É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Derivação das linhas de células-tronco de embriões pré-implantação do rato

8.3K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/56171

⸱

20 de agosto de 2017

 ,  , 
1Unitat de Biologia Cellular, Facultat de Biociències, Universitat Autònoma de Barcelona

Neste artigo

Resumo

Este artigo descreve um protocolo para eficientemente derivar e cultura linhas de células-tronco pluripotentes de embriões de rato no estágio de blastocisto.

Resumo

Derivação de células-tronco embrionárias (mESC) do mouse é o processo pelo qual pluripotentes linhagens celulares estabelecidas dos embriões pré-implantação. Estas linhas mantêm a capacidade de renovar o Self ou diferenciar sob condições específicas. Devido a essas propriedades, o mESC são uma ferramenta útil na medicina regenerativa, modelagem de doença e estudos de engenharia de tecidos. Este artigo descreve um protocolo simples para obter linhas de mESC com eficiências de alta derivação (60-80%) pelo cultivo de blastocistos de estirpes de rato permissiva em células alimentador definido suplementado com fator inibitório de leucemia. O protocolo também pode ser aplicado derive eficientemente mESC linhas de cepas não-permissiva do mouse, pela simples adição de um coquetel de dois inibidores da pequeno-molécula ao meio de derivação (2i médio). Os procedimentos detalhados sobre a preparação e a cultura de células de alimentador, coleta e cultura de embriões de rato e derivação e cultura das linhas mESC são fornecidos. Este protocolo não requer equipamento especializado e pode ser realizado em qualquer laboratório com conhecimentos de cultura de pilha mamífera básica.

Introdução

Células-tronco embrionárias (ESC) são pluripotentes células derivadas de embriões pré-implantação, que mantêm a capacidade de renovar o Self ou diferenciar sob condições específicas1. Baseado sobre essas propriedades, ESC tornaram-se uma ferramenta útil para a medicina regenerativa, modelagem de doença e de estudos engenharia de tecido2.

ESC foram derivados pela primeira vez embriões pré-implantação do mouse, originando linhas ESC (mESC) rato com sucesso baixa3,4. Durante anos, a eficiência de derivação permaneceu baixa devido à dificuldade de manutenção da pluripotência em vitro. Além disso, a presença de alimentador células5, que melhoram a eficiência de derivação, promover a fixação da colônia e realçar estabilidade espectofotômetro6, várias modificações das protocolo conduzir a uma melhoria na manutenção da pluripotência. As mais importantes foram a adição de fator inibitório de leucemia (LIF) mESC meio de cultura7,8, a utilização de embriões da 129S2 fundo permissiva9 e a cultura dos mESC com suplementado com definido soro, livre de potenciais fatores de diferenciação10. Mais recentemente, evidências convincentes tem mostrado que a adição de um coquetel de dois moduladores da pequeno-molécula de vias de sinalização para o meio de cultura de mESC (conhecido como 2i) é melhor manter a pluripotência. O cocktail de 2i consiste numa combinação de inibidor MEK PD0325901, que reduz os sinais de diferenciação por inibição da via de quinase (MAPK) proteína mitogen-ativado, e o inibidor de GSK3β CHIR99021, que aumenta a sobrevivência da pilha de baixa densidade Ativando o Wnt caminho11.

No presente artigo, descrevemos um protocolo simples derive eficientemente mESC linhas de blastocistos de rato. Seguimos os procedimentos padrão, cultivo de embriões de estirpes permissivas em células alimentador suplementado de derivação com LIF e uma substituição de soro12. Seguir este protocolo, mESC linhas pode ser derivada com eficiências equivalentes às obtidas no meio de 2i. Apesar disso, 2i pode ser adicionado para evitar possíveis problemas com manutenção de pluripotência, ou quando se trabalha com cepas não-permissiva.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

o uso dos animais descritos nas seções abaixo foi aprovado pelo Comitê de ética em pesquisa humana da Universitat Autònoma de Barcelona e Animal e pelo departamento d ' Agricultura, Ramaderia, Pesca eu Alimentació da Generalitat de Catalunya (protocolo #8741).

1. armazenamento e inativação de célula alimentador

Nota: fibroblastos humanos prepúcio (HFF-1) foram previamente congelados em 1 mL de solução de congelação composta de 90% soro Fetal bovino (FBS) e 10% de dimetil sulfóxido ( DMSO) e armazenados em nitrogênio líquido até uso.

  1. Descongelar um frasco criogênico do HFF-1 (1 mL) mergulhando o frasco em banho maria a 37 ° C.
  2. Adicionar o conteúdo descongelado do frasco criogênico para pré-aquecido Dulbecco ' s Modified Eagle ' s médio (DMEM) suplementado com 10% FBS tornar um 01:10 diluição.
  3. As células diluídas (10 mL) de sementes num balão T75 e cultura-los a 37 ° C e 5% de CO 2.
  4. No dia seguinte, mudar o meio para eliminar os restos de DMSO. Retire o meio e adicione 10 mL de DMEM pré-aquecido suplementado com 10% FBS.
  5. Cultura os HFFs e mudar o meio cada 48 h até a cultura atinge o estágio confluente. Isto pode demorar cerca de 7 a 10 dias.
  6. Para preparar a solução de inactivação, diluir mitomicina C em DMEM suplementado com 10% FBS em uma concentração final de 10 µ g/mL. Incubar as células com a solução de inativação por 3 h a 37 ° C e 5% de CO 2.
  7. Remover a solução de inactivação e enxágue as células três vezes com 2 mL de Hanks equilibrado sal solução (HBSS) para eliminar os restos de mitomicina C.
  8. Para desprender as células inactivadas, adicionar 1 mL de solução de tripsina-EDTA pré-aquecido e incubar durante 5 min a 37 ° C e 5% de CO 2.
  9. Observar as células sob um microscópio invertido para garantir que eles são desanexados (10 x objetivo com 0,3 abertura numérica ou nd). Se não forem, incube-los por mais uns minutos a 37 ° C e 5% de CO 2. Verifique as células novamente sob o microscópio invertido.
  10. Pipetar a solução com uma pipeta Pasteur para dissociar as touceiras de celular.
  11. Neutralizar a solução enzimática adicionando 4 mL de DMEM suplementado com 10% FBS e ressuspender.
  12. Tomar uma alíquota da suspensão celular e faça uma diluição de 1: 100 em HBSS. Para determinar o número de células, carregar 10 µ l da diluição em um Neubauer ' câmara de s. Contar as células, localizadas em uma das grandes praças da câmara sob um microscópio invertido (objetivo de x 20 com um at 0.45).
    1. Repetir a contagem em um total de quatro quadrados grandes. Calcular o número total de células (N) como N = número médio de células contadas x volume total x diluição x 10 4.
  13. Centrifugar o resto da amostra durante 5 min à 200 x. g. descartar o sobrenadante e ressuspender o precipitado com o congelamento solução em uma concentração de 10 6 células / mL.
  14. Alíquota a suspensão em frascos criogênicos com 10 6 células (1 mL) cada. Coloque os frascos criogênicos num recipiente frio e congelar a -80 ° C.
  15. No dia seguinte, conservar os frascos criogênicos em azoto líquido.

2. Cultura de pilha alimentador

  1. um a quatro dias antes de iniciar o processo de derivação, descongelar um frasco criogênico contendo 1 x 10 6 inativada HFF-1 células em um banho de água a 37 ° C.
  2. Fazer uma diluição de 1:6 do HFF-1 descongeladas em pré aquecido DMEM suplementado com 10% FBS e manter a temperatura a 37 ° C.
  3. Encha cada poço de uma placa de 4 com 500 µ l de gelatina previamente aquecido de 0,2% de pele suína e manter a placa a 37 ° C durante 10 min.
  4. Remover a 500 µ l de gelatina de poços e adicionar 500 µ l da diluição HFFs. Agitar suavemente a placa para garantir uma distribuição uniforme dos HFFs no fundo dos poços. Evite movimentos circulares, caso contrário, as células irão concentrar-se no centro do poço.
  5. Incubar a placa pelo menos 24 h a 37 ° C e 5% CO 2 para obter uma monocamada de HFFs inactivadas em cada poço.
  6. No dia seguinte, observar as células sob um microscópio invertido (objetivo de X 10 com 0,3 ND) e verifique se eles estão anexados e homogeneamente distribuídos. Mude o meio para eliminar os restos de DMSO. Remover o meio e adicione 500 µ l de DMEM pré-aquecido suplementado com 10% FBS.

3. Colheita de embriões e cultura

  1. quatro dias antes da colheita de embriões, administrar 5 IU de égua grávida ' gonadotropina do soro s por injeção intraperitoneal de ratos fêmeas de 6 a 12 semana.
    Nota: Nós usamos fêmeas do 129S2 ou estirpes de B6CFAF1, embora as fêmeas de outras tensões do mouse podem ser usadas. No entanto, quando trabalhar com fêmeas de cepas não-permissivo (por exemplo, CBA), médio deve ser complementado com 2i como mencionado na etapa 4.2.
  2. Após 48 h, administrar 5 UI de gonadotrofina coriônica humana por injeção intraperitoneal e acasalar as fêmeas com os machos, pelo menos 8 semanas de idade, na proporção de 1:1. Separar as fêmeas os machos no dia seguinte.
  3. No dia anterior a colheita de embriões, preparar uma cultura de células de 35mm placa de Petri com vários 40 gotas de µ l de KSOMaag suplementado com 4 mg/mL de albumina de soro bovino (BSA) e encher o prato com óleo mineral para cobrir totalmente as gotas. Incubar o prato em 37 ° C e 5% CO 2 para equilibrar o meio.
  4. Para preparar pipetas de manipulação do embrião, aqueça a parte mais fina de um vidro com ponta longa pipeta Pasteur usando um bico de Bunsen. Depois de macio, tire-a da chama e separar as duas extremidades. Quebrá-lo para o comprimento desejado. O diâmetro interno na ponta deve ser de 100-150 µm.
  5. Eutanásia de ratos fêmeas por deslocamento cervical 45-48 h post-coitum (p.c.).
  6. Dissecar os ratos para expor na cavidade abdominal por um corte a pele com curva suave tesoura afiada e o peritônio com tesoura afiada em linha reta. Pegar um útero com fórceps, cortar o oviduto usando tesouras afiadas direto e colocá-lo no tampão Hepes CZB médio (HCZB) 13 a 37 ° C. Repita o processo para remover outro oviduto.
  7. Flush os ovidutos com uma seringa de 1 mL carregados com HCZB mantido no lugar por pinças de relojoeiro para coletar os embriões de 2 células.
    Nota: Para preparar a tomada de agulha-lavagem uma agulha hipodérmica de 30g, corte a extremidade e à terra para uma ponta romba sobre uma pedra abrasiva.
  8. Usando o aparelho de pipeta de boca, pegar os embriões, lavá-los com HCZB e cultura-los a placa de cultura de embrião previamente preparado em 37 ° C e 5% de CO 2 até o estágio de blastocisto. Até 50 embriões podem ser cultivados em cada gota de 40 µ l. Monitorar o desenvolvimento do embrião cada 24 h sob um estereomicroscópio.
    Nota: Como alternativa, os embriões podem ser coletados na fase de blastocisto para encurtar em vitro cultura de embriões. Neste caso, abater as fêmeas no dia 3.5-4.5 p.c., dissecar o útero. e nivelá-lo com HCZB.

4. Derivação de células-tronco

  1. preparação das placas de derivação
    1. no dia da semeadura de embrião, prepare o suporte de derivação, complementando o meio DMEM com 100 µM 2 β Mercaptoetanol, 1 x não-aminoácidos essenciais , 20% de substituição do soro e 10 3 U/mL LIF.
    2. Se desejar, adicione também 1 µM do inibidor MEK PD0325901 e 3 µM do inibidor GSK3 CHIR99021 para obter um meio de 2i.
    3. Levar a placa com a monocamada de HFFs inactivadas (passo 2.6) de 4 a incubadora. Remover o meio e adicionar 800 µ l de meio de derivação pré-aquecido a cada poço. Devolve a chapa para a incubadora.
  2. Remoção de Zona pelúcida e embrião semeadura
    1. preparar uma cultura celular de 35 mm placa de Petri com gotas de três 30 µ l de ácido Tyrode ' s solução 14 e gotas de três 30 µ l de meio de derivação. Cubra as gotas com óleo mineral e mantenha o prato em 37 ° C.
    2. Retirar o prato de cultura de embrião da incubadora. Um por um, transferir os blastocistos de gotas a cultura para um ácido Tyrode ' gota de solução de s usando uma pipeta de manipulação do embrião. Se possível, selecione apenas os blastocistos expandidos para iniciar o processo de derivação.
    3. Monitor a zona pelúcida digestão sob o microscópio. Assim que a zona pelúcida desaparece, transferência de blastocisto para uma queda média de derivação para lavar o ácido Tyrode ' solução de s.
    4. Levar o prato de derivação 4-poço de incubadora e semente de uma zona livre de blastocisto no alimentador de células em cada poço.
    5. Retornar a chapa 4-poço de derivação para a incubadora e a cultura em 37 ° C e 5% de CO 2.
  3. Crescimento de células-tronco de monitoramento e médio mudam
    1. monitorar as culturas cada 24 h sob um microscópio invertido (objetivo de X 20 com at 0.45). É importante observar se há sinais de diferenciação de células-tronco, como as células inchadas refractivas circundante a consequência natural ou mesmo empurrando o alimentador células lado.
    2. Todos os outros dias, alterar o meio de cultura. Retirar a placa de 4 a incubadora, remover o meio de cada poço e adicionar 800 µ l de meio de derivação pré-aquecido suplementado com LIF e 2i, se usado. Manter a cultura até Humanisme é observados (6-8 dias).

5. Manutenção e cultura de células-tronco

  1. preparar Kolle, como alças e pipetas de manipulação de células-tronco. Siga os passos 3.4 para preparar pipetas de manipulação de células-tronco com um diâmetro interno na ponta de 250-300 µm. Use a outra parte da pipeta Pasteur puxada para preparar o cabo de Kolle, como. Aqueça e moldá-la até a obtenção de um gancho.
  2. Levar o prato de cultura 4-bem fora da incubadora e localize a consequência sob um estereomicroscópio. Use a alça para afastar as células diferenciadas e os alimentadores que cercam a consequência.
    Nota: Para evitar eventual diferenciação da consequência, é importante remover todas as células diferenciadas da borda da consequência a.
  3. Aspire a consequência de uma pipeta de manipulação de células-tronco e coloque-o em um prato novo em uma gota de tripsina-EDTA 50 µ l.
  4. Usar um bisturi para cortar a consequência em várias partes a fim de desagregá-lo tanto mecanicamente e enzimaticamente.
  5. Imediatamente, transfira os fragmentos de consequência em uma gota fresca de proveniência média para neutralizar a ação da tripsina.
  6. Transferir os fragmentos de consequência natural para uma nova placa de 4 com uma monocamada de alimentadores. Transferência de até 10 fragmentos por alvéolo e cultura-los com proveniência média em 37 ° C e 5% de CO 2.
  7. Manter as culturas de células-tronco, como pelo menos seis semanas antes de considerar a linha mESC estabelecida. Alterar o meio de todos os outros dias e subcultura-los uma vez por semana.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Na sequência deste protocolo, mais 95% da formação de consequência deve ser alcançado após a primeira semana da cultura (figura 1A). Estabelecimento de linhas de mESC após seis passagens é variável entre repetições experimentais, com uma média de 60-80% de sucesso. A adição de 2i não melhorar significativamente os resultados ao trabalhar com cepas de rato permissivas, tais como aqueles com antecedentes de 129S2, mas é necessário quando se trabalha com cepas n...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Embora a derivação de linha mESC é um procedimento bem conhecido rotineiramente utilizado em muitos laboratórios, sua eficiência não é sempre tão alta quanto o esperado devido os múltiplos fatores que podem perturbar a manutenção da pluripotência. No presente artigo mostramos, passo a passo, como estabelecer linhas de mESC com alta eficiência usando um protocolo simples e confiável. Estas eficiências são semelhantes aos relatados na literatura.

Para garantir a máxima eficiência, é importante c...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada para divulgar.

Agradecimentos

Agradecemos Jonatan Lucas pela sua assistência técnica com a cultura de pilha do alimentador, serviço Estabulari de la UAB para cuidados com animais e Domènec Martín para gravar o vídeo. Este trabalho foi apoiado pelo Ministerio de Economia y AGL2014 competitividade-52408-R e a Generalitat de Catalunya 2014 SGR-524. MVC é beneficiário de uma bolsa de PIF-UAB.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Seringa de 1 mLBD 
2-β-mercaptoetanolLife Technologies31350-010
Placa de 4 poçosThermo Scientific Nunc176740
Solução ácida de Tyrode CaseiroVer receita em Nagy et al, 2003. Para armazenamento de curto prazo (até 1 mês), mantenha-o a 4 ° C. Alternativamente, para armazenamento de longo prazo, mantenha-o a -20 ° C. Se a eficiência da solução diminuir, ela deve ser acidificada pela adição de uma pequena gota de HCl 1M.
BSASigmaA3311
IgG anti-rato de frango, sondas moleculares Alexa Fluor 488- InvitrogenA-21200diluição 1:500. Anticorpo secundário para anticorpos de camundongo Oct4, Tuj1, αSMA e AFP. 
CHIR990212Axônio Medchem 1386Reconstituir com 2,15 ml de DMSO por cada mg de pó, para obter uma solução-mãe de 1 mM. Alíquota no volume desejado e armazene a -20&C. Evite ciclos de congelamento e descongelamento. 
CryoTubeThermo Scientific Nunc3754518
DMSOSigma41640
DMEMBioWestL0107
FBSBioWestS1810Inative-o antes de usar aquecendo por 30 minutos a 56ºC. Alíquota e armazene a -20º C
Agulha de lavagemBD 304000Corte a ponta da agulha e triture até obter uma ponta romba em uma pedra abrasiva
Gelatina de pele suínaFluka48724Diluir a 0,2% em água destilada e autoclavar. Cada diluição pode ser usada por um mês.
IgG anti-coelho de cabra, sondas moleculares Alexa Fluor 594- InvitrogenA-11037diluição 1:500. Anticorpo secundário para o anticorpo de coelho Sox2. 
HBSSBioWestL0611
CZB  Tamponado com HepesCaseiro Ver composição em Chatot et al, 1989
Gonadotrofina coriônica humanaDivasa-FarmavicVeterin-Corion 3000 UIDiluir em NaCl 0,9% a 50 UI / ml. Alíquota em 1 ml e armazenar a -20º C por até dois meses. Depois de descongelado, não congele novamente. 
Fibroblastos de prepúcio humanoATCCATCCSCRC-1041Para armazenamento a longo prazo, recomenda-se armazená-los em nitrogênio líquido.
KnockOut Serum ReplacementLife Technologies  10828-028Fotossensível. Recomenda-se alíquota em pequenos volumes, como 10 ml, e armazená-la a -20º C (verifique a data de validade). Evite ciclos de congelamento e descongelamento.     
KSOMaag EvolveZenith BiotechZEKS-050Suplemento com 4 mg/ml BSA. Equilibre em 37º C e 5% de CO2 por dia antes do uso.
Fator Inibidor de LeucemiaMerk MilliporeESG1106
Camundongos Charles River/HarlanRecomenda-se o uso de camundongos de uma cepa permissiva em termos de derivação mESC (como 129S2 ou C57BL). No entanto, as linhagens endogâmicas são menos eficientes na produção de embriões. Portanto, recomenda-se o uso de uma cepa híbrida, como 129S2 x C57BL ou B6CBAF1 para aproveitar o vigor híbrido.
Óleo mineralSigmaM8410Embrião testado. Fotossensível. 
Mitomicina CServa2980501Reconstituir o pó com água MilliQ a 0,5 mg/ml. Armazenar a 4º C protegido da luz. Atenção, é prejudicial e suspeito de causar câncer.
Anti-tubulina de camundongo β III (Tuj1)BiolegendMMS-435Pdiluição 1:500
Camundongo monoclonal anti-&alfa;SMASigmaA5228Diluição 1:200
Camundongo monoclonal anti-AFPR& D SystemsMAB1368diluição 1:50
Mouse monoclonal anti Oct3/4 Santa cruzSc-5279Diluição 1:50
Aminoácidos Não EssenciaisLife Technologies11140-035
PD0325901Axônio Medchem 1408Reconstituir com 2,08 ml de DMSO por cada mg de pó, para obter uma solução-mãe de 1 mM. Alíquota no volume desejado e armazene a -20&C. Evite ciclos de congelamento e descongelamento.
Placa de Petri (35mm)Thermo Scientific Nunc153066
placa de Petri (60mm)Thermo Scientific Nunc150288
Soro de égua grávida gonadotrofinaFoligonFoligon-1000 UIDiluir em NaCl 0,9% a 50 UI/ml. Alíquota em 1 ml e armazenar a -20º C por até dois meses. Depois de descongelado, não congele novamente. 
Coelho policlonal anti-Sox2Merck MilliporeAB5603diluição 1:200
T75 falcãoThermo Scientific130190
Tripsina-EDTA 10xBioWestX0930Diluir 1:10 em HBSS para obter uma solução 1x
309628

Referências

  1. Biswas, A., Hutchins, R. Embryonic stem cells. Stem Cell Dev. 16 (2), 213-221 (2007).
  2. Weinberger, L., Ayyash, M., Novershtern, N., Hanna, J. H. Dynamic stem cell states: naive to primed pluripotency in rodents and humans. Nat Rev Mol Cell Biol. 17 (3), 155-169 (2016).
  3. Evans, M. J., Kaufman, M. H. Establishment in culture of pluripotential cells from mouse embryos. Nature. 292, 154-156 (1981).
  4. Martin, G. R. Isolation of a pluripotent cell line from early mouse embryos cultured in medium conditioned by teratocarcinoma stem cells. Proc Nat Acad Sci U S A. 78 (12), 7634-7638 (1981).
  5. Martin, G. R., Evans, M. J. Differentiation of clonal lines of teratocarcinoma cells: formation of embryoid bodies in vitro. PNAS. 72 (4), 1441-1445 (1976).
  6. Czechanski, A., et al. Derivation and characterization of mouse embryonic stem cells from permissive and nonpermissive strains. Nat Prot. 9 (3), 559-574 (2014).
  7. Smith, A. G., et al. Inhibition of pluripotential embryonic stem cell differentiation by purified polypeptides. Nature. 336 (6200), 688-690 (1988).
  8. Williams, R. L., et al. Myeloid leukaemia inhibitory factor maintains the developmental potential of embryonic stem cells. Nature. 336 (6200), 684-687 (1988).
  9. Brook, F. A., Gardner, R. L. The origin and efficient derivation of embryonic stem cells in the mouse. Proc Nat Acad Sci U S A. 94 (11), 5709-5712 (1997).
  10. Ward, C. M., Stern, P., Willington, M. A., Flenniken, A. M. Efficient germline transmission of mouse embryonic stem cells grown in synthetic serum in the absence of a fibroblast feeder layer. Lab Invest. 82 (12), 1765-1767 (2002).
  11. Ying, Q. L., et al. The ground state of embryonic stem cell self-renewal. Nature. 453 (7194), 519-523 (2008).
  12. Wakayama, S., et al. Efficient establishment of mouse embryonic stem cell lines from single blastomeres and polar bodies. Stem cells (Dayton, Ohio). 25 (4), 986-993 (2007).
  13. Chatot, C. L., Ziomek, C. A., Bavister, B. D., Lewis, J. L., Torres, I. An improved culture medium support development of random-bred 1-cell mouse embryos in vitro. J Reprod Fertil. 86, 679-688 (1989).
  14. Nagy, A., Vintersten, K., Behringer, R. Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual. , 3rd, Cold Spring Harbor Lab Press. New York. (2003).
  15. Lee, K. H. Conditions and techniques for mouse embryonic stem cell derivation and culture. Pluripotent Stem Cells. , 85-115 (2013).
  16. Ma, Y., et al. Human foreskin fibroblast produces interleukin-6 to support derivation and self-renewal of mouse embryonic stem cells. Stem Cell Res Ther. 3 (29), (2012).
  17. Cheng, J., Dutra, A., Takesono, A., Garrett-Beal, L., Schwartzberg, P. L. Improved generation of C57BL/6J mouse embryonic stem cells in a defined serum-free media. Genesis. 39 (2), 100-104 (2004).
  18. Chaudhry, M. A., Vitalis, T. Z., Bowen, B. D., Piret, J. M. Basal medium composition and serum or serum replacement concentration influences on the maintenance of murine embryonic stem cells. Cytotechnology. 58 (3), 173-179 (2008).
  19. Kawase, E., Suemori, H., Takahashi, N., Okazaki, K., Hashimoto, K., Nakatsuji, N. Strain difference in establishment of mouse embryonic stem (ES) cell lines. Int. J. Dev. Biol. 38 (2), 385-390 (1994).
  20. Gonzalez, J. M., et al. Embryonic stem cell culture conditions support distinct states associated with different developmental stages and potency. Stem Cell Rep. 7 (2), 177-191 (2016).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Células-Tronco Embrionárias de CamundongoCultura de EmbriõesPreparação de Células AlimentadorasDerivação de BlastocistoFator Inibidor da LeucemiaMeio 2iRemoção da Zona PelúcidaSubcultura de Células-TroncoMarcadores de PluripotênciaDiferenciação de Camadas Germinativas
Derivação das linhas de células-tronco de embriões pré-implantação do rato
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.