e invadir, por isso em 28 dpf, uma massa tumoral pode ser visto em todo o cérebro peixe-zebra ( Figura 2A , 28 dpf).

Figura 2B . O enxerto tumoral é tipicamente alcançado em 80-90% dos embriões, e os transplantes de tumor persistem até a idade adulta; Três exemplos representativos são mostrados nos painéis inferiores da Figura 2B . Isto permite que os transplantes de tumor sejam colhidos e congelados ou re-transplantados ao longo de várias gerações.

Invasão tumoral e respostas aos fármacos

A Figura 3A ilustra um esquema de co-transplantação em que dois tumores diferentes marcados com GFP (Tumor A) ou mCherry (Tumor B) são colhidos por todo o tumorOu dissociação (note que o FACS não é usado aqui, mas as células tumorais classificadas por FACS podem ser usadas se necessário). Os tumores A e B podem ser de locais diferentes, induzidos com oncogenes diferentes ou induzidos em diferentes fundos genéticos. Cada tumor é processado numa suspensão de célula única, e as células tumorais são então misturadas juntas numa proporção de 1: 1 e transplantadas para o embrião de 2 dpf. As propriedades tumorais, tais como o enxerto, o crescimento, a invasão e a disseminação do tumor A versus tumor B podem então ser observadas no mesmo hospedeiro que permite controlos internos da técnica e do fundo genético.

Na Figura 3B , foi colhido e processado em suspensões de célula única um CNS-PNET zebrafish marcado com NRAS , marcado com mCherry a partir do tectum óptico e um CNS-PNET marcado com GFP do cerebelo. As células foram contadas, e um número igual de células de cada tumor foi misturado em conjunto e transplantado para embriões de 2 dpf. Quatro diasApós o transplante, os embriões foram fotografados com microscopia confocal. Mostrado é um embrião representativo demonstrando que as células tumorais tectum (vermelho) migram mais extensivamente para o cérebro hospedeiro (setas) do que o tumor cerebelar.

Os embriões transplantados com células tumorais marcadas fluorescentemente podem ser utilizados em regimes de tratamento de fármacos para identificar compostos que inibem o crescimento tumoral. A Figura 3C é uma linha de tempo típica para tratar e imaginar transplantes de tumor. 24 h após o transplante, os embriões são acedidos por tamanho de enxerto consistente e divididos em grupos de tratamento. No exemplo fornecido, os embriões transplantados com CNS-PNET zebrafish marcados com NRAS , tratados com NRAS são tratados com dimetilsulfóxido (DMSO) 50 μM ou inibidor de MEK (AZD6244). Os embriões são tratados durante 5 dias e formados em imagem a 8 dpf, como delineado na Figura 3C . A figura 3D (painéis esquerdos) mostra E animais dos dois grupos de tratamento. Os embriões tratados com inibidor de MEK têm uma quantidade significativamente menor de fluorescência do que os tratados com DMSO, como descrito 17 . Depois que os animais são fotografados, eles são transferidos para tanques sem drogas e monitorados para o crescimento tumoral durante dois meses. No exemplo fornecido, o tratamento com inibidor de MEK resulta numa resposta duradoura no peixe adulto ( Figura 3D , painéis direitos). Para mais detalhes sobre o tratamento medicamentoso, imagiologia e quantificação, ver referência 17 .

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Figura 1: Esquema de Protocolo de Transplante de Células Tumorais no Quarto Ventrículo de Embriões de Zebrafish de 2 dpf. Esquema geral das seções 3 a 4 do protocolo, incluindo análises de pontos de extremidade alternativas (seções 4.9-6)./55712/55712fig1large.jpg "target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

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Figura 2: Injerto de tumor e progressão. (A) Zebrafish primário CNS-PNET 17 células tumorais marcadas com mCherry foram transplantadas para o quarto ventrículo de 2 dpf embriões. Em 3 dpf, as células tumorais são vistas invadindo o tecido cerebral circundante (setas). Em 8 dpf, as células tumorais estão crescendo no ventrículo; Vermelho células tumorais também estão presentes no tecido cerebral circundante e rins (asteriscos). Em 28 dpf, as células tumorais invadiram e cresceram em todo o cérebro hospedeiro. (B) Painel superior. Sete embriões de 3 dpf transplantados com células de tumor cerebral zebrafish marcadas com mCherry. As células tumorais podem ser transplantadas consistentemente em centenas de embriões, com altas taxas de enxerto ( isto é, tipicamente 85/100 embriões). Médio eInferior. Três peixes adultos representativos com tumores transplantados 4-8 semanas após a fecundação (wpf). Os tumores podem ser visualizados por microscopia de fluorescência. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 3: Comparação de Invasão de Tumor e Resposta de Medicamento. ( A ) CNS-PNET 17 a partir do tectum óptico ou cerebelo são marcados com mCherry ou GFP, respectivamente, processados ​​numa suspensão de célula única, misturados em conjunto numa proporção de 1: 1 e co-transplantados em embriões de 2 dpf. ( B ) Um embrião de 6 dpf co-transplantado com uma suspensão mista de células de tumor cerebelar marcadas com GFP e células tumorais marcadas com mCherry a partir do tectum óptico. As diferenças nas propriedades invasivas de cada tumor em tO mesmo receptor pode ser observado usando microscopia de fluorescência. Neste exemplo, as células tumorais marcadas com mCherry migram mais extensivamente do que as marcadas com GFP (setas). ( C ) Cronologia para tratamento com fármaco em embriões transplantados com células tumorais. ( D ) Imagens de animais representativos no final do regime de tratamento (8 dpf) e 8 semanas após o tratamento (8 wpf), quer com um controlo de DMSO quer com um inibidor de MEK 50 μM. A carga tumoral pode ser medida quantificando a fluorescência, como descrito 17 . Nesta experiência, o crescimento de células tumorais marcadas com mCherry é reduzido em embriões tratados com inibidor de MEK e traduz-se numa resposta duradoura no adulto. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

Este protocolo detalha um ensaio de transplante simples e eficiente que envolve a injeção de células tumorais de peixe-zebra no ventrículo de um embrião de 2 dpf que desenvolverá um sistema imunológico plenamente competente. Até agora, o peixe-zebra CNS-PNET 17 e o melanoma (dados não apresentados) foram transplantados com sucesso para estudos a longo prazo do comportamento e invasão de células tumorais. As etapas críticas deste protocolo incluem assegurar o tamanho apropriado do furo da agulha e a adequada suspensão de células tumorais e embriões hospedeiros adequadamente anestesiados. Para cada pesquisador individual, a optimização adicional desta técnica pode incluir o ajustamento da concentração de células tumorais, a pressão de injecção e a orientação do embrião. Além disso, pode haver heterogeneidade na viscosidade de suspensões originárias de diferentes tumores, pelo que diferentes tipos de tumores podem ser mais ou menos difíceis de re-suspender e transplantar. No entanto, ajustando o tamanho do furo da agulha e usandoAlugue as diluições da suspensão do tumor, é possível superar as dificuldades associadas com as viscosidades tumorais.

Em nossa experiência, as razões mais comuns para células esparsas / massas de células inconsistentes no ventrículo são as seguintes: 1) a suspensão de células tumorais é muito diluída; 2) o tamanho do furo da agulha é muito pequeno; 3) o tempo ea pressão da injeção são muito baixos; E / ou 4) tecido remanescente não foram filtrados a partir do tumor e são alojados na agulha. Quando a suspensão de células tumorais sai do ventrículo após a injecção, é provavelmente devido a: 1) a colocação da agulha contra o pavimento do ventrículo; 2) uma alta pressão e tempo de injeção; E / ou 3) um tamanho de furo da agulha que é demasiado grande. A baixa sobrevivência de embriões transplantados pode ser causada por: 1) embriões anestesiados por um longo período de tempo; 2) deixar os embriões na placa de injeção para secar; 3) a injecção de bolhas de ar no ventrículo; E / ou 4) órgãos vitais penetrantes, tais como o cérebro eCoração, porque a agulha passou pelo ventrículo.

Métodos anteriores de transplante de tumores no cérebro de zebrafish adulto ou embrionário dependem de imunossupressão em adultos (geneticamente, farmacologicamente ou via radiação) ou estão limitados a estudos a curto prazo de células humanas ou de ratinho em embriões 38 , 43 , 52 , 53 , 54 . Por exemplo, tumores cerebrais de ratinho podem ser injectados intranasalmente em dexametasona imunossuprimida, 30-dpf, peixe-zebra juvenil para utilização em ensaios de fármaco pré-clínicos a curto prazo (~ 2 dias) 54 . No entanto, o local de injecção nestes experimentos é obscurecido pelo crânio e tecido cerebral e provavelmente resulta em danos ao tecido cerebral normal, o que reduz a viabilidade do hospedeiro e a eficiência do enxerto. Outro método recentemente descrito envolve a injecção de gliob humanoLastoma na região do mesencéfalo de embriões de peixe-zebra, o que possibilitou a análise de curto prazo do crescimento, invasão e resposta às drogas 43 . Novamente, a localização precisa do local de injecção é variável e provoca danos no tecido normal. Assim, os métodos anteriores de transplante de cérebro embrionário muitas vezes comprometem a viabilidade dos hospedeiros, limitando estes estudos à análise de curto prazo ( isto é, 2 a 14 dias), causando maior variabilidade entre as injeções individuais devido a locais de injeção obscurecidos, Análise de longo prazo de comportamentos celulares e respostas de drogas ou de re-transplante através de várias gerações.

O método aqui descrito aborda as limitações atuais em técnicas de transplante embrionário e imunocomprometido do peixe-zebra, permitindo aos pesquisadores: 1) injetar reprodutivamente no mesmo local, com danos mínimos ao tecido circundante; 2) visualizar diretamente o local da injeção para maximizarEficácia do enxerto; 3) transplante centenas de embriões por dia; 4) permitem que os tumores cresçam em animais imunocompetentes; 5) permitem a monitorização do comportamento das células tumorais e respostas duradouras ao fármaco durante a vida do peixe-zebra; E 6) permitem o re-transplante de tumores ao longo de muitas gerações para estudos potenciais sobre a evolução tumoral ou mecanismos de recaída de fármaco. Além disso, este protocolo permite que os investigadores utilizem qualquer genótipo zebrafish para a avaliação da resposta do hospedeiro, incluindo diferentes populações imunes. Esses atributos tornam este método facilmente adaptável por qualquer laboratório que já executa microinjeções padrão em zebrafish. Finalmente, embora este método seja ideal para injeções ortotópicas de tumores cerebrais de peixe-zebra, quando transplantando outros tipos de tumores, como fígado ou pâncreas, o sítio ortotópico pode ser mais importante do que a competência imunológica ( por exemplo, se um pesquisador estiver estudando os efeitos do estroma Microambiente no crescimento tumoral). Neste cenário, oRecém-desenvolvido, imune deficientes zebrafish modelos podem ser mais adequados para a realização de transplantes de tumor ortotópico [ 11] .

Este protocolo tem sido utilizado para realizar ensaios de competição de células tumorais e para injectar tumores duplamente marcados. Foi também discutida uma potencial estratégia de tratamento para a avaliação da eficácia de compostos químicos na tumorigênese, que envolve o tratamento de embriões pós-transplante através da adição do fármaco à água. Um método para o tratamento ex vivo de células tumorais antes da transplantação também foi relatado anteriormente 17 . Adicionalmente, os tumores transplantados foram agrupados para várias rondas de re-transplante, o que será benéfico para estudos de evolução tumoral e quimiorresistência 17 . Actualmente, os estudos pré-clínicos dependem de xenoenxertos de ratinho para avaliar a eficácia de compostos potenciais. No entanto, esses estudos levam muito tempoE caro. Considerando o elevado grau de conservação das vias de sinalização oncogénicas entre o peixe-zebra e os seres humanos 28 , é de esperar que este método complementará estudos convencionais de células humanas e de ratinho para permitir a identificação mais rápida de compostos eficazes entrando em ensaios clínicos e pré-clínicos. Em última instância, este método poderia revelar-se útil para o rastreio químico rápido de tumores de pacientes primários, o que poderia impulsionar ainda mais a iniciativa de medicina personalizada. No entanto, as condições para o crescimento a longo prazo de células humanas em peixe-zebra (adulto ou embrião) ainda precisam ser identificados.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Agradecemos aos dois revisores por excelentes sugestões e melhorias ao manuscrito. Agradecemos também Huntsman Cancer Institute / Universidade de Utah para a pecuária e manutenção. Este trabalho foi financiado pela American Cancer Society (# 124250-RSG-13-025-01-CSM), um NIH subvenção (P30 CA042014 CRR programa), a Universidade de Utah Seed Grant, e Huntsman Cancer Foundation.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Água de ovoem casamantendo embriões, fazendo placa de injeção 
Azul de MetilenoSigma-AldrichM9140adicione à água do ovo para prevenir o crescimento de fungos
Placa de PetriThermo FisherFB0875711Z embriões de alojamento, fazendo a placa da injeção
Copo de 50 mL (diâmetro de 2 polegadas)Qualquer marcafazendo placa de injeção
AgaroseDenvilleCA3510-8fazendo placa de injeção
Recipiente de VidroQualquer marcafazendo placa de injeção
PinçasFerramentas de Ciência Fina11295-10dissecção de tumor
Lâmina de barbearThermo Fisher12640preparação de agulha, dissecção de tumor
Lâmina de vidro envolvida em parafilmeQualquer preparação de agulha de marca
Tampão com fosfato Salino 1x, pH 7.4Life Technologies10010023ressuspensão de tumor
Filtro de células, 40 µ mCorning Falcon352340ressuspensão tumoral
1.000 µ L pontas de filtroqualquer ressuspensão de tumor de marca
100 µ Filtro Lderruba qualquer ressuspensão de tumor de marca
Tubos cônicos de 50 mLGenesee Scientific 21-108ressuspensão tumoral
tubos cônicos de 15 mLGenesee Scientific 21-103 ressuspensão tumoral
Microtubos de 1,7 mLGenesee Scientific 24-281ressuspensão tumoral
MicropipetasQualquer marcade ressuspensão tumoral e transplante
Capilar de vidro (sem filamento)World Precision Instruments  TW120-4transplante de tumor
Extrator de agulhaSutter InstrumentsP-97transplante de tumor
Pontas de microcarregadorEppendorf930001007transplante de tumor
MicroinjetorHarvard ApparatusPLI-90transplante de tumor
Tricaine-S (MS-222)Western ChemicalTRS1transplante de tumor, anestésico
Sonda angularFine Science Tools10140-02manipulação de embriões
Pipeta de transferênciaQualquer manipulação de embriões de marca
CentrífugaEppendorf5810Rnecessária durante a ressuspensão do tumor
MicrocentrífugaEppendorf5424necessária durante a ressuspensão do tumor
EstereomicroscópioOlympusTransplante de tumorSZ61
Estereomicroscópio fluorescenteOlympusSZX16imagem transplantes de tumor
Microscópio CâmeraOlympusDP-72imagem transplantes de tumor
Metilcelulose Sigma-AldrichM7140transplantes de tumores
de imagem IncubadoraQualquer marcaque mantém embriões, aquecendo a placa de injeção
MicroondasQualquer marcaque faz a placa de injeção
EscalaQualquer marcaque faz a placa de injeção
LuvasQualquer marcatodos os aspectos do protocolo
Agarose de baixa fusãoconfocal de embriõesqualquer marca
Placa de fundo de vidroMattek CorporationP35G-1.0-20-Cimagem confocal de embriões
Microscópio confocal de varredura a laserOlympusFLUOVIEW FV1200imagem confocal de embriões
PronaseRoche Diagnostics11459643001embriões
PBSQualquer marcaressuspende células tumorais/tumorais
Placa de 12 poçosQualquer marcatratamento medicamentoso de embriões
Pipeta de transferência de calibre finoQualquer marcatratamento medicamentoso de embriões
HemocitômetroQualquer marcaPara contagem de células tumorais em suspensão
N2Qualquer marca comercialPara configuração de microinjetores
comercial comercial comercialcomercialcomercial comercial comercial comercial comercial comercial comercial Imagem de comercialdescorionados comercial comercial comercial comercial

Referências

  1. Shaw, T. J., Senterman, M. K., Dawson, K., Crane, C. A., Vanderhyden, B. C. Characterization of intraperitoneal, orthotopic, and metastatic xenograft models of human ovarian cancer. Mol Ther. 10 (6), 1032-1042 (2004).
  2. Stephen, R. M., et al. Monitoring the development of xenograft triple-negative breast cancer models using diffusion-weighted magnetic resonance imaging. Exp Biol Med. 237 (11), 1273-1280 (2012).
  3. Deroose, C. M., et al. Multimodality imaging of tumor xenografts and metastases in mice with combined small-animal PET, small-animal CT, and bioluminescence imaging. J Nucl Med. 48 (2), 295-303 (2007).
  4. Saxena, M., Christofori, G. Rebuilding cancer metastasis in the mouse. Mol Oncol. 7 (2), 283-296 (2013).
  5. Johnson, J. I., et al. Relationships between drug activity in NCI preclinical in vitro and in vivo models and early clinical trials. Br J Cancer. 84 (10), 1424-1431 (2001).
  6. Kerbel, R. S. Human tumor xenografts as predictive preclinical models for anticancer drug activity in humans - Better than commonly perceived - But they can be improved. Cancer Biology & Therapy. 2 (4), S134-S139 (2003).
  7. Scholz, C. C., Berger, D. P., Winterhalter, B. R., Henss, H., Fiebig, H. H. Correlation of Drug Response in Patients and in the Clonogenic-Assay with Solid Human Tumor Xenografts. Eur J Cancer. 26 (8), 901-905 (1990).
  8. Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Res. 73 (17), 5315-5319 (2013).
  9. Cho, S. Y., et al. An Integrative Approach to Precision Cancer Medicine Using Patient-Derived Xenografts. Mol Cells. 39 (2), 77-86 (2016).
  10. Hiroshima, Y., et al. Patient-derived mouse models of cancer need to be orthotopic in order to evaluate targeted anti-metastatic therapy. Oncotarget. 7 (44), 71696-71702 (2016).
  11. Moore, J. C., Langenau, D. M. Allograft Cancer Cell Transplantation in Zebrafish. Adv Exp Med Biol. 916, 265-287 (2016).
  12. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144 (5), 646-674 (2011).
  13. Dranoff, G. Experimental mouse tumour models: what can be learnt about human cancer immunology. Nat Rev Immunol. 12 (1), 61-66 (2011).
  14. Richmond, A., Su, Y. Mouse xenograft models vs GEM models for human cancer therapeutics. Dis Model Mech. 1 (2-3), 78-82 (2008).
  15. Bernard, D., Peakman, M., Hayday, A. C. Establishing humanized mice using stem cells: maximizing the potential. Clin Exp Immunol. 152 (3), 406-414 (2008).
  16. White, R., Rose, K., Zon, L. Zebrafish cancer: the state of the art and the path forward. Nat Rev Cancer. 13 (9), 624-636 (2013).
  17. Modzelewska, K., et al. MEK Inhibitors Reverse Growth of Embryonal Brain Tumors Derived from Oligoneural Precursor Cells. Cell Rep. 17 (5), 1255-1264 (2016).
  18. Patton, E. E., et al. BRAF mutations are sufficient to promote nevi formation and cooperate with p53 in the genesis of melanoma. Curr Biol. 15 (3), 249-254 (2005).
  19. Dovey, M., White, R. M., Zon, L. I. Oncogenic NRAS cooperates with p53 loss to generate melanoma in zebrafish. Zebrafish. 6 (4), 397-404 (2009).
  20. Santoriello, C., et al. Kita driven expression of oncogenic HRAS leads to early onset and highly penetrant melanoma in zebrafish. PLoS One. 5 (12), e15170(2010).
  21. Park, S. W., et al. Oncogenic KRAS induces progenitor cell expansion and malignant transformation in zebrafish exocrine pancreas. Gastroenterology. 134 (7), 2080-2090 (2008).
  22. Liu, S., Leach, S. D. Screening pancreatic oncogenes in zebrafish using the Gal4/UAS system. Methods Cell Biol. 105, 367-381 (2011).
  23. Langenau, D. M., et al. Myc-induced T cell leukemia in transgenic zebrafish. Science. 299 (5608), 887-890 (2003).
  24. Langenau, D. M., et al. Cre/lox-regulated transgenic zebrafish model with conditional myc-induced T cell acute lymphoblastic leukemia. Proc Natl Acad Sci U S A. 102 (17), 6068-6073 (2005).
  25. Sabaawy, H. E., et al. TEL-AML1 transgenic zebrafish model of precursor B cell acute lymphoblastic leukemia. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (41), 15166-15171 (2006).
  26. Chen, J., et al. NOTCH1-induced T-cell leukemia in transgenic zebrafish. Leukemia. 21 (3), 462-471 (2007).
  27. Feng, H., et al. Heat-shock induction of T-cell lymphoma/leukaemia in conditional Cre/lox-regulated transgenic zebrafish. Br J Haematol. 138 (2), 169-175 (2007).
  28. Howe, K., et al. The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome. Nature. 496 (7446), 498-503 (2013).
  29. Li, P., White, R. M., Zon, L. I. Transplantation in zebrafish. Methods Cell Biol. 105, 403-417 (2011).
  30. Traver, D., et al. Effects of lethal irradiation in zebrafish and rescue by hematopoietic cell transplantation. Blood. 104 (5), 1298-1305 (2004).
  31. Stoletov, K., Montel, V., Lester, R. D., Gonias, S. L., Klemke, R. High-resolution imaging of the dynamic tumor cell vascular interface in transparent zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (44), 17406-17411 (2007).
  32. Streisinger, G., Walker, C., Dower, N., Knauber, D., Singer, F. Production of clones of homozygous diploid zebra fish (Brachydanio rerio). Nature. 291 (5813), 293-296 (1981).
  33. Mizgirev, I., Revskoy, S. Generation of clonal zebrafish lines and transplantable hepatic tumors. Nat Protoc. 5 (3), 383-394 (2010).
  34. Mizgireuv, I. V., Revskoy, S. Y. Transplantable tumor lines generated in clonal zebrafish. Cancer Res. 66 (6), 3120-3125 (2006).
  35. Tenente, I. M., Tang, Q., Moore, J. C., Langenau, D. M. Normal and malignant muscle cell transplantation into immune compromised adult zebrafish. J Vis Exp. (94), (2014).
  36. Tang, Q., et al. Optimized cell transplantation using adult rag2 mutant zebrafish. Nat Methods. 11 (8), 821-824 (2014).
  37. Geiger, G. A., Fu, W., Kao, G. D. Temozolomide-mediated radiosensitization of human glioma cells in a zebrafish embryonic system. Cancer Res. 68 (9), 3396-3404 (2008).
  38. Kitambi, S. S., et al. Vulnerability of glioblastoma cells to catastrophic vacuolization and death induced by a small molecule. Cell. 157 (2), 313-328 (2014).
  39. Lally, B. E., et al. Identification and biological evaluation of a novel and potent small molecule radiation sensitizer via an unbiased screen of a chemical library. Cancer Res. 67 (18), 8791-8799 (2007).
  40. Vittori, M., Motaln, H., Turnsek, T. L. The study of glioma by xenotransplantation in zebrafish early life stages. J Histochem Cytochem. 63 (10), 749-761 (2015).
  41. Yang, X. J., et al. A novel zebrafish xenotransplantation model for study of glioma stem cell invasion. PLoS One. 8 (4), e61801(2013).
  42. Zhao, H., Tang, C., Cui, K., Ang, B. T., Wong, S. T. A screening platform for glioma growth and invasion using bioluminescence imaging. Laboratory investigation. J Neurosurg. 111 (2), 238-246 (2009).
  43. Welker, A. M., et al. Correction: Standardized orthotopic xenografts in zebrafish reveal glioma cell-line-specific characteristics and tumor cell heterogeneity. Dis Model Mech. 9 (9), 1063-1065 (2016).
  44. Lister, J. A., Robertson, C. P., Lepage, T., Johnson, S. L., Raible, D. W. nacre encodes a zebrafish microphthalmia-related protein that regulates neural-crest-derived pigment cell fate. Development. 126 (17), 3757-3767 (1999).
  45. Westerfield, M. The Zebrafish Book. A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio). , University of Oregon Press. (2000).
  46. Solin, S. L., Shive, H. R., Woolard, K. D., Essner, J. J., McGrail, M. Rapid tumor induction in zebrafish by TALEN-mediated somatic inactivation of the retinoblastoma1 tumor suppressor rb1. Sci Rep. 5, 13745(2015).
  47. Ju, B., et al. Oncogenic KRAS promotes malignant brain tumors in zebrafish. Mol Cancer. 14, (2015).
  48. Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of organs from the adult zebrafish. J Vis Exp. (37), (2010).
  49. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of zebrafish embryos to analyze gene function. J Vis Exp. (25), (2009).
  50. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2 (2), 183-189 (2008).
  51. Christou-Savina, S., Beales, P. L., Osborn, D. P. Evaluation of zebrafish kidney function using a fluorescent clearance assay. J Vis Exp. (96), e52540(2015).
  52. Rampazzo, E., et al. Wnt activation promotes neuronal differentiation of glioblastoma. Cell Death Dis. 4, (2013).
  53. Lal, S., La Du,, Tanguay, J., L, R., Greenwood, J. A. Calpain 2 is required for the invasion of glioblastoma cells in the zebrafish brain microenvironment. J Neurosci Res. 90 (4), 769-781 (2012).
  54. Eden, C. J., et al. Orthotopic models of pediatric brain tumors in zebrafish. Oncogene. 34 (13), 1736-1742 (2015).

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