Artigo de método

Isolamento e caracterização de micropartículas de neutrófilos-derivado para estudos funcionais

DOI:

10.3791/56949

⸱

2 de março de 2018

 ,  ,  , 
1Department of Pathology, Feinberg School of Medicine, Northwestern University

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Novos protocolos são descritos aqui para isolar e caracterizar micropartículas derivadas de humanos e neutrófilos de rato. Estes protocolos utilizam ultracentrifugação, citometria de fluxo e immunoblotting técnicas para analisar o conteúdo de micropartículas, e eles podem ser usados para estudar o papel das micropartículas derivados de vários tipos de células na função celular.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Micropartículas de derivado de neutrófilos polimorfonucleares (PMN)-MPs) são bicapa lipídica, aumentada esféricas com tamanhos que variam de 50 – 1.000 nm de diâmetro. MPs são uma recém evoluindo, parte importante de máquinas de sinalização e comunicação célula a célula. Por causa de seu tamanho e a natureza de sua libertação, até recentemente, existência de MP foi negligenciada. No entanto, com tecnologia melhorada e métodos analíticos a sua função na saúde e na doença está a emergir. Os protocolos aqui apresentados destinam-se a isolar e caracterizar PMN-MPs pelo immunoblotting e citometria de fluxo. Além disso, vários exemplos de implementação são dadas. Esses protocolos para isolamento de MP são rápidos e de baixo custo e não exigem o uso de kits caros. Além disso, eles permitem a rotulagem do MPs após isolamento, bem como pré-marcação de células de origem antes da liberação do MP, usando um corante fluorescente de membrana específicos para visualização e análise por citometria de fluxo. Esses métodos, no entanto, tem várias limitações, incluindo a pureza do PMN e MPs e a necessidade de instrumentação analítica sofisticada. Um citômetro de fluxo high-end é necessário confiável analisar MPs e minimizar falsas positivas leituras devido ao ruído ou autofluorescência. Os protocolos descritos podem ser usados para isolar e definir a biogênese de MP e caracterizam seus marcadores e variação na composição sob diferentes condições de estimulantes. Heterogeneidade de tamanho pode ser explorada para investigar se o conteúdo de partículas de membrana contra exosomes é diferente, e se cumprem papéis diferentes na homeostase do tecido. Finalmente, seguir isolamento e caracterização de MPs, sua função na resposta celular e vários modelos de doença (incluindo, desordens inflamatórias associadas PMN, tais como doenças inflamatórias intestinais ou lesão pulmonar aguda) podem ser explorados.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Recentemente, "micropartículas/aumentada" provenientes do citosol celular ou membrana plasmática tornaram-se de grande interesse científico, como dados emergentes sugerem que estas estruturas, que variam de 50-1.000 nm de diâmetro, podem carregar informações biológicas e Servi como um método não-canônicos de comunicação celular. Imunológico derivado de células MPs e particularmente aqueles produzidos por neutrófilos polimorfonucleares (PMN) são de grande interesse, dado o papel importante de PMN no anfitrião defesa1,2, respostas inflamatórias3e cicatrização de feridas 4. é intrigante, até agora, inúmeros relatos mostraram funções pró-inflamatórias e anti-inflamatórias do PMN-MPs5, sugerindo um potencial contexto-, doença, espécie- e papel de órgão específico de MPs.

Protocolos descritos na presente comunicação fornecem um método econômico, inovadora e adaptável para estudar a função do MPs na saúde e na doença. São aplicáveis a muitos organismos modelo, órgãos e as condições de estimulação. Eles permitem a identificação de vários tipos de MPs e podem ser usados no futuro para abordar suas funções pro-inflamatórias e antiinflamatórias. Como exemplo, descrito aqui é como estudar a função de PMN-MPs em epiteliais ferida cura in vitro e em vivo. O protocolo apresentado para isolamento de rato PMN derivadas da medula óssea foi adaptado com algumas modificações de um método descrito anteriormente6.

Além disso, os protocolos descritos neste estudo permitem para a detecção e caracterização de marcadores específicos que podem ser encontrados na PMN-MPs por dois métodos complementares: Western blot e citometria de fluxo. Encontramos que immunoblotting de MPs usando protocolos padrão5 é fácil e confiável, no entanto, os avanços recentes na sensibilidade dos instrumentos de citometria de fluxo e relação de sinal-para-ruído melhorada agora permitam para posterior análise de MPs usando esse método. Os protocolos descritos neste estudo incorporam avanços recentes e recomendações de artigos originais de pesquisa, incluindo modificações de velocidade de centrifugação e tempo, a adição da amostra de filtragem e congelamento/armazenamento condições7 , 8e como reduzir o "ruído de fundo", aumentar o limite de detecção do PMN-MPs e discriminar entre diferentes tamanhos de MPs.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todo o trabalho animal foi aprovado pelo IACUC a noroeste. Todos os experimentos foram concluídos em conformidade e em conformidade com todas as orientações institucionais e regulamentares pertinentes. Para doar sangue de seres humanos, um consentimento informado foi apresentado e assinado; Além disso, todos os seres humanos neste estudo foram tratados em conformidade com as orientações institucionais e federais para o bem-estar humano.

Nota: Os passos de protocolo são listados sob as subseções a seguir: (i) Mouse isolamento de célula da medula óssea; (ii) PMN isolamento de murino medula óssea; (iii) PMN isolamento de sangue humano; (iv) MP isolamento de PMN sobrenadantes (por ultracentrifugação); (v) a caracterização de MPs por mancha ocidental; (vi) caracterização de MPs por citometria de fluxo; (viii) a aplicação do MPs isolados para estudo ferida cura

1. Mouse isolamento de célula da medula óssea

  1. Dissecação do fêmur e tíbia das patas do rato
    1. Prepare uma caixa de eutanásia (por exemplo, uma caixa de dica vazio 1ml) para inalação de anestesia. Adicione algumas gotas de 100% de isoflurano em um pano estéril gravado no interior de uma tampa de caixa plástica. Conforme novas diretrizes IACUC, animais não deve entrar em contato direto com isoflurano, assim, coloque um suporte de ponta entre o rato e a gaze contendo o isoflurano.
      Nota: Isoflurano é um poderoso anestésico inalatório e deve ser manuseado com extremo cuidado dentro de uma coifa.
    2. Eutanásia em ratos conforme recomendação IACUC. Coloca um rato dentro da caixa de eutanásia descrita na etapa 1.1.1 para 1-5 min até que tenha cessado de respirar. Assegurar a morte do animal, realizando um deslocamento cervical.
    3. Levante a pele abdominal usando o aço inoxidável, 12 cm curvada, pinça de 0,17 X 0,1 mm e cortar a pele, a meio caminho entre as extremidades superiores e inferiores. Tirar a pele daqui a secção mais distal do corpo do mouse, incluindo nas extremidades inferiores. Com 10 cm de comprimento, em linha reta dissecando a tesoura, remover os músculos das pernas traseiras e deslocar a articulação do quadril, deixando a cabeça do fémur intacto.
    4. Use a tesoura para dissecar os músculos do fêmur e da tíbia e separar o fêmur a tíbia. Certifique-se de que as extremidades dos ossos permanecem intactas, pois eles contêm quantidades significativas de medula óssea.
    5. Retire toda a carne restante rolando os ossos dentro de uma toalha de papel. Coloque os ossos limpos em uma placa de Petri contendo meio livre de soro (SFM, i.e., médio modificado águia de Dulbecco (DMEM) sem soro ou antibióticos).
    6. Lave os ossos em etanol a 70% e depois em SFM.
    7. Prepare 50 mL de SFM em um tubo cónico de 50 mL. Carregar 10 mL de SFM em uma seringa de 10 mL e anexá-lo a uma agulha de calibre 25 e 5/8 de polegada.
    8. Apare a extremidade dos ossos com uma tesoura até uma abertura para a medula óssea (cor avermelhada) é visível.
    9. Lave as células da medula óssea para um novo tubo de 50 mL. Utilize uma seringa de 10 mL com uma agulha de calibre 26 e 5/8 de polegada com cerca de 3 mL/osso de SFM. Quando terminar a lavagem, Ressuspender as células no tubo pipetando (pontas aplicadoras descartáveis 1ml plástico) para quebrar os agregados de células.

2. o PMN isolamento de murino de medula óssea

  1. Lise de eritrócitos
    1. Pelota de medula óssea coletada por centrifugação a 350 x g por 8 min a 4 ° C.
    2. Ressuspender as células em 20 mL de 0,2% NaCl para aproximadamente 20-30 s para lisar a fração de eritrócitos. Não exceda 30 s como isto irá resultar em lise PMN. Adicionar 20 mL de 1,6% NaCl para restaurar a pressão osmótica.
      Nota: Este passo pode levar à ativação de PMN muito pouco.
    3. Lave as células com 2 mL de PBS e centrífuga como na etapa 2.1.1 acima. Remova o sobrenadante.
    4. Prossiga para isolar PMN por centrifugação gradiente de densidade.
  2. Isolamento de neutrófilos por centrifugação gradiente de densidade
    1. Polysucrose e sódio diatrizoate soluções warm, com densidades de 1,119 g/mL e 1,077 g/mL (ver Tabela de materiais), à temperatura ambiente (RT) antes do uso.
    2. Prepare polysucrose e sódio gradientes diatrizoate frescos, imediatamente antes da aplicação de célula da medula óssea por camadas lentamente 3 mL da solução de densidade acima de 3 mL da solução de densidade de 1,119 g/mL em tubos cônico de 15 mL de 1,077 g/mL.
      Nota: A preparação da solução de gradiente demasiada antecedência irá resultar em mistura das camadas e pobre pureza dos neutrófilos e recuperação.
    3. Resuspenda o pellet de células de medula óssea em 1 mL de PBS gelado e sobrepor a suspensão resultante da célula no topo do diatrizoate polysucrose e sódio gradiente (lentamente, para evitar a mistura das camadas).
    4. Centrífuga para 30 min a 850 x g a 25 ° C, a RT, sem freio. Manter os reagentes à RT para a separação eficaz dos neutrófilos de outras células presentes na medula óssea. Defina o centrifugador a desaceleração lenta para permitir o gradiente eficientemente ser formado e mantido após a etapa de centrifugação.
    5. Localize visualmente uma camada de células mononucleares na interface de PBS e 1,077 g/mL de solução de densidade (camada superior). Remova esta camada e o resto da solução de densidade sem perturbar a banda PMN.
    6. Colete uma camada inteira de PMN e alguns dos polysucrose subjacente e sódio diatrizoate 1,119 g/mL de solução em tubos de 15 mL com uma pipeta de transferência.
      Nota: A pureza do PMN isolado vai depender de uma completa remoção de camada superior.
    7. Cubra os tubos com filtrado PBS (filtrada através de um filtro de tamanho de poro de 0,1 µm) e centrifugar 300 x g por 5 min, a 4 ° C.
    8. Lave o PMN peletizadas com 2 mL de PBS usando condições de centrifugação, como na etapa 2.2.7.
    9. Resuspenda em 1 mL de PBS filtrada e contar o PMN isolado por hemocytometer.
      Nota: Para este método de isolamento, a pureza PMN resultante equivale a ~ 85-90%, como foi avaliada por citometria de fluxo. O restante fracções a contaminar constituída principalmente por linfócitos mononucleares.
  3. Estimulação do PMN para induzir liberação de MP
    Nota: PMN pode ser estimulada para libertar MPs usando várias condições de activação, incluindo N-formyl-l-methionyl-leucyl-l-phenylalanine (fMLF), phorbol-12-miristato-13-acetato (PMA) ou interferão gama (relato). Importante, antes da simulação, PMN deve ser mantidos no gelo em todos os momentos.
    1. Pelota PMN (300 x g, 5 min, 4 ° C) e ressuspender em 0.1 µm filtrada Balanced Salt (HBSS) solução do Hank, contendo o agente estimulante de escolha. Para a estimulação ideal, use solução de estimulação de 100 µ l por PMN 10 milhões para 20-30 min a 37 ° C em tubos de 15 mL.
      Nota: As seguintes concentrações de ativadores foram usadas com sucesso em nosso trabalho anterior: fMLF (0,5-1 µM para humanos e 2-5 µM para rato PMN), PMA (200 nM) e relato (100 ng/mL). Se o lançamento do pre-etiquetados MPs é desejado, incubar unstimulated PMN (1-5 x 106) com N-(2-aminoethyl) maleimide-FITC (ver Tabela de materiais) (1 µM em 100 µ l HBSS, 15 min, a 37 ° C). Prossiga com as etapas 2.3.1-2.3.3.
    2. Spin para baixo a 850 x g por 5 min a 4 ° C, para remover o PMN e sobrenadantes sem célula de transferência para novos tubos de microcentrifuga de 1,5 mL.
    3. Para isolamento de MP de sobrenadantes sem célula, continue a etapa 4.2.

3. o PMN isolamento do sangue humano

  1. Recrute voluntários saudáveis para a extração de sangue de acordo com as orientações institucionais IRB.
    1. Colete o sangue do antebraço de um voluntário saudável em tubos de citrato de sódio, contendo 5ml comercialmente disponíveis (ver Tabela de materiais).
    2. Pipetar 5 mL de solução de diatrizoate de dextrano e sódio (densidade de 1,113 g/mL, consulte Tabela de materiais) em tubos de 15ml estéril e, lentamente, camada 5 mL de recém isoladas do sangue periférico humano em cima dela.
    3. Centrifuga os tubos para 50 min em 400 x g em RT (25 ° C) com baixa aceleração e sem freio.
    4. No final da centrifugação, remova o plasma e células mononucleares (camada superior) utilizando uma pipeta de sucção plástica estéril.
    5. Transferi a camada inferior (PMN) para um novo tubo cônico estéril 50 mL.
    6. Adicionar um volume igual de 0,45% NaCl para PMN (misture bem e delicadamente girando o tubo).
    7. Centrifugação por 10min a 400 x g a 25 ° C.
  2. Lise de eritrócitos
    1. Adicionar 10 mL de água gelada e estéril para células peletizadas para 45 s seguido de 10 mL de estéril gelada 1,8% NaCl para restaurar a pressão osmótica.
      Nota: Todos os passos seguintes para isolamento de PMN devem ser realizados no gelo para evitar a ativação de PMN e lançamento prematuro do MP. A etapa de Lise em si resulta em ativação de PMN menor mas não significativa, no entanto, é essencial para isolar uma população PMN pura para ensaios funcionais.
    2. Centrifugar as células por 10 min a 250 x g a 4 ° C, com desaceleração suave.
    3. Repita as etapas 3.2.1 e 3.2.2.
    4. Resuspenda PMN em 5 mL de HBSS gelada sem cálcio ou magnésio. Contar as células ao vivo totais (usar um hemocytometer e viabilidade de coloração na diluição de 1:2, consulte a Tabela de materiais) antes de estimulação.
      Nota: PMN isolado deve ser usado para estimulação ou outras experiências até 2 horas de isolamento, para evitar alterações funcionais e celulares e morte celular.

4. MP isolamento de PMN ativados sobrenadantes

Nota: Um protocolo similar é usado para a isolação de MPs de PMN murino e humano.

  1. Pelota PMN (300 x g, 5 min, 4 ° C) e ressuspender em 0.1 µm filtrado solução HBSS, contendo o agente estimulante de escolha (por exemplo 1 µM fMLF, ver Nota: 2.3.1). Para a estimulação ideal use solução de estimulação de 100 µ l por PMN 10 milhões para 20-30 min a 37 ° C em tubos de 15 mL.
  2. Estimulação seguir, spin para baixo PMN ativados a 600 x g por 5 min a 4 ° C e transferir sem célula sobrenadantes para novos tubos de 1,5 mL microcentrifuge.
  3. Centrifugue o sobrenadante PMN-limpou a 13.000 x g, 10 min, 4 ° C para remover detritos celulares e transferir o sobrenadante apurado para um novo tubo de se.
  4. Centrífuga para 1h a 100.000 x g, a 4 ° C. Remova os sobrenadantes antes do armazenamento do MP. Conforme necessário, loja peletizado MPs em parafina selado tubos se a-80 ° C até o uso em experimentos.

5. exame do PMN-MPs pela mancha ocidental

  1. Adicionar o buffer de SDS 1% (50-200 µ l com pH de 100 mM Tris: 7,4) ao MPs de Pelotas (da etapa 4.4), transferência para novos tubos de 1,5 mL microcentrifuga e ferver o MPs lisado por 5 min.
    Nota: O número de deputados e o volume de tampão de Lise deve ser ajustado e otimizado para cada proteína de interesse.
  2. Carrega quantidades iguais de PMN-MPs por lane em carregar o buffer que contém 10% de β-mercapto-etanol.
    Nota: Com o nosso método carregamos MPs que foram isoladas com o mesmo número de PMN estimulada.
    1. Separar os lysates por SDS-PAGE em gel de poliacrilamida de 10% (use V 50-100 para 1-1.5 h) e transferência de proteínas totais para membranas de nitrocelulose como descrito9.
  3. Bloco de membranas para 1 h com leite desnatado de 5% em 0.05% Tween-20 Tris salino e incube-lo com um primário apropriado (durante a noite a 4 ° C), seguido por anticorpos secundarios conjugados a HRP.
  4. Visualize as bandas adicionando solução de quimiluminescência para a membrana e exposição de um filme de raio-x dentro de um estojo à prova de luz (1-24 h).

6. exame do PMN-MPs por citometria de fluxo

  1. Para coloração de anticorpo, dilua a anticorpos apropriadamente no buffer de FACS (PBS com 0,1 mM EDTA, 0,1% de azida de sódio). Ressuspender peletizado PMN-MPs (derivado de 1-3 x 106 condição/PMN) em solução de anticorpo 100 µ l.
    1. Se a mancha para anexina V, resuspenda peletizado PMN-MPs em buffer anexina V contendo 5 µ l de conjugado FITC anexina V. Se co coloração com anticorpos, adicione os anticorpos desejados (para uma Tabela de materiais, consulte exemplo) diretamente para a solução de anexina V. Adicionar corante fluorescente lipídico, N-(2-aminoethyl) maleimide (ver Tabela de materiais), em 1 concentração de µM em 100 µ l de tampão de FACS para rotular e identificar o MPs.
  2. Incubar o MPs na coloração de solução pelo menos 20 min a 4 ° C.
  3. Lave o MPs por ultracentrifugação (1 h a 100.000 x g, a 4 ° C); desprezar o sobrenadante.
  4. Resuspenda em buffer de FACS e executar os exemplos de um citômetro de fluxo designado equipado com uma unidade eletrônica melhorada para aumento da sensibilidade (ver Tabela de materiais).

7. os pedidos de PMN-MPs isolados estudar a função PMN na cicatrização de feridas

  1. Administração in vivo de PMN-MPs para feridas do cólon
    1. ANESTHETIZE ratos por uma injeção intraperitoneal de uma mistura de cetamina (100 mg/kg) e xilazina (5 mg/kg). Confirmar a anestesia por pedal reflex (pitada de dedo firme) e ajustar conforme necessário.
    2. Coloque o mouse sobre seu estômago e usando a pinça de biopsia de 28 cm e um endoscópio equipado com uma câmera de alta resolução (tais como um endoscópio veterinário para uso de animais pequeno, consulte Tabela de materiais), gerar 3-5 feridas superficiais ao longo da face dorsal da dois pontos. Após a conclusão do ferimento, ratos de retorno para uma gaiola colocado sobre uma esteira de temperatura controlada (37 ° C) até que se recuperou.
    3. Anestesia os ratos (como na etapa 7.1.1). Use um endoscópio para obter imagens dos ferimentos infligidos 24 h (dia 1) pós-ferindo. Deixe os ratos recuperar como na etapa 7.1.2.
    4. Ao mesmo tempo (24h pós-ferimento), administre murino PMN-MPs derivados de 2 x 106 PMN em 100 µ l de HBSS + diretamente em cada local de ferida usando uma microinjeção de colonoscopia-baseado sistema (uso uma agulha 29g)9. Três dias mais tarde (4º dia pós-ferindo) anestesia os ratos (como na etapa 7.1.1) e usa um endoscópio para readquirir imagens de cura feridas. Deixe os ratos recuperar como na etapa 7.1.2.
    5. Usando o software de análise de imagem preferida (ver Tabela de materiais), regiões de contorno visível ferimento em imagens adquiridas, medida da área do mesmo ferida nos dias 1 e 4 pós-ferindo e calcular a porcentagem de fechamento da ferida.
  2. Humanos epiteliais células em vitro cicatrização de feridas
    1. Contagem de Caco-2 BBe ou T84, humanas células epiteliais intestinais por hemocytometer e semente de 5 x 105 células/poço em placas de cultura de 24-bem. Incube as células em uma câmara de padrão de incubação a 37 ° C e 5% de CO2. Caco-2 BBe ou T84 alcançar confluência dentro de 48 h9. Para cultura de células epiteliais, use DMEM e DMEM-F12 (50: 50) com suplementos como anteriormente descrito9.
    2. Gerar feridas zero mecânicas na monocamada usando uma ponta de pipeta e baixa sucção conforme descrito anteriormente,4,9. Adquirir imagens de áreas ferida imediatamente após riscar usando um microscópio de interferência diferencial de contraste de fase invertida (objectivos de utilização 5x ou 10x), para ser usado como um tempo = ponto de referência 0.
    3. Adicionar MPs (derivados de 2-4 X 106 PMN) de monocamadas de células epiteliais feridos de riscado e incubar por 24 h adicional (48 h pós-ferimento, a 37 ° C com 5% CO2). Neste momento re-adquira imagens das feridas-zero.
    4. Use o software de análise de imagem preferida (consulte Tabela de materiais) para medir áreas de ferimento em t = 0 e t = 48 h. calcular a porcentagem de fechamento da ferida, determinando a diferença na área ferida nos pontos de tempo selecionado.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Análise de fluxo representativo cytometric do MPs que foram isoladas de humanos e mouse PMN são mostrados na Figura 1. A heterogeneidade de tamanho do PMN-MPs pode ser avaliada por comparação com grânulos de tamanhos conhecidos como mostrado na Figura 1A, B para humanos MPs. nota, sem diferenças significativas na heterogeneidade de tamanho foram observadas entre o rato e MPs humanas. Da mesma forma, usando citome...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protocolos para o isolamento e caracterização de MPs PMN-derivados são descritos na presente comunicação. Vários pontos chaves de críticos devem ser tomados em consideração para o sucesso do procedimento. Primeiro, o PMN deve ser isolada fresco e deve ser usado em experimentos com até 2 horas de isolamento para impedir a desgranulação e activação espontânea. Toda manipulação de PMN durante o isolamento e até ao ponto de estimulação deve ser executada no gelo para evitar a activação e prematuro MP versão...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm nenhum conflito de interesses, de qualquer tipo relacionado com a presente comunicação

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Estamos gratos pela assistência técnica do Dr. Suchitra Swaminathan que dirige o núcleo de Northwestern Feinberg escola de medicina Flow Cytometry. Financiamento foi fornecido pela DK101675 (NIH).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
DMEMCorning10-041-CV
Soro Fetal Bovino (Inativado pelo Calor)Atlanta BiologicsS11150
Penicilina / Estreptomicina (10.000 unidades de penicilina / 10.000 mg / ml estreptococo)GIBCO15140
0.5 M EDTAFisherBP2482
Cloreto de sódioSigmaS9888Estéril e filtrado através de um 0.1 unidade de filtro de mícron
Estéril filtrado Histopaque 1077Sigma10771
Estéril filtrado Histopaque 1119Sigma11191Densidade 1.119 g/ml.  Solução de polissacarose e  diatrizoato de sódio. Leve à temperatura ambiente
Solução salina tamponada com fosfato (PBS) sem cálcio e magnésioCellgro210-40-CV
Álcool etílico (200 provas)Decon labs2701
HBBSCorning21-022-CV
Solução Azul de Tripano, 0.4%SigmaT8154  SIGMADiluído 1:2 para contagem de viabilidade celular
IsofluranoAbbot50033
Anti-humano CD11b-APC conjugadoBiolegend301350Clone ICRD44 (Concentração final: 1 µ g/mL)
BODIPY FLInvitrogenB10250N-(2-aminoetil) maleimida 
Tampão de ligação de anexina VBiolegend422201
Grânulos de calibração para citometria de fluxoBioCytex7803
FITC Anexina VBiolegend640906
PolymorphprepAxis-Shield PoC ASDiatrizoato de sódio/Dextrano 500, densidade 1,113 g/ml
Camundongos C57BL/6Jackson Labs
centrífuga de 15 ml tubos Corning430053
tubos de centrífuga de 50 mlBD Falcon352070
Pipetas sorológicas de 25 mlCelltreat229225B
Pipetas sorológicas de 10 mlCelltreat229210B
Pipetas sorológicas de 5 mlCelltreat229205B
Pipetas Pasteur BD Falcon357575
25 G x 5/8 pol. Agulhas (agulhas de deslizamento de precisão)BD305122
100 µ filtros de células mCelltreat229485
tubos VacutainerBD367251
Equipment
LSR Fortessa Special Order Research Product (SORP)BD(SORP)
Centrífuga de balde oscilanteThermoFisher Scientific75007210
UltracentrifugeMicro-centrífuga Beckman(L8-80 M)
ThermoFisher Scientific  VV-17703-15 (Fresco 17)
Centrífuga de balde oscilanteThermoFisher Scientific  75004503 (Megafuge 40R)
Pinça de biópsia, 28 cmStorz27071zj
Software
Imagem JNational Institute of HealthCódigo aberto 

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hickey, M. J., Kubes, P. Intravascular immunity: the host-pathogen encounter in blood vessels. Nat Rev Immunol. 9 (5), 364-375 (2009).
  2. Nathan, C. Neutrophils and immunity: challenges and opportunities. Nat Rev Immunol. 6 (3), 173-182 (2006).
  3. Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nat Rev Immunol. 13 (3), 159-175 (2013).
  4. Butin-Israeli, V., et al. Deposition of microparticles by neutrophils onto inflamed epithelium: a new mechanism to disrupt epithelial intercellular adhesions and promote transepithelial migration. FASEB J. , (2016).
  5. Gasser, O., Schifferli, J. A. Activated polymorphonuclear neutrophils disseminate anti-inflammatory microparticles by ectocytosis. Blood. 104 (8), 2543-2548 (2004).
  6. Swamydas, M., Lionakis, M. S. Isolation, purification and labeling of mouse bone marrow neutrophils for functional studies and adoptive transfer experiments. J Vis Exp. (77), e50586(2013).
  7. Shet, A. S. Characterizing blood microparticles: technical aspects and challenges. Vasc Health Risk Manag. 4 (4), 769-774 (2008).
  8. Dey-Hazra, E., et al. Detection of circulating microparticles by flow cytometry: influence of centrifugation, filtration of buffer, and freezing. Vasc Health Risk Manag. 6, 1125-1133 (2010).
  9. Slater, T. W., et al. Neutrophil Microparticles Deliver Active Myeloperoxidase to Injured Mucosa To Inhibit Epithelial Wound Healing. J Immunol. 198 (7), 2886-2897 (2017).
  10. Enjeti, A. K., Lincz, L., Seldon, M. Bio-maleimide as a generic stain for detection and quantitation of microparticles. Int J Lab Hematol. 30 (3), 196-199 (2008).
  11. Headland, S. E., et al. Neutrophil-derived microvesicles enter cartilage and protect the joint in inflammatory arthritis. Sci Transl Med. 7 (315), (2015).
  12. Andersson, T., Dahlgren, C., Lew, P. D., Stendahl, O. Cell surface expression of fMet-Leu-Phe receptors on human neutrophils. Correlation to changes in the cytosolic free Ca2+ level and action of phorbol myristate acetate. J Clin Invest. 79 (4), 1226-1233 (1987).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Micropart culas de Neutr filosIsolamento de Micropart culasCitometria de FluxoImmunoblottingCentrifuga o em Gradiente de DensidadeUltracentrifuga oRemo o de Detritos CelularesMarca o FluorescenteEnsaio de Cicatriza o de FeridasMarcadores Inflamat rios

Artigos relacionados