Artigo de método

Azul de toluidina mancha de resina-incorporado seções para avaliação da morfologia do nervo periférico

DOI:

10.3791/58031

⸱

3 de julho de 2018

 ,  ,  , 
1School of Pharmacy, University of Wyoming, 2Department of Zoology and Physiology, University of Wyoming

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aqui nós apresentamos um protocolo para visualizar belas estruturas de nervos periféricos obtendo e seções de 1-2 µm com toluidina a coloração azul

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nervos periféricos se estendem por todo o corpo, que inervam tecidos-alvo com axônios motor ou sensoriais. Devido à ampla distribuição, nervos periféricos são frequentemente danificados devido a trauma ou doença. Como métodos e estratégias foram desenvolvidas para avaliar lesão de nervo periférico em modelos animais, função e regeneração, analisando a morfometria do nervo periférico tornou-se uma medida de resultado terminal essencial. Seções de toluidina azul coloração do nervo Cruz obtidas de seções de nervo resina incorporada é um método reprodutível para avaliações qualitativas e quantitativas dos nervos periféricos, permitindo a visualização do número de morfologia de axônios e grau de mielinização. Esta técnica, tal como acontece com muitos outros métodos histológicos, pode ser difícil de aprender e dominar usando protocolos padrão de escrita. A intenção desta publicação é, portanto acentuar a protocolos escritos para toluidina azul coloração de nervos periféricos com Videografia do método, usando os nervos ciático de ratos colhidos. Neste protocolo, descrevemos na vivo fixação de nervo periférico e coleta do tecido e pós-fixação com 2% de tetróxido de ósmio, incorporação de nervos em resina epóxi e ultramicrotome de seccionamento dos nervos a espessura de 1-2μm. Seções do nervo, em seguida, transferido para uma lâmina de vidro e corados com azul de toluidina, após o qual são quantitativamente e qualitativamente avaliados. São mostrados exemplos dos problemas mais comuns, bem como medidas para atenuar esses problemas.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nervos periféricos se estendem por todo o corpo, que inervam tecidos-alvo com axônios sensoriais ou motor1. Nervo periférico defeitos causados por doenças e trauma representam uma preocupação de saúde pública e tem grandes impactos econômicos2,3. Apesar dos progressos em avaliar os resultados de lesões nervosas periféricas e entendendo a regeneração do nervo, métodos tradicionais como nervo histologia e técnicas de coloração são ferramentas essenciais para qualitativa e quantitativamente avaliar saúde do nervo como uma medida de resultado terminal em modelos animais ou tecidos humanos extirpado. Isto frequentemente é emparelhado com medições eletrofisiológicas da função do nervo periférico, onde a morfometria pode revelar por regeneração nervosa funcional fez ou não ocorreu.

Azul de toluidina a coloração das seções de nervo periférico semi fina de resina incorporada é um método especializado para as fibras nervosas mielinizadas, proporcionando alta qualidade de imagem e claro imagens detalhadas de nervo estruturas4,5,6 . Azul de toluidina é uma mancha metachromatic acidófilo, descoberta por William Henry Perkin em 1856,7e tem sido utilizada em várias aplicações médicas8. Seções de nervo periférico manchadas de azul de toluidina obtidas de segmentos nervosos resina-incorporado permite a clara visualização das estruturas nervosas. Visualização da bainha de mielina estrutura pode ser reforçada pelo uso de tetróxido de ósmio pós-fixação4,9. Tetróxido de ósmio é um oxidante e lipídios fixador agente tóxico que interage com as ligações duplas em lipídios, resultando em bainhas de mielina rica em lipídios starkly definidos10. No entanto, tetróxido de ósmio é tóxico, caro, exige uma maior incubação de segmentos nervosos e não é sempre usado.

Métodos alternativos de processamento e coloração foram desenvolvidos para visualização da morfologia do nervo periférico; Parafina, criogênico de corte e seccionamento de nervo incorporado de resina epóxi seguiram de coloração com azul de toluidina ou fenilenodiamina solução tem sido usada para quantificar as alterações morfológicas da regeneração de nervo periférico 11,12 . Esses métodos têm suas vantagens e rendimento dados essenciais sobre o número de axônios, espessura da mielina, diâmetro do axônio e diâmetro do axônio para fibras mielinizadas diâmetro (g-ratio) 11,13,14,15 .

A principal distinção de resina-incorporação neste protocolo é que facilita a obtenção de secções de espessura 1-2 μm devido a dureza da resina, mantendo as qualidades histológicas do nervo. Estas seções finas, em oposição as 4-5 μm seções de espessura obtidas de parafina de incorporação, fornecem seções de nervo periférico com maior resolução, permitindo uma quantificação mais precisa de mielinização axônio, tais como o g-relação, que não pode ser Obtido a partir de secções mais espessas16. Enquanto criogênico de corte pode ser usado para obter seções de 1-2 µm, tem sido nossa experiência que é mais difícil obter seções sem numerosas fissuras grandes. Tais seções rachadas podem causar impreciso contagem do número de axônios e aspectos da mielinização.

Além do azul de toluidina coloração17, uma prata coloração método18 e de coloração tricromo de Masson4 também pode ser usada para mostrar os axônios do nervo. No entanto, usar resina incorporação das seções do nervo mediano de rato corados com hematoxilina e eosina ou de Masson tricromo mostrou fracas bainhas de mielina e estruturas não reconhecidas, Considerando que a coloração azul de toluidina mostrou imagem clara da bainha de mielina e pode facilmente ser quantificados4. Apesar de algumas limitações, nervos de toluidina azul coloração de resina incorporada periférica é uma valiosa técnica que pode ser usada quando as imagens de alta resolução da morfologia do nervo são necessárias.

A principal desvantagem para a incorporação de resina é que é demorado e não permite a imunocoloração do mesmo tecido devido à dificuldade de recuperação do antígeno quando comparado com parafina e congelados incorporado seções técnicas. Assim, não é geralmente possível utilizar o mesmo tecido para immunostaining é processado através de incorporação de resina para coloração de azul de toluidina. Embora não usado aqui, se é desejado a imuno-histoquímica em resina seções incorporadas, a utilização de resinas de incorporação de metacrilato de glicol permite imuno-histoquímica ser executada em cortes de tecido, mas é relativamente caro19. Isto pode ser um pouco atenuado pelo corte do nervo periférico em segmentos separados, alguns para a incorporação de resina e outros por imunocoloração diretamente após a fixação.

O processo de coloração de azul de toluidina de resina incorporado os nervos periféricos, como com análise histopatológica mais, pode ser dividido em cinco etapas, incluindo fixação, desidratação, incorporação, corte e coloração20. Pretendemos fornecer um protocolo e orientação prática para usar resina seções do nervo ciático de rato incorporado com imagens de alta qualidade de toluidina azul para adquirir.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Utilizaram-se ratos Sprague Dawley adulto neste projeto e todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê de uso e cuidados com animais institucional Universidade de Wyoming.

1. cirurgia e na fixação de nervo Vivo

Nota: Informações do fornecedor para todos os materiais e equipamentos utilizados no presente protocolo são listados na Tabela de materiais.

Nota: Fixação do nervo na vivo é usada para preservar o tecido e reduzir a degradação estrutural que pode ocorrer entre o momento da morte e a coleção dos nervos. Fixação de tecidos in vivo é uma prática padrão para a preparação do tecido do sistema nervoso para histologia, onde a perfusão geralmente é um precursor para isto. A colocação e o tamanho dos nervos periféricos permitido para fixação in situ. Não recomendamos coleção e fixação do tecido após a eutanásia devido à possibilidade de degradação de tecidos.

  1. Preparar o rato para anestesia geral, colocando-o em uma câmara de indução com 2-3% de isoflurano, em seguida, coloque o rato anestesiado de bruços em cima de uma esteira de dissecação e mantenha 1-2% de isoflurano através do cone de nariz anestésica. Para garantir a adequada profundidade da anestesia, teste de animais para a retirada de pedal para as patas e verificar a ausência de reflexos palpebrais os olhos tocando o canto medial do olho.
    Nota: Injeção Intraperitoneal de cetamina é uma alternativa comumente usada para isoflurano inalado.
  2. Para expor o nervo ciático, raspar o cabelo da hind limb(s) e limpar as áreas depiladas com etanol a 70%. Com um bisturi ou tesoura, faça uma incisão de 2-3 cm na pele ao longo do membro posterior do joelho até o trocanter maior, onde a palpação do fêmur com o bisturi estéril para assegurar a localização adequada da incisão. O fêmur situa-se imediatamente proximal ao segmento mais acessível do nervo ciático. Mesmo que esta é uma cirurgia não-sobrevivência, manter técnicas estéreis.
  3. Depois de fazer a incisão da pele, localizar o avião entre os músculos bíceps femoral e o músculo glúteo máximo e usando uma tesoura microdissection separados da fáscia subjacente e expor 2-3cm do nervo ciático de sublinhado. Para expor uma clara secção do nervo ciático, use um afastador para alargar o fosso entre os dois músculos (figura 1A). Com pinça fina e tesoura de íris, separe com cuidado o nervo do tecido conjuntivo, tomando muito cuidado para não comprimir ou cortado o nervo circundante.
  4. Adicione o fixador do Trump suficientes (formol 4%, 1% de glutaraldeído em 1X PBS (solução salina tamponada fosfato) com 1,16 g de NaH2PO4· H2O, por 100 mL) na cavidade que contém o nervo exposto, para cobrir a lata e deixe descansar por 10 min. Se necessário, lugar de gaze sob o hind perna melhorar o ângulo para que mais fixador pode ser adicionado na cavidade. Retire o fixador após 10 min e repita mais duas vezes.
  5. Usando um microscópio de dissecação, cortou o nervo de ambos os lados com uma tesoura bem dissecação, certificando-se não esticar ou beliscar o nervo ciático e imediatamente colocar as seções de nervo em tubos de 15 mL contendo fixador do Trump a 4 ° C, durante uma semana, alterando o fixador a cada 48 h.
  6. Não abandone animais durante qualquer parte do procedimento cirúrgico. Após a remoção do nervo, eutanásia em animais por deslocamento cervical sob anestesia.

2. tratamento tetróxido de ósmio e a incorporação de resina

  1. Fixação de postar, cuidadosamente remover qualquer gordura restante e tecidos conjuntivos do nervo e usar um bisturi afiado para cortar o nervo em segmentos de aproximadamente 5 mm de comprimento (nervo segmentos podem ser separados e etiquetados em tubos de diferentes). Tetróxido de ósmio fresco 2% diluído em solução fixador do Trump de preparar e manter em um tubo de vidro. Mergulhe os segmentos nervosos em tetróxido de ósmio de 2% por 2 h, que pode ser em tubos de plástico para este curto período de tempo.
    Nota: Alguns tubos de plástico reagem com tetróxido de ósmio, causando um escurecimento da solução, por armazenamento prolongado de tetróxido de ósmio em tubos de plástico não é recomendado.
  2. Usando um kit de médio a incorporação de epóxi, prepare a fórmula final de incorporação:
    1. Misture a cola epoxy incorporação médio com solução DDSA (anidrido dodecenylsuccinic; mistura A) e misture o epóxi incorporação médio com solução NMA (anidrido methylnadic; mistura B). Deixe ambas as misturas A e B misturam pelo menos 20 min por agitação com um agitador magnético.
    2. Imediatamente antes do uso, misture a mistura A e B e adicione o acelerador do DPM-30 (2,4,6-tris(dimethylaminomethyl)phenol) na proporção de 1,5 a 2,0% do volume total da mistura. Observe que a solução do DPM-30 deve ser medida precisamente para impedir que o bloco se tornando escuro na cor e quebradiços. Todos os produtos químicos de resina são tóxicos; Tome cuidado extra para evitar o contacto com a pele ou por inalação.
  3. Usando tubos de 1,5 mL, lavar segmentos nervosos com PBS e iniciar o processo de desidratação, colocando os segmentos nervosos em acetona/destilada diferentes passagens de água: 30%, 60%, 90%, as concentrações de 10 min cada e, em seguida, em 100% de acetona por 10 min cada por 3 vezes.  Observe que o etanol pode ser usado no lugar da acetona.
  4. Para a infiltração de resina, coloque os segmentos nervosos em uma mistura de 1 parte de mistura de incorporação final e 1 parte 100% acetona por 30 min, em seguida, em uma mistura de 2 partes de mistura de incorporação final e 1 parte 100% acetona por 30 min , e finalmente o lugar do nervo segmentos na final incorporação mistura por 30 min.
  5. Colocar os segmentos nervosos em borracha de silicone, moldes de incorporação (tenho usado o comprimento de 106 mm x 71 mm de largura x 7 mm de profundidade; bloquear tamanho 11 mm de comprimento x 6 mm de largura x 3 mm de profundidade). Adicione delicadamente a resina em cima dos nervos, certificando-se de cobrir os segmentos todo nervo e evitar bolhas de ar. Deixe o molde contendo segmentos nervosos com a resina para polimerizar a 60 ° C durante a noite.

3. corte por Ultramicrotome

  1. Facas de vidro usando uma máquina de faca de vidro (figura 1B) de preparar e fazer facas de vidro com barcos (Figura 1), que são usados para recolher seções de nervo que flutua na água destilada.
  2. Resina de lugar incorporado bloqueios no porta-ultramicrotome com a trapezoidal virados para cima. Usando o escopo de ultramicrotome, apare qualquer excesso de resina ao redor do tecido nervoso e fazer com que o bloco de enfrentar uma forma trapezoidal e quanto perto da superfície longitudinal do nervo possível usando uma único-lamina, como uma lâmina de barbear. Não penetram a superfície longitudinal do segmento do nervo, que é reconhecido por sua coloração escura por tetróxido de ósmio.
    Nota: Remoção de excesso de resina irá reduzir a área de resina para ser seccionado e melhorar o desempenho da lâmina e corte em etapas subsequentes.
  3. Usando o ultramicrotome, fazer várias seções de cruz suficientes para expor uma superfície uniforme de seção transversal do tecido nervoso usando uma faca de vidro liso. Depois disso, alterne para uma faca de vidro cujo barco é preenchido com água destilada à temperatura ambiente e ajustar o ultramicrotome para 1-2 μm para cortar seções finas.
  4. Transferi flutuantes seções finas do barco de faca de vidro para uma gota de água deionizada na lâmina de vidro usando metal loop (Figura 1). Secar slides contendo seções passando várias vezes sobre uma chama por alguns segundos, certificando-se de não superaquecer as seções. Mancha secadas seções imediatamente com toluidina azul ou armazenar à temperatura ambiente durante vários dias antes da coloração.
    Nota: As seções podem também ser secadas usando um prato quente a 60 ° C por 15 min. Um processo de secagem lento faz com que as seções suave.

4. azul de toluidina coloração

  1. Preparar a solução de azul de toluidina 1% pela dissolução de 2 g de borato de sódio em 100 mL de água desionizada, em seguida, adicionar 1 g de azul de toluidina e mexa até dissolver. Filtrar a solução usando papel de filtro (reduz o tamanho dos poros: 11 µm) e manter a solução em um frasco opaco em temperatura ambiente por até duas semanas.
  2. Utilizando uma pipeta plástica ou micro pipeta, adicione uma gota de solução de azul de toluidina no topo as seções de nervo e deixar por 20-30 s.
  3. Enxaguar com solução de azul de toluidina todo excesso mergulhando suavemente as lâminas em frasco de água desionizada e repita 3 - 4 vezes até seções são claras. Seque o slides pelo menos 15 min a 60 ° C, ou durante a noite à temperatura ambiente e em seguida, cubra as seções com uma lamela utilizando o meio de montagem regular. Examinar os slides montados imediatamente ou armazenar à temperatura ambiente.
  4. Examine sob um microscópio de luz. Uma lente de imersão de óleo X 100 é recomendado para imagens detalhadas, usadas para calcular índices de g.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Resina incorporado seções manchadas de toluidina azuis permitem quantificações dados histológicos precisos de nervo periférico. Uma visão geral do processo é mostrada na (Figura 2). Seções de nervos ciático incorporado no meio de resina e corados com azul de toluidina mostrou clara imagens com resolução ideal (figuras 3). Dano do nervo pode causar muitas alterações no nervo estruturas morfológicas, por exemplo, mudanças nas fibras nervosas, d...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Exames das estruturas morfológicas da lesão de nervo periférico e regeneração são temas frequentes de estudo13. Este protocolo, descreveremos os passos para obter imagens de alta qualidade para quantificações dados histológicos utilizando tecido de nervo ciático rato incorporado em blocos de resina e corados com azul de toluidina. Esta técnica fornece uma imagem da morfologia do nervo em que a regeneração do nervo pode ser quantificada através da medição do número de axônios, grau de mielinização,...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram que têm não há conflitos de interesse.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores gostaria fizeram instalações de microscopia Jenkins na Universidade de Wyoming para a ajuda deles e os membros do laboratório Bushman, Kelly Roballo, Hayden True, Wupu Osimanjiang e Dhunghana eleomar, para assistência em cuidados com animais. Esta publicação foi tornada possível através de um prêmio de desenvolvimento institucional (ideia) do Instituto Nacional de General Medical Ciências, do institutos nacionais da saúde sob Grant # 2P20GM103432.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tampão de fosfato de Dulbecco Solução salinaGibco14200-075
Solução de glutaraldeídoSigma-AldrichG6257
ParaformaldeídoSigma-AldrichP6148
Fosfato de sódio monobásico monohidratadoSigma-AldrichS9638
Azul de toluidina OSigma-AldrichT3260
Tetraborato de Sódio DecahidratadoAcros Organics205950010
IsofluranoPiramalNDC 66794-013-25
Kit de Meio de Incorporação de EpóxiSigma-Aldrich45359
Solução de Hidróxido de SódioSigma-Aldrich72068Para ajustar o pH fixador de Trump
AcetonaFisher Chemical170942
Solução de Tetróxido de ÓsmioSigma-Aldrich75632
VWR Micro Slides, Superfrost PlusVWR48311-703
Vidro de Cobertura de MicroscópioFisher Scientific12545102
Pelco Incorporação Fundida FisherScientificNC9671811
Fabricante de Facas de VidroRMC ProductsGKM-2
UltramicrótomoRMC ProductsMT-XL
15 mL Tubo cônicoFalconISO 9001
Eppendorf 1,5 mL tubos de microcentrífugaSigma-AldrichT9661
Frasco de vidro de 4 mLSigma-Aldrich854190
Lâminas de barbearVWR55411-050Para aparar bloco de resina
Perfect LoopMicroscopia Eletrônica Ciências70944Para pegar seções finas de resina
Ultra Glass Knife Strips 6.4 mm x 25 mm x 400 mmCiências de Microscopia Eletrônica71012
de 100Watts 
filtro 6350115 WhatmanSigma-AldrichWHA10010155
pipeta de plástico de 3 mLSigma-AldrichZ331740
Instrumentosde precisão mundial
Microscópio de fluorescência OlympusCâmera CCD colorida e monocromática dupla, DP80
Forno MilliporePapel de Kit microcirúrgico

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zacchigna, S., Ruiz de Almodovar, C., Carmeliet, P. Similarities between angiogenesis and neural development: What small animal models can tell us. Current Topics in Developmental Biology. 80, 1-55 (2008).
  2. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: A review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 1-13 (2014).
  3. Chen, M. B., Zhang, F., Lineaweaver, W. C. Luminal fillers in nerve conduits for peripheral nerve repair. Annals of Plastic Surgery. 57 (4), 462-471 (2006).
  4. Scipio, F., Raimondo, S., Tos, P., Geuna, S. A simple protocol for paraffin-embedded myelin sheath staining with osmium tetroxide for light microscope observation. Microscopy Research and Technique. 71, 497-502 (2008).
  5. Raimondo, S., Fornaro, M., Di Scipio, F., Ronchi, G., Giacobini-Robecchi, M. G., Geuna, S. Chapter 5: Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: part II-morphological techniques. International Review of Neurobioly. 87, 81-103 (2009).
  6. Carriel, V., Garzon, I., Alaminos, M., Campos, A. Evaluation of myelin sheath and collagen reorganization pattern in a model of peripheral nerve regeneration using an integrated histochemical approach. Histochemistry and Cell Biology. , 709-717 (2011).
  7. Sridharan, G., Shankar, A. A. Toluidine blue: A review of its chemistry and clinical utility. Journal of Oral and Maxillofacial Pathology. 16, 251-255 (2012).
  8. Epstein, J. B., Scully, C., Spinelli, J. Toluidine blue and Lugol's iodine application in the assessment of oral malignant disease and lesions at risk of malignancy. Journal of Oral Pathology & Medicine. 21, 160-163 (1992).
  9. Carriel, V., Garzon, I., Alaminos, M., Cornelissen, M. Histological assessment in peripheral nerve tissue engineering. Neural Regeneration Research. 9, 1657-1660 (2014).
  10. Dykstra, M. J. A manual of applied techniques for biological electron microscopy. , Plenum. New York. 257(1993).
  11. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: A systematic review. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  12. Williams, P., Wendell-Smith, C. P., Finch, A., Stevens, G. Further uses and methods of processing of fresh frozen sections of peripheral nerve. Journal of Cell Science. 3 (69), 99-105 (1964).
  13. Castro, J., Negredo, P., Avendaño, C. Fiber composition of the rat sciatic nerve and its modification during regeneration through a sieve electrode. Brain research. , 65-77 (2008).
  14. Raimondo, S., Fornaro, M., Di Scipio, F., Ronchi, G., Giacobini-Robecchi, M. G., Geuna, S. Methods and protocols in peripheral nerve regeneration experimental research: Part II-morphological techniques. International review of neurobiology. 87, 81-103 (2009).
  15. Bozkurt, A., Lassner, F., O'Dey, D., Deumens, R., Böcker, A., Schwendt, T., Janzen, C., Suschek, C. V., Tolba, R., Kobayashi, E., Sellhaus, B. The role of microstructured and interconnected pore channels in a collagen-based nerve guide on axonal regeneration in peripheral nerves. Biomaterials. 33 (5), 1363-1375 (2012).
  16. Weis, J., Brandner, S., Lammens, M., Sommer, C., Vallat, J. M. Processing of nerve biopsies: A practical guide for neuropathologists. Clinical Neuropathology. 31 (1), 7-23 (2012).
  17. Battiston, B., Tos, P., Geuna, S., Giacobini-Robecchi, M. G., Guglielmone, R. Nerve repair by means of vein filled with muscle grafts. II. Morphological analysis of regeneration. Microsurgery. 20 (1), 37-41 (2000).
  18. Bhattacharyya, T. K., Thomas, J. R. Comparison of staining methods for resin-embedded peripheral nerve. Journal of Histotechnology. 27, 161-164 (2004).
  19. Zbaeren, J., Zbaeren-Colbourn, D., Haeberli, A. High-resolution immunohistochemistry on improved glycol methacrylate-resin sections. Journal of Histotechnology. 30 (1), 27-33 (2007).
  20. Alturkistani, H. A., Tashkandi, F. M., Mohammedsaleh, Z. M. Histological stains: A literature review and case study. Global Journal of Health Science. 8 (3), 72-79 (2016).
  21. Ezra, M., Bushman, J., Shreiber, D., Schachner, M., Kohn, J. Porous and nonporous nerve conduits: the effects of a hydrogel luminal filler with and without a neurite-promoting moiety. Tissue Engineering Part A. (9-10), 818-826 (2016).
  22. Bhatnagar, D., Bushman, J. S., Murthy, N. S., Merolli, A., Kaplan, H. M., Kohn, J. Fibrin glue as a stabilization strategy in peripheral nerve repair when using porous nerve guidance conduits. Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 28 (5), 79(2017).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Seccionamento em Ultramicr tomoProtocolo de Fixa o de NervosP s fixa o com Tetr xido de smioInclus o em Resina Ep xiTransfer ncia de Cortes FinosAn lise por Microscopia pticaAvalia o da Mieliniza o Axonal

Artigos relacionados