É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Implante de janela de laminectomia e medula espinhal no mouse

12.5K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/58330

⸱

23 de outubro de 2019

 ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Cell Biology, University of Illinois at Chicago College of Medicine, 2Medical Scientist Training Program, University of Illinois at Chicago College of Medicine

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve a implantação de uma janela de vidro na medula espinal de um rato para facilitar o visualização pela microscopia intravital.

Resumo

Este protocolo descreve um método para o laminectomy da medula espinal e a implantação da janela de vidro para in vivo Imaging da medula espinal do rato. Um vaporizador digital integrado é utilizado para alcançar um plano estável de anestesia a uma taxa de baixo fluxo de isoflurano. Uma única espinha vertebral é removida, e um tampa-vidro comercialmente disponível é sobreposto em uma cama fina do agarose. Um backplate plástico 3D-Printed é afixado então às espinhas vertebrais adjacentes usando o adesivo do tecido e o cimento dental. Uma plataforma de estabilização é usada para reduzir o artefato de movimento da respiração e do batimento cardíaco. Este método rápido e braçadeira-livre é poço-serido para a microscopia de fluorescência aguda do multi-fóton. Os dados representativos são incluídos para uma aplicação desta técnica à microscopia do dois-fotão da vasculatura da medula espinal em ratos transgênicas que expressam EGFP: Claudin-5 — uma proteína apertada da junção.

Introdução

Modelos animais transgênicos expressando proteínas fluorescentes, quando combinados com microscopia intravital, proporcionam uma plataforma poderosa para abordar a biologia e a fisiopatologia. Para aplicar estas técnicas à medula espinal, os protocolos especializados são exigidos para preparar a medula espinal para a imagem latente. Uma tal estratégia é conduzir um implante da janela do laminectomy e da medula espinal. As características chaves de um protocolo ideal do laminectomy para a microscopia incluem a preservação da estrutura e da função nativas do tecido, a estabilidade do campo da imagem latente, o tempo de processamento rápido, e a reprodutibilidade dos resultados. Um desafio particular é estabilizar o campo de imagem contra o movimento induzido pela respiração e batimento cardíaco. Várias estratégias ex vivo e in vivo têm sido relatadas para atingir esses objetivos1,2,3,4,5. A maioria dos métodos in vivo envolve o aperto dos lados dacoluna vertebral2,4e é freqüentemente seguido pelaimplantação de um aparelho metálico rígido3,4para estabilidade durante a cirurgia e aplicações de imagem a jusante. Apertar a coluna vertebral pode potencialmente comprometer o fluxo sanguíneo e induzir a remodelação da proteína da barreira hematoencefálica (BBB).

A finalidade deste método é fazer a medula espinal intacta disponível para a imagem latente ótica no rato vivo ao minimizar a invasividade do protocolo e de melhorar resultados. Nós descrevemos um único procedimento do implante do laminectomy e da tampa-vidro emparelhado com um backplate 3D-impresso plástico oval minimamente invasor que ainda consiga a estabilidade mecânica robusta. A placa traseira é diretamente aderida às espinhas vertebrais anterior e posterior com cimento dentário. O backplate é equipado com os braços laterais da extensão com os furos do parafuso que fixam rigidamente ao estágio do microscópio através de um braço do metal. Isto Ancora eficazmente a vértebra anterior e posterior intacta ao estágio do microscópio, fornecendo a resistência mecânica ao artefato do movimento que seria introduzido de outra maneira pela respiração e pelo batimento cardíaco. O método foi otimizado para laminectomia de uma única vértebra no nível torácico 12, omitindo as braçadeiras utilizadas em estratégias alternativas de estabilidade durante a imagiologia in vivo . O procedimento é rápido, levando aproximadamente 30 min por mouse.

Este protocolo pode ser usado para estudar os mecanismos da doença do BBB. O BBB é um sistema microvascular dinâmico composto por células endoteliais, músculo liso vascular, pericytes e processos de pé astrocícito que proporcionam um ambiente altamente seletivo para o sistema nervoso central (SNC). Os dados representativos descrevem a aplicação deste protocolo em camundongos transgênicos projetados para expressar proteína verde fluorescente reforçada (eGFP): Claudin-5, uma proteína de junção apertada BBB. Os arquivos de impressão de backplate fornecidos também podem ser personalizados para aplicativos alternativos.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os experimentos seguem a Universidade de Illinois, Chicago institucional cuidados com animais e protocolos de uso do Comitê. Este é um procedimento terminal.

1. preparação do reagente

  1. Prepare o fluido espinhal cerebral artificial (aCSF) para conter 125 mM de NaCl, 5 mM de KCl, 10 mM de glicose, 10 mM de HEPES, 2 mM MgCl2· 6h2o, 2 mm CAcl2· 2h2o em DDH2o. filtro estéril e congelamento em alíquotas de uso individual. ACSF morno em um banho de água a 39 ° c antes de usar.
  2. Agarose de ponto de fusão baixa quente (2%) em aCSF até dissolver-se inteiramente em um banho de água ajustado a 65 ° c. Durante o laminectomy, esfrie a alíquota derretida do agarose a 39 ° c em um banho de água, de modo que possa pronto em perto da temperatura fisiológica para a etapa 5,2.
    Nota: a solução de agarose pode ser armazenada a-20 ° c em alíquotas de uso único.
  3. Prepare estéril 50 mg/mL de carprofeno em água bacteriostática. Conservar a 4 ° c.
  4. Limpe os óculos de proteção com 70% de etanol, três lavas de ddH2O e guarde-O em um recipiente sem poeira.

2. backplate impressão 3D

  1. Use o software CAD 3D é usado para criar um modelo para as dimensões mostradas na Figura 1. O interior é uma elipse mais larga na superfície inferior com relação à impressora e cortada com um corte elevado a uma elipse menor formando um lúmen na superfície oposta. Dois braços de projeção com furos para aceitar os parafusos estendem lateralmente, para o acessório à forquilha da terra arrendada da placa traseira. A partir desta estrutura 3D, crie um arquivo de malha 3D triangulado (. STL arquivo).
    Nota: consulte a Figura 1b\u2012D e os arquivos complementares 1 e 2.
  2. Carregue o arquivo de malha 3D triangulado em uma impressora 3D.
  3. Imprima placas traseiras usando um bocal de extremidade quente de 0,4 mm e uma altura de camada de 0,2 mm. Selecione a temperatura do bocal de 205 ° c, temperatura da cama de 45 ° c, e velocidade de impressão de 45 milímetros/s.
  4. Avalie os backplates impressos 3D resultantes visualmente para a integridade estrutural (Figura 1e); falha estrutural bruta (lúmen ausente, parede colapsado) indica defeitos de impressão (Figura 1F).

3. Preparação cirúrgica

  1. Pré-aqueça a almofada de aquecimento.
  2. Coloque o isoflurano na seringa de parto enquanto trabalha em uma capa de fumaça química. Prenda a seringa de entrega à unidade de isoflurano.
  3. Selecione um mouse 8 \ u201212-week-old. Pesar o animal. Induzir anestesia utilizando isoflurano a 2% em câmara de indução. Injetar carprofeno a 5 mg/kg por via subcutânea.
  4. Posicionar o nariz-cone e entregar isoflurano a 2% com vazão de 150 mL/min para manutenção de um plano cirúrgico de anestesia (Figura 2a\u2012e). Enrole a almofada de aquecimento com uma almofada absorvente descartável para a facilidade da limpeza.
  5. Posicione um animal na almofada de aquecimento na estação cirúrgica e instale o cone do nariz. Lubrificar o termómetro com vaselina e inseri-lo 5 mm no recto. Tape a sonda termômetro para a cauda para a estabilidade. Aplique pomada oftálmico aos olhos do rato.
  6. Para manter a hidratação, aplique 200 μL de solução de Ringer Ringer por injeção subcutânea a cada 30 min até a terminação do experimento.
  7. Pulverize o dorso com 70% de etanol, retire a pele com Clippers, e limpe o local com povidona-iodo.

4. laminectomia

  1. Posicione o animal entre as barras de orelha; estes mantêm a posição da cabeça do rato com respeito ao nariz-cone.
  2. Confirme que o animal está profundamente anestesiado como avaliado pela falta de reflexo interdigital de pinça e padrão respiratório constante.
  3. Faça uma incisão rostral-caudal de 1,5 cm na linha média sobre a região lombar torácica/superior, utilizando #11 lâmina (Figura 2). Separe a pele agarrando-a com o fórceps dentado sem corte e/ou os dedos gloved. Use o fórceps para separar e descascar para trás todo o tecido conjuntivo transparente restante abaixo da pele. A musculatura superficial deve agora ser exposta; deslocar isto com uma lança cirúrgica de espuma.
  4. Use as lanças cirúrgicas da espuma (ou um cutrette) para cancelar afastado o musculatura restante, mais profundo da vértebra do alvo (torácico 12). Para criar um assento para o backplate, também limpe afastado o músculo do aspecto do posterior de torácico 11, e o aspecto anterior do torácico 13. Controle toda a hemorragia aplicando a pressão delicada com uma lança cirúrgica ou use um pulso mínimo com uma arma cauttery. Continue a remover o músculo remanescente longe dos tendões usando fórceps
  5. Uma vez que os músculos são removidos, Retire cuidadosamente os tendões cortando com fórceps. Deve haver uma abundância do espaço para visualizar e manipular o cabo quando esta etapa é completa. Verifique se a dura-máter do espaço intervertebral, o osso laminar semitransparente, o vaso sanguíneo superficial central embaixo do osso e a artéria irradiante anterior são agora claramente visíveis.
  6. Molhe a região com aCSF quente. Use a microbroca para repetitivamente diluir o osso laminar usando traços retos paralelos ao longo eixo da medula espinhal (Figura 2, Figura 3). Se desejado, utilize um estágio de deslizamento para girar a plataforma cirúrgica para o conforto ergonómico realçado (por exemplo, um operador destro pode girar a plataforma cirúrgica no sentido anti-horário para a etapa da perfuração).
    Nota: o estágio de deslizamento usado é construído de uma placa de alumínio superior que deslize ± 15 milímetros com respeito à placa baixa fixa.
  7. Agarre delicadamente o processo espinhoso superficial com fórceps e levante a vértebra; o osso deve levantar afastado facilmente. Se houver resistência, repita o desbaste do osso com a broca e, se necessário, use a tesoura de íris, tendo o cuidado de apontar as pontas de tesoura para cima para evitar danificar o tecido.
    Nota: a fim de manter a dura intacta, é essencial não puxar o osso.
  8. Use #4 pinça para limpar qualquer estilhaços de osso. Use uma lança cirúrgica para aplicar a pressão constante suave para controlar qualquer sangramento. Enxágüe o tecido com aCSF morno. Não deixe o tecido secar.

5. implante de vidro de cobertura

  1. Aplique delicadamente uma tampa-vidro do borosilicato de 3 milímetros ao cabo exposto.
  2. Assegure-se de que o agarose esfrie 39 ° c. Usando uma espátula pequena, aplique o agarose/aCSF morno de 2% à borda da tampa-vidro e permita que a ação capilar a desenhe a superfície.
    Nota: em temperaturas abaixo de 39 ° c, o agarose pode começar a gel. Se isso ocorrer, Reaqueça usando um banho de água ou microondas. Alguns operadores preferem primeiro aplicar uma gota de agarose e colocar a tampa de vidro em cima.
  3. Aplique o adesivo do tecido aos processos articulados ósseos expostos da vértebra adjacente intata na espinha vertebral do nível torácico 11 e na espinha vertebral do nível torácico 13. Aplique o adesivo adicional do tecido em um anel em torno do local do laminectomy, sobre o tendão adjacente e o processo transversal.
    Nota: o adesivo do tecido é exigido para a aderência apropriada do cimento dental nas etapas subseqüentes. Os processos articulares formam um assento natural no qual a placa traseira pode descansar estavelmente (Figura 3). A adesão aos processos articulares formarão os pontos mais fortes do apego.
  4. Misture o cimento dental com o acelerante em uma bandeja de mistura da porcelana. Utilize uma espátula pequena para transferir o cimento dental na camada adesiva do tecido. Use o cimento dental para aderir o backplate ao campo cirúrgico, centrado sobre a janela. Aguarde 10 minutos para o cimento dental para curar.
    Nota: a aderência firme da placa traseira aos processos articulares anteriores e posteriores proporciona a estabilidade estrutural fundamental do implante.
  5. Use o cimento dental adicional para encher a base interior da placa traseira, e a parte inferior da placa traseira: relação do tecido.
    Nota: a aplicação extra do cimento dental melhora a aderência e reduz o risco de vazamento de fluido de imersão objetiva microscópio (soro fisiológico) para fora do fundo da placa traseira.
  6. Avance o suporte da placa traseira bifurcada para a posição apropriada sobre a janela. Fixe o backplate no suporte do backplate com parafusos.
    Nota: Este protocolo utilizou um suporte de backplate feito à máquina (Figura 2G\u2012H).
  7. Aplique soro fisiológico na placa traseira para testar o vazamento. Se qualquer vazamento de fluido, secar a área e aplicar mais cimento dental.

6. preparação de imagens

  1. Transfira o animal na plataforma cirúrgica para a mesa óptica.
    Nota: nossa plataforma cirúrgica, suporte do backplate, e o suporte do nariz-cone do isoflurano podem ser transportados entre estações cirúrgicas e do dois-fotão da imagem latente como uma unidade, ao aplicar a anestesia contínua do isoflurano (Figura 2D,H). As unidades similares podem ser montadas das forquilhas, dos feixes, e dos bornes de suporte da coluna que são obtidas das fontes comerciais (por exemplo ThorLabs). Para microscopia intravital, deve haver pelo menos 11 polegadas de folga entre o objetivo do microscópio e a tabela óptica para acomodar a altura da plataforma cirúrgica.
  2. Afixe a plataforma cirúrgica à tabela ótica usando um borne de montagem do aço inoxidável e uma forquilha de aperto rebaixada.
  3. Aplique salina fresca no poço da placa traseira. Abaixe uma lente da água-imersão no poço.
  4. Use luz transmitida ou epifluorescência para identificar a área de interesse e foco. Mude para o modo de digitalização a laser e realize imagens in vivo de acordo com o comprimento de onda de excitação a laser de dois fótons adequado, dicrónicos e filtros de bandpass para os fluoróforos presentes no tecido6.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

As janelas de vidro implantadas e a microscopia intravital do dois-fotão fornecem uma ferramenta útil para avaliar mudanças dinâmicas em proteínas do CNS. A integridade funcional do BBB é influenciada pela expressão, localização subcelular e taxas de rotatividade de proteínas de junção apertadas7. Estudos prévios demonstraram que as proteínas de junção apertada passam por remodelações rápidas e dinâmicas no estado estacionário8. O laminectom...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

O método descrito aqui permite a imagem latente estável da medula espinal nos ratos através de uma janela de vidro. Este método foi aplicado para avaliar o remodelamento de BBB no EGFP transgênicas: Claudin5 +/-camundongos que expressam uma proteína de junção apertada fluorescente de BBB, mas poderia ser aplicada ingualmente bem para estudos de todas as proteínas ou pilhas fluorescentes na medula espinal.

Os métodos múltiplos para a estabilização do laminectomy e da medula espinal foram desenv...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

S.E. Lutz é apoiado pelo centro nacional para o avanço das Ciências translacionais, institutos nacionais de saúde, Grant KL2TR002002 e da Universidade de Illinois Chicago College of Medicine start-up fundos. Simon Alford é apoiado por RO1 MH084874. O conteúdo é unicamente da responsabilidade dos autores e não representa necessariamente os pontos de vista oficiais da NIH. Os autores agradecem Dritan Agalliu no departamento de Neurologia do centro médico da Universidade de Columbia para o TG eGFP: Claudin-5 camundongos, discussões científicas, e insights sobre o desenvolvimento do protocolo cirúrgico e aplicações de imagem. Os autores agradecem a Sunil P. Gandhi no departamento de neurobiologia e comportamento da Universidade da Califórnia, Irvine para projetar o primeiro protótipo do aparelho estereotáxica e controlador de temperatura animal, discussão do protocolo cirúrgico, e formação em microscopia de dois fótons. Os autores também agradecem Steve Pickens (W. Nuhsbaum, Inc.) para o auxílio na personalização do estereomicroscópio cirúrgico, e Ron Lipinski (Whale Manufacturing) para usinagem de peças estereotáticas.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Impressora 3DRaise3DPro2Para impressão de placas traseiras
PLA Filamento de impressão 3DInlandPLA+-175-BMaterial de impressão 3D de plástico preto
Software CAD 3DSoftware Dassault SystemesSolidworks usadopara projetar formas 3D
Software de impressora 3DSoftware Raise3DIdeamakersoftware usado para interface com a impressora 3D
Placa traseira oval impressa em 3DpersonalizadaCampo de imagem
estabilizadora Microscópio de dissecação cirúrgicaLeicaM205 CEquipado com Leica FusionOptics, objetiva Planapo 0.63x M-series e platina deslizante
Câmera de microscópioLeicaMC170Câmera colorida HD para visualização do campo cirúrgico
Platina deslizanteLeica10446301O estágio deslizante é construído com duas placas de metal. A placa de base é fixa. A placa superior desliza na interface lubrificada para permitir o movimento rotacional e linear.
Estação cirúrgica e garfo de estabilizaçãoWhale ManufactoringpersonalizadoLaminectomia
SomnoSuite unidade de entrega de isoflurano de baixo fluxoKent ScientificSS-01Administração de anestesia cirúrgica com vaporizador digital integrado
Poste de montagem em aço inoxidável de 1,5 polegadasThorLabsP50/MPara montagem de estação cirúrgica em mesa óptica para imagem de
dois fótonsGarfo de Fixação Rebaixado para Poste de Montagem de 1,5"ThorLabsPF175Para estabilizar a montagem da estação cirúrgica em mesa óptica para imagem de dois fótons
Microdrill óssea idealAparelho Harvard72-6065Osso de desbaste para laminectomia
Banho-mariaFisher Scientific15-462-10Aquecedor de solução salina
Pistola de cauterizaçãoFST18010-00Cauterização menor sangra
Almofada de aquecimentoBenchmarkBF112221,9" x 4,5" aquecedor de silicone com 20" Cabos de teflon, 10W, 5V
K tipo sonda retal termoacopladaPhysitempRET3Medição da temperatura corporal do rato
vaselinaSigma8009-03-8Sonda retal lubrificante
Controlador térmico regulado por feedbackpersonalizadoNAAs alternativas comercialmente disponíveis incluem a série Physitemp TCAT
PVA Lanças oculares cirúrgicasCastor-visitec international40400-8Aparador elétrico de sangue absorvente
Wahl41590-0438Aparador de pele de rato
, # 11FST14002-14Fórceps de ferramenta cirúrgica
, # 5FST11254-20Fórceps de ferramenta cirúrgica
, # 4FST14002-14Ferramenta cirúrgica
Pinça dentada de titatniumWPI555047FTFerramenta cirúrgica
Tesoura de íris de titânioWPI555562SFerramenta cirúrgica
Adesivo de tecido Vetbond3M084-1469SBPreparando a superfície do tecido para acrílico dental
Bandeja de mistura de cerâmicaJack Richeson420716Mistura de agente acrílico dental com acelerador
Orthojet acrílico dentalLang Dental1520BLK, 1503BLKPlaca traseira de ligação permanente ao tecido
Vidro de cobertura redondo pequeno, espessura #1, 3 mmJanela óptica do aparelho Harvard64-0720
NaClFisher Scientific7647-14-5Para aCSF
KClFisher Scientific7447-40-7Para aCSF
GlucoseFisher Scientific50-99-7Para aCSF
HEPESSigma7365-45-9Para aCSF
MgCl2& ponto médio; 6H2OFisher Scientific7791-18-6Para aCSF
CaCl2· 2H2OFisher Scientific10035-04-8Para aCSF
CarprofenoRimadylQM01AE91Analgesia
Água bacteriostáticaHenry Schein2587428Diluente para carprofeno
IsofluranoHenry Schein11695-6776-2Anestesia
Solução de ringer lactatoBaxter0338-0117-04Hidratação para o rato
Agarose High EEOSigmaA9793gel ponto 34-37 graus C
Pomada lubrificante oftálmicaAkwa Tears68788-0697Evitar a secagem da córnea
MOM Dois-Fóton microscópioSutter

Referências

  1. Weinger, J. G., et al. Two-photon imaging of cellular dynamics in the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. (96), (2015).
  2. Davalos, D., Akassoglou, K. In vivo imaging of the mouse spinal cord using two-photon microscopy. Journal of Visualized Experiments. (59), (2012).
  3. Farrar, M. J., Schaffer, C. B. A procedure for implanting a spinal chamber for longitudinal in vivo imaging of the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. (94), (2014).
  4. Fenrich, K. K., Weber, P., Rougon, G., Debarbieux, F. Implanting glass spinal cord windows in adult mice with experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Visualized Experiments. (82), e50826(2013).
  5. Figley, S. A., et al. A spinal cord window chamber model for in vivo longitudinal multimodal optical and acoustic imaging in a murine model. PLOS ONE. 8 (3), e58081(2013).
  6. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
  7. Liebner, S., et al. Functional morphology of the blood-brain barrier in health and disease. Acta Neuropathologica. 135 (3), 311-336 (2018).
  8. Shen, L., Weber, C. R., Turner, J. R. The tight junction protein complex undergoes rapid and continuous molecular remodeling at steady state. Journal of Cell Biology. 181 (4), 683-695 (2008).
  9. Knowland, D., et al. Stepwise recruitment of transcellular and paracellular pathways underlies blood-brain barrier breakdown in stroke. Neuron. 82, 1-15 (2014).
  10. Lutz, S. E., et al. Caveolin1 Is Required for Th1 Cell Infiltration, but Not Tight Junction Remodeling, at the Blood-Brain Barrier in Autoimmune Neuroinflammation. Cell Reports. 21 (8), 2104-2117 (2017).
  11. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
  12. Cupido, A., Catalin, B., Steffens, H., Kirchhoff, F. Laser Scanning Microscopy and Quantitative Image Analysis of Neuronal Tissue. Bakota, L., Brandt, R. , Springer. New York. 37-50 (2014).
  13. Sekiguchi, K. J., et al. Imaging large-scale cellular activity in spinal cord of freely behaving mice. Nature Communications. 7, 11450(2016).
  14. Nadrigny, F., Le Meur, K., Schomburg, E. D., Safavi-Abbasi, S., Dibaj, P. Two-photon laser-scanning microscopy for single and repetitive imaging of dorsal and lateral spinal white matter in vivo. Physiological Research. 66 (3), 531-537 (2017).
  15. Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), (2016).
  16. Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of Traditional and Integrated Digital Anesthetic Vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
  17. Miyamoto, K., et al. Selective COX-2 inhibitor celecoxib prevents experimental autoimmune encephalomyelitis through COX-2-independent pathway. Brain. 129 (Pt 8), 1984-1992 (2006).
  18. Muthian, G., et al. COX-2 inhibitors modulate IL-12 signaling through JAK-STAT pathway leading to Th1 response in experimental allergic encephalomyelitis. Journal of Clinical Immunology. 26 (1), 73-85 (2006).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Procedimento de LaminectomiaMedula Espinhal de CamundongoImagem In VivoMicroscopia de Dois FótonsPlaca Dorsal Impressa em 3DAdesão com Cimento OdontológicoEstabilização em Leito de AgaroseImplantação de LamínulaImagem de Claudina-5
Implante de janela de laminectomia e medula espinhal no mouse
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.