Artigo de método

Crônica implantação de matriz Electrocorticographic todo-cortical no sagui comum

DOI:

10.3791/58980

⸱

1 de fevereiro de 2019

 ,  ,  , 
1Laboratory for Molecular Analysis of Higher Brain Function, RIKEN Center for Brain Science, 2Laboratory for Marmoset Neural Architecture, RIKEN Center for Brain Science, 3Department of Physiology, Keio University School of Medicine, 4Department of Ultrastructural Research, National Center of Neurology and Psychiatry

Neste artigo

Resumo

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Temos desenvolvido uma matriz de electrocorticographic todo-cortical para o sagui comum que continuamente cobre quase toda a superfície lateral do córtex, a partir dos polos frontais e occipital polo para o temporal. Este protocolo descreve um procedimento de implantação crônica da matriz no espaço epidural do cérebro sagui.

Resumo

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Eletrocorticografia (ECoG) permite o monitoramento dos potenciais de campo elétrico do córtex cerebral com alta resolução spatiotemporal. Recente desenvolvimento de eletrodos de ECoG finos, flexíveis permitiu a condução de gravações estáveis da atividade cortical em grande escala. Temos desenvolvido uma matriz de ECoG todo-cortical para o sagui comum. A matriz continuamente cobre quase toda a superfície lateral do hemisfério cortical, do polo occipital para o temporal e frontais poloneses, e captura cortical de toda a atividade neural em um único tiro. Este protocolo descreve um procedimento de implantação crônica da matriz no espaço epidural do cérebro sagui. Saguis têm duas vantagens em relação a gravações de ECoG, sendo a organização homóloga de estruturas anatômicas em humanos e macacos, incluindo complexos frontais, parietais e temporais. A outra vantagem é que o cérebro de sagui é lissencephalic e contém um grande número de complexos, que são mais difíceis de acessar em macacos com ECoG, que são expostos à superfície do cérebro. Esses recursos permitem o acesso directo à maioria das áreas corticais abaixo da superfície do cérebro. Este sistema oferece uma oportunidade para investigar o processamento com alta resolução em um milissegundo sub ordem no tempo e milímetros no espaço global de informação cortical.

Introdução

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Cognição requer a coordenação de ensembles neurais através de redes cerebral generalizada, particularmente o neocórtex que é bem desenvolvido nos seres humanos e acreditado para ser envolvido em comportamentos cognitivos mais elevados. No entanto, como o neocórtex alcança esse comportamento cognitivo é um problema não resolvido no campo da neurociência. Recente desenvolvimento de eletrodos electrocorticographic fino, flexível (ECoG) permite a condução de gravações estáveis de atividade cortical em grande escala1. Fujii e colegas desenvolveram uma matriz de ECoG todo-cortical para macaco macacos2,3. A matriz continuamente abrange quase todo lateral córtex, do polo occipital para os polos frontais e temporais e captura a atividade neural cortical-todo de uma só vez. Ainda mais, nós desenvolvemos este sistema para aplicação no sagui comum4,5, um macaco pequeno, novo-mundo com genética manipulability6,7. Este animal tem várias vantagens em comparação com outras espécies. O visual, auditivo, somatossensorial, motor e áreas corticais frontais desta espécie foram previamente mapeados e relatou ter organização homóloga básica para as mesmas áreas em seres humanos e macacos8,9, 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16. seus cérebros são lisos, e áreas corticais mais laterais são expostas na superfície do córtex, que é mais difícil de acesso com ECoG em macacos. Baseado sobre esses recursos, o sagui é adequado para estudos de electrocorticographic. Além disso, saguis exibem comportamentos sociais e têm sido propostos para servir como um modelo de candidato de comportamentos sociais humanos17.

Este protocolo descreve um procedimento de implantação epidural da matriz ECoG na superfície de toda a lateral do córtex em um Sagui. Ele fornece uma oportunidade para monitorar a atividade cortical em grande escala de Neurociências cortical de primatas, incluindo sensorial, motor, domínios cognitivos e sociais mais elevados.

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Protocolo

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Este protocolo foi realizado em 6 saguis comuns (4 machos, 2 fêmeas; peso corporal = 320-470 g; idade = 53-14 meses). Todos os procedimentos foram realizados em conformidade com as recomendações dos institutos nacionais de saúde orientações para o cuidado e o uso de animais de laboratório. O protocolo foi aprovado pelo Comitê de ética de RIKEN (n. º H28-2-221(3)). Todos os procedimentos cirúrgicos foram realizados sob anestesia, e todos os esforços foram feitos para minimizar o número de animais utilizados, bem como o seu desconforto.

1. preparação

  1. Obter uma imagem estrutural de ressonância magnética (MRI) de cada individual do cérebro. Isto será usado para identificar posições de eletrodo através do registo com um sagui cérebro atlas e computador tomografia computadorizada (TC).
  2. Preparação da matriz ECoG: preparar uma matriz personalizado de ECoG multicanal (figura 1A). Uma matriz de ECoG 96ch consiste em duas folhas com eletrodos de 32 e 64. Para acomodar as diferenças individuais no tamanho do cérebro, a matriz de ECoG tem um braço flexível. O braço pode cobrir o polo temporal, dependendo da forma individual do cérebro. Coloca os eletrodos de referência enfrentando oposta os eléctrodos de ECoG e os eletrodos de terra virada para a mesma direção.
    1. Montar a matriz de ECoG com um caso de conector (figura 1B) e selar as lacunas do conector (Figura 1) usando cola acrílica para impedir a entrada de líquido durante a cirurgia. Esterilize a matriz com gás de óxido de etileno.
  3. Preparar e esterilizar os instrumentos.
    Nota: Todos os instrumentos utilizados estão listados na Tabela de materiais.

2. a implantação de matriz ECoG

Nota: Retire a ingestão de alimentos e de líquidos maiores do que 4 h antes da cirurgia. Execute todas as etapas cirúrgicas com técnica asséptica, utilizando instrumentos e luvas esterilizadas.

  1. Procedimentos antes da implantação
    1. Induzi a anestesia no sagui por injeção intramuscular (IM) da cetamina (15 mg/kg) 5 min após a injeção de atropina (0,08 mg/kg) im.
    2. Anestesia e manter a anestesia com isoflurano (1-3% diluída com uma mistura de óxido nitroso/oxigênio) dependendo do estado fisiológico do animal, que deve ser continuamente monitorado. Certifique-se de que a taxa de coração é 130-180 BPM e monitor de temperatura e saturação de oxigênio do sangue arterial (SpO2) continuamente para avaliar a condição do animal.
    3. Barbear-se no topo da cabeça do animal com tosquiadeiras e um removedor do cabelo. Enxágue totalmente creme depilatório fora a pele com gaze molhada, ou causará danos à pele.
    4. Administrar um antibiótico (cefovecin; 16 mg/kg s.c.), anti-hipertensivos (furosemida; 2,0 mg/kg i.m.) e Anti-hemorrágicos (carbazochrome sulfonato de sódio hidratado; 0,2 mg/kg i.m.).
    5. Coloque o animal em uma armação estereotáxica. Neste momento, aplica geleia de lidocaína a 2% para o orelha-bares e pomada oftálmica nos olhos para evitar a secura e dor pós-operatória.
    6. Desinfetar a área cirúrgica com solução de iodo e cubra-o com cortinas esterilizadas. Aplica a geleia de lidocaína a 2% para o local da incisão da pele.
  2. Procedimentos de implantação
    1. Faça uma incisão da pele através da linha mediana do couro cabeludo com um bisturi, com cerca de 4 cm. Desanexe o músculo temporal do crânio com uma cureta até toda a área cirúrgica é exposta. Limpar os tecidos na superfície do crânio e parar o sangramento completamente com a hemostasia de pressão e com a cera para osso, se necessário. Envolva a borda da pele e músculos com gaze umedecida. Manter a gaze umedecida durante a cirurgia.
    2. Coloque a borda frontal da matriz para a borda do polo frontal. Marque uma área planejada para a craniotomia, fendas e buracos no crânio com um lápis estéril. A localização de craniotomia dependerá o design da matriz (Figura 2).
    3. Perfure a craniotomia andando mark 1, conforme mostrado na Figura 2. Durante a perfuração do osso, sopro de ar na vanguarda para manter uma visão clara para o cirurgião. Em seguida, corte o osso ao redor marca 2, como o pedaço de osso ainda será anexado a dura-máter no centro. Levante a peça suavemente de um lado e retire a dura-máter com uma espátula. Este processo deve ser realizado lenta e cuidadosamente, ou isso vai desfazer a dura-máter facilmente.
      1. Retire o pedaço de osso as pontas de osso e enrole a peça com gaze umedecida, como esta peça será devolvida após a implantação da matriz.
    4. Realize craniotomia 3 e 4, conforme mostrado na Figura 2. Estes permitem a inserção de eletrodos no orbitofrontal e áreas occipitais, respectivamente.
    5. Broca fendas na marca 5 como mostrado na Figura 2. Estas fendas permitem exame de matriz para garantir que ele está inserido corretamente.
    6. Agora será exposta a dura-máter. Lave a área com soro fisiológico e parar o sangramento com pressão hemostasia e uma esponja de gelatina, se necessário. A borda da craniotomia aberta pode precisar de ser limpo com uma cureta ou osso rongeur.
    7. Transforme as fendas (marcadas 6 na Figura 2), que são colocados os eletrodos de referência. Coloca os eletrodos de referência no espaço peridural nas áreas sensório-motor e occipitais de contra-lateral. A posição deve ser determinada de acordo com as necessidades específicas de experimentais.
    8. Faça furos de parafuso em quatro pontos em torno de cada haste do conector com um parafuso de 1.0 mm (cruzes na Figura 2). Para evitar danos para a dura-máter, insira uma espátula sob o crânio. Esses buracos devem ser ortogonais contra o crânio. Em seguida, instale parafusos PEEK (1,4 x 2.5 mm) como escoras para consertar o conector no crânio.
    9. Inserir a matriz de ECoG no espaço epidural. Uso flathead fórceps para armazenar a matriz.
      Nota: A matriz deve ser inserida sem dobrar. Se a matriz é dobrada, crie um espaço adequado, inserindo uma espátula entre o crânio e a dura-máter. Se a dobra foi causada pelo tamanho relativamente pequeno do cérebro, corte alguns dos eletrodos.
    10. Fixe os eletrodos de referência e o chão com um acrílico dental. Coloca os eletrodos de referência no espaço peridural e eletrodos de terra na superfície craniana. Os dois contatos devem enfrentar o crânio.
    11. Volte a colocar o pedaço de osso e fixar a coifa conector e cabeça para a caveira com dental acrílico sobre os parafusos.
    12. Sutura da pele com nylon 6-0 na testa e cabeça traseira e corrigir a pele para os lados do conector usando fechamentos de pele.
  3. Procedimentos pós-implantação
    1. Retire o animal da armação estereotáxica. Certifique-se de que o animal é mantido quente e fornecido com oxigênio durante as etapas a seguir.
    2. Imediatamente após a cirurgia, injete o animal com meloxicam (0,3 mg/kg i.m.) para diminuir a dor pós-operatória. Administrar um antiinflamatório corticosteroide (Dexametasona; 2,0 mg/kg i.m.) e infusão subcutânea (solução de lactato de Ringer; 5,0 mL), incluindo famotidine (0,5 mg/kg), como um gastroprotectant.
      Nota: Um uso simultâneo de AINEs com esteroides tem um potencial para efeitos colaterais gastrointestinais.
    3. Depois que o animal se recuperou (confirme a frequência cardíaca e SpO2), remover a monitorização de sinais vitais e transferir o animal para a UTI para 2-3 dias.

3. tratamento pós-operatório

Nota: Normalmente demora 5 dias para os animais para se recuperar completamente da cirurgia.

  1. Para evitar inchaço de cérebro, administre a dexametasona antiinflamatório corticosteroide (2,0 mg/kg), duas vezes por dia no primeiro dia após a cirurgia. Em seguida, reduza a dose de 1,5 mg/kg duas vezes por dia nos segundo e terceiros dias e 1 mg/kg duas vezes por dia no quarto dia.
  2. Administrar o alívio da dor (meloxicam, 0,1 mg/kg oral, uma vez por dia) e um anti-hemorrágicos (carbazochrome de sódio sulfonate hidrato; 0,2 mg/kg i.m.; duas vezes por dia) durante 5 dias após a cirurgia.
    Nota: No nosso caso, 1-2 dias após a cirurgia, alguns saguis (3 de 6) tornou-se menos ativo e vomitou. Isso pode ter sido causado pelo aumento da pressão intracraniana devido a um coágulo de sangue. Quando saguis apresentaram esses sintomas, nós reabriu a cabeça e removido o coágulo sob anestesia geral (Alfaxalona). Se não houvesse nenhuma dobra da matriz ECoG durante a implantação, o coágulo de sangue foi provavelmente no espaço entre a matriz e onde o pedaço de osso foi retornado. Neste caso, o coágulo de sangue pode ser lavado afastado pela execução salina no espaço usando um cateter. Este procedimento geralmente leva a recuperação do animal.
  3. Identificação de locais de eletrodo
    1. Cerca de 1 semana após a cirurgia, realize um exame de tomografia computadorizada (TC) do computador da cabeça do animal.
      Nota: Esta é uma boa oportunidade para verificar se os sinais podem ser registrados corretamente. Abra a caixa do conector e remover qualquer coágulos de sangue, se eles estiverem presentes.
    2. Alinhe a T2-weighted MRI para coordenadas estereotáxicos usando AFNI software18 (https://afni.nimh.nih.gov) (Figura 3A). Alinhe a imagem de CT em imagens de T2-weighted anatômica ressonância magnética com AFNI (Figura 3B). Registre um atlas do cérebro de sagui de MRI (Figura 3) com AFNI e formigas19.

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Resultados

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A matriz de ECoG todo-cortical pode capturar simultaneamente atividade neuronal da totalidade de um hemisfério. A Figura 4 mostra exemplos de potenciais evocados auditivos (AEPs) de várias áreas auditivas em um sagui acordado. ECoG gravações foram conduzidas em condições de escuta passivas. Cada sagui foi exposto aos estímulos auditivos, que consistia de tons puros randomizados com 20 tipos de frequência. Em seguida, calculamos AEPs calculando a média ECoGs a...

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Discussão

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Para uma implantação bem-sucedida, animais deverá ser fornecidos com nutrição adequada antes e depois da cirurgia. Curto tempo de operação também é importante para otimizar a recuperação do animal. Preparações devem ser terminadas pelo menos um dia antes da cirurgia. Para reduzir o tempo de funcionamento, recomenda-se a formação prévia de craniotomia com inserção de matriz de eletrodo em animais terminados para outros fins experimentais. A tabela 1 mostra um exemplo do curso de tempo para este protocolo....

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Divulgações

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MK é aplicar para uma patente na matriz de ECoG todo-cortical ela ter usado neste protocolo (n º 2018-210975).

Agradecimentos

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Agradecemos Yuri Shinomoto, para a prestação de cuidados com animais, formação e gravações acordadas. As matrizes de ECoG foram fabricadas pela Cir-Tech (www.cir-tech.co.jp). Além disso, gostaríamos de agradecer a Editage (www.editage.jp) para a edição de língua inglesa. Este trabalho foi financiado mapeando o cérebro por Neurotechnologies integrado para estudos de doença (cérebro/mente), a agência de Japão para pesquisa médica e desenvolvimento (AMED) (JP18dm0207001), o projeto de Ciências do cérebro do centro para iniciativas de ciência romance ( CNSI), os institutos nacionais de ciências naturais (NINS) (BS291004, M.K.) e pela sociedade de Japão para a promoção da ciência (JSPS) KAKENHI (JP17H06034, M.K.).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Copo (100 cc)Bola
Outocrave Triângulos
de absorçãoFine Science Tools Inc.18105-03Cotonete Outocrave
com ponta finaClean Cross Co., Ltd.HUBY340 BB-013Gaze Outocrave
Pinça
toalhaOutocrave
de bisturiOutocrave
Porta-agulhaOutocrave
Tesoura de íris Pinça
Micro-MosquitoOutocrave
Adson, 1x2 dentesOutocrave
Bone CuretteOutocrave
Micro spaturaFine Science Tools Inc.10091-12 Porta-agulhasOutocrave
, 12,5 cm, mandíbulas curvas e lisasWorld Precision Instruments14132Dilatador de vaso Outocrave
, ponta de 12 cm, 0,1 mmFine Science Tools Inc.18131-12Dilatador de vaso Outocrave
, 12 cm, ponta de 0,2 mmFine Science Tools Inc.18132-12Outocrave
Rongeur de ponta finaFine Science Tools Inc.16221-14Outocrave
Manipurador de uma estruturaEsterilização a gás
Chave para o manipuradorEsterilização
a gás Acessório feito à mão para o conectorEsterilização a gás
Copo de silicone para acrilEsterilização a gás
Copo de silicone hlderGás esterilização
PincelLápis de esterilização
gás
Micro parafuso, 1,4 mm x 2,0 mmNippon Chemical Screw Co., Ltd.PEEK/MPH-M1.4-L2Esterilização a gás
Chave de fenda para o microparafusoEsterilização a gás
Peça de mão micromotora de uma brocaEsterilização a gás
Rebarba de aço inoxidável, 1,4 mmEsterilização a gás
Rebarba de aço inoxidável, 1,0 mmEsterilização a gás
Broca, 1,2 mmEsterilização a gás
de ar de borrachaEsterilização a gás
de algodão de Cabo estereotáxica dental a Soprador

Referências

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  1. Fukushima, M., Chao, Z. C., Fujii, N. Studying brain functions with mesoscopic measurements: Advances in electrocorticography for non-human primates. Current Opinion in Neurobiology. 32, 124-131 (2015).
  2. Nagasaka, Y., Shimoda, K., Fujii, N. Multidimensional recording (MDR) and data sharing: an ecological open research and educational platform for neuroscience. PLoS One. 6 (7), e22561(2011).
  3. Fukushima, M., et al. An electrocorticographic electrode array for simultaneous recording from medial, lateral, and intrasulcal surface of the cortex in macaque monkeys. Journal of Neuroscience Methods. 233, 155-165 (2014).
  4. Komatsu, M., Sugano, E., Tomita, H., Fujii, N. A Chronically Implantable Bidirectional Neural Interface for Non-human Primates. Frontiers in Neuroscience. 11, 514(2017).
  5. Komatsu, M., Takaura, K., Fujii, N. Mismatch negativity in common marmosets: Whole-cortical recordings with multi-channel electrocorticograms. Scientific Reports. 5, 15006(2015).
  6. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  7. Okano, H., et al. Brain/MINDS: A Japanese National Brain Project for Marmoset Neuroscience. Neuron. 92 (3), 582-590 (2016).
  8. de la Mothe, L. A., Blumell, S., Kajikawa, Y., Hackett, T. A. Cortical connections of auditory cortex in marmoset monkeys: lateral belt and parabelt regions. Anatomical Record. 295 (5), 800-821 (2012).
  9. Kaas, J. H., Hackett, T. A. Subdivisions of auditory cortex and processing streams in primates. Proceedings of National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (22), 11793-11799 (2000).
  10. Ghahremani, M., Hutchison, R. M., Menon, R. S., Everling, S. Frontoparietal Functional Connectivity in the Common Marmoset. Cerebral Cortex. , (2016).
  11. Belcher, A. M., et al. Functional Connectivity Hubs and Networks in the Awake Marmoset Brain. Frontiers in Integrative Neuroscience. 10, 9(2016).
  12. Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
  13. Solomon, S. G., Rosa, M. G. A simpler primate brain: the visual system of the marmoset monkey. Frontiers in Neural Circuits. 8, 96(2014).
  14. Burman, K. J., Palmer, S. M., Gamberini, M., Rosa, M. G. Cytoarchitectonic subdivisions of the dorsolateral frontal cortex of the marmoset monkey (Callithrix jacchus), and their projections to dorsal visual areas. Journals of Comparative Neurology. 495 (2), 149-172 (2006).
  15. Bakola, S., Burman, K. J., Rosa, M. G. The cortical motor system of the marmoset monkey (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 93, 72-81 (2015).
  16. Krubitzer, L. A., Kaas, J. H. The organization and connections of somatosensory cortex in marmosets. Journal of Neuroscience. 10 (3), 952-974 (1990).
  17. Miller, C. T., et al. Marmosets: A Neuroscientific Model of Human Social Behavior. Neuron. 90 (2), 219-233 (2016).
  18. Cox, R. W. AFNI: software for analysis and visualization of functional magnetic resonance neuroimages. Computers and Biomedical Research. 29 (3), 162-173 (1996).
  19. Avants, B. B., et al. A reproducible evaluation of ANTs similarity metric performance in brain image registration. Neuroimage. 54 (3), 2033-2044 (2011).
  20. Hashikawa, T., Nakatomi, R., Iriki, A. Current models of the marmoset brain. Neuroscience Research. 93, 116-127 (2015).

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