Artigo de método

Comportamentais de testes para avaliar déficits funcionais causados pela implantação de microeletrodos no córtex Motor rato roedor

DOI:

10.3791/57829

⸱

18 de agosto de 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mostramos que uma implantação de microeletrodos no córtex motor de ratos provoca déficits motor imediatos e duradouros. Os métodos propuseram neste documento contorno uma cirurgia de implante de microeletrodos e três roedores tarefas comportamentais para elucidar possíveis alterações na função motor fina ou bruta devido aos danos causados a implantação para o córtex motor.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dispositivos médicos implantados no cérebro têm enorme potencial. Como parte de um sistema de Interface de máquina cerebral (IMC), intracortical microeletrodos demonstram a capacidade de gravar os potenciais de ação de individuais ou pequenos grupos de neurônios. Tais sinais gravados com êxito tem sido usados para permitir pacientes para interface com ou controlar seus próprios membros, membros robóticos e computadores. No entanto, estudos anteriores com animais mostraram que uma implantação de microeletrodos no cérebro não só danifica o tecido circundante, mas também pode resultar em déficits funcionais. Aqui, vamos discutir uma série de testes comportamentais para quantificar potenciais deficiências motor seguindo a implantação de microeletrodos intracortical no córtex motor de um rato. Os métodos para a grade de campo aberto, cruzamento de escada e testes de resistência de aderência fornecem informações valiosas sobre as potenciais complicações resultantes de uma implantação de microeletrodos. Os resultados dos testes comportamentais estão correlacionados com histologia de ponto de extremidade, fornecendo informações adicionais sobre os resultados patológicos e os impactos deste procedimento no tecido adjacente.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Microeletrodos intracortical foram originalmente usados para mapear os circuitos do cérebro e desenvolveram-se em uma valiosa ferramenta para habilitar a detecção de intenções motor que pode ser usado para produzir saídas funcional1. Saídas funcionais detectadas podem oferecer a indivíduos que sofrem de lesões na medula espinhal, paralisia cerebral, esclerose lateral amiotrófica (ela) ou outras condições de limitação de movimento do controle de um cursor de computador2,3 ou robótica 4,5,6do braço, ou restaurar a função própria de membro com deficiência7. Portanto, tecnologia de microeletrodos intracortical tem emergido como um promissor e rapidamente crescente campo8.

Devido o sucesso visto no campo, estudos clínicos estão em andamento para melhorar e entender melhor as possibilidades de BMI tecnologia5,9,10. Por perceber o potencial de comunicação com os neurônios no cérebro, as aplicações de reabilitação são percebidas como ilimitado8. Embora haja grande optimismo para o futuro da tecnologia de microeletrodos intracortical, também é bem conhecido que microeletrodos eventualmente falharem11, possivelmente devido a uma resposta aguda MPTP pós-implante. A implantação de um material estranho no cérebro resulta em danos imediatos para os tecidos circundantes e leva a mais danos causados por MPTP resposta que varia de acordo com propriedades do implante12. Além disso, um implante no cérebro pode causar um efeito de microlesion: uma redução no metabolismo da glicose, pensado para ser causado por edema agudo e hemorragia devido a inserção de dispositivo13. Além disso, a qualidade de sinal e o comprimento de tempo que os sinais úteis podem ser registrados são inconsistentes, independentemente do modelo animal11,14,15,16. Vários estudos têm demonstrado a conexão entre neuroinflammation e microeletrodos desempenho17,18,19. Portanto, o consenso da Comunidade é que a resposta inflamatória do tecido neural que rodeia os microeletrodos, pelo menos em parte, compromete a confiabilidade do eletrodo.

Muitos estudos têm examinado a inflamação local11,20,21,22 ou explorado métodos para reduzir os danos ao cérebro causado por inserção11,23, 24,25, com o objetivo de melhorar o desempenho de gravação ao longo do tempo14,26. Além disso, nós recentemente mostraram que uma lesão iatrogênica causada por uma inserção de microeletrodos no córtex motor de ratos provoca uma imediata e duradoura déficit motor bem27. Portanto, o objetivo dos protocolos aqui apresentados é dar pesquisadores um método quantitativo para avaliar possíveis déficits motor como resultado de trauma crânio-encefálico após a implantação e a presença persistente de dispositivos intracortical (microeletrodos na caso deste manuscrito). Os testes de comportamento descritos aqui foram projetados para destrinchar ambas as deficiências da motricidade grosseira e fina e podem ser usados em muitos modelos de lesão cerebral. Esses métodos são simples, reprodutível e podem ser facilmente implementados em um modelo de roedor. Além disso, os métodos aqui apresentados permitem uma correlação de comportamento motor para resultados histológicos, um benefício que, até recentemente, os autores não vi publicada no campo de IMC. Finalmente, como esses métodos foram projetados para testar a função motora fina28, a função motora bruta29e stress e ansiedade comportamento29,30, os métodos apresentados aqui também podem ser implementados em uma variedade de modelos de ferimento na cabeça, onde os investigadores querem governar para fora (ou em) eventuais déficits de função motora.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos os procedimentos e práticas de cuidados com animais foram aprovadas pela e realizadas em conformidade com o Louis Stokes Cleveland departamento de veteranos dos Assuntos centro institucional Animal cuidados médicos e comissões de utilização.

Nota: Para educar os pesquisadores sobre a decisão sobre o uso de um modelo de ferimento de facada como um controle, recomenda-se revisar o trabalho feito por Potter et al 21.

1. procedimento cirúrgico de implantação de microeletrodos

  1. Preparação pré-cirúrgica de animais
    1. Anestesia o animal em uma câmara de indução utilizando isoflurano (2-4%). Enquanto sob anestesia, Monitore continuamente o animal usando um sistema de medição vital para monitorar a frequência cardíaca e o conteúdo de oxigênio do sangue.
    2. Mova o animal para um cone de nariz para continuar o anestésico. Por via subcutânea (SQ) injectar um antibiótico de cefalosporina, por exemplo, cefazolina (25 mg/kg) e um anti-inflamatório não-esteroide, por exemplo, o carprofeno (5 mg/kg) para prevenir a infecção e controlar a dor, respectivamente.
    3. Liberalmente aplica pomada oftálmica aos olhos do animal para impedi-los de secagem.
    4. Usando o cortador de unhas de animais pequenos, apare as unhas dos pés para impedir que o animal coçar as suturas durante a cicatrização de feridas. Certifique-se de que as unhas não são cortadas muito curtos, como isso pode levar a dor e sangramento para o animal.
    5. Rapar a cabeça do animal completamente por trás das orelhas para entre os olhos usando um aparador barbeador elétrico.
    6. Fornece uma analgesia local com uma injeção SQ de bupivacaína (0,3 mL de bupivacaína a 0,125% diluída da solução-mãe) na parte superior da cabeça do animal na área da incisão.
    7. Monte o animal em uma armação estereotáxica, usando barras de orelha para manter a cabeça de mover-se durante a cirurgia. Coloque uma almofada sob o animal para manter a temperatura interna do animal de aquecimento de água circulante.
    8. Aplica um pano estéril, por exemplo, aprovado institucionalmente estéril envoltório plástico, para isolar o campo cirúrgico.
    9. Esfregue a área cirúrgica, usando uma solução de betadine alternados e isopropanol scrubs.
    10. Execute uma pitada de dedo do pé de acordo com o protocolo institucional para garantir que o animal está sob o plano cirúrgico.
  2. Preparar o animal para implantação
    1. Crie uma incisão de aproximadamente 1 em baixo da linha média, expondo o crânio usando uma lâmina de bisturi n º 10. Sem rodeios remover o periósteo usando um aplicador com ponta de algodão e parar qualquer sangramento usando uma gaze esterilizada. Retrair o tecido circundante usando clipes de crocodilo e limpar e desidratar o crânio com peróxido de hidrogênio.
    2. Coloque algumas gotas de cola de tecido à base de cianoacrilato no crânio exposto para melhorar o cimento dental, colagem em etapas posteriores.
    3. No hemisfério escolhido, marca a região do córtex motor correspondente ao movimento de pata dianteira aproximadamente 3 mm laterais à linha mediana e 2 mm à frente do bregma criando um nick no osso.
    4. Remova uma parte do crânio com uma broca de dentista 1,75 mm ponta arredondada, tomando especial atenção para não furar demasiado depressa ou demasiado profundamente e apoiando uma mão na armação estereotáxica. A broca deve ser aplicada ao crânio intermitentemente para evitar sobreaquecimento31.
    5. Refletir a dura-máter usando uma picareta de dura-máter bem viciado 45°.
    6. Limpe qualquer sangramento usando um cotonete e soro fisiológico, tendo o cuidado de não diretamente toque a superfície do cérebro.
  3. Inserção de microeletrodos no córtex motor
    1. Monte cuidadosamente o microeléctrodo esterilizado no suporte universal na armação estereotáxica, tomando cuidado para não bater a pata do eléctrodo. Certifique-se de que o conector de interface headstage do eléctrodo está firmemente mantido pelo titular.
      Nota: Aqui, utilizou-se um eletrodo haste de silicone Michigan-estilo não-funcional medindo 2 mm x 123 µm x 15 µm, e a haste foi inserida usando pinça fina.
    2. Usando os Micromanipuladores na armação estereotáxica, cuidadosamente Posicione a ponta do eletrodo sobre a craniotomia aberta.
    3. Desça cuidadosamente o eletrodo de aproximadamente 2 mm para o cérebro usando os Micromanipuladores como um guia de medição (dependendo a escolha de eletrodo, uma inserção automatizada em taxas controladas pode ser necessária.) Tenha cuidado para evitar qualquer vasculatura visível sempre que possível. Quando o eletrodo está no lugar, cuidadosamente, liberar o conector do suporte universal e retrai o braço da inserção.
    4. Limpe cuidadosamente qualquer sangramento ao redor do eletrodo usando um cotonete e solução salina.
    5. Sele a craniotomia em torno do eletrodo implantado usando um elastómero de silicone.
    6. Fixe o eletrodo no crânio usando cimento dental.
    7. Uma vez que o cimento é completamente seco, juntar as bordas da incisão na parte da frente e de trás o dorso de cimento e sutura-los Calem.
  4. Cuidados pós-operatórios
    1. Permitir que o animal se recuperar em uma almofada de aquecimento enquanto continua a monitorar seus sinais vitais de água de circulação. Evite usar lâmpadas de calor, como a temperatura das lâmpadas é mais difícil de controlar e animais podem superaquecer.
    2. Uma vez que o animal está totalmente acordado, mova o animal para uma gaiola limpa, com fácil acesso à comida e água.
    3. Durante dias pós-operatórios 1-3, fornece os animais com antibiótico de cefalosporina SQ (25 mg/kg) e um anti-inflamatório não-esteroide (5 mg/kg) para prevenir a infecção e controlar sua dor.
    4. Monitore os animais diariamente para os sinais de dor ou desconforto, sangramento, mudança de peso ou problemas de sutura através de pelo menos pós-operatória dia 5.

2. teste comportamentais

  1. Para todos os testes de comportamento, teste os animais 2 x por teste na semana antes da cirurgia de implante de eletrodo para calcular suas notas de base pré-cirurgia. Após a cirurgia, permitir que os animais possam descansar por 1 semana antes de iniciar o teste 2x por semana em cada teste de comportamento. Condições de testes consistentes devem ser usadas ao longo do estudo para pré e pós-cirúrgico testes para minimizar os efeitos do stress sobre o desempenho, o que poderia resultar em uma medida de ansiedade.
    1. Limpe o equipamento de teste tudo com um esterilizante baseado no dióxido de cloro no início de cada sessão de teste e depois de cada animal.
    2. Filme a grade de campo aberto e teste de escada. Esses testes exigem uma câmera de vídeo (1080p, mínimo de 15 fps, 78° diagonal campo de visão), um laptop e espaço para armazenar os dados de vídeo.
    3. No início de cada dia de teste, trazer os animais para a sala de testes e permitir-lhes aclimatar-se durante pelo menos 20 minutos antes de começar o teste. O quarto deve ser leve e temperatura controlada, e o mesmo pessoal deve completar todos os testes. Idealmente, a mesma sala será usada para todos os animais ao longo do curso dos testes sem alterações para o quarto.
    4. Uso alimentar recompensas para encorajar os animais para completar as tarefas, especialmente durante o treinamento de escada. Cereais ou pequenos pedaços de microplaquetas da banana ou biscoitos fazem boas recompensas.
    5. Normalize todas as performances de testes semanais para o golo de pre-cirurgia para cada animal (equação 1).
      Equação 1:figure-protocol-1
  2. Abrir campo grade testes
    Nota: O teste de rede de campo aberto foi construído internamente e tem uma superfície de 1 m2 , com aproximadamente 40 cm alta opaco laterais. O fundo executando a superfície da grade é dividido em 9 quadrados iguais da face inferior usando fita (Figura 1A). A câmera de gravação é fixada acima do centro da grade no andaime.
    1. Para começar o teste da grade de campo aberto, coloque o animal no centro da grade de costas para o testador.
    2. Permitir que o animal executar livremente por 3 min, durante a gravação de um vídeo.
    3. Quando o animal foi concluído o teste, retire o animal da grelha e devolvê-lo para a gaiola. Limpe a grade completamente com esterilizante baseado no dióxido de cloro.
    4. Teste cada animal 1 x por dia de teste.
    5. Analise o número de linhas de grade cruzadas a distância total percorrida e a velocidade máxima do animal como métricas da função motora bruta usando um software de monitoramento de vídeo.
      Nota: Os dados aqui apresentados foram quantificados manualmente por pesquisadores treinados, mas é preferível usar um recentemente desenvolvido in-house algoritmo32de rastreamento.
  3. Teste de escada
    Nota: O teste da escada foi construído internamente e consiste em 2 paredes de acrílico transparente laterais, cada 1 m de comprimento, ligado por degraus de 3 mm de diâmetro espaçados de 2 cm de distância(Figura 2). Escada de teste é um teste qualificado e, portanto, requer 1 semana de treinamento antes da gravação as pontuações de base pré-cirurgia. O protocolo para o treinamento e o teste é o mesmo.
    1. Mova o animal para uma gaiola de contenção temporária limpa para iniciar os testes de escada.
    2. Configurar a escada para que lo pontes 2 gaiolas. Início e fim da escada baseia-se em uma gaiola limpa, e o acabamento final baseia-se na gaiola de casa do animal para servir como uma motivação para completar a corrida.
    3. Posicione a mesma (ou similar) câmara de vídeo em um tripé no centro da escada. A posição da câmera deve ser a altura do degrau e permitir a escada inteira para ser visto.
    4. Com a câmera rodando, segure o animal à linha de partida da escada, permitindo que suas patas dianteiras tocar o primeiro degrau.
    5. Permitir que o animal cruzar a escada em seu próprio ritmo. O tempo decorrido entre o momento quando a pata do animal toca o primeiro degrau e a linha de chegada em terceiro ao último degrau determinará tempo do animal para atravessar.
    6. Se o animal se vira na escada ou não se move por um período de 20 s, considerar o animal ter falhado a fugir. Atribua os animais uma penalidade marcar tempo para cada falha executar. Determine o tempo de pena pelo desempenho mais lento gravado durante pré-cirurgia teste27.
    7. Permitir que cada animal cruzar a escada 5 x por dia com aproximadamente 1 minuto de descanso entre cada execução de teste.
    8. Média as mais rápidas 3 corridas por dia como uma métrica de motricidade fina. Além disso, registre o número de vezes que cada um da frente patas escorregar os degraus usando um software de monitoramento de vídeo.
      Nota: Os dados aqui apresentados foram quantificados manualmente por pesquisadores treinados, mas é preferível usar um algoritmo recentemente desenvolvido in-house rastreamento usando Dona et al 32.
  4. Teste de resistência de aderência
    1. Calibrar o medidor de força de aperto antes de cada sessão de teste e medir a força em gramas.
    2. Posição do medidor de força de aperto na borda de um contador com o guidão aperto estendido no chão.
    3. Permitir que o animal agarrar o guidão com as duas patas da frente, mantendo o animal pela base da cauda(Figura 3).
    4. Uma vez que o animal tem um aperto firme com cada pata, puxe o animal longe o medidor pela base da cauda com força lenta e constante.
    5. Grave a força de preensão máxima exercida pelo animal que é exibido sobre o digital de saída do medidor de força de aperto.
    6. Teste cada animal 3 x por dia com cerca de 2 min de descanso entre cada teste de teste.
    7. Como uma métrica de motricidade fina, gravar e média da força de preensão máxima de saída de cada um dos 3 testes.

3. pós-comportamental protocolo

  1. Seguindo tudo comportamental testes (por exemplo, 8-16 semanas após a implantação), anestesiar os animais usando profundamente cetamina (160 mg/kg) e xilazina (20 mg/kg), transcardially perfuse-los, colher seus cérebros e cryo-fatia-los e manchar o tecido usando marcadores imuno-histoquímicos para quantificar a resposta celular ao redor do local de implantação33,34,35,36,37,38.

4. análise estatística

Nota: Uma análise do poder em perspectiva é fortemente sugerida para quaisquer estudos buscando responder a uma pergunta de investigação particular. A análise do poder, que informa o número de animais necessários para alcançar uma significância estatística para um projeto de estudo particular, deve basear-se na hipótese de investigação particular, o projeto do experimento, o tamanho do efeito estimado e variabilidade de os tratamentos se destina, como bem o efeito tamanho necessário para conseguir relevância clínica ou científica.

  1. Realizar análises estatísticas usando o software estatístico comum.
  2. Tabulate a estatística descritiva e exibi-los como média ± erro padrão.
  3. Analise o desempenho comportamental [na grade do campo aberto (passo 2.2), escada (passo 2.3) e aperto teste de força (passo 2.4)] em cada ponto de tempo semanal para comparar os grupos de controle vs implantado usando um teste t de duas amostras. Considere cada ponto de tempo semanal uma medida independente.
  4. Quantificar o desempenho longitudinal, usando um modelo linear de efeito misturado. A semana e o grupo são fatores e um animal experimental está aninhado dentro do grupo como um efeito aleatório. Análise de variância (ANOVA) é usado para determinar o efeito do fator com nível de significância de 0,05 < p .
  5. Compare o desempenho de escada com intensidade de imunoglobulina G (IgG) usando uma análise de regressão linear. Calcule o coeficiente de correlação pelo método de um Pearson.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Usando os métodos apresentados aqui, uma cirurgia de implante de microeletrodos no córtex motor é concluído seguir procedimentos estabelecidos39,40,41,42, seguido pelo teste da grade de campo aberto para avaliar a função motora bruta e escada e aperto força testes para avaliar o motor bem função27. Teste de função motora foi concluído 2 x...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O protocolo descrito aqui tem sido usado para efetivamente e reproducibly medir déficit motor fino e bruto em um modelo de lesão cerebral de roedores. Além disso, permite a correlação de comportamento motor fino a resultados histológicos pós-implante um microeléctrodo no córtex motor. Os métodos são fáceis de seguir, barato para configurar e podem ser modificados para atender às necessidades individuais do pesquisador. Além disso, os testes de comportamento não causa grande stress ou dor aos animais; em vez disso, os pes...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm nada para divulgar.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudo foi suportado em parte pela revisão de mérito #B1495-R (Capadona) e o Prêmio presidencial de carreira precoce para cientista e engenheiros (PECASE, Capadona) dos Estados Unidos (EUA) departamento de veteranos dos assuntos reabilitação pesquisa e Serviço de desenvolvimento. Além disso, este trabalho foi financiado em parte pela estância de assistente de defesa para assuntos de saúde, através de Peer revisão médica programa de pesquisa sob n º prêmio W81XWH-15-1-0608. O conteúdo não representam a opinião do departamento dos EUA de assuntos de veteranos ou o governo dos Estados Unidos. Os autores gostaria de agradecer o Dr. Hiroyuki Arakawa no núcleo de comportamento do roedor CWRU para sua orientação em projetar e testar protocolos comportamentais roedores. Os autores também gostaria de agradecer sua ajuda na concepção e fabrico no teste de roedores escada James Drake e Kevin Talbot do CWRU departamento de mecânica e engenharia aeroespacial.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Ratos Sprague Dawley, machos, 201-225gCharles RiverCD
Compac5 sistema de anestesiaVetequip901812
Aparadores elétricosWahl9918-6171
Quadro estereotáxicoDavid Kopf Instruments1760
Gaymar almofada e bomba de água aquecidaBraintree Scientific Inc  TP-700
Vetbond adesivo de tecido3M07-805-5031
Broca DentalPearson DentalO60-0045
Dura pickFine Science Tools10064-14
Microeletrodo de haste de siliconeFeito internamente no Cleveland VA Medical CenterN/A
KwikCast elastômero de siliconeWorld Precision InstrumentsCimento dentário KWIK-CAST
Teets A-M Systems525000
Webcam HD Pro c920Logitec960-000764
Medidor de força de preensãoHarvard Apparatus565084
Minitab 17 software estatísticoMinitab Inc
Teste de grade de campo abertoFeito internamente na Case Western Reserve UniversityN/A
Teste de escadaFeito internamente na Case Western Reserve UniversityN / A
Coelho anti-rato IgG anticorpoBio-Rad618501

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. McFarland, D. J., Sarnacki, W. A., Wolpaw, J. R. Electroencephalographic (EEG) control of three-dimensional movement. Journal of Neural Engineering. 7 (3), 036007(2010).
  3. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (51), 17849-17854 (2004).
  4. Bell, C. J., Shenoy, P., Chalodhorn, R., Rao, R. P. Control of a humanoid robot by a noninvasive brain-computer interface in humans. Journal of Neural Engineering. 5 (2), 214-220 (2008).
  5. Collinger, J. L., et al. High-performance neuroprosthetic control by an individual with tetraplegia. The Lancet. 381 (9866), 557-564 (2013).
  6. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485 (7398), 372-375 (2012).
  7. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 389 (10081), 1821-1830 (2017).
  8. Bowsher, K., et al. Brain-computer interface devices for patients with paralysis and amputation: a meeting report. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 023001(2016).
  9. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Direct cortical control of 3D neuroprosthetic devices. Science. 296 (5574), 1829-1832 (2002).
  10. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Information conveyed through brain-control: cursor versus robot. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (2), 195-199 (2003).
  11. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  12. Anderson, D. J. Penetrating multichannel stimulation and recording electrodes in auditory prosthesis research. Hearing Research. 242 (1-2), 31-41 (2008).
  13. Pourfar, M., et al. Assessing the microlesion effect of subthalamic deep brain stimulation surgery with FDG PET. Journal of Neurosurgery. 110 (6), 1278-1282 (2009).
  14. Hermann, J. K., et al. Inhibition of the cluster of differentiation 14 innate immunity pathway with IAXO-101 improves chronic microelectrode performance. Journal of Neural Engineering. , (2018).
  15. Bedell, H. W., et al. Targeting CD14 on blood derived cells improves chronic intracortical microelectrode performance in chronic modified state of neuroinflammation. Biomaterials. 163, 163-173 (2018).
  16. Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
  17. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  18. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34 (20), 4703-4713 (2013).
  19. Kozai, T. D., et al. Effects of caspase-1 knockout on chronic neural recording quality and longevity: insight into cellular and molecular mechanisms of the reactive tissue response. Biomaterials. 35 (36), 9620-9634 (2014).
  20. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  21. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9 (4), 046020(2012).
  22. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  23. Gunasekera, B., Saxena, T., Bellamkonda, R., Karumbaiah, L. Intracortical recording interfaces: current challenges to chronic recording function. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 68-83 (2015).
  24. Villalobos, J., et al. Preclinical evaluation of a miniaturized Deep Brain Stimulation electrode lead. Conference Proceedings: Annual International Conferences of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2015, 6908-6911 (2015).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), e3565(2012).
  27. Goss-Varley, M., et al. Microelectrode implantation in motor cortex causes fine motor deficit: implications on potential considerations to brain computer interfacing and human augmentation. Scientific Reports. 7, 15254(2017).
  28. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  29. Bailey, K. R., Crawley, J. N. Anxiety-related behaviors in mice. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience. Buccafusco, J. J. , CRC Press. Boca Raton, FL. chapter 5 (2009).
  30. Prut, L., Belzung, C. The open field as a paradigm to measure the effects of drugs on anxiety-like behaviors: a review. European Journal of Pharmacology. 463 (1-3), 3-33 (2003).
  31. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy procedure: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. , (2017).
  32. Dona, K. R., et al. A novel single animal motor function tracking system using MATLAB's computer vision toolbox to assess functional deficits. Journal of Visualized Experiments. , Under Review (2018).
  33. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. , (2018).
  34. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. , (2017).
  35. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 0142-9612 (35), 8049-8064 (2014).
  36. Potter-Baker, K. A., et al. A comparison of neuroinflammation to implanted microelectrodes in rat and mouse models. Biomaterials. 34, 5637-5646 (2014).
  37. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  38. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry B. 2, 2517-2529 (2014).
  39. Potter, K. A., Simon, J. S., Velagapudi, B., Capadona, J. R. Reduction of autofluorescence at the microelectrode-cortical tissue interface improves antibody detection. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 96-105 (2012).
  40. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically-adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  41. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014(2014).
  42. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  43. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  44. Hamm, R. J., Pike, B. R., O'Dell, D. M., Lyeth, B. G., Jenkins, L. W. The rotarod test: an evaluation of its effectiveness in assessing motor deficits following traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 11 (2), 187-196 (1994).
  45. Teuber, H. L. Recovery of function after brain injury in man. Ciba Foundation Symposium. (34), 159-190 (1975).
  46. Carmel, J. B., Kimura, H., Martin, J. H. Electrical stimulation of motor cortex in the uninjured hemisphere after chronic unilateral injury promotes recovery of skilled locomotion through ipsilateral control. Journal of Neuroscience. 34 (2), 462-466 (2014).
  47. Hayn, L., Koch, M. Suppression of excitotoxicity and foreign body response by memantine in chronic cannula implantation into the rat brain. Brain Research Bulletin. 117, 54-68 (2015).
  48. Marklund, N. Rodent models of traumatic brain injury: methods and challenges. Methods in Molecular Biology. 1462, 29-46 (2016).
  49. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: a scoring system and its practical application. Journal of Visualized Experiments. (28), e1204(2009).
  50. Pajoohesh-Ganji, A., Byrnes, K. R., Fatemi, G., Faden, A. I. A combined scoring method to assess behavioral recovery after mouse spinal cord injury. Neuroscience Research. 67 (2), 117-125 (2010).
  51. Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Influences of laboratory environment on behavior. Nature Neuroscience. 5 (11), 1101-1102 (2002).
  52. Crabbe, J. C., Wahlsten, D., Dudek, B. C. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science. 284 (5420), 1670-1672 (1999).
  53. Richter, S. H., Garner, J. P., Auer, C., Kunert, J., Wurbel, H. Systematic variation improves reproducibility of animal experiments. Nature Methods. 7 (3), 167-168 (2010).
  54. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  55. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: applications, considerations for researchers, and future directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  56. Harrison, F. E., Hosseini, A. H., McDonald, M. P. Endogenous anxiety and stress responses in water maze and Barnes maze spatial memory tasks. Behavioural Brain Research. 198 (1), 247-251 (2009).
  57. Jackson, J. R., et al. Reduced voluntary running performance is associated with impaired coordination as a result of muscle satellite cell depletion in adult mice. Skeletal Muscle. 5, 41(2015).
  58. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily anti-oxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002(2015).
  59. Ware, T., Simon, D., Rennaker, R. L., Voit, W. Smart polymers for neural interfaces. Polymer Reviews. 53 (1), 108-129 (2013).
  60. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331(2017).
  61. Kozai, T., et al. Reduction of neurovascular damage resulting from microelectrode insertion into the cerebral cortex using in vivo two-photon mapping. Journal of Neural Engineering. 7 (4), 046011(2010).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Implante no C rtex MotorTeste de Grade em Campo AbertoTeste de Travessia de EscadaTeste de For a de Preens oAvalia o Motora ComportamentalCirurgia Estereot xicaCorrela o Histol gicaPermeabilidade da Barreira Hematoencef licaFun o Motora Fina

Artigos relacionados