Na Vivo Ensaio para detecção de células T antígeno-específicas função citolítica usando um modelo de vacinação

Múltiplos protocolos existem para avaliar o potencial (CTL) citolítica de um CD8⁺ ou CD4⁺ células T. Esta avaliação pode ser facilmente feita em vitro sob condições controladas^1,2,3. Além disso, modelos de doenças infecciosas, tais como LCMV, classicamente têm examinado a função CTL através do uso de diferencialmente CFSE (5-(and 6)-Carboxyfluorescein diacetato succinimidil éster) rotulada nas células-alvo onde o CFSE^Oi-pilhas etiquetadas são pulsado com um peptídeo e CFSE^Eis-etiquetado alvo, as células são deixadas unpulsed. As células são então injetadas na proporção de 1:1 e avaliados em relação à perda do CFSE^Oi-etiquetados pulsados alvos por citometria de fluxo⁴. Modelos de vacina e rejeição também usaram estratégias semelhantes para avaliação do na vivo matando por ambos os CD8⁺ e CD4⁺ T células bem como NK células^5,6. Isto é um ensaio poderoso, mas requer o uso de agentes infecciosos que encha o sistema imunológico antes da injeção do alvo.

Este protocolo, por outro lado, não requer nenhuma infecção prévia do host e em vez disso, utiliza uma estratégia de vacinação para prime o sistema imunológico antes da injeção do alvo. Esta vacinação é composta por uma formulação à base de água de vacina de peptídeo que exige a prestação de um cocktail de immunostimulatory chamado covax⁷, consistindo de um receptor Toll-like 7 (TLR7) agonista (imiquimod creme), uma agonística anti-CD40 anticorpo e a interleucina-2 (IL-2) levando a combinação sinérgica de immunostimulatory agentes para o levantamento de escorva de peptídeo específico e robusta resposta imune. Como tal, este ensaio fornece uma leitura rápida da função CTL como a vacina é administrada junto com as células para avaliação da função de apenas três dias antes da injeção das células alvo. Além disso, a preparação de covax é forte o suficiente para que a capacidade de abate da célula T antígeno-específicas aprontada pode ser vista entre 4 e 24 h após a injeção.

A principal limitação do presente protocolo é identificar o cronograma na vivo para a detecção de matança de destino que é apropriada para o antígeno e a hipótese a ser testada. Cuidadosa avaliação deve ser realizada, como variações na força de antígeno, bem como alterações genéticas sendo testado em células T pode resultar em função CTL diferencial que exigiria uma detecção de temporização diferente de matar alvo. Além disso, enquanto que a concentração adequada de peptídeo para vacinação foi otimizada para melanoma humano antígeno glicopeptídeo 100 (hgp100_25-33) e ovalbumina_257-264 (óvulos_257-264)^8,9 _, uso de outro modelo de antígeno que pode ser mais apropriado para um determinado estudo exigiria mais validação. Por causa de diferenças antecipadas na capacidade dos antígenos um alvo para estimular a função efetora CTL em combinação com o covax como adjuvante, otimização da frequência de concentração e dose de dose IL-2 pode ser essencial para atingir o objetivo desejado. Em geral, este protocolo permite uma avaliação rápida de matar função na vivo e pode ser adaptado a qualquer determinado antígeno.

Todos os métodos descritos aqui foram aprovados pelo Comitê de uso (IACUC) do Universidade do Texas MD Anderson Cancer Center e institucional Cuidado Animal.

1. preparação de peptídeo para a vacina

1. Dissolver o liofilizado peptídeo com fosfato salino (PBS) para a concentração adequada e vórtice para 30 s.
   Nota: Para hgp100_25–33, a concentração final é de 1 mg/mL e para óvulos_257–264, a concentração final é de 0,5 mg/mL. Reconstitua o peptídeo antes da injeção. Não guarde após reconstituição.

2. isolamento de Splenocytes de rato transgénico

Nota: O isolamento de células do baço deve ser executado de forma estéril.

1. Eutanásia o rato transgénico OT-1 usando o método de asfixia aprovado CO₂ e remover o baço.
   Nota: Rato transgénico apropriado é utilizado nesta etapa específico para o peptídeo de escolha.
   1. Coloque o mouse do seu lado direito. Pulverize o lado esquerdo do mouse com 70% de etanol (EtOH). Puxe a pele usando fórceps e cortar a pele com uma tesoura cirúrgica; o baço será visível dentro da cavidade peritoneal. Delicadamente abri a cavidade peritoneal para acessar o baço. Remova o baço usando fórceps.
2. Desagregar o baço por colocá-lo em um filtro de 70 µm em uma placa de Petri com 2 mL de meio A (PBS com 1% de soro fetal bovino (FBS)) e o esmagamento do baço com o fim de um êmbolo.
   1. Recolha os splenocytes da placa de Petri e coloque em um tubo cónico de 50 mL. Lave o tubo de ensaio com 5 mL de meio A duas vezes para coletar todas as células. Adicionar meio um up de 25 mL e centrifugar as células durante 5 min à temperatura ambiente a 475 x g.
3. Aspirar as células e ressuspender em 1 mL / por tampão de lise de glóbulos vermelhos (RBC) baço. Incubar em temperatura ambiente por 5 min. adicionar 10 mL de meio A centrífuga à temperatura ambiente em 475 x g. resuspenda o pellet em 10 mL de meio A e remover detritos filtrando a suspensão de células através de um filtro de 70 µm em um limpo 50ml cónico.
4. Contar as células usando trypan azul e um hemocytometer. Ressuspender as células em PBS para uma concentração final de 10⁶ -⁶ de 100 células/mL. Para óvulos_257–264 específicos matando, resuspenda em 10⁶ células/mL e para hgp100_25–33 específicos matando, resuspenda em 100⁶ células/mL.
   1. Girar as células restantes à temperatura ambiente durante 5 min à 475 g. x aspirar o sobrenadante e ressuspender em 15 mL PBS fria para lavar as células. Repita a etapa de lavagem mais uma vez. Girar as células à temperatura ambiente durante 5 min à 475 g. x aspirar o sobrenadante e ressuspender em PBS fria de acordo com o volume final determinado na etapa 2.4.
   2. Suspensão de célula única de transferência para um tubo de microcentrifugadora de 1,5 mL e manter no gelo até injeção no destinatário C57/BL6 rato.

3. injeção de Splenocytes de ratos transgênicos

1. Coloque destinatário C57/BL6 rato em uma retenção com o lado dorsal. Pulverizar a superfície de base de cauda de injeção com álcool isopropílico a 70%. Administre 100 µ l de suspensão de célula única (secção 2) por via intravenosa na veia de cauda, utilizando uma agulha 27G com o lado de bisel voltado para cima.

4. Covax administração

Nota: Se as células são injetadas no período do tarde, covax deve ser administrado na manhã seguinte até 18 horas após injeção de célula.

1. Coloque o mouse em uma caixa clara anestesia com isoflurano 1-3%. Depois que os ratos são totalmente anestesiados, transferi os ratos para os cones de nariz ligados ao colector da câmara de anestesia. Manter os ratos contidos com o lado dorsal acima.
   Nota: Anesthetization é confirmado por uma pitada de dedo breve para verificar se que uma resposta de retirada não é eliciada. A lei federal limita o uso de isoflurano na ordem de um veterinário licenciado.
2. Pulverizar a superfície de base de cauda de injeção com álcool isopropílico a 70%. Injetar 100 µ l de solução de peptídeo (da seção 1) por via subcutânea com uma agulha de 27G com a seringa penetrando 4-5 mm na região base da cauda, a agulha cónica virados para cima.
   Nota: Os ratos são vacinados em um flanco com injeção subcutânea na base da cauda¹⁰.
3. Injete 100 µ l anti-CD40 anticorpo (0,5 mg/mL de caldo) lateralmente o local da injeção de vacina.
4. Aplique cuidadosamente imiquimod creme 50 mg/rato sobre os locais de vacinação. Esfregue o creme de imiquimod na superfície até que o creme não é mais visível e é totalmente absorvido.
5. Injetar 100 µ l de proteína de 100.000 UI/mL rhIL-2 intraperitonealmente (i.p.) na região abdominal inferior. Observe os ratos por 5 min após eles recuperarem totalmente da anestesia.
   Nota: Experimento é uma pausa neste ponto por 3 dias.

5. isolamento dos Splenocytes alvo para etiquetar com CFSE

Nota: O isolamento de células do baço deve ser executado de forma estéril.

1. Abater os camundongos C57BL/6 de acordo com o método de asfixia aprovado CO₂ . Remova spleen(s) como na etapa 2.1.1. Desagregar o baço e lavar splenocytes como em passos 2.2.1 - 2.2.3. Lyse pilhas de sangue vermelhas como em etapas 2.3 - 2.3.2.
2. Remova as células para a contagem usando um hemocytometer e calcular para uma concentração final de células em 10⁶ células/mL em solução CFSE-rotulagem (descrita na etapa 7). Gire as células remanescentes à temperatura ambiente durante 5 min à 475 x sobrenadante de aspirado de g..

6. o peptídeo pulsando de alvo Splenocytes

Nota: Peptídeo pulsando deve ser executada de maneira estéril.

1. Ressuspender as células em 10⁶ células/mL em mídia completa (RPMI 1640 mídia com 10% FBS, 1% L-glutamina (Gln-L), 1% penicilina/estreptomicina (caneta/Strep)). Divida as células em 2 tubos (cônicas de 15 mL). Rotule cada tubo como pulsado ou unpulsed.
2. Adicione o peptídeo para o tubo rotulado pulsada. Para óvulos_257–264 pulsando, adicionar 1 µ g/mL e para hgp100_25–33 pulsando, adicionar 2 µ g/mL.
   Nota: As células unpulsed submeter-se a incubação mesma como as células pulsadas só que sem a adição do peptide.
   1. Incube as células + peptídeo a 37 ° C por 1h.
3. Adicionar 10 mL de mídia completa (RPMI 1640 mídia com 10% FBS, 1% L-glutamina (Gln-L), 1% penicilina/estreptomicina (caneta/Strep)) para cada tubo de lavar ambos pulsado e unpulsed nas células-alvo. Gire as células remanescentes à temperatura ambiente durante 5 min à 475 x sobrenadante de aspirado de g..

7. preparação de CFSE para etiquetar Splenocytes alvo

1. Preparar a solução de criação de etiquetas CFSE durante a célula lavar na etapa 6.3; as células pulsadas serão rotuladas como CFSE^Oi e o unpulsed como CFSE^Eis. Prepare-se 1 mL de solução CFSE-rotulagem de 10⁶ células.
   Nota: CFSE é sensível à luz e deve ser protegido da luz em todos os momentos.
   1. Preparar CFSE^Oi -rotulagem mídia adicionando 1 uL/mL CFSE (solução de 5 mM) para uma concentração final de 5 µM/mL na mídia RPMI 1640 com 2% FBS.
   2. Preparar CFSE^Eis -rotulagem mídia adicionando 1 uL/mL CFSE (solução 0,5 mM) para uma concentração final de 0,5 mídia µM/mL RPMI 1640 com 2% FBS.

8. rotulagem dos Splenocytes alvo com CFSE

Nota: CFSE rotulagem deve ser executada de maneira estéril.

1. Ressuspender as células alvo pulsado e unpulsed (da etapa 6.3) em 10⁶ células/mL CFSE-rotulagem meios de comunicação. Ressuspender as células pulsadas com preparados CFSE^Oi-rotular a mídia e as células unpulsed com preparados CFSE^Eis-rotulagem mídia.
2. Mistura de células e mídia CFSE-rotulagem por inversão suave ou agitação. Não misture num Vortex. Incubar as células e mídia CFSE-rotulagem a 37 ° C durante 15 min. Remix as células cada 5 min.
3. Adicione 10 mL de mídia completa de células de suspensão e girar cada célula em temperatura ambiente por 5 min a 475 x g.
4. Aspirar o sobrenadante e ressuspender as células em 10 mL de PBS frio. Gire as células a 4 ° C por 5 min a 475 x g.
5. Repita a etapa 8.4.
6. Contar as células e a mistura do peptide-pulsado, CFSE^Oi-rotulado com unpulsed, CFSE^lo-rotulado células na proporção de 1:1 para injeção em ratos destinatários. Manter uma alíquota de 1 x 10⁶ misturada de células a ser usado para uma avaliação de citometria de fluxo da linha de base (seção 11).
   Nota: O volume final para injeção é de 100 µ l por rato. A contagem de células final é 10e6 células. Perda do volume na seringa e agulha precisa ser levado em conta e deve ser estimada em 500 µ l.

9. injeção de células-alvo

Nota: Mantenha células CFSE-etiquetadas, protegidas da luz, antes e durante a injeção, tanto quanto possível.

1. Coloque destinatários camundongos C57BL/6 em uma retenção com o lado dorsal. Pulverizar a superfície de base de cauda de injeção com álcool isopropílico a 70%. Administre 100 µ l de suspensão de célula única por via intravenosa na veia da cauda com o lado de bisel voltado para cima.

10. re-isolamento de células-alvo

Nota: O timing desta etapa é crítica e dependente da citotoxicidade CTL e a força do antígeno para a estimulação. Para avaliação de matar um alvo₂₆₄ -pulsado óvulos_257–, as células precisam ser colhido 4-6 h após a injeção. Desde que as células CFSE-etiquetados são luz sensíveis, processos baços no escuro.

1. Eutanásia os destinatários camundongos C57BL/6 de acordo com o método de asfixia aprovado CO₂ .
2. Remova spleen(s) como na etapa 2.1.1. Desagregar o baço e lavar splenocytes como em passos 2.2.1 - 2.2.3. Lyse pilhas de sangue vermelhas como em etapas 2.3 - 2.3.2.
3. Ressuspender as células em uma célula de fluorescência ativada 1 mL classificação Reserva (FACs) (1% de BSA + PBS) para avaliação por citometria de fluxo.

11. retenção de lógica para determinar a atividade CTL por citometria de fluxo

1. Realize a avaliação da atividade CTL usando um protocolo de citometria de fluxo padrão. Adquira as células usando o canal FITC em um citômetro de fluxo com um 488 nm laser para excitação¹¹.
   1. Portão em linfócitos ao vivo usando os parâmetros de dispersão (SSC) dispersão direta (FSC) vs lado. Subjulgá dentro do portão de linfócitos ao vivo para a população total de CFSE-positivo.
      Nota: As células injetadas CFSE-rotulado comporão um pequeno subconjunto dos linfócitos totais presentes no baço. As células de CSFE-positivo devem aparecer como duas populações distintas sobre a escala logarítmica.
   2. Use um formato de histograma para determinar a porcentagem do unpulsed (esquerdo pico, CFSE^Eis) e pulsado (certo pico, CFSE^Oi) populações. Perda das CFSE^Oi células indica atividade CTL antígeno-específicas.

Antes da injeção de células-alvo CFSE-etiquetadas, a mistura de 1:1 célula é executada em um citômetro de fluxo para determinar as frequências de linha de base de ambos o CFSEOi e CFSEEis nas células-alvo. Figura 1 A mostra a estratégia associada para detectar mudanças nas populações CFSE, um portão inicial é feito usando parâmetros de FSC e SSC. As células CFSE positivo totais então são subgated antes de avaliar as alterações na frequência, como esta população é relativamente pequena quando comparado com os splenocytes endógena sem rótulo. A frequência relativa dos CFSEOi e CFSEEis as populações é o calculado, definindo a população total de CFSE-positivo em 100%. Esta análise pode ser feita usando um formato de histograma ou ponto enredo. Um exemplo da frequência relativa das populações CFSE antes da injeção é mostrado na Figura 1B. Esta proporção raramente será exatamente 1:1, mas deve ser razoavelmente perto. A necessidade de escorva covax é mostrada na Figura 1C onde nenhuma matança do antígeno pulsada, CFSEOi nas células-alvo é observado na injeção de post de 24 h. Figura 1 D demonstra a matança eficaz do antígeno pulsada, CFSEOi-rotulados nas células-alvo, como o pico que foi observado antes da injeção é quase sem ser detectado e a relação é drasticamente deslocada do 50% para 1% de detecção. A figura também mostra a cinética de antígeno pulsada, CFSEOi-rotulado matança de célula alvo, avaliando a perda desta população em 6 h e injeção de post de 24 h.

Figura 1: Comparação de pilhas etiquetadas na linha de base e após injeção de células-alvo marcado CFSE. (A) a estratégia associada para a avaliação da função CTL é mostrada. Brevemente, linfócitos ao vivo são bloqueados usando dispersão direta (FSC) vs lado parâmetros de dispersão (SSC). Células de CSFE-positivo totais são subgated dentro do portão da célula viva. A relação de CFSEOi e CFSEEis baseia-se em sua respectiva frequência dentro da população total de CFSE-positivo. (B) CFSE seguinte etiquetando, nas células-alvo são misturadas 1:1 e avaliadas para a relação de CFSEOi eEis CFSE células por citometria de fluxo. Os números indicam a frequência dos respectivos picos em um histograma (à esquerda) e CFSE vs CCD ponto enredo formatos (à direita). (C) isto demonstra a falta de células alvo matando sem vacinação prévia com covax regime. Splenocytes foram colhido 24 h após a injeção. (D) isto demonstra a morte das antígeno pulsada CFSEOi nas células-alvo em 6 h (gráficos superiores) e 24 h (gráficos de fundo) pós injeção. Os números indicam a frequência dos picos CFSE-etiquetadas em um histograma (à esquerda) e o CFSE vs CCD ponto enredo (à direita) formato. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Os autores não têm nada para divulgar.