A identificação precisa de células satélites é essencial para estudar as suas funções sob diferentes condições fisiológicas e patológicas. Este artigo apresenta um protocolo para identificar células satélites em seções de músculo esquelético adulto baseado em imunofluorescência manchando.
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Artigo de método
Identificação de células satélite de músculo esquelético por imunofluorescência com anticorpos de laminina e Pax7
* These authors contributed equally
Neste artigo
Resumo
Resumo
Imunofluorescência é um método eficaz que ajuda a identificar diferentes tipos de células em secções de tecido. A fim de estudar a população celular desejado, anticorpos para marcadores de célula específica são aplicados em cortes de tecido. No músculo esquelético adulto, células satélites (SCs) são as células-tronco que contribuem para a regeneração e reparação muscular. Portanto, é importante Visualizar e traçar a população de células satélite sob diferentes condições fisiológicas. No músculo esquelético a descansar, SCs residam entre a lâmina basal e a membrana plasmática de miofibras. Um marcador comumente usado para a identificação de SCs no myofibers ou em cultura de células é a proteína emparelhados caixa Pax7. Neste artigo, um protocolo de imunofluorescência Pax7 otimizado em seções de músculo esquelético é apresentado que minimiza a mancha não específica e plano de fundo. Outro anticorpo que reconhece uma proteína (laminina) da lâmina basal também foi adicionado para ajudar a identificar os protocolos de SCs. Similar também pode ser usado para executar a rotulagem duplos ou triplos, com Pax7 e anticorpos para proteínas adicionais de interesse.
Introdução
Músculo esquelético é composto de células musculares multinucleadas, chamado myotubes, organizado em myofibers, que geram força e movimentos através de contração. Mais os músculos esqueléticos, com exceção de alguns músculos craniofaciais, são derivados de uma estrutura temporária embrionária chamada um somite1. Células precursoras miogênico delaminate partir do somite epitelial tornar mioblastos. Mioblastos mais diferenciarem em miócitos que fundem-se para tornar-se myotubes para formar myofibers multi nucleada. O processo acima é chamado myogenesis e é caracterizado pelo controle temporalmente-regulado da expressão do gene. Miogênico precursores expressam Pax3 e Pax7, Considerando que mioblastos expressam MyoD e/ou Myf5 e miócitos expressam Miogenina e myosins2,3. Crescimento muscular é um processo em que myofibers se tornam maiores, incorporando mais myonuclei em fibras existentes (hiperplasia) e pelo aumento da fibra muscular (hipertrofia) de tamanho4. Durante o crescimento muscular, há uma fonte sustentável de miogênico células que possuem propriedades de célula-tronco, em que eles podem diferenciar e auto renovar. Estas células são denominadas células satélites com base em sua localização física entre a sarcolema (membrana celular das miofibras) e a lâmina basal5. SCs vigorosamente contribuem para o crescimento muscular na fase juvenil (as primeiras 2-3 semanas de ratos pós-natal), mas tornar-se quiescente no músculo adulto6a descansar. Surpreendentemente, eles podem ser re-ativados em resposta ao músculo fere e se diferenciar em células de músculo novo para reparar o músculo danificado7.
As propriedades de célula-tronco fazem o estudo da SCs relevantes para biologia básica muscular e terapias de músculo doenças8. Como resultado, ele tem sido uma área de intensa investigação nas últimas décadas. Fez um tremendo progresso em dissecando a genética e epigenética de SCs9,10. Técnicas envolvidas no isolamento e identificação de SCs em situ foram desenvolvidas e optimizadas ao longo do caminho11. A coloração imunofluorescente permite a identificação de SCs através do uso de anticorpos específicos, inclusive para Pax7. No entanto, a escassez e o tamanho pequeno das SCs combinada com uma forte autofluorescência do tecido muscular esquelético adulto processam a visualização desafiador. Aqui, descrevemos um protocolo de coloração imunofluorescente otimizado para o tecido do músculo de rato para Pax7 e com base em um método existente para zebrafish muscular12. Além disso, um anticorpo de laminina rotulado com um fluoróforo distinto é empregado para identificar a lâmina basal sob as quais se situam os SCs. Este protocolo consistentemente permite a visualização de SCs Pax7-positivo e precursores miogênico sob condições fisiológicas tudo testadas e estádios de desenvolvimento.
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Protocolo
Neste protocolo, os músculos anterior membro posterior de ratos adultos (2-6 meses), tibial anterior (TA) e extensor longo dos dedos (EDI), foram utilizados como exemplo para realizar a imunofluorescência coloração sobre seus SCs. Todas as etapas de manipulação de camundongos e músculo dissecções de tecidos foram aprovadas pelo Comitê de uso (ACUC) de NIAMS/NIH e cuidado Animal.
1. dissecar o músculo TA/EDI desde o membro posterior Mouse
- Eutanásia o mouse numa câmara cheia de eutanásia CO2 sob as diretrizes do ACUC de NIH. Se necessário, realize deslocamento cervical.
- Coloque o rato voltado para cima sobre uma almofada de dissecação (supino). Pulverize o etanol a 70% na pele sua barriga. Corte um 1-2 cm abertura horizontal no centro da pele barriga do mouse e, em seguida, mesa o mouse puxando a abertura em direção aos pés do mouse. Expor um lado do membro hind do mouse.
- Use duas pinças afiadas: usar um para segurar os tendões que unem o TA/EDI ao tornozelo e usar o outro para romper e distorcer a fáscia cobrindo o TA/EDL. Uma vez que a fáscia é descascada, use a ponta afiada da pinça para desanexar do TA/EDI do osso tíbia executando a ponta por baixo do músculo TA/EDL.
- Corte os tendões do tornozelo com uma tesoura enquanto ainda segurando-os com a pinça. Apare o músculo com a tesoura ao longo da linha longitudinal do TA/EDI do tornozelo para o joelho ao levantar o EDI/TA do lado do tornozelo com a pinça. Cortou os tendões do joelho-lado para desanexar o inteiro TA/EDI da tíbia.
2. Cryo-incorporação do músculo TA/EDI
- Preparar um banho de nitrogênio líquido em um recipiente, por exemplo., um frasco de Dewar de nitrogênio líquido. Despeje num copo de plástico pequeno (cerca de 20 mL) para meio cheio methylbutane. Então coloque o béquer no banho de nitrogênio líquido para congelá-lo. Depois de alguns minutos, verificar que a methylbutane está congelada.
Nota: O nitrogênio líquido pode ser substituído por um balde de gelo seco, mas o tempo de congelamento é mais lento. - Leigos do TA/EDI dissecado para a superfície plana de um êmbolo de seringa de plástico pequena. Cobrir totalmente o TA/EDI com algumas gotas de ideal corte temperatura (O.C.T.) composto (o meio de congelação).
- Pegue o copo de methylbutane fora da banheira de nitrogênio líquido e descongelar a superfície com um objeto quente (ex., o cabo da tesoura). Rapidamente mergulho o O.C.T. cobriu TA/EDI sobre o êmbolo para a methylbutane derretida para snap-congelar o tecido.
- Desanexe o tecido incorporado do êmbolo com fórceps e colocá-lo em um tubo de microcentrifugadora de 1,5 mL. Coloca o tubo em nitrogênio líquido para armazená-lo durante a manipulação de mais amostras.
Nota: O tecido incorporado pode ser armazenado a-80 ° C para longo prazo (2 anos) ou a-20 ° C para curto prazo (6 meses).
3. criostato seccionamento
- Adicione uma gota de O.C.T. composto para o centro de um suporte de amostra de um criostato. Espere até que o composto O.C.T. é quase solidificado. Rapidamente vara do TA/EDI incorporado ao complexo O.C.T., perpendicular com o lado do tornozelo para baixo e o lado do joelho acima.
- Montar o suporte de amostra em um criostato, corte o tecido no intervalo de 10 µm e coletar as cryo-seções em slides de geada revestida com sobre seções de 4-8 em um slide.
- Seque as seções em temperatura ambiente pelo menos 3 h durante a noite.
Nota: Embora as seções no congelador por uma noite ou mais de secagem é aceitável, inevitavelmente aumentará a autofluorescência. Para melhores resultados, seca as seções para 0,5 h, então prosseguir com a fixação e coloração passos imediatamente. - Recolher os slides em uma caixa de slides e usá-los imediatamente ou armazenar os slides a-80 ° C ou a-20 ° C para uso posterior.
4. preparação dos reagentes para coloração de imunofluorescência
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Prepare os amortecedores:
- Prepare-se 2 L de 1 x salina tamponada fosfato (PBS) de PBS 10x.
- Prepare-se 40 mL de paraformaldeído 4% (PFA) em PBS 1x de 16% PFA.
- Prepare-se 2 L de PBST: 1X PBS com 0,1% Triton-100.
- Prepare 50 mL de PBST PBST-b: com 2% albumina de soro bovino (BSA).
- Prepare-se 10 mL de PBST PBST-B-g: com 2% BSA e 5% de soro de cabra Normal.
- Prepare-se 1 mL de solução de bloqueio. Diluído AffiniPure Fab fragmento cabra anti-Mouse IgG (H + L) (01:10) em PBST-B.
- Prepare 200 mL de tampão de citrato de 1x.
Nota: Os volumes das soluções acima são suficientes para pelo menos 5 slides. Volumes devem ser ajustadas de acordo com o número de slides e o tamanho dos recipientes de slide.
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Prepare esfregaços para coloração anticorpo:
- Anticorpos primários (concentração de trabalho): preparar 1,2 mL de anticorpo primário mistura diluindo o anticorpo monoclonal de rato de Pax7 (IgG1) (1-5 µ g/mL) + anticorpo policlonal laminina (0,5-2 µ g/mL) + anticorpo monoclonal de rato de MF20 (IgG2b) (0.5-2.5 µ g / mL) em PBST-B-G.
Nota: O anticorpo monoclonal de rato de MF20 (IgG2b) é opcional. - Anticorpos secundários (concentração de trabalho): preparar 1,2 mL de anticorpo secundário mistura diluindo cabra anti-rato IgG1 Cruz-adsorvido anticorpo secundário, Alexa Fluor 488 (0,5-2 µ g/mL) + cabra anti-coelho IgG (H + L) altamente Cruz-adsorvido anticorpo secundário, Alexa Fluor Plus 555 (0,5-2 µ g/mL) + cabra anti-rato IgG2b Cruz-adsorvido anticorpo secundário, Alexa Fluor 647 (0,5-2 µ g/mL) em PBST-B-G.
Nota: Alexa Fluor 647 é opcional.
- Anticorpos primários (concentração de trabalho): preparar 1,2 mL de anticorpo primário mistura diluindo o anticorpo monoclonal de rato de Pax7 (IgG1) (1-5 µ g/mL) + anticorpo policlonal laminina (0,5-2 µ g/mL) + anticorpo monoclonal de rato de MF20 (IgG2b) (0.5-2.5 µ g / mL) em PBST-B-G.
5. imunofluorescência coloração passos
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Re-hidratar e corrigir as cryo-seções com PFA.
- Remova alguns dos slides TA/EDI cryo-seção da caixa de slides. Aquecer os slides em uma bandeja de slide-terra arrendada à temperatura ambiente.
- Use uma caneta de bloqueador líquido (caneta PAP) para desenhar uma área que inclui todas as seções de criogenia do slide. Este círculo irá impedir as soluções fluem fora do slide.
- Leve a bandeja para uma coifa de laboratório. Adicionar 300-500 µ l de 4% PFA a lâmina dentro da área de um círculo para corrigir as seções à temperatura ambiente durante 10 min. lavar fora o PFA com 1X PBS pelo menos 3 x 5 min em um recipiente de slide.
Cuidado: PFA é tóxico e resíduos perigosos; deve ser operado com cuidado e descartado em um recipiente de resíduos perigosos.
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Recuperação do antígeno
- Encha outro slide recipiente com 200 mL de tampão citrato.
- Transferi os slides no recipiente. Transferi o recipiente com os slides para uma panela de pressão para cozinhar os slides no modo de alta pressão durante 10 minutos.
- Arrefecer o recipiente com a drenagem de água de 10 min. transferência todos os slides para um novo recipiente com PBST (200 mL), enxágue-os slides com PBST pelo menos 3 x 5 min.
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Bloqueio
- Adicione kimwipes ensopados de água para a bandeja segurando os slides para criar um ambiente úmido para evitar a secagem dos slides.
- Voltar os slides para a bandeja e adicionar 200 µ l de solução para cada slide de bloqueio. Cubra a bandeja com uma tampa e deixe-o bloqueando desenvolver durante 30 min.
Nota: Pax7 anticorpo é um anticorpo monoclonal de rato, para que haja ligação inespecífica do mouse IgG nos tecidos do músculo de rato que cria o fundo elevado. Usar o AffiniPure Fab fragmento de cabra anti-Mouse IgG (H + L) bloqueia a ligação inespecíficas na-do rato.
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Aplicam-se os anticorpos primários.
- Enxágue as lâminas com PBST uma vez no recipiente do slide. Mova os slides volta à bandeja de coloração.
- Aplicam-se 200 µ l de mistura de anticorpo primário em cada slide, cubra a bandeja com uma tampa e deixe a reação desenvolver à temperatura ambiente durante 1 h, ou a 4 ° C, durante a noite.
Nota: A reação durante a noite a 4 ° C dá o melhor resultado, apesar de desenvolver a reação na temperatura de quarto dá resultados satisfatórios. O anticorpo de MF20 miosina pode ser adicionado na mistura para realizar um triplo (Pax7, laminina, MF20) rotulagem. MF20 manchas diferenciadas de fibras musculares. Este passo também serve como mais um passo de bloqueio com PBST-B-G para reduzir potencial inespecíficas ligação de anticorpos secundários (anticorpos de cabra), na etapa seguinte.
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Aplicam-se anticorpos secundários.
- Lavar os anticorpos primários com PBST à temperatura ambiente pelo menos 3 x 5 min.
- Adicionar 200 µ l de mistura de anticorpo secundário para cada slide e permitir que a reação a desenvolver em temperatura ambiente pelo menos 1 h.
Nota: Para Pax7 + laminina, use cabra anti-rato IgG1 Alexa 488 e cabra anticoelho Alexa 555.
Para MF20 + Pax7 + laminina, adicione cabra anti-rato IgG2b Alexa 647 no mix. - Lavar os anticorpos secundários com PBST pelo menos 3 x 5min.
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Montagem e Counter-mancha DAPI (4, 6-diamidino-2-phenylindole)
- Dilua o DAPI (01:20, 000) em PBST no recipiente de slide, por exemplo, 10 µ l de DAPI em 200 mL de PBST.
- Mancha os slides no contêiner DAPI por 3 min.
- Lave o DAPI com PBST pelo menos 5 x 5 min.
- Monte as lâminas com meio de montagem. Cobrir os slides com as lamelas.
Cuidado: DAPI é tóxicos e perigosos; deve ser manuseado com cuidado e eliminado na garrafa resíduos perigosos.
6. fluorescente microscopia
Nota: O protocolo de coloração imunofluorescente relatado acima permitirá visualização SCs com qualquer um campo amplo fluorescente ou confocal microscópio. Pode ser inicialmente desafiador para identificar SCs. Aqui estão alguns passos recomendados que podem ser de ajuda.
- Use o canal de DAPI e objectivos de baixa ampliação para visualizar as seções sobre os slides.
- Alterne o aumento de baixa a alta. Para observar o SCs, pelo menos um objetivo X 20 é necessário).
- Usar o cubo de filtro duplo para 488 (FITC) / 555 (rodamina) observar tanto Pax7 e laminina sinaliza ao mesmo tempo para identificar SCs. Sob esta definição, o sinal de Pax7 coloração tem um melhor contraste com o ruído de fundo.
- Alterne rapidamente o canal FITC-DAPI para identificar corretamente a SCs. Todos SCs devem ser Pax7/DAPI-positivo.
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Resultados
Seguindo os passos acima, SCs podem ser visualizadas com êxito em seções de músculo adulto descanso sob um microscópio fluorescente (Figura 1). Embora o tecido muscular adulto tem forte autofluorescência de determinado tipo de fibras, as tinturas de série brilhantes Alexa podem superar o ruído de fundo e destaca-se o sinal (figura 1A, B; cabeças de seta). A microscopia confocal dois fotões capta uma imagem relati...
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Discussão
O protocolo acima foi baseado em um método de coloração de Pax7/MF20 no zebrafish músculo esquelético12. As soluções utilizadas e bloqueando os passos são idênticos ou semelhantes. Os anticorpos utilizados são idênticos. As etapas ajustadas basearam-se nas características do tecido muscular de rato e SCs. Primeiro, laminina anticorpo foi adicionado na mistura para ajudar a visualizar e confirmar a posição do SCs. Foi particularmente útil para contar o número de SCs sob o microscópio, quando usando...
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Divulgações
Os autores não têm nada para divulgar.
Agradecimentos
Agradecemos a seção de Imaging luz NIAMS para fornecer os microscópios e a ajuda técnica. Os anticorpos MF20 e Pax7 foram obtidos de estudos do desenvolvimento do Hybridoma banco desenvolvido sob os auspícios dos FORMULADORES e mantido pela departamento de ciências biológicas, da Universidade de Iowa, Iowa City. Este trabalho foi financiado pelo programa Intramural de pesquisa, NIAMS, do institutos nacionais da saúde.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Methylbutane | Sigma-Aldrich | M32631 | |
| Temperatura Ótima de Corte (O.C.T.) composto | Microscopia Eletrônica Sciences | 62550-01 | |
| 10x PBS | Gibco, Themo Fisher | 70011-044 | |
| 16% PFA | TED | PELLA 50-00-0 | |
| Triton-100 | Sigma-Aldrich | T8787 | |
| Soro de Cabra Normal | Thermo Fisher | 0 1-6201 | |
| AffiniPure Fab Fragment Goat Anti-Mouse IgG (H+L) | Jackson ImmunoResearch Laboratories Inc. | 115-007-003 | |
| 20x Tampão Citrato | Thermo Fisher | 00 500 | |
| Pax7 anticorpo monoclonal de camundongo (IgG1) (sobrenadante) | Estudo de Desenvolvimento Banco de Hibridoma N | /A | |
| Anticorpo policlonal de coelho de laminina | Sigma-Aldrich | L9393 | |
| MF20 anticorpo monoclonal de camundongo (IgG2b) (sobrenadante) | Estudo de Desenvolvimento Hibridoma Bank | N/A | |
| Anticorpo secundário de absorção cruzada IgG1 anti-camundongo de cabra, Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher | A-21121 | |
| Anticorpo secundário de absorção cruzada IgG2<>b de cabra, Alexa Fluor 647 | Thermo Fisher | A-21242 | |
| Anticorpo secundário altamente adsorvido anti-coelho de cabra IgG (H+L), Alexa Fluor Plus 555 | Thermo Fisher | A32732 | |
| Leica CM1860 | |||
| fluorescente de campo amplo Leica DM6000 | |||
| fluorescente de campo amplo Leica DMR | |||
| Microscópio confocal Zeiss LSM510 Microscópio | |||
| confocal Zeiss LSM780 | |||
| Panela | de pressão eletrônica Cuisinart |
Referências
- Buckingham, M. Gene regulatory networks and cell lineages that underlie the formation of skeletal muscle. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (23), 5830-5837 (2017).
- Buckingham, M., Relaix, F. PAX3 and PAX7 as upstream regulators of myogenesis. Semin Cell Dev Biol. 44, 115-125 (2015).
- Relaix, F., Buckingham, M. From insect eye to vertebrate muscle: redeployment of a regulatory network. Genes Dev. 13 (24), 3171-3178 (1999).
- Chang, N. C., Chevalier, F. P., Rudnicki, M. A. Satellite Cells in Muscular Dystrophy - Lost in Polarity. Trends Mol Med. 22 (6), 479-496 (2016).
- Mauro, A. Satellite cell of skeletal muscle fibers. J Biophys Biochem Cytol. 9, 493-495 (1961).
- Kuang, S., Rudnicki, M. A. The emerging biology of satellite cells and their therapeutic potential. Trends Mol Med. 14 (2), 82-91 (2008).
- Wang, Y. X., Rudnicki, M. A. Satellite cells, the engines of muscle repair. Nat Rev Mol Cell Biol. 13 (2), 127-133 (2011).
- Rinaldi, F., Perlingeiro, R. C. Stem cells for skeletal muscle regeneration: therapeutic potential and roadblocks. Transl Res. 163 (4), 409-417 (2014).
- Le Grand, F., Rudnicki, M. A. Skeletal muscle satellite cells and adult myogenesis. Curr Opin Cell Biol. 19 (6), 628-633 (2007).
- Giordani, L., Puri, P. L. Epigenetic control of skeletal muscle regeneration: Integrating genetic determinants and environmental changes. FEBS J. 280 (17), 4014-4025 (2013).
- Liu, L., Cheung, T. H., Charville, G. W., Rando, T. A. Isolation of skeletal muscle stem cells by fluorescence-activated cell sorting. Nat Protoc. 10 (10), 1612-1624 (2015).
- Feng, X., Adiarte, E. G., Devoto, S. H. Hedgehog acts directly on the zebrafish dermomyotome to promote myogenic differentiation. Dev Biol. 300 (2), 736-746 (2006).
- Juan, A. H., et al. Polycomb EZH2 controls self-renewal and safeguards the transcriptional identity of skeletal muscle stem cells. Genes Dev. 25 (8), 789-794 (2011).
- Jackson, K. A., Snyder, D. S., Goodell, M. A. Skeletal muscle fiber-specific green autofluorescence: potential for stem cell engraftment artifacts. Stem Cells. 22 (2), 180-187 (2004).
- Lepper, C., Conway, S. J., Fan, C. M. Adult satellite cells and embryonic muscle progenitors have distinct genetic requirements. Nature. 460 (7255), 627-631 (2009).
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Reimpressões e permissões
