Artigo de método

Geração de vetores recombinantes Herpesvirus aviária com CRISPR/Cas9 Gene edição

16.5K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/58193

⸱

7 de janeiro de 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1The Pirbright Institute & UK-China Centre of Excellence for Research on Avian Diseases, 2Binzhou Animal Science and Veterinary Medicine Academy & UK-China Centre of Excellence for Research on Avian Diseases

Neste artigo

Resumo

Herpesvírus de perus (HVT) é amplamente utilizado como uma plataforma de vetor para a geração de vacinas recombinantes contra um número das doenças aviárias. Este artigo descreve uma abordagem simples e rápida para a geração de vacinas recombinantes HVT-vectored, usando um sistema de Cre-Lox e integrado NHEJ-CRISPR/Cas9.

Resumo

Herpesvírus de perus (HVT) é um vetor viral ideal para a geração de vacinas recombinantes contra um número das doenças aviárias, tais como a gripe aviária (AI), doença de Newcastle (ND) e doenças infecciosas bolsas serosas (IBD), usando (cromossoma artificial bacteriano Mutagênese BAC) ou métodos convencionais de recombinação. O cluster regularmente intercaladas repetições palíndromos (CRISPR) / Cas9 sistema tem sido utilizado com sucesso em muitas configurações para edição de gene, incluindo a manipulação de vários genomas grandes vírus de DNA. Nós desenvolvemos um rápido e eficiente CRISPR/Cas9-mediada genoma edição pipeline para gerar recombinante HVT. Para maximizar o potencial de uso deste método, aqui apresentamos informações detalhadas sobre a metodologia de geração de HVT recombinante expressando a proteína VP2 de IBDV. A gaveta de expressão VP2 é inserida para o HVT genoma através um NHEJ (não-homólogos final-adesão)-caminho de reparação dependente. Uma gaveta de expressão de proteínas (GFP) fluorescência verde primeiro que consta a inserção para fácil visualização e em seguida removido através do Cre-LoxP sistema. Essa abordagem oferece uma maneira eficiente para introduzir outros antígenos virais no genoma da HVT para o rápido desenvolvimento de vacinas recombinantes.

Introdução

Doença de Marek (MD) é uma doença linfoproliferativa de galinhas induzida pelo sorotipo 1 (2 de Herpesvirus Gallid [GAHV-2]) do gênero Mardivirus , da subfamília das Herpesviridae. Mardivirus também inclui dois serótipos não-patogênicas: sorotipo 2 (GaHV-3) e sorotipo 3 (MeHV-1, conhecido historicamente como HVT) que são usadas como vacinas contra MD Vacina viva de HVT (cepa FC-126) é a primeira geração de vacina MD usada na década de 1970 e é ainda a ser amplamente utilizado em formulações de vacina bivalente e polivalente para fornecer uma proteção aprimorada contra MD HVT é também amplamente utilizado como um vetor de vacina para induzir a proteção contra uma série de doenças aviária devido à sua versatilidade e segurança para ambos em ovo e administração subcutânea de incubatório e capacidade para fornecer uma imunidade vitalícia. A estratégia para gerar vacinas recombinantes HVT baseia-se ou recombinação homóloga convencional em células infectadas por vírus, sobreposição do cosmid DNAs ou BAC mutagênese2. No entanto, esses métodos são, geralmente, demorado e trabalhoso, que exige a construção de vetores de transferência, a manutenção do genoma viral em Escherichia coli, purificações de placa bacteriana e a remoção da sequência de BAC e seleção marcador do vírus editado3,4.

CRISPR/associado (Cas9) é o gene mais popular ferramenta de edição nos últimos anos devido à sua versatilidade e especificidade. O sistema CRISPR/Cas9 tem sido usado com sucesso na geração eficiente de células geneticamente modificadas e modelos animais5,6,7,8,9,10, como bem como a manipulação de vários grandes vírus DNA genomas11,12,13,14,15,16,17, 18,19,20. Depois de dar um método simples e eficiente, usando o sistema CRISPR/Cas9 para editar o HVT genoma21, desenvolvemos um gasoduto para a geração rápida e eficiente de recombinação HVT22.

A fim de ampliar o potencial de aplicação desse método, descrevemos a metodologia detalhada para a geração de recombinação vacina HVT expressa o gene VP2 de IBDV no locus UL45/46 neste relatório. A abordagem combina NHEJ-CRISPR/Cas9 para inserir o gene VP2 com gene repórter GFP e um sistema de Cre-LoxP para remover a fita de expressão de GFP mais tarde. Comparado ao tradicional recombinação e BAC recombineering técnicas, demonstramos que a NHEJ-CRISPR/Cas9 juntamente com um sistema de Cre-Lox é uma abordagem rápida e eficiente para gerar vacina recombinante HVT.

Protocolo

1. preparação da expressão Cas9/gRNA e doador constrói

  1. Construção de plasmídeo de expressão Cas9/gRNA
    1. Projete uma sequência de gRNA segmentação região intergênica entre genes UL45 e UL46 de HVT conforme descrito anteriormente,22. Alinhe a sequência do alvo do guia-RNA contra o genoma HVT para descartar qualquer sequências alvo potenciais no genoma HVT. Sintetizar e clonar a sequência de gRNA segmentação UL45/46 região e sg-A sequência de dados publicados23 em pX459-V2 conforme descrito anteriormente,22. Verifique se a sequência de gRNA clonado por Sanger sequenciamento usando o U6-Fwd cartilha24.
  2. Construção do plasmídeo de doador
    1. Para gerar um plasmídeo do doador que contém a fita de expressão VP2 com uma gaveta de repórter GFP removível, projetar oligos doador-F e doador-R que contém os seguintes elementos (Figura 1A e Figura 3A): um sg-A sequência de alvo em ambas as extremidades, um site de PacI, ladeados por duas sequências LoxP de GFP repórter gaveta clonagem e excisão e dois locais de SfiI para a clonagem da fita expressão VP2.
    2. Clonar a sequência em um vetor pGEM-T-fácil e, em seguida, clonar as fitas de gene GFP e VP2 no vetor resultante para gerar o plasmídeo doador designado como pGEM-sgA-GFP-VP222.
      Nota: Qualquer vetor de clonagem pode ser usado para construir o plasmídeo do doador.
  3. Preparação de DNA plasmídeo
    1. Prepare-se tanto do plasmídeo de doador e plasmídeo de expressão Cas9/gRNA DNAs usando um kit comercial de extração de DNA de acordo com as instruções do fabricante.

2. CRISPR/Cas9-mediada Knock-em: Transfection e infecção

  1. Anteontem transfeccao, fibroblastos de embrião de pintinho (CEFs) Prepare-se para a transfeccao/infecção, usando embriões 10 dias de idade em M199 suplementado com 5% de soro fetal bovino (FBS), 10% tryptose caldo de fosfato, 100 U/mL penicilina-estreptomicina, e fungizone 0,25 µ g/mL. Semente de 1,3 x 106 células por alvéolo em cada poço de uma placa de 6 em 2,5 mL de meio.
    Nota: Células CEF podem ser mantidas para d 3 a 4 ° C.
  2. Transfect células CEF (preparado no passo 2.1) com 0,5 µ g de UL45/46-gRNA, 0,5 µ g de sg-A e 1 µ g de pGEM-sgA-GFP-VP2 usando um reagente de transfeccao apropriado de acordo com as instruções do fabricante. Incube as celulas para 12h em uma incubadora (a 38,5 ° C com 5% CO2).
  3. posttransfection de 12 h de plasmídeos Cas9/gRNA e doador, diluir o estoque de vírus HVT com meio de cultura M199 a 1 x 105 pfu/mL. Adicione 130 µ l do vírus diluído em cada poço das células transfectadas e defina um poço de células untransfected como um controle negativo com a mesma quantidade de vírus. Incube as celulas transfectadas/infectados para 3 d a 38,5 ° C, com 5% de CO2. Realizar todos os procedimentos usando o código de prática conjunta (JCoPR) aprovado pelos financiadores.

3. a colheita e a purificação do vírus recombinante HVT

  1. Classificação de fluorescência-ativado da pilha
    1. Prepare duas placas de 96 poços, feito o preseed com 2 x 104 células de CEF por bem no dia anterior a classificação.
    2. Trypsinize infectados/transfectadas CEFs 3 d postinfection. Aspire o meio de cada poço e enxaguar a camada de células com tampão fosfato salino (PBS). Adicione 1 mL de 0,05% do trypsin-EDTA (0,48 mM) para trypsinize as células a incubadora de 38,5 ° C por aproximadamente 5 min.
    3. Resuspenda e transferir as células em um tubo de microcentrifugadora de 1,5 mL com 50 µ l de FBS. Centrifugar a 200 x g por 5 min.
    4. Ressuspender as células em 1 mL de PBS com 1% FBS. Contar o número de células usando um hemocytometer e ajustar o número de células a 1 x 106 células/mL.
      Nota: As células podem ser mantidas no gelo para 1-2 h.
    5. Transferi as células para um tubo através de sua tampa de filtro de classificação de poliestireno. Classificar as células única expressando GFP em placas de 96 poços, semeadas com CEFs usando o classificador de célula de acordo com as instruções do fabricante. Incube as celulas classificadas para a 5D a 38,5 ° C, com 5% de CO2.
      Nota: Uma passagem do vírus recombinante pode ser necessária antes de classificação se houver muitas células de GFP-expressão única e algumas placas de GFP-positivo na fonte original.
  2. Passagem de vírus recombinantes
    1. Prepare-se placas de 6 boas semeadas com 1,3 x 106 células CEF por bem o dia antes da passagem. 5 d postsorting, verificar as placas de 96 poços sob um microscópio de fluorescência. Marca os poços que contém uma única placa de GFP-positivo.
      Nota: Ver Figura 2para uma placa representativa de GFP-positivo .
    2. Trypsinize cada GFP-positivo bem com 50 µ l de tripsina-EDTA por 3 min, adicionar 50 µ l de meio de cultura, resuspenda e transferir as células em um poço de uma placa de 6 com CEFs. Esta será a primeira geração de recombinação HVT.
    3. A primeira geração de vírus recombinantes 3 d depois da colheita, congelar para baixo, um frasco de cada um em 1 mL de congelamento médio com soro de vitela fetal de 10% (FCS), meio de cultura de 80% e 10% dimetilsulfóxido (DMSO) e armazenar os vírus em nitrogênio líquido.
      Nota: O tempo de colheita varia de 2-4 d dependendo da capacidade de quantidade e proliferação do vírus.
    4. Recolher a 1 x 105 células cada primeira geração de vírus, centrifugue-las e descartar o sobrenadante. Armazene as células a-20 ° C para a extração de DNA.
  3. Deteção de inserção Genômica por reação em cadeia da polimerase
    1. Para a extração de DNA, descongelar e ressuspender as células da etapa 3.2.4 com 50 µ l de tampão a esmagar (10 mM Tris-HCl [pH 8], 1mM EDTA, 25 mM de NaCl e 200 µ g/mL Proteinase K) e lyse as amostras a 65 ° C por 30 min e , em seguida, a 95 ° C por 2 min inactivar a Proteinase K.
    2. Execute uma reação em cadeia do polymerase (PCR) com 3' junção primers (tabela 1) usando 1 µ l de amostra de DNA. Para cada amostra, preparar a seguinte mistura de reação de 20 µ l no gelo: 2 x PCR Master Mix (10 µ l), 10 µM montante da primeira demão (0,5 µ l), 10 µM a jusante primer (0,5 µ l), modelo de DNA (1 µ l) e água livre de nuclease (8 µ l). O programa de amplificação é: 95 ° C por 2 min; 95 ° C por 30 s, 55 ° C por 30 s e 72 ° C por 40 s para 35 ciclos; 72 ° C por 7 min. carga 2 µ l dos produtos de amplificação para um poço de gel de agarose 1% para a electroforese do gel.
      Nota: Ver Figura 2para um resultado representativo da junção 3' do PCR .

4. a excisão do Gene repórter fluorescente através do Cre-lox sistema

  1. Para remover o gene GFP de vírus recombinante, transfect 2 µ g do plasmídeo de expressão recombinase Cre na placa 6-bem feito o preseed com células CEF, usando um reagente de transfeccao seguindo as instruções do fabricante.
  2. posttransfection de 12 h, descongelar um frasco de vírus recombinante de nitrogênio líquido, Ressuspender delicadamente, 50 µ l de sementes em cada poço de células transfectadas e definir bem como controlo negativo com a mesma quantidade de vírus. Incube durante 3 d na 38,5 ° C, com 5% de CO2.

5. placa purificação

  1. Classificação de fluorescência-ativado da pilha
    1. Semente duas placas de 96 alvéolos com 2 x 104 células de CEF por bem no dia anterior a classificação.
    2. Siga os procedimentos descritos em postinfection de 72 h passo 3.1 (da etapa 4) para preparar as células infectadas para classificação. Classificar as células nonfluorescence único em placas de 96 poços, semeadas com CEFs.
  2. Passagem do vírus recombinantes e confirmação de PCR
    1. Escolha placas de nonfluorescence único de 5-10 5 d postsorting, trypsinize-los com 50 µ l de tripsina-EDTA a 38,5 ° C por 3 min e adicionar 50 µ l de meio de cultura para Ressuspender as células.
      Nota: Consulte a Figura 2B para uma placa representativa de GFP-negativo.
    2. Passe metade das células em cada poço de uma placa de 6 feito o preseed com CEFs como a segunda geração.
    3. As células restantes de cada clone a 200 x g por 5 min de centrifugação, descartar o sobrenadante e ressuspender as células com 50 µ l de buffer para extração de DNA a esmagar.
    4. Realize PCR com primers de junção 5' (tabela 1) usando 1 µ l do modelo de DNA com a mesma condição de reação de PCR, conforme descrito na etapa 3.3.2.
      Nota: Consulte a Figura 2B para um resultado representativo de 5' junção do PCR.
    5. Baseado nos resultados PCR, escolha três a cinco clones positivos de recombinação HVT por mais passagens e verificação.

6. verificação do HVT recombinante

  1. Ensaio de imunofluorescência indireta
    1. Infectar o CEFs com a segunda geração de recombinação que HVT obtido de passo 5.2 na placa de 24 semeado com 2,5 x 105 CEFs no dia antes da infecção. Remover o postinfection de 48 h de meio de cultura celular e adicionar 500 µ l de paraformaldeído 4% em PBS para reparar as células. Incube a placa na temperatura ambiente por 30 min e, em seguida, remover o fixador e lavar a camada celular 3 x com PBS.
      Nota: As células podem ser armazenadas a 4 ° C, a este passo por várias semanas.
    2. Remova a PBS e adicione 500 µ l de 0,1% Triton X-100 para permeabilize as células durante 15 min. lavar a célula da camada 3x com PBS.
    3. Ligação inespecífica de bloco pela adição de tampão de bloqueio (5% de soro bovino em PBS) por 1h.
    4. Diluir o anticorpo monoclonal anti-VP2 anticorpo primário HH7 ou HVT-infectados por soro de frango em 1: 200 em tampão de bloqueio, adicionar 200 µ l por bem e incubar a temperatura ambiente por 1 h. lavagem a célula da camada 3x com PBS.
    5. Diluir o anticorpo secundário cabra anti-mouse IgG Alexa 568 ou anti-frango de cabra IgG Alexa 488 em 1: 200 em tampão de bloqueio, adicionar 200 µ l por alvéolo, incubar a temperatura ambiente durante 1 h e lavar as células 3 x com PBS. Verifique se a expressão da proteína sob o microscópio de fluorescência.
      Nota: Consulte a Figura 4 para um representante VP2 manchando o resultado.
  2. Sequenciamento do gene VP2
    1. Amplifica a sequência de DNA, abrangendo a região intergênica UL45 e UL46 com alta fidelidade de DNA polimerase e primers UL45-F1 e UL46-R1 (tabela 1) para detectar a inserção de toda.
    2. Preparar a seguinte mistura de reação de 50 µ l: 5 µ l de 10 x Pfx Mix de reação, 1,5 µ l de 10 µM a montante e a jusante da primeira demão mix, 1 µ l do mix de 10mm dNTP, 1 µ l de 50 mM de MgSO4, 1 µ l do modelo de DNA e 0,5 µ l de Pfx DNA polimerase e adicionar a água livre de nuclease a 50 µ l. O programa de amplificação é: 95 ° C por 2 min; 95 ° C por 15 s, 55 ° C por 30 s e 68 ° C por 3 min para 35 ciclos. Carrega todo o produto do PCR para gel de agarose a 1% para a electroforese do gel.
    3. Purifica o produto do PCR, seguindo as instruções de um kit de purificação de gel de DNA. Envie 10 µ l de produto da PCR (30 ng / µ l) para uma empresa de sequenciamento para confirmar o bater-do gene VP2.

7. a estabilidade do vírus recombinante

  1. Semente de 2,6 x 106 CEF células para cada balão T25 no dia anterior a expansão do vírus.
  2. Descongelar a pelo menos três clones positivos da etapa 5.2; Adicione um frasco de células/vírus em cada frasco T25. Incube a 38,5 ° C, com 5% CO2 até um efeito citopático 50% é observado.
  3. Colheita das células em 2 mL de meio de cultura; infectar 50 µ l para um balão de T25 novo feito o preseed com células da CEF para a próxima geração. Manter passagem o vírus recombinante pelo menos 15 gerações. Analise cada geração do vírus por PCR, a presença da sequência VP2 e pelo ensaio de imunofluorescência indireta (IFA) para expressão de VP2 avaliar a estabilidade dos vírus recombinantes.

Resultados

A estratégia utilizada para a geração da vacina recombinante HVT é descrita na Figura 1, que inclui como o plasmídeo doador é construída (Figura 1A) e os procedimentos para gerar o HVT (Figura 1B recombinante ). Placas de GFP-positivo de cinco a trinta rodeadas por placas de tipo selvagem podem ser observadas no gene batendo-nos poços sob o posttransfection de 3-d de microscópio de fluorescência e - infecção. O vírus purificado obtido após a célula única classificação(Figura 2)foi analisada por 3' junção do PCR, que mostra um produto PCR do tamanho esperado (Figura 2A, painel inferior). Após a excisão do repórter GFP pela recombinase Cre, mais de 50% das placas perdeu sua expressão de GFP. A placa purificada após a excisão de GFP (Figura 2B), célula única classificando mais foi confirmada por 5' junção do PCR, que mostra o tamanho certo produto da PCR (Figura 2B, painel inferior). A Figura 3 mostra os resultados de sequenciamento de ambos junção produtos PCR com elementos coloridos diferentes. Na Figura 4, a expressão da proteína foi confirmada por IFA com anticorpo monoclonal específico de VP2 e anti-HVT frango soro. Como esperado, células infectadas com o HVT parental podem somente ser manchadas pelo soro anti-HVT (verdes), enquanto células infectadas HVT recombinantes mostraram claramente a expressão do gene VP2 (vermelho).

figure-results-1
Figura 1: estratégia para a geração de um recombinante HVT-vectored vacina. (A), este painel mostra uma representação esquemática da estratégia de clonagem para doador construção do plasmídeo. Os elementos chaves incluem dois sites de destino Cas9 (sgA) para liberar a inserção, uma gaveta GFP repórter ladeado com LoxP sequências para a excisão de GFP e a gaveta de expressão VP2. (B), este painel mostra uma visão geral de uma Two-Step gene knock-na estratégia. O fragmento de inserir o GFP e as fitas de expressão VP2 é lançado pela clivagem Cas9/sgA e inserido no genoma da HVT no UL45/46 loci através de NHEJ-CRISPR/Cas9. O vírus recombinante GFP-positivo é então classificado e purificado pela célula única fluorescência-ativado da pilha (FACS) de classificação. Posteriormente, o gene repórter GFP é extirpado pela recombinase Cre e o vírus recombinante é purificado e caracterizado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-2
Figura 2 : Verificação do HVT recombinante. (A) este painel mostra uma placa de GFP-positivo (HVT-GFP-VP2) visualizada sob o microscópio de fluorescência (painel superior) e a verificação de PCR de HVT-GFP-VP2 com primers VP2-F & UL46-R1 para a junção de 3'. (B) este painel mostra uma placa (HVT-VP2) visualizada após a excisão de GFP de HVT-GFP-VP2, usando recombinase Cre e verificação de PCR de HVT-VP2 com primers UL45-F1 e VP2-R1 para a junção de 5'. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-3
Figura 3 : Sequência de análise do vírus recombinante HVT. (A) as sequências dos elementos-chave em diferentes cores neste painel são região intergênica HVT entre UL45/46 com a sequência de destino gRNA sublinhada e uma seta mostrando o local de clivagem Cas9, a gaveta de expressão VP2 com final sequências em minúsculas em itálico, a sequência do alvo do sg-A em vermelho com a seta mostrando o local de clivagem Cas9, a sequência do site LoxP em verde e duas sequências de sites de SfiI em azul. (B) este painel mostra os resultados de sequenciamento das junções de 5' e 3' e uma apresentação esquemática de HVT-VP2 com elementos-chave com cores correspondentes apresentadas em sequências. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-4
Figura 4 : Caracterização do recombinante HVT-VP2. Este painel mostra a confirmação da expressão bem sucedida do VP2 no CEFs infectados pelo teste de imunofluorescência indireta (IFA) com anticorpo monoclonal de anti-VP2 HH7 (vermelho). Infecção de HVT é confirmada por IFA com soro frango HVT-infectado (verde). Barra de escala = 20 µm. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

O sistema CRISPR/Cas9 tornou-se uma ferramenta valiosa na edição de gene. As tecnologias tradicionais para recombinante HVT vector do desenvolvimento, como recombinação homóloga13 e BAC mutagênese tecnologia25, geralmente envolvem várias rodadas de vetor de clonagem e seleção, bem como triagem em larga escala, que pode demorar vários meses. O protocolo descrito aqui, usando uma estratégia NHEJ CRISPR/Cas9-baseada combinada com o sistema Cre-Lox e classificação de célula única é mais uma abordagem mais rápida, conveniente e eficiente na geração de vacina recombinante. Usando esse pipeline, o vírus recombinante pode ser obtido dentro de apenas 1-2 semanas24e etapas de purificação de placa também podem ser reduzidas a uma separação de single-redonda usando fluorescência-ativado da pilha classificação17. Todo o processo, desde a construção de design e doador de gRNA para o vírus de HVT recombinante purificada, pode ser alcançado dentro de 1 mês. Os passos críticos para geração de HVT recombinante bem sucedida incluem a seleção de gRNA de alta eficiência para o direcionamento do genoma viral para assegurar eficiente clivagem para a inserção do gene estrangeiro, a eficiência elevada do transfection para maximizar a chance para Cas9 / gRNAs e o vírus se encontrar na mesma cela para edição e o intervalo de 12 horas entre o transfection de plasmídeos o doador e gRNA e a infecção viral para permitir Cas9 e gRNA ser expressa a um nível razoável, antes que o vírus chegue às células.

A limitação para a geração de recombinação HVT é que a complexidade da identificação de GFP-positivo clones pela junção do PCR. As fitas de GFP-VP2 podem ser inseridas em qualquer orientação. A junção que PCR descrito aqui é apenas para a identificação da inserção na orientação sentido. No caso do inserir na orientação antisentida, PCR usando os pares de cartilha descritos não iria funcionar, e os primers internos podem ser trocados para essa finalidade. Outro problema potencial é que a construção do doador só pode ser usada para a inserção de um gene no vírus da mesma devido à existência da sequência LoxP restante após a remoção de GFP por tratamento de Cre. Uma nova construção de doador com uma variante LoxP sequência poderia ser usada para uma finalidade de inserção múltipla.

NHEJ e HDR (reparação de homologia-dirigido) são as duas vias para reparar as quebras de dupla-hélice (DSBs) criadas por Cas926,27. NHEJ é mais eficiente, como ocorre em todo o ciclo celular28, Considerando que HDR é menos eficiente e ocorre apenas durante a S e G2 fases6,29,30. Nós explorada a mais eficiente via de reparo NHEJ aqui para introduzir os genes estrangeiros os locais alvo. Embora a NHEJ reparar pode introduzir puntuais, unindo as extremidades de DNA danificadas ou noncompatible através de uma homologia independente processo mecanicamente flexível31,32 entre a sequência de doador entalhadas e o DNA genômico, o puntuais Só pode ocorrer com os sítios de clivagem de sgA, e a gaveta externa-expressão do gene não é afectada. Outra vantagem desta abordagem é que NHEJ é livre da restrição da construção do braço de homologia, tornando a clonagem passo muito simples. Isso leva a um grande potencial para a aplicação de NHEJ para inserção de gene estrangeiro. A introdução de um site de destino de gRNA universal em ambos termina do gene estrangeiro gaveta torna o processo mais rápido, como o modelo de doador poderia ser construído imediatamente sem a necessidade para a seleção de gRNA específico. A espinha dorsal do plasmídeo de doadores contendo sites de destino do sgA, LoxP sites e sites PacI e SfiI também pode ser compartilhada amplamente entre genes repórter diferente, fitas estrangeiras-expressão gênica e vetores de vírus diferentes, dando a esta nova abordagem a vantagem de personalização.

A inserção de HVT-abrigando VP2 foi usada para descrever o protocolo neste manuscrito; no entanto, a mesma abordagem pode ser usada para inserir mais genes virais em diferentes localizações genômicas do genoma HVT usando a gRNA visando a sequência desejada correspondente para o desenvolvimento de vacinas polivalentes de HVT vectored recombinantes. Outras cepas de vacina MDV, como SB-1 e CVI988, outros herpesviruses aviária, incluindo vírus da laringotraqueite infecciosa e pato enterite e também outros vírus aviária de DNA, tais como o vírus da varíola e adenovírus, também podem ser projetadas usando o mesmo abordagem para desenvolvimento de vacina recombinante multivalentes. O desenvolvimento de novas vacinas em vetor multivalentes usando a plataforma do sistema CRISPR/Cas9 descrita aqui será altamente benéfico para a indústria de aves de capoeira proteger contra várias doenças de aves de capoeira.

Divulgações

Os autores não têm nada para divulgar.

Agradecimentos

Os autores agradecer a Pippa Hawes ajuda com a imagem latente confocal. Este projecto foi apoiado pela biotecnologia e biológicos Sciences Research Council (BBSRC) concede BBS/E/eu/00007034 e BB/L014262/1.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
M199 meio, Earle's SaltsTecnologia de vida11150059meio de cultura de células
Soro bovino fetalSigmaF0926meio de cultura de células
Penicilina e estreptomicinaTecnologia de vida15140148antibióticos
FungizoneSigma1397-89-3antifunigal
Caldo de fosfato de triptoseSigmaMeio de cultura de células
Cepa HVT Fc126Doenças e Oncologia Aviáriaselvagem vírus HVT
pX459-v2AddgenePlasmid #62988Cas9 e vetor de expressão de gRNA
pGEM-T Easy Vector SystemspromegaA1360clonagem de vetor doador
Eficiência de subclonagem DH5α Células competentesInvitrogen18265-017transformação
PacINEBrR0547Sclonagem de vetor doador
SfiINEBR0123Sclonagem de vetor doador
T4 DNA LigaseNEBM0202Sclonagem
QIAprep Spin Miniprep KitQIAGEN27106extração de plasmídeo
TransIT-X2MirusMIR 6004transfecção
Cultura de células Placa de 6 poçosThermofisher140675cultura de células
GoTaq Master MixesPromegaM7123junção PCR amplificação Platinum
Pfx DNA PolimeraseThermofisher11708021amplificação de PCR de inserção completa
Anticorpo anti-IgY de frango de cabra (H + L), Alexa Fluor 488InvitrogenA-11039coloração de imunofluorescência
Anticorpo IgG de cabra anti-camundongo, Alexa Fluor 568InvitrogenA-11004coloração de imunofluorescência
Microscópio confocal de varredura a laserLeica Microsystems LeicaTCS SP5 LASAFimunofluorescência
FACS classificador de célulasBD biosciencesBD FACSAriaclassificação de célula única
Paraformaldeído (4% em PBS)Santa cruz permeabilização da GTX30960fixação celularSC-281692
T8782 Laboratório de tipo da Triton X-100 GeneTex da biotecnologia

Referências

  1. Witter, R. L., Solomon, J. J. Experimental infection of turkeys and chickens with a herpesvirus of turkeys (HVT). Avian Diseases. 16 (1), 34-44 (1972).
  2. Baigent, S. J., et al. Herpesvirus of turkey reconstituted from bacterial artificial chromosome clones induces protection against Marek's disease. Journal of General Virology. 87, Pt 4 769-776 (2006).
  3. Messerle, M., Crnkovic, I., Hammerschmidt, W., Ziegler, H., Koszinowski, U. H. Cloning and mutagenesis of a herpesvirus genome as an infectious bacterial artificial chromosome. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94 (26), 14759-14763 (1997).
  4. Zhao, Y., Nair, V. Mutagenesis of the repeat regions of herpesviruses cloned as bacterial artificial chromosomes. Methods in Molecular Biology. 634, 53-74 (2010).
  5. Ma, Y., et al. Generating rats with conditional alleles using CRISPR/Cas9. Cell Research. 24 (1), 122-125 (2014).
  6. Mali, P., et al. RNA-guided human genome engineering via Cas9. Science. 339 (6121), 823-826 (2013).
  7. Niu, Y., et al. Generation of gene-modified cynomolgus monkey via. Cas9/RNA-mediated gene targeting in one-cell embryos. Cell. 156 (4), 836-843 (2014).
  8. Ran, F. A., et al. Double nicking by RNA-guided CRISPR Cas9 for enhanced genome editing specificity. Cell. 154 (6), 1380-1389 (2013).
  9. Yin, H., et al. Genome editing with Cas9 in adult mice corrects a disease mutation and phenotype. Nature Biotechnology. 32 (6), 551-553 (2014).
  10. Zhang, Y., et al. CRISPR/Cas9 mediated chicken Stra8 gene knockout and inhibition of male germ cell differentiation. PLoS One. 12 (2), 0172207(2017).
  11. Bi, Y., et al. High-efficiency targeted editing of large viral genomes by RNA-guided nucleases. PLoS Pathogens. 10 (5), 1004090(2014).
  12. Bierle, C. J., Anderholm, K. M., Wang, J. B., McVoy, M. A., Schleiss, M. R. Targeted mutagenesis of guinea pig cytomegalovirus using CRISPR/Cas9-mediated gene editing. Journal of Virology. 90 (15), 6989-6998 (2016).
  13. Suenaga, T., Kohyama, M., Hirayasu, K., Arase, H. Engineering large viral DNA genomes using the CRISPR-Cas9 system. Microbiology and Immunology. 58 (9), 513-522 (2014).
  14. Xu, A., et al. A simple and rapid approach to manipulate pseudorabies virus genome by CRISPR/Cas9 system. Biotechnology Letters. 37 (6), 1265-1272 (2015).
  15. Yuan, M., et al. Efficiently editing the vaccinia virus genome by using the CRISPR-Cas9 system. Journal of Virology. 89 (9), 5176-5179 (2015).
  16. Yuen, K. S., et al. CRISPR/Cas9-mediated genome editing of Epstein-Barr virus in human cells. Journal of General Virology. 96, Pt 3 626-636 (2015).
  17. Liang, X., et al. A CRISPR/Cas9 and Cre/Lox system-based express vaccine development strategy against re-emerging Pseudorabies virus. Scientific Reports. 6, 19176(2016).
  18. Zou, Z., et al. Construction of a highly efficient CRISPR/Cas9-mediated duck enteritis virus-based vaccine against H5N1 avian influenza virus and duck Tembusu virus infection. Scientific Reports. 7 (1), 1478(2017).
  19. Peng, Z., et al. Pseudorabies virus can escape from CRISPR-Cas9-mediated inhibition. Virus Research. 223, 197-205 (2016).
  20. Tang, Y. D., et al. Live attenuated pseudorabies virus developed using the CRISPR/Cas9 system. Virus Research. 225, 33-39 (2016).
  21. Yao, Y., Bassett, A., Nair, V. Targeted editing of avian herpesvirus vaccine vector using CRISPR/Cas9 nucleases. Journal of Vaccine and Technologies. 1, (2016).
  22. Tang, N., et al. A simple and rapid approach to develop recombinant avian herpesvirus vectored vaccines using CRISPR/Cas9 system. Vaccine. 36 (5), 716-722 (2018).
  23. He, X., et al. Knock-in of large reporter genes in human cells via. CRISPR/Cas9-induced homology-dependent and independent DNA repair. Nucleic Acids Research. 44 (9), 85(2016).
  24. Ran, F. A., et al. Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system. Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).
  25. Petherbridge, L., et al. Cloning of Gallid herpesvirus 3 (Marek's disease virus serotype-2) genome as infectious bacterial artificial chromosomes for analysis of viral gene functions. Journal of Virological Methods. 158 (1-2), 11-17 (2009).
  26. Hsu, P. D., Lander, E. S., Zhang, F. Development and applications of CRISPR-Cas9 for genome engineering. Cell. 157 (6), 1262-1278 (2014).
  27. Sander, J. D., Joung, J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nature Biotechnology. 32 (4), 347-355 (2014).
  28. Panier, S., Boulton, S. J. Double-strand break repair: 53BP1 comes into focus. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (1), 7-18 (2014).
  29. Wang, H., et al. One-step generation of mice carrying mutations in multiple genes by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 153 (4), 910-918 (2013).
  30. Yang, H., et al. One-step generation of mice carrying reporter and conditional alleles by CRISPR/Cas-mediated genome engineering. Cell. 154 (6), 1370-1379 (2013).
  31. Jinek, M., et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337 (6096), 816-821 (2012).
  32. Lieber, M. R. The mechanism of double-strand DNA break repair by the nonhomologous DNA end-joining pathway. Annual Review of Biochemistry. 79, 181-211 (2010).

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Vetores de Herpesvírus RecombinantesVacinas de Vetor ViralExpressão da Proteína VP2Sistema Cre-LoxPGene Repórter GFPFibroblastos de Embrião de GalinhaMicroscopia de FluorescênciaEnsaio de Imunofluorescência Indireta
Geração de vetores recombinantes Herpesvirus aviária com CRISPR/Cas9 Gene edição
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.